全 文 ：第 33 卷 第 1 期 吉 林 化 工 学 院 学 报 Vol． 33 No． 1
2016 年 1 月 JOUＲNAL OF JILIN INSTITUTE OF CHEMICAL TECHNOLOGY Jan． 2016
收稿日期:2015-11-19
作者简介:赵海乐(1993-)，男，河北定州人，主要从事植物组织培养与快速繁殖方面的研究．
* 通信作者:温钢，E-mail:315554062@ qq． com
＊＊吉林化工学院 2012 级学生
文章编号:1007-2853(2016)01-0054-07
桃美人景天的组织培养与快速繁殖
赵海乐1＊＊，孙国庆1＊＊，冯 凯2，侯 宇2，温 钢1*
(1．吉林化工学院 生物与食品工程学院，吉林 吉林 132022;2．北华大学 化学与生物学院，吉林 吉林 132022)
摘要:以景天科植物桃美人(Pachyphytum‘Blue Haze’)的叶片作外植体进行组织培养，研究不同激素配
比对组织培养的诱导、分化、生根的影响，以建立其快速繁殖体系．结果表明，叶片最适灭菌方式:75%酒
精 30 s +无菌水冲洗 + 0． 1% HgCl2 溶液消毒 5 min +无菌水漂洗 4 ～ 5 次;愈伤组织诱导最佳培养基:
MS + 1． 0 mg /L NAA + 1． 5 mg /L 6-BA;不定芽诱导的最佳培养基为 MS + 3． 0 mg /L 6-BA，诱导率可达
76． 5%;生根培养以 1 /2MS + 3． 0 mg /L 6-BA为最好，其生根率可达 99%，而且幼苗长势旺盛，能够满足
快速繁殖的要求．
关 键 词:红化妆景天;组织培养;叶片;愈伤组织
中图分类号:Q 945． 5 文献标志码:A DOI:10． 16039 / j． cnki． cn22 － 1249． 2016． 01． 013
景天科(Crassulaceae)植物，为多年生肉质草
本，多生长于山坡或者石上，品种繁多，中国大约
有 240 余种，全国各地均有所分布［1-3］;其中景天
属植物，我国有 150 种以上，尤以西南地区种类繁
多［4-5］．景天科植物小巧美观，肉质多汁，拥有较
强耐旱力以及一定的抗寒性，是园林中重要的观
赏植物之一，尤其对于东北寒冷地区更是不可多
得的园林绿化植物品系．
当前景天科植物以扦插繁殖为主，繁殖系数
小且繁殖速度慢．较之扦插法，组织培养法繁殖既
不受季节限制，又能加快繁殖速度，进行规模化种
植，为合理开发利用和保护野生植物资源开辟了
一条新途径．植物组织培养技术已作为一种重要
的科研手段以其迅猛发展之势，深入到了种质资
源的低温保存与交换、植物脱毒、作物育种和快速
繁殖、植物遗传、病理研究等方面．近年来，利用各
类外植体进行组织培养，在筛选突变体、获取次生
代谢产物方面取得了一些重大的研究成果［6-16］．
本试验以景天科植物桃美人为试验材料进行
离体培养，研究了不同培养条件对愈伤组织的生
成、诱导分化等的影响，意在为桃美人景天的快速
繁殖提供相应的理论依据．
1 材料与方法
1． 1 试验材料
供 试 材 料--桃 美 人 (Pachyphytum ‘Blue
Haze’)． 2015 年 4 月购自吉林市四川路雅兴缘花
鸟鱼市场．
基本培养基:MS(Murashige． T and Skoog． F
1962)．
1． 2 实验方法
1． 2． 1 无菌体系的建立
取长势旺盛、无病毒害的桃美人植株叶片，按
下表不同灭菌方式进行处理，期间不断搅拌．灭菌
完成后，用无菌滤纸吸干叶片上多余的水分，将叶
片切割成 0． 5 ～ 1． 0 cm2 左右的小块，接种于相应
培养基上． 此步所有操作均在超净工作台完成．
40 d后进行统计，筛选出桃美人景天叶片最为适
宜的消毒方法．
表 1 桃美人景天叶片的消毒方法
处理号 消毒方法
1 75%酒精 30 s +无菌水冲洗 + 0． 1%HgCl2 溶液消毒 5 min +无菌水漂洗 4 ～ 5 次
2 0． 1% HgCl2 溶液消毒 5 min +无菌水漂洗 4 ～ 5 次
1． 2． 2 叶片愈伤组织的诱导
将所切桃美人叶片小块接种到附加 6-BA、
NAA不同浓度组合的 MS 基本培养基(pH 5． 8-
6． 0)中，每瓶接种 2 块，置于培养箱中培养，培养
温度 25 ± 1 ℃，光照时间 12 h /d，采用日光灯照
明，光照强度 1200LX． 接种后定期观察叶片的成
愈情况并观察愈伤组织的生长状态并做好记录．
表 2 叶片愈伤组织诱导培养基的试验设计
水平
因素
NAA/(mg·L －1) 6-BA /(mg·L －1)
1 3． 0 1． 5
2 1． 0 1． 0
3 1． 0 1． 5
1． 2． 3 愈伤组织的分化
当伤组织基部形成 0． 5 cm 左右高的丛生状
不定芽时，即可进行诱导分化． 将愈伤组织切成
0． 5 ～ 1． 0 cm2 小块，然后接种到不同 NAA激素含
量的 MS培养基上进行培养．
表 3 愈伤组织分化培养基的试验设计
水平
因子
NAA/(mg·L －1) 6-BA /(mg·L －1)
A 0． 1 3． 0
B 0 3． 0
1． 2． 4 生根培养
选取 3 cm左右苗高的生长较为健壮的组培
苗分别接种于不同浓度 NAA、6-BA 的 1 /2MS 培
养基中，根据生根情况，选择较为适宜桃美人景天
生根的培养基．
表 4 组培苗生根培养基的试验设计
水平
因素
NAA/(mg·L －1) 6-BA /(mg·L －1)
A 0． 1 3． 0
B 0 3． 0
C 0． 1 2． 0
1． 2． 5 炼苗与移栽
当试管苗的高度达到 5 cm左右，且长有 3 条
根时即可进行炼苗． 将已生根的试管苗先在不揭
开封口膜的情况下，在自然光下炼苗一周左右，然
后揭掉封口膜，继续炼苗 3 ～ 5 d．用清水将根表面
的残留培养基冲洗干净，移栽到基质中(移栽前
一天基质浇透水，移栽后适量浇水)，将其放置在
通风良好且光照充足的环境下． 定期观察移栽苗
的生长情况，50 d后进行统计．
1． 3 培养条件汇总
见表 5．
表 5 实验培养条件汇总
阶段
持续
时间 /h 光照度
温度
/℃ pH
组织培养
诱导分化
24 40% 25 5． 8 ～ 6． 0
生根培养
6 40%
6 80%
6 20%
6 0%
移栽 自然光 15 ～ 28 适宜
注:采用日光灯照明，总光照:3000LX
2 实验数据处理
2． 1 无菌体系的建立与愈伤组织的培养
接种后，观察外植体的生长情况，40 d后分别
统计桃美人景天叶片外植体的成愈率、成活率、白
化率和污染率等数据．
污染率(%)=(污染外植体数 /接种外植体
总数)* 100%
成活率(%)= (仅成活且未分化的外植体
数 /接种外植体总数)* 100%
白化率(%)=(玻璃化外植体数 /接种外植
体总数)* 100%
成愈率(%)=(发生愈伤组织的外植体数 /
接种外植体总数)* 100%
2． 2 分化培养
将愈伤组织小块接种后，定期观察愈伤组织
分化不定芽的生长情况并进行记录，50 d 后统计
不定芽的分化率并观察分化芽的生长状况．
分化率(%)=(已分化愈伤组织数 /接种愈
伤组织总数)* 100%
2． 3 生根培养
培养 30 d后观察组培苗的生根情况，并统计
组培苗的生根率、平均根数以及平均根长(cm)．
生根率(%)=(生根的不定芽数 /接种不定
芽总数)* 100%
平均根数(条)=生根的不定芽总的生根数 /
生根的不定芽数
平均根长(cm)=所有生根苗的主根长度总
和 /主根总数
2． 4 炼苗与移栽
移栽后定期观察植株的生长状况，50d 后统
55第 1 期 赵海乐，等:桃美人景天的组织培养与快速繁殖
计移栽苗的成活率(%)．
成活率(%)=(成活植株数 /移栽时植株总
数)* 100%
试验数据采用 WPS 表格(2016)统计分析软
件进行数据整理、图表制作等．
3 结果与分析
3． 1 无菌体系的建立
第 1 种消毒方式(75%酒精 30 s +无菌水冲
洗 + 0． 1% HgCl2 溶液消毒 5 min +无菌水漂洗 4
～5 次)10 d后即可观察到愈伤组织，15 d 外植体
表面即可观察到明显的绿色球状体，其大小为5 ～
10 mm，30 d 左右极少数球状体表面长有白色不
定根(如图 2、3、5);第 2 种(仅用 HgCl2 浸泡
5 min)染菌率过高，15 d 左右才观察到愈伤组织
萌动(图 4)，且生长缓慢．由表 6 及图 1，综合考虑
成活率、白化率、成愈率和污染率这四项指标，较
为适宜的消毒方法为:先用 75%酒精消毒 30 s，无
菌水冲洗，然后 0． 1% HgCl2 溶液消毒 5 min，最后
用无菌水漂洗 4 ～ 5 次．
表 6 不同灭菌方式对愈伤组织诱导的影响
水平
污染 白化 成活 成愈 总计
个数 比例 /% 个数 比例 /% 个数 比例 /% 个数 比例 /% 个数
1 3 10． 7 2 7． 1 4 14． 3 19 67． 9 28
2 10 33． 3 1 3． 6 7 23． 3 12 40． 0 30
图 1 不同灭菌方式对愈伤组织诱导的影响
图 2 桃美人愈伤组织(20 d)
图 3 桃美人愈伤组织(30 d)
图 4 桃美人愈伤组织(30 d)
图 5 桃美人愈伤组织(30 d)
65 吉 林 化 工 学 院 学 报 2016 年
图 2:MS +1． 0 mg /L NAA +1． 5 mg /L 6-BA(3
号)，75%酒精 30 s +无菌水冲洗 + 0． 1% HgCl2
溶液消毒 5 min +无菌水漂洗 4 ～ 5 次，20 d．
图 3:MS +1． 0 mg /L NAA +1． 5 mg /L 6-BA(3
号)，75%酒精 30 s +无菌水冲洗 + 0． 1% HgCl2
溶液消毒 5 min +无菌水漂洗 4 ～ 5 次，30 d．
图 4:MS +1． 0 mg /L NAA +1． 0 mg /L 6-BA(2
号)，0． 1% HgCl2 溶液消毒 5 min +无菌水漂洗 4
～ 5 次，30 d．
图 5:MS +3． 0 mg /L NAA +1． 5 mg /L 6-BA(1
号)，75%酒精 30 s +无菌水冲洗 + 0． 1% HgCl2
溶液消毒 5 min +无菌水漂洗 4 ～ 5 次，30 d．
3． 2 不同激素浓度配比对愈伤组织诱导的影响
10 d 后观察，可见 3 号培养基中个别外植体
已有变化，1 号和 2 号培养基内外植体无明显变
化;30 d后统计，3 号培养基 60%左右均长有愈伤
组织(图 2、3)，2 号培养基 10%左右(图 4)，1 号
培养基内 50%左右(图 5)． 40 d 后统计结果见表
7 及图 6．可看出，2 号培养基污染率最高，成愈率
最低，最不适合;3 号培养基污染率整体最低，成
愈率较高，综合而言较为适合愈伤组织．最佳激素
配比即:MS +1． 0 mg /L NAA +1． 5 mg /L 6-BA．
表 7 不同激素浓度配比对愈伤组织诱导的影响
水平
污染 白化 成活 成愈 总计
个数 比例 /% 个数 比例 /% 个数 比例 /% 个数 比例 /% 个数
1 3 15． 0 2 10． 0 2 10． 0 13 65． 0 20
2 7 38． 9 0 0． 0 7 38． 9 4 22． 2 18
3 3 15． 0 1 5． 0 2 10． 0 14 70． 0 20
图 6 不同激素浓度配比对愈伤组织诱导的影响
3． 3 不同激素浓度配比对分化的影响
在愈伤组织的分化成芽过程中，接种 20 d
后，可明显看出 B 类激素浓度配比(3． 0 mg /L 6-
BA)中有肉眼可见的绿色芽点，接种 25 d 左右 A
类才有明显变化，而此时 B 类愈伤组织表面有较
大的芽分化． 50d统计如表 8 及图 7．总的来说，附
加 3． 0 mg /L 6-BA的MS培养基，愈伤组织一直保
持旺盛分裂状态，最先转绿，且一直较其他处理有
更多的绿色芽点，再经过一段时间的培养可分化
成组培苗，这是愈伤组织快繁增殖的前提条件．
表 8 不同激素浓度配比对分化的影响
类别
污染 成活 成芽
个数 比例 /% 个数 比例 /% 个数 比例 /% 平均芽高 /cm
总计
(个数)
A 2 12． 5 6 37． 5 8 50． 0 0． 5-1． 0 16
B 2 11． 8 2 11． 8 13 76． 5 1． 0-1． 5 17
75第 1 期 赵海乐，等:桃美人景天的组织培养与快速繁殖
图 7 不同激素浓度配比对分化的影响
图 8 桃美人组培苗(20 d)
图 9 桃美人组培苗(30 d)
图 8:MS +3． 0 mg /L 6-BA(B)，75%酒精 30 s
+无菌水冲洗 + 0． 1% HgCl2 溶液消毒 5 min +无
菌水漂洗 4 ～ 5 次，20 d．
图 9:MS + 0． 1 mg /LNAA + 3． 0 mg /L 6-BA
(A)，0． 1% HgCl2 溶液消毒 5 min +无菌水漂洗 4
～ 5 次，30 d．
3． 4 不同激素含量对生根的影响
接种 15 d左右，在 B 类培养基(3． 0 mg /L 6-
BA)中即可观察到小部分小苗有生根现象;20 d
后，即可看到所有培养基绝大部分均已生根，且长
势良好，其中 B 类中除个别外小苗均生根，根的
质量相对较好(表现为芽的生根数较多，根较细、
较长);而其他两种培养基中根的质量以及数量
均不理想． 30 d 后统计结果见表 9． 可见，当没有
NAA存在时，桃美人景天生根情况稍好且诱导出
的小苗根系粗壮且数量较多，长势较好;而 3． 0
mg /L 6-BA较为适宜根的生长．
表 9 不同浓度 NAA、6-BA对生根的影响
类别
NAA
(mg·L －1)
6-BA
(mg·L －1)
生根
率 /%
株平均
根数 /条
主根长
度 /cm
B 0 3． 0 99 3． 6 2． 2
C 0． 1 2． 0 93 2． 3 1． 3
A 3． 0 96 2． 9 1． 5
3． 5 移栽
在将苗移到基质后，两周左右即可看到小苗
有新叶生长，小苗所处的环境条件要注意平稳，变
化不能过于剧烈，如果必要可采取加盖遮阳网、往
空气中喷洒水等措施来保证温度、湿度等外部条
件． 50 d后统计结果，最终的成活率达到 80%以
上且植株生长健壮．
4 讨论与结论
4． 1 灭菌方式的影响
最初外植体的灭菌对于植物组织培养至关重
要，如果灭菌不彻底，则会影响后续操作，严重的
甚至会导致外植体严重染菌，最终导致实验失败．
在本实验中，桃美人景天叶片外植体先用 75%酒
精消毒 30 s，无菌水冲洗，然后 0． 1% HgCl2 溶液
消毒 5 min，无菌水漂洗 4 ～ 5 次，灭菌较为彻底，
且可较早获得愈伤组织，同时愈伤组织长势较好．
4． 2 6-BA与 NAA 不同浓度配比对愈伤组织产
生的影响
在植物组织培养中，激素是植物组织培养器
85 吉 林 化 工 学 院 学 报 2016 年
官分化的关键因素，培养基中不同激素的相对浓
度决定了所形成的器官类别［17-19］． 细胞分裂素对
愈伤组织不定芽的分化及增殖有着显著的作用，
但多数种类以 6-BA 最为有效［20-21］． 李春娟等在
花生胚小叶外植体组织培养及快速繁殖中发现，
6-BA与 NAA的比值与愈伤组织诱导、生芽的数
量以及速度关系十分密切，发芽势强的花生品种
宜用低 6-BA /NAA 比值的 MS 培养基，发芽势弱
的品种则适宜用 6-BA /NAA比值较高的 MS 培养
基［22］．冀爱青等对不同激素配比对驱蚊草莲段组
织培养的影响进行了研究，结果表明:MS + 1． 0
mg /L NAA + 1． 0 mg /L 6-BA 为其不定芽的最佳
培养基，培养 2 周之后开始形成不定芽且诱导率
高达 75． 12%［23］．在本实验中，叶片外植体在 MS
+1． 0 mg /L NAA +1． 5 mg /L 6-BA的培养基上利
于愈伤组织的产生．
4． 3 愈伤组织难以分化的分析
在景天科植株组织培养的过程中，经过试验
发现其愈伤组织的诱导率较高，但是愈伤组织却
较少能分化．可能是因为本试验选择的植物生长
调节剂种类以及所用浓度没有达到其愈伤组织分
化所需要的适宜比例，导致虽然外植体的愈伤组
织诱导率较高，但分化不定芽较为困难;也可能是
由于植物本身的生理状态和遗传特性等因素造成
愈伤组织的生长情况不佳［24］;另外培养的环境如
光照、温度、湿度等因素也很可能是造成叶片愈伤
组织难以分化的原因． 因此桃美人景天叶片愈伤
组织难以分化的具体原因有待于进一步的研究．
而本试验中诱导愈伤组织分化则以 3． 0 mg /L 6-
BA + MS培养基较为适宜．
4． 4 影响移栽成活率的因素
试管苗能否用于大规模的生产，最后一步即
试管苗的移栽至关重要．通过整个试验也可看出，
试管苗是在人工严格控制的条件下生长的，移栽
之后，异养变自养，无菌环境变为有菌环境，环境
条件变化也较为剧烈，这些都会严重影响试管苗
最终的成活率［25］．
同时，试管苗本身的质量以及根的情况也是
决定性因素． 本实验中，试管苗在 6-BA、NAA 以
及二者的配比作用下均易分化出根，但 6-BA 单
独使用要比 6-BA与 NAA配比使用效果好，以 1 /
2MS培养基附加 3． 0 mg /L 6-BA 时生根效果最
好．而光培炼苗是提高成活率的关键环节之一，通
过一段时间光培炼苗，可使试管苗幼茎更加粗实，
根系更发达，从而提高小苗对外界环境的适应性
和抗病性，最终提高成活率．在本实验中经光炼培
苗后移栽的小苗成活率 80% 以上且植株生长
健壮．
4． 5 展望
植物组织培养技术已为人们广泛的应用在各
领域，它为许多学科研究植物生长发育、抗性生
理、激素及器官发生与胚胎发生等提供了许多良
好试材和行之有效的途径:通过分离单倍体细胞，
能够培育纯合的二倍体优良品系，缩短育种时间;
通过选择突变体，提高植物的品质，增强抗盐、抗
旱、抗寒等方面的能力，扩大植物的生长范围;将
体细胞冷藏在低温下，建立基因库，达到保存物种
的目的;获得药用价值高和工业生产所需的次生
产品，解决部分获得难度大的问题等．
总之，植物组织培养作为生物科学研究和生
产实际应用的一门基本技术，终将与生物高新技
术结合，成为连接宏观和微观研究的一座桥梁，成
为生物技术中应用最广、最具有现实价值的技术．
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Tissue Culture and Ｒapid Propagation of Pachyphytum‘Blue Haze’
ZHAO Hai-le1＊＊，SUN Guo-qing1＊＊，FENG Kai2，HOU Yu2，WEN Gang1*
(1． College of Biological ＆ Food Engineering，Jilin Institute of Chemical Technology，Jilin City132022，China;2． College of
Chemistry and Biology，Beihua University，Jilin City 132022，China)
Abstract:In order to establish a rapid propagation system for Pachyphytum ＇Blue Haze＇，the effect of different
hormones proportion on callus adventitious buds induction，differentiation，rooting of Pachyphytum ＇Blue Haze＇
on leaf as ex-plants respectively was studied． The results show that the optimal sterilization of leaves:75%
alcohol 30s + sterile ducks and drakes + 0． 1% HgCl2 disinfection 5min + sterile water rinse Wash 4 ～ 5
times;The best medium was MS + 1． 0 mg /L NAA +1． 5 mg /L 6-BA;The best medium was MS +3． 0 mg /L 6-
BA for adventitious buds induction，the induction rate was up to 76． 5%;The best medium of rooting medium
was 1 /2MS + 3． 0 mg /L 6-BA，the rooting rate was 99% and the seeding growth vigour exuberantly． The
seeding could meet the requirement of rapid propagation production．
Key words:Pachyphytum ＇Blue Haze＇;tissue culture;leaf;rapid propagation
06 吉 林 化 工 学 院 学 报 2016 年