全 文 ：第 14 卷 第 2 期 湿 地 科 学 Vol.14 No.2
2016 年 4 月 WETLAND SCIENCE April 2016
DOI: 10.13248/j.cnki.wetlandsci.2016.02.005
灰化薹草浸提液对铜绿微囊藻生长的抑制作用
李 林 1,2，汪淑贞 1,2，赵菲菲 1,2，赵荣芳 1,2
(1.鄱阳湖湿地与流域研究教育部重点实验室，江西师范大学，江西南昌 330022；
2.江西师范大学地理与环境学院，江西南昌 330022)
摘要：灰化薹草(Carex cinerascens)为鄱阳湖湖滩草洲优势植物。基于植物化感抑藻原理，通过室内培养实验，研
究灰化薹草不同浸泡时间的浸提液对铜绿微囊藻(Microcystis aeruginosa)生长的影响。用蒸馏水连续浸泡灰化
薹草 6 d、16 d和 39 d，将灰化薹草浸提液过 0.45 μm滤膜滤液作为培养基，实验过程中测定铜绿微囊藻细胞密
度、细胞直径、细胞超氧化物歧化酶活性和丙二醛含量。实验结果表明，各实验处理中灰化薹草浸提液均对铜
绿微囊藻生长产生抑制作用，培养6 d后，灰化薹草浸提液对铜绿微囊藻的抑制率均超过88%；当灰化薹草浸泡
16 d、浸提液中的灰化薹草质量浓度为48 g/L时，灰化薹草浸提液对铜绿微囊藻生长的抑制率最高；随着灰化薹
草浸泡时间和浸提液中灰化薹草质量浓度的增加，其浸提液对铜绿微囊藻生长的抑制率增强；不同浸泡时间下
不同质量浓度的灰化薹草浸提液对铜绿微囊藻生长的抑制率无显著差异；对照处理下的铜绿微囊藻细胞直径、
超氧化物歧化酶活性和单位藻细胞内丙二醛含量都高于实验处理，灰化薹草化感物质使铜绿微囊藻细胞产生
固缩，并破坏藻细胞膜脂，从而抑制铜绿微囊藻细胞的生长。
关 键 词：灰化薹草；化感作用；浸提液；铜绿微囊藻
中图分类号：X173；X524 文献标识码：A 文章编号：1672-5948(2016)02-173-06
湖泊水体富营养化引起的蓝藻水华已经成为
全球性的环境问题，近年来受到广泛的关注[1]。蓝
藻水华影响当地居民的生活和地区经济的发展，
而铜绿微囊藻(Microcystis aeruginosa)是蓝藻水华
的优势藻种[2]。植物化感作用是指一种植物通过
向环境中释放化学物质(或其浸提液等)对另一种
植物产生的直接或间接的伤害或有益作用[3]。高
等植物作为水环境中重要的组成部分，植物化感
抑藻可以有效控制蓝藻水华，并具有绿色、低成本
和无二次污染等优点[4]，化感抑藻对控制蓝藻水华
具有重要控制作用，并逐渐得到认同[5,6]。大量研究
发现，陆生植物小麦秸秆、水生植物、沉水植物和
挺水植物具有化感抑藻作用[7~9]，植物主要分泌醛
酸、酚类 [10,11]，例如，从芦苇(Phragmites australis)中
提取的乙基-2-乙酰乙酸甲酯EMA[12]等化感物质，
通过对藻类细胞光合合成酶[13]、胞内酶活性[14,15]、抗
氧化酶活性[16,17]和细胞形态[12,18]等的影响，而抑制
藻类的生长。
研究表明，水体中的营养盐影响植物化感抑
藻[19]。前人多采用将植物浸泡一定时间进行其化
感抑藻实验，而鲜见研究不同浸泡时间对植物化
感作用的影响。近年来，在鄱阳湖战备湖、常湖岸
边局部出现蓝藻水华，本研究以鄱阳湖洲滩优势
植物灰化薹草(Carex cinerascens)作为研究对象，在
室内进行其浸提液抑藻作用的实验。灰化薹草耐
潮湿，多生长于湖边、沼泽和山坡草地，是分布广、
数量多、产量高的湿草甸主要群种[20]。开展灰化
薹草不同浸泡时间的浸提液的抑藻实验，以期揭
示浸泡时间对植物化感抑藻的影响及机理，为科
学调控水位防治蓝藻水华提供科学依据。
1 材料与方法
1.1 实验材料
蓝藻门铜绿微囊藻购自中国科学院水生浸泡
研究所。将铜绿微囊藻放置在150 mL锥形瓶中，
加入100 mL无菌培养基BG11[21]后，将锥形瓶放置
收稿日期：2015-05-12；修订日期：2015-11-06
基金项目：国家自然科学基金项目(51309126)、江西省自然科学基金项目(20151BAB203036)、江西省教育厅科学技术研究项目(GJJ14243)、
江西省重大生态安全问题监控协同创新中心项目(JXS-EW-00)和鄱阳湖湿地与流域研究实验室开放基金项目(PK2013006)资助。
作者简介：李林(1978-)，男，四川省内江人，博士，副研究员，主要从事藻类水华暴发机理及防治研究。E-mail: li_lin980192@126.com
湿 地 科 学 14 卷
在光照培养箱中，并保持在(29±0.5)℃温度下，光
照强度为(2 500±10) lx，光照周期为 24 h，每天摇
动2次，将处于对数生长期的培养基备用。
1.2 实验培养液
2014年 4月 2日，在鄱阳湖洲滩，采集鲜灰化
薹草样品。将采集到的灰化薹草带回实验室，剔
除其中的枯黄灰化薹草，将740 g鲜灰化薹草人工
清洗 3次，再将其在超声波中进行 40 min超声清
洗，再使用蒸馏水清洗3次，然后自然晾干。将晾
干的灰化薹草剪为(2.0±0.1) cm的小段，称质量
后，将每份 120 g的灰化薹草段分装在 6个 1 500
mL锥形瓶中。将 6个锥形瓶分为 2组，向每瓶中
加入1 000 mL蒸馏水，然后用锡纸密封锥形瓶，并
放置在阴凉处。每瓶中的灰化薹草质量浓度为
120 g/L。将灰化薹草连续浸泡6 d、16 d和39 d后，
将所得的灰化薹草浸泡液过0.45 μm微孔滤膜，再
按一定比例添加BG11培养基，将培养基中的总氮
和总磷质量浓度分别调节为2.0 mg/L和0.2 mg/L，
配制不同质量浓度的灰化薹草浸提液培养基。共
设置5个处理，分别为1个对照处理(0 g/L)和4个实
验处理(6 g/L、12 g/L、24 g/L和48 g/L)。将配置好
的培养液使用30 W紫外灯灭菌后备用，以实现无
菌培养。每种实验处理设2个对照。
1.3 实验方法
实验采用锥形瓶批式培养法。在 250 mL锥
形瓶中，添加 120 mL备用培养基，在光照培养箱
中实现无菌、控制实验，实验温度为(30.0±0.5)℃，
光照强度为2 500 lx，光暗比14 h︰10 h，初始铜绿
微囊藻密度为20×104 cell/mL，每天人工摇动3次，
再随机放置。在实验运行前，将所用实验设备使
用 30 W紫外灯杀菌 2～4 h。在实验过程中，严格
执行无菌操作，每种处理设置3个平行样。
1.4 方 法
采用血球板计数法进行铜绿微囊藻细胞计
数，隔天在上午 8︰30从培养基中吸取 1 mL藻液
至试管中，吸取0.1 mL到血球计数板上，使用双面
光学显微镜计数，计数3次，然后取平均值，每次计
数偏差不超过 10%。采用进口显微图像处理软
件，测量铜绿微囊藻细胞直径，统计细胞数不少于
200 cells。采用改进的氮蓝四唑法[22]，测定铜绿微
囊藻细胞超氧化物歧化酶活性。采用硫代巴比脱
酸方法[23]，测定铜绿微囊藻的膜脂过氧化产物丙
二醛含量。
灰化薹草浸提液对铜绿微囊藻的抑制率的计算公
式为：
IR=(N0-N)/N0×100% (1)
公式(1)中，IR为抑制率；N0(cell/mL)为对照处理下
的藻密度；N(cell/mL)为实验处理下的藻密度。
2 结果与分析
2.1 铜绿微囊藻细胞密度
铜绿微囊藻在人工培养基中的生长状况符合
Logistic模型。从表 1中可以看出，各实验处理下
的铜绿微囊藻细胞密度都低于人工培养基对照处
理；在相同浸泡时间的灰化薹草浸提液中，铜绿微
囊藻细胞密度随灰化薹草浸提液的质量浓度的增
加而减小；当灰化薹草浸提液的质量浓度为 6 g/L
时，浸泡 6 d的浸提液中的铜绿微囊藻密度最高，
随着浸提液浸泡时间的增加，铜绿微囊藻细胞密
度减小，浸泡 16 d的与浸泡 39 d浸提液的培养基
中的铜绿微囊藻细胞密度差异较小；当灰化薹草
浸提液的质量浓度为 12 g/L、24 g/L和 48 g/L时，
不同浸泡时间的浸提液中的铜绿微囊藻的细胞密
度变化规律相似。灰化薹草在浸泡作用下可能较
长时间连续释放较强的化感物质，或释放的化感
物质具有较好稳定性，对铜绿微囊藻能产生连续
的抑制作用，灰化薹草浸提液具有较好的抑藻效
果。以后需要进一步明确灰化薹草所释放的化感
物质和释放动力学。
2.2 灰化薹草浸提液对铜绿微囊藻生长的抑制率
在各实验处理下，灰化薹草浸泡液对铜绿微
囊藻生长的抑制率都高于 88%(表 2)，质量浓度为
48 g/L浸泡 16 d的灰化薹草浸提液对铜绿微囊藻
生长的抑制率最高，为97.8%。对于浸泡时间相同
的灰化薹草浸提液，其灰化薹草质量浓度越高，其
对铜绿微囊藻生长的抑制率越大。浸泡 6 d的灰
化薹草浸提液对铜绿微囊藻生长的抑制率为
88%～93.0%之间，浸泡16 d的浸提液的抑制率为
92.9%～97.8%，浸泡 39 d的浸提液的抑制率为
93.6%～96.2%。
2.3 铜绿微囊藻细胞直径
在铜绿微囊藻培养的第4天，测量铜绿微囊藻
细胞直径。表3显示，各实验处理下的铜绿微囊藻
细胞直径都小于对照处理。当浸提液中的灰化薹
草质量浓度相同时，随着灰化薹草浸泡时间的增
加，其浸提液中的铜绿微囊藻细胞直径在缩小，细
174
2期 李 林等：灰化薹草浸提液对铜绿微囊藻生长的抑制作用
表1 灰化薹草浸提液中的铜绿微囊藻细胞密度
Table 1 The cell densities of Microcystis aeruginosa cells in the leach liquors of Carex cinerascens
浸提液中的灰化薹
草质量浓度(g/L)
6
12
24
48
培养液
浸泡6 d的浸提液
浸泡16 d的浸提液
浸泡39 d的浸提液
BG11
浸泡6 d的浸提液
浸泡16 d的浸提液
浸泡39 d的浸提液
BG11
浸泡6 d的浸提液
浸泡16 d的浸提液
浸泡39 d的浸提液
BG11
浸泡6 d的浸提液
浸泡16 d的浸提液
浸泡39 d的浸提液
BG11
铜绿微囊藻细胞密度(×104 cell/mL)
培养0 d
20±2.1
20±2.1
20±2.1
20±2.1
20±2.1
20±2.1
20±2.1
20±2.1
20±2.1
20±2.1
20±2.1
20±2.1
20±2.1
20±2.1
20±2.1
20±2.1
培养2 d
34.14±4.10
26.14±2.88
30.26±3.33
40.42±4.45
32.14±3.86
23.88±2.63
29.34±3.23
40.43±4.45
30.14±3.62
25.95±2.85
27.08±2.98
40.43±4.45
30.14±3.62
28.58±3.14
24.92±2.74
40.43±4.45
培养4 d
58.91±7.25
35.91±4.02
37.99±4.29
126.95±14.22
46.91±5.77
28.77±3.22
34.42±3.89
126.95±14.22
41.91±5.16
36.11±4.04
31.22±3.53
126.95±14.22
42.91±5.28
31.60±3.54
30.56±3.45
126.95±14.22
培养6 d
87.74±10.79
44.74±5.01
51.91±5.87
620.63±69.01
62.74±7.72
40.42±4.53
47.77±5.40
620.63±69.01
51.74±6.36
37.97±4.25
38.37±4.34
620.63±69.01
56.74±6.98
34.98±3.92
35.45±4.01
620.63±69.01
培养8 d
103.39±12.72
63.39±7.10
57.17±6.46
887.51±99.58
83.39±10.26
37.24±4.17
51.15±5.78
887.52±99.58
61.39±7.55
22.78±2.55
35.71±4.04
887.52±99.58
61.39±7.55
19.75±2.21
33.29±3.76
887.52±99.58
表2 不同质量浓度灰化薹草浸提液
对铜绿微囊藻生长的抑制率
Table 2 Inhibition rates of the leach liquors of various
Carex cinerascens contents on the growth of
Microcystis aeruginosa
浸提液中的
灰化薹草质
量浓度(g/L)
6
12
24
48
对铜绿微囊藻生长的抑制率(%)
浸泡6 d的
浸提液
88.35±0.53
90.60±0.55
93.08±0.57
93.08±0.57
浸泡16 d
的浸提液
92.86±0.57
95.80±0.59
97.43±0.60
97.77±0.60
浸泡39 d
的浸提液
93.56±0.55
94.24±0.56
95.98±0.57
96.25±0.57
表3 各处理下培养第4天的铜绿微囊藻细胞直径
Table 3 The diameters of Microcystis aeruginosa cells
on the fourth day under various treatments
浸提液中的
灰化薹草质
量浓度(g/L)
0
6
12
24
48
铜绿微囊藻细胞直径(μm)
浸泡6 d的
浸提液
4.60±0.35
3.90±0.34
3.87±0.34
3.81±0.35
3.72±0.35
浸泡16 d
的浸提液
4.60±0.35
3.87±0.35
3.84±0.34
3.80±0.34
3.69±0.33
浸泡39 d
的浸提液
4.60±0.35
3.80±0.34
3.75±0.35
3.69±0.33
3.59±0.32
胞直径为 3.59～3.90 μm，且各处理间无显著差异
(n=50，p＞0.05)；当灰化薹草浸泡时间相同时，随
着浸提液中的灰化薹草质量浓度的增加，其浸提
液中的铜绿微囊藻细胞直径在减小，且各处理间
无显著差异(n=45，p＞0.05)。在灰化薹草浸提液
中的化感物质胁迫下，铜绿微囊藻细胞膜上巯基
被破坏，细胞膜完整性降低，胞内物质外渗，细胞
缩小[12,18]。本实验得到的浸泡6 d、16 d和39 d的灰
化薹草浸提液，都使铜绿微囊藻细胞直径缩短，使
铜绿微囊藻细胞产生固缩现象，随着化感物质对
铜绿微囊藻细胞作用时间的累积，最终使铜绿微
囊藻细胞死亡、分解。
2.4 铜绿微囊藻细胞超氧化物歧化酶活性
在铜绿微囊藻培养的第4天，测定铜绿微囊藻
细胞超氧化物歧化酶活性。从表4可以看出，对照
处理下的铜绿微囊藻细胞超氧化物歧化酶活性都
比实验处理下高。与对照处理相比，各实验处理
下铜绿微囊藻细胞超氧化物歧化酶活性降低，为
0.51～1.0 U/106cell。当浸提液中的灰化薹草质量
浓度相同时，随着灰化薹草浸泡时间的增加，铜绿
微囊藻细胞超氧化物歧化酶活性在降低，且各处
理间无显著差异(n=6，p＞0.05)；当灰化薹草浸泡
时间相同时，随着浸提液中的灰化薹草质量浓度
的增加，铜绿微囊藻细胞超氧化物歧化酶活性在
降低，且各处理间无显著差异(n=6，p＞0.05)。
175
湿 地 科 学 14 卷
表4 各处理下培养第4天的铜绿微囊藻细胞
超氧化物歧化酶活性
Table 4 The activities of superoxide dismutase of
Microcystis aeruginosa cells on the fourth day
under various treatments
浸提液中的
灰化薹草质
量浓度(g/L)
0
6
12
24
48
铜绿微囊藻细胞
超氧化物歧化酶活性(U/106cell)
浸泡6 d的
浸提液
2.03±0.132
0.80±0.054
0.72±0.049
0.68±0.046
0.51±0.034
浸泡16 d
的浸提液
2.03±0.132
0.83±0.055
0.77±0.052
0.72±0.049
0.57±0.038
浸泡39 d
的浸提液
2.02±0.128
1.01±0.067
0.84±0.057
0.80±0.054
0.63±0.042
2.5 铜绿微囊藻细胞丙二醛含量
植物化感抑藻主要是破坏藻细胞超显微结
构，改变藻细胞的光合作用，影响藻细胞呼吸和酶
活性等[26,27]。丙二醛是膜脂过氧化的最终分解产
物，其含量可指示细胞内反应氧簇(ROS)多少和膜
脂过氧化水平的高低，丙二醛含量可以量化藻体
所受化感物质的胁迫[28]。在铜绿微囊藻培养的第
4天，测定铜绿微囊藻细胞丙二醛含量。从表5可
以看出，在灰化薹草浸泡6 d、16 d和39 d浸提液的
培养基中，各实验处理下单位铜绿微囊藻细胞内
的丙二醛含量都远高于对照处理；当浸提液中的
灰化薹草质量浓度相同时，随着灰化薹草浸泡时
间的增加，单位铜绿微囊藻细胞丙二醛含量在增
加，且各处理间无显著差异(n=6，p＞0.05)；当灰化
薹草浸泡时间相同时，随着浸提液中的灰化薹草
质量浓度的增加，单位铜绿微囊藻细胞丙二醛含
量在增加，且各处理间无显著差异(n=6，p＞0.05)。
表5 各处理下培养第4天的铜绿微囊藻细胞丙二醛含量
Table 5 The malondialdehyde contents of Microcystis
aeruginosa cells on the fourth day under various treatments
浸提液中的
灰化薹草质
量浓度(g/L)
0
6
12
24
48
单位微囊藻细胞丙二醛含量(μg/cell)
浸泡6 d的
浸提液
0.38±0.025
1.47±0.098
1.51±0.102
1.65±0.112
1.67±0.112
浸泡16 d
的浸提液
0.38±0.025
1.45±0.097
1.47±0.100
1.61±0.109
1.63±0.109
浸泡39 d
的浸提液
0.38±0.024
1.34±0.089
1.42±0.096
1.56±0.106
1.57±0.103
3 讨 论
本研究中，各实验处理下，灰化薹草浸提液对
铜绿微囊藻细胞生长的抑制率都高于88%。已有
研究表明，研究苦草(Vallisneria natans)对铜绿微囊
藻的化感作用较好的抑制了铜绿微囊藻的生长[32]；
浮水植物凤眼莲(Eichhornia crassipes)浸泡 2 d、质
量浓度为 10 g/L时，其对铜绿微囊藻的化感抑制
率为 97.6%[19]；稻草浸提液的质量浓度为 20 g/L
时，其对铜绿微囊藻生长的抑制率达到100%[4]；质
量浓度为 20～25 g/L的一种轮藻(Chara sp.)的浸
出液对铜绿微囊藻生长的抑制率为 63.65%～
65.59%[33]。可见，鄱阳湖洲滩优势植物灰化薹草
浸提液对铜绿微囊藻生长的抑制率较高。
本研究中，灰化薹草浸提液使铜绿微囊藻细
胞直径减小。化感物质破坏藻细胞膜上巯基，降
低膜的完整性，导致细胞内物质外流，故细胞体积
缩小[24,25]。
本研究中，铜绿微囊藻细胞在灰化薹草浸提
液化感物质的胁迫下，铜绿微囊藻细胞内活性氧大
量积累，使藻细胞体内超氧化物歧化酶活性降低，
各实验处理下铜绿微囊藻细胞超氧化物歧化酶活
性仅为对照处理的30%～50%，使藻细胞体内超氧
阴离子不能及时清除，因而大量积累，不能有效防
御活性氧或其它过氧化物自由基对细胞膜系统的
伤害，进而自由基对藻细胞有机体产生毒害。研究
显示，芦苇[24]和风信子(Chlorella vulgaris)[25]的化感
物也使小球藻(Chlorella vulgaris)和铜绿微囊藻细
胞超氧化物歧化酶活性降低。
铜绿微囊藻细胞内超氧化物歧化酶活性降
低，单位藻细胞内丙二醛含量增加，藻细胞膜脂过
氧化增加，可能影响藻细胞的正常光合作用和胞
内反应氧化簇含量增加，从而导致藻细胞死亡、分
解[29]。铜绿微囊藻在芦苇化感物质的作用下，胞
内产生过多的反应氧簇，导致膜脂过氧化[24]；再力
花(Thalia dealbata)根系分泌物使铜绿微囊藻胞内
丙二醛含量增加[30]。本研究中，在灰化薹草化感
物质胁迫作用下，铜绿微囊藻细胞发生固缩，胞内
超氧化物歧化酶活性降低，单位细胞内丙二醛含
量增加，细胞膜脂过氧化，使铜绿微囊藻细胞死
亡、分解，从而抑制铜绿微囊藻生长。
4 结 论
通过室内批式培养实验发现，不同连续浸泡
时间(6 d、16 d和 39 d)和各种质量浓度(6 g/L、12
g/L、24 g/L和 48 g/L)的鄱阳湖洲滩上的灰化薹草
176
2期 李 林等：灰化薹草浸提液对铜绿微囊藻生长的抑制作用
浸提液都能抑制铜绿微囊藻生长，且其抑制率都
超过了 88%，表明鄱阳湖灰化薹草浸提液中的化
感物质具有稳定和高效的抑制铜绿微囊藻生长的
特性。
鄱阳湖洲滩上的灰化薹草的耐水性较好，因
此，可以利用灰化薹草化感抑藻的特性，通过控制
水位，实现生态控藻。
参考文献
[1]Figeiredo D R, Azeiteiro U M, Esteves S M, et al. Microcys-
tin-producing blooms-a serious global public health issue[J]. Eco-
toxicology and Environmental Safety, 2004, 59(2): 151-163.
[2]Schrader K K, Nanayakkara K, Dhammika N P, et al. Novel deriv-
atives of 9, 10-anthraquinone are selective algicides against the
musty-odor cyanobacterium Oscillatoria perornata[J]. Applied and
Environmental Microbiology, 2003, 69(9): 5319-5327.
[3]Molish H, Der Einflusseiner P, Flanze auf die andere. Allelopathic
[M]. Gastav Fischer Verlag, Jena, Germany, 1937: 106.
[4]Park M, Kim Baik-Ho, Chung Ill-Min, et al. Selective bactericid-
al potential of rice (Oryza sativa L.var. japonica) hull extract on Mi⁃
crocystis strains in comparison with green algae and zooplankton
[J]. Bulletin of Environmental Contamination and Toxicology,
2009, 83(1): 97-101.
[5]Mulderij G, Donk E Van, Roelofs J. Differential sensitivity of
green algae to allelopathic substances from Chara[J]. Hydrobiolo-
gia, 2003, 491(1-3): 261-271.
[6]Macías F A, Galindo J L G, García-Díaz M D, et al. Allelopathic
agents from aquatic ecosystems potential biopesticides models[J].
Phytochemical Review, 2008, 7(1): 155-178.
[7]Körner S, Nicklisch A. Allelopathic growth inhibition of selected
phytoplankton species by submerged macrophytes[J]. Journal of
Phycology, 2002, 38(5): 862-871.
[8]Xiao X, Chen Y X, Liang X Q, et al. Effects of Tibetan hulless
barley on bloom-forming cyanobacterium (Microcystis aeruginosa)
measured by different physiological and morphologic parameters
[J]. Chemosphere, 2010, 81(9): 1118-1123.
[9]Mulderij G, Mooij W M, Smolders A J P, et al. Allelopathic inhibi-
tion of phytoplankton by exudates from Stratiotes aloides[J].
Aquatic Botany, 2005, 82(4): 284-296.
[10]Aliotta G, Monaco P, Pinto G, et al. Three biologically active
phenylpropanoid glucosides from Myriophyllum verticillatum[J].
Phytochemistry, 1992, 31(1): 109-111.
[11]Nakai S, Inoue Y, Hosomi M, et al. Growth inhibition of
blue-green algae by allelopathic effects of macrophytes[J]. Water
Science and Technology, 1999, 39(8): 47-53.
[12]Hong Y, Hu H, Li F M. Growth and physiological responses of
freshwater green alga Selenastrum capricornutum to allelochemi-
cal ethyl 2-methyl acetoacetate (EMA) under different initial al-
gal densities[J]. Pesticide Biochemistry and Physiology, 2008, 90
(3): 203-212.
[13]Prince E K, Myers T L, Kubanek J. Effects of harmful algal
blooms on competitors: allelopathic mechanisms of the red tide
dinoflagellate Karenia brevis[J]. Limnology and Oceanography,
2008, 53(2): 531-534.
[14]Gross E M, Meyer H, Schilling G. Release and ecological im-
pact of algicidal hydrolysable polyphenols in Myriophyllum spica⁃
tum[J]. Phytochemistry, 1996, 41(1): 133-138.
[15]Gross E. Allelopathy in Benthic and Littoral Areas: Case Studies
on Allelochemicals from Benthic Cyanobacteria and Submersed
Macrophytes[M]. Bibliothek der Universität Konstanz, 1999:
179-199.
[16]Aravind P, Prasad M N V. Modulation of cadmium-induced oxi-
dative stress in Ceratophyllum demersum by zinc involves ascor-
bate-glutathione cycle and glutathione metabolism[J]. Plant Phys-
iology and Biochemistry, 2005, 43(2): 107-116.
[17]Vranova E, Inzé D, Van Breusegem F. Signal transduction dur-
ing oxidative stress[J]. Journal of Experimental Botany, 2002, 53
(372): 1227-1236.
[18]Churro C, Alverca E, Filomena S B, et al. Effects of bacillamide
and newly synthesized derivatives on the growth of cyanobacte-
ria and microalgae cultures[J]. Journal of Applied Phycology,
2009, 21(4): 429-442.
[19]叶良涛,钱家忠,左胜鹏,等.不同营养水体对喜旱莲子草化感
抗藻的影响[J].草业学报, 2012, 21(1): 279-284.
[20]胡豆豆,欧阳克蕙,戴征煌,等.鄱阳湖湿地灰化薹草草甸群落
特征及多样性[J].草业科学, 2013, 30(6): 844-848.
[21]Rippka R, Deruelles J, Waterbury J B, et al. Generic assign-
ments, strain histories and properties of pure cultures of cyano-
bacteria[J]. Journal of General Microbiology, 1979, 111(1): 1-61.
[22]McCord J M, Fridovich I. Superoxide dismutase an enzymic
function for erythrocuprein (hemocuprein)[J]. Journal of Biologi-
cal Chemistry, 1969, 244(22): 6049-6055.
[23]Heath R L, Packer L. Photoperoxidation in isolated chloroplasts:
I. Kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation[J]. Ar-
chives of Biochemistry and Biophysics, 1968, 125(1): 189-198.
[24]Li F M, Hu H. Isolation and characterization of a novel antialgal
allelochemical from Phragmites communis[J]. Applied and Envi-
ronmental Microbiology, 2005, 71(11): 6545-6553.
[25]Qian H, Xu X Y, Chen W, et al. Allelochemical stress causes oxi-
dative damage and inhibition of photosynthesis in Chlorella vul⁃
garis[J]. Chemosphere, 2009, 75(3): 368-375.
[26]Berger J, Schageri M. Allelopathic activity of Characeae[J]. Bio-
logia-bratislava, 2004, 59(1): 9-16.
177
湿 地 科 学 14 卷
[27]Hong Y, Hu H Y, Xie X, et al. Gramine-induced growth inhibi-
tion, oxidative damage and antioxidant responses in freshwater
cyanobacterium Microcystis aeruginosa[J]. Aquatic Toxicology,
2009, 91(3): 262-269.
[28]Tang P, Wu G R, Lu C M, et al. Effects of the excretion from
root system of Eichhornia crassipes on the cell structure and me-
tabolism of Scenedesmus arcuatus[J]. Acta Scientiae Circumstanti-
ae, 2000, 20(3): 355-359.
[29]Öncel I, Yurdakulol E, Keles Y, et al. Role of antioxidant de-
fense system and biochemical adaptation on stress tolerance of
high mountain and steppe plants[J]. Acta Oecologica, 2004, 26
(3): 211-218.
[30]Zhang T T, Wang L L, He Z X, et al. Growth inhibition and bio-
chemical changes of cyanobacteria induced by emergent macro-
phyte Thalia dealbata roots[J]. Biochemical Systematics and
Ecology, 2011, 39(2): 88-94.
[31]张维昊, 周连凤, 吴小刚, 等. 菖蒲对铜绿微囊藻的化感作用
[J].中国环境科学, 2006, 26(26): 355-358.
[32]陈卫民,张清敏,戴树桂.苦草与铜绿微囊藻的相互化感作用
[J].中国环境科学, 2009, 29(2): 147-151.
[33]李一葳,黄彩红,孟睿,等.轮藻浸出液对铜绿微囊藻生长特性
的影响[J].湿地科学, 2013, 11(3): 388-391.
Inhibitory Effect of Leach Liquor of Carex cinerascens
on Growth of Microcystis aeruginosa
LI Lin1,2, WANG Shuzhen1,2, ZHAO Feifei1,2, ZHAO Rongfang1,2
(Key Laboratory of Poyang Lake Wetland and Watershed Research, Ministry of Education, Jiangxi Normal University,
Nanchang 330022, Jiangxi, P.R.China; 2. School of Geography and Environment,
Jiangxi Normal University, Nanchang 330022, Jiangxi, P.R.China)
Abstract: Carex cinerascens is dominant plant in the wetlands surrounding Boyang Lake. To examine the inhibi-
tion of Carex cinerascens on growth of Microcystis aeruginosa, laboratory experiments were conducted with the
leach liquor of Carex cinerascens. After soaking in distilled water for continuously 6 days, 16 days and 39
days, the mixtures were filtered through 0.45-fliters and used as cultural media for Microcystis aeruginosa. Dur-
ing the incubation, cell concentration, cell diameter, the activity of superoxide dismutase and content of malo-
ndialdehyde of Microcystis aeruginosa cells were measured. The results showed that the leach liquors from all
treatments inhibited the growth of Microcystis aeruginosa. The inhibition rate increased with the leaching time
and the concentrations of the leach liquors of Carex cinerascens. Specifically, the inhibition rates all exceeded
88% after 6 days, and reached the highest when the concentration of leach liquor was 48 g/L and Carex cinera⁃
scens was soaked for 16 days. Moreover, there were no significant differences among treatments (p>0.05). The
cell concentration, cell diameter, the activity of superoxide dismutase and content of malondialdehyde of Mi⁃
crocystis aeruginosa decreased under all treatments compared with the control group. Our study deducted that
leach liquors of Carex cinerascens inhibited the growth of Microcystis aeruginosa by shrinking the cells and
breaking down the cell extracellular polysaccharide.
Keywords: Carex cinerascens; allelopathic; leach liquor; Microcystis aeruginosa
178