全 文 ：拟南芥抗凋亡突变体 fbr136的分离鉴定与分析 *
孙姝兰 1,2)**左建儒 2)
(1)华南师范大学生命科学院，广州 510631；2)中国科学院遗传与发育生物学研究所，北京 100101)
摘要 植物细胞程序性死亡(programmedcelldeath,PCD)在植物的生长发育进程以及防御生物与非生物胁迫的过程中具有重
要的作用. FumonisinB1(FB1)是一种真菌毒素，是鞘脂生物合成途径中关键酶神经酰胺合酶(ceramidesynthase)的竞争性抑
制剂. FB1在动植物细胞中均能够诱导PCD.为了探索植物PCD的机制，通过筛选拟南芥抗FB1的突变体，分离鉴定了11
个fumonisin B1resistant(fbr)突变体.遗传分析表明，这些突变体分别是由9个相同或者不同的遗传座位突变造成的.对其
中一个代表性的突变体fbr136进行了详细的表型分析和初步遗传定位.fbr136对其他PCD诱导剂，例如H2O2或paraquat也
表现出一定的抗性或耐受性，而且在fbr136突变体中FB1不能正常诱导PR1基因的表达，说明fbr136突变体PCD的发生可
能受到阻碍.硝基四唑(Nitrobluetetrazolium，NBT)染色表明，FB1处理fbr136突变体后产生和积累活性氧(reactiveoxygen
species)比野生型植物显著降低，暗示其抗凋亡表型可能与活性氧的产生有关.推测FBR136可能是FB1在诱导PCD过程中，
从鞘脂含量变化到活性氧积累变化这一途径的一个重要的调控因子.fbr136被定位于染色体Ⅲ上，与以往鉴定的抗FB1突变
基因的定位都不同，因此，FBR136可能是FB1诱导PCD信号途径中的一个新基因.
关键词 拟南芥,植物细胞程序性死亡,FB1,fbr136，鞘脂,活性氧
学科分类号 Q3
*国家自然科学基金资助项目(30330217和30221002).
**通讯联系人.
Tel/Fax:020-85216417,E-mail:sunsl@scnu.edu.cn
收稿日期：2007-07-05，接受日期：2007-08-26
生物化学与生物物理进展
Progress in Biochemistryand Biophysics
2008,35(3):283~289
www.pibb.ac.cn
研究报告ResearchPapers
植物细胞程序性死亡(PCD)，在真核生物的正
常生长发育以及对外界生物和非生物胁迫进行反应
的过程中起到重要的调控作用[1～6].对于植物尤其
是对于拟南芥与病原菌相互作用的遗传研究，使人
们对植物PCD的机制有了比较深入的了解.超敏
感反应(HR)是病原菌侵染引发的一种常见的细胞程
序性死亡形式，其形态学变化与动物PCD具有许
多相似的特征，如细胞核皱缩、DNA片段化等
等.活性氧和一氧化氮的形成以及PR基因的表达
也是超敏感反应的重要特征，而且超敏感反应的发
生大多依赖于水杨酸(salicylic acid，SA)信号途径
的介导[3,6～9].
近年来，许多非生物胁迫诱导植物PCD也得
到了广泛的关注和研究，包括近些年发现的两大类
毒素，FB1和AAL毒素[10,11]，它们都对鞘脂的合成
具有抑制作用.用FB1处理的拟南芥叶片产生了类
似于HR反应的病斑.伴随着这种病斑的发生会产
生活性氧、胼胝质和酚类物质的积累以及PR基因
的表达.说明FB1在拟南芥的叶片中能诱导类似于
病原菌引起的 HR反应，由此，Stone等[12]创建了
一个非病原菌条件下诱导PCD的实验体系，用以
筛选与FB1抗性相关的突变体.
目前关于FB1在植物中诱导PCD的机制还很
不清楚.在拟南芥中FB1诱导的PCD依赖于光[12]，
并且需要茉莉酸(jasmonicacid，JA)、SA以及乙烯
(ethylene，ET)几个激素信号转导途径的参与[10].
FB1引起PCD的这一过程可能十分复杂，推测可
能FB1通过抑制神经酰胺合酶的活性，从而打破鞘
脂代谢的平衡，致使某些鞘脂含量增加，经过一系
列途径最终诱导植物或动物细胞产生凋亡[13,14].最
近在植物中有一些对FB1诱导PCD机制的研究进
展. VPE (vacuolar processing enzyme)是动物细胞
caspase-1具有相似性的一种液泡处理酶.拟南芥
基因组中4个VPE都缺失的无义突变体对FB1不
敏感，而且caspase-1或者VPE的抑制剂都能解除
FB1在野生型拟南芥中诱导细胞死亡的作用.
Kuroyanagi等[15]推测，可能是因为FB1影响了神经
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酰胺合酶从而影响了液泡膜中鞘脂的组成，再进一
步诱发了由VPE介导的液泡崩溃.Stone等[12,16]利
用种子萌发对FB1的敏感性筛选得到3个突变体：
fbr1、fbr2和fbr6(FB1resistant).3个突变体都表
现出对FB1的抗性.在fbr1和fbr2两个突变体中，
FB1诱导PR基因表达的能力有所改变，并且对假
单孢丁香菌 ES4326的强毒菌株抗性增强.其中
fbr6突 变 体 相 应 的 野 生 型 基 因 编 码 一 个
SQUAMOSApromoterbindingprotein(SBP)domain
基因.但是关于fbr6抗FB1的机制没有被阐明[16].
此外，最近鉴定了一个编码翻译起始因子5A-2的
FBR12，它作为FB1最诱导 PCD信号途径中的一
个元件，可能是通过调节细胞分裂、细胞生长以及
细胞死亡来调节植物生长发育的[17].
虽然最近对FB1诱导植物PCD的研究取得了
一些进展，但是其信号传导过程及其机制还不清
楚.Stone等进行的 fbr突变体筛选并未覆盖整个
基因组，我们大规模筛选FB1抗性突变体，以期得
到在FB1诱导的PCD过程中起重要作用的一些组
分，对FB1诱导的PCD信号途径有更加全面的了
解.在本文中，我们通过筛选得到11个抗FB1的
fbr突变体，其中fbr136对FB1表现出很强的抗性，
因此我们对fbr136进行了详细的表型分析和初步
遗传定位.研究表明，fbr136不仅对FB1具有很强
的抗性，而且对其他的PCD诱导剂，例如H2O2或
paraquat[18,19]也表现出一定的抗性或耐受性.不仅如
此，fbr136突变体中，FB1也不能正常诱导PR基
因的表达，说明fbr136突变体PCD的发生可能受
到阻碍.硝基四唑(NBT)染色表明，FB1处理
fbr136突变体后产生和积累活性氧比野生型植物显
著降低，证明活性氧是FB1诱导PCD过程中的关
键作用因子，而FBR136可能是在从鞘脂含量变化
到活性氧积累变化这一途径的一个重要的调控因
子.fbr136被定位于染色体Ⅲ上，与以往鉴定的抗
FB1突变基因的定位都不同，因此FBR136可能是
FB1诱导PCD信号途径中的一个新基因.
1 材料与方法
1.1 植物材料和生长条件
在本研究中，我们使用了拟南芥(Arabidopsis
thaliana)的两个生态型：Columbia-0(Col-0)和
Landsbergerecta(Ler).拟南芥种子用 10%次氯酸
钠浸泡灭菌10～15min，无菌水洗3～4次，然后
播于 MS[20]固体培养基上或者是含有不同浓度的
H2O2或paraquat的培养基上，在4℃处理2～3天
后转移到培养间培养.土壤培养则将装有种子的离
心管中加入适量清水，春化处理2～3天后播种于
1/2B5培养液浸泡过的蛭石上.培养皿或蛭石中的
植物生长条件为：23℃，连续光照或 16h光照，
光照强度为80～120E·m-2·s-1.
1.2 fbr突变体的筛选
EMS诱变的M2代种子(Ler)由中国科学院上海
植物生理研究所黄海实验室惠赠，利用该突变体
库，我们进行了fbr突变体的大规模筛选[17].突变
体库 10个独立株系 (line)为一组 (pool)混合，每
一组取约 300粒种子播在含有 0.75mol/LFB1
(Sigma公司)的MS培养基上.2～3周后，将存活
的候选突变体转移到MS培养基上继续培养，然后
移土收获M3代种子.M3代种子在同样条件下分析
其对FB1的反应.如果该突变体拥有对FB1稳定的
抗性，则被认为是真正的fbr突变体.
1.3 遗传分析和突变位点的定位
fbr136的遗传背景为Ler，将其与野生型回交
2次后产生的纯合突变体用作遗传分析、表型分析
以及定位群体的构建.遗传分析时将突变体与其野
生型杂交，观察其F1及F2代植株的表型及其分离
比例以确定突变基因的遗传特性.将遗传背景为
Ler的突变体与另一生态型Col-0杂交，F1代自交，
从 F2代中选取具有突变表型的植株作为定位
群体.
先用分离群体分组分析法(bulkedsegregant
analysis，BSA)进行初步定位，从作图群体中随机
选取94单株，分别取其等量 DNA混匀作为模板
DNA用 SSLPs引物进行 PCR扩增，以野生型
Col、Ler以及杂交的F1代植株DNA的PCR扩增
产物作为对照，所用琼脂糖凝胶浓度为4%.最先
的连锁分析，从拟南芥每条染色体上分别选用3～
4个 均 匀 分 布 的 SSLPs(simplesequence-linked
polymorphicmarkers)分子标记，用不同的分子标记
引物进行PCR扩增以分析这些植株的基因型.找
出与对照PCR产物相比，其Col基因型PCR产物
带减弱或者是没有的 SSLP，然后用这个 SSLP引
物对这94个定位群体植株的DNA进行单株扩增，
通过连锁分析对突变位点进行初步定位.最后根据
CEREON提供的序列差异设计InDels标记进行精
细定位.
1.4 超氧阴离子的检测
应用硝基四唑 (nitrobluetetrazolium，NBT)染
284· ·
孙姝兰等:拟南芥抗凋亡突变体fbr136的分离鉴定与分析2008;35(3)
色法检测了叶片中超氧阴离子(O2·)的积累[21].野
生型和 fbr136植物在 MS培养基上生长 3～4周，
分别喷施约2ml的水(对照)和2!mol/LFB1溶液.
处理24h后，取叶片浸泡在3ml含有10mmol/L
叠氮化钠(NaN3)的10mmol/L磷酸钾(pH7.8)缓冲
液15～30min.然后取出放入含有0.1%NBT的磷
酸钾缓冲液(同上)15～30min，在此过程中要加入
0.5g/L的 SOD酶，最后将叶片在 96%酒精中脱
色.O2·的积累会导致叶片被染成蓝色.
1.5 RNA印迹分析
拟南芥总mRNA按常规方法提取.每个泳道
取等量的10～20!gRNA样品进行1%甲醛变性琼
脂糖胶电泳，转移到杂交膜上 (STRATAGENE
Duralon-UVTMMembrane)，于紫外线照射2min交
联.用 32P采用随机引物法标记探针进行杂交.
PR1杂交片段的扩增引物为PR1F:5′ATGAATTT-
TACTGGCTATTCTCGA3′，PR1B:5′TACATCC-
TGCATATGATGCTCC3′. 杂交之后用 2×SSC，
0.1%SDS洗液室温下洗膜15min，再用0.1×SSC，
0.1%SDS洗液，55℃洗膜30min，重复一次.保
鲜膜包好压片过夜，然后用放射自显影或分子成像
系统(PhosphoraImageScanner;MolecularDynamics)
检测探针杂交信号.
2 结 果
2.1 fbr(FB1-resistantmutant)突变体的筛选、
鉴定与等位分析
为了鉴定 FB1诱导的 PCD途径中新的组分，
我们利用EMS诱变的Ler生态型拟南芥M2代筛选
fbr突变体.由于不同的拟南芥生态型对FB1抗性
的差异，因此在筛选之前，我们检测了Ler生态型
对不同浓度FB1的反应.将Ler生态型拟南芥播种
在含有0、0.05、0.5、1μmol/LFB1的MS培养基
上，22天后观察 FB1对植物的影响(图 1a).
0.05μmol/LFB1对植物的生长没有可见的影响；
当FB1的浓度达到0.5μmol/L的时候，叶片生长缓
慢，并且变黄；当 FB1的浓度达到 1μmol/L时，
幼苗在子叶张开后停止生长，最后趋于死亡(图
1a).另外，FB1对Ler生态型根的伸长生长抑制作
用不明显(图1a).这些结果表明，FB1是以剂量依
赖的方式抑制植物茎的生长.因此，突变体的筛选
实验选用0.75μmol/LFB1.以EMS诱变的拟南芥
Ler生态型的M2作为筛选群体，在第一轮筛选中，
筛选了1500条株系的M2群体，约有40000粒种
子，最终得到了130个候选突变体.通过第二轮筛
选确认了11个突变体.其中fbr106矮化并且在叶
片上有病斑产生，但是其对FB1的抗性较弱，fbr67
有矮化表型，但这种矮化表型与对FB1抗性的表型
有分离，比例为1∶3，其余的突变体在正常生长
情况下形态学上与野生型相比较没有明显的变化.
为了验证这些突变体是否是等位突变，我们将所有
的抗性突变体相互杂交.对杂交 F1代植物抗 FB1
的结果分析表明，fbr136与 fbr98为等位突变，
fbr57与fbr67为等位突变.
2.2 fbr136的表型观察及其野生型基因的定位
fbr136在正常生长条件下与野生型相比没有明
显形态差异(图 2a).在不同的光照、温度下，
fbr136与野生型也具有相似的生长模式(数据未显
示).但是fbr136对FB1具有很强的抗性，Ler野生
型在0.7μmol/L的FB1上其萌发与生长都受到很强
的抑制，而 fbr136在 1μmol/L的 FB1上也能够萌
发并且生长的较好(图2b).随着FB1浓度的不断升
高，fbr136的生长也会受到明显的抑制甚至最终
死亡.
将fbr136与Ler回交，得到的 F1植株自交后
单株收取F2代种子.当F2代种子在FB1培养基上
萌发时，大约有1/4的植株表现出对FB1的抗性，
而其他的3/4则对FB1敏感，说明fbr136的表型是
由单一核基因的隐性突变造成的.将 fbr136与
Col-0生态型进行杂交，得到F2代定位群体.选取
94株 F2群体的抗性植株用 BSA(Bulksegregation
analysis)方法进行初步定位.结果把 FBR136位点
初步定位于第三号染色体的下臂分子标记CIW4和
(a) (b)
Fig.1 FB1inhibitsseedlinggrowth
(a)Twenty-two-day-oldArabidopsisLerseedlingsgrownonMSagar
supplementedwith0,0.05,0.5and1μmol/LFB1.Thescalebars
represent1mm.Experimentswererepeated3times.(b)Screenfor
putativefbrmutants.EMSmutagenizedseedsweresoweddirectlyon
MSagarsupplementedwith0.75μmol/L FB1.Thegreenseedling
representsaputativefbrmutant.
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生物化学与生物物理进展 Prog.Biochem.Biophys. 2008;35(3)
Fig.4 ThePR1geneexpressionisreducedin
fbr136mutants
NorthernblotwereprobedwithaPR1cDNA fragment.Fifteen
microgramsofRNAwereusedfrom4wild-typeandfbr136seedlings
treatedwith0(lane1andlane2)or(lane3andlane4)2μmol/LFB1
for24h.ThereducedPR1transcriptlevelinfbr136seedlings(lane4)is
indicatedbyanarow.
NGA6之间.在这段距离中寻找到 Indels分子标
记，把FBR136位点定位于F18N11和T21J18这2
个距离200kb左右的分子标记之间.在F18N11和
T21J18之间又选取T21J18-2分子标记进行连锁分
析，结果这94株抗性植株在 F18N11与 T21J18-2
之间，T21J18与T21J18-2之间都没有找到发生重
组的植株.说明 FBR136位点与 T21J18-2的紧密
连锁.
2.3 fbr136对其他PCD诱导试剂敏感性降低同时
其防御基因表达水平降低
为了检验fbr136突变体对其他PCD的诱导因
子以及非生物胁迫的反应，我们进行了以下实验：
将 fbr136播种于含有 4.5mmol/L、5mmol/L、
6mmol/LH2O2或 0.5!mol/L、1!mol/Lparaquat
的MS培养基上，结果与野生型相比，fbr136突变
体都对这些试剂表现出抗性增强(图3a，b).因为
paraquat、H2O2以及FB1都是PCD诱导因子，而且
都能在植物体内诱导ROS产生，表明 FBR136位
点的突变可能导致了ROS介导的PCD信号途径不
能正常转导，因而造成fbr136突变体不仅仅对FB1
抗性增强，而且对其他能够产生ROS的PCD诱导
因子的抗性也增强.
因为FB1在野生型拟南芥中能够诱导PR基因
的表达，所以我们检测了在fbr136突变体中，FB1
诱导PR基因表达的能力是否发生了改变.把生长
4周的野生型与fbr136突变体进行喷洒FB1溶液处
理，提取mRNA并进行RNA印迹分析.如图4所
示，FB1处理之后，PR1基因在野生型中受到FB1
诱导表达，但是在FB1处理的fbr136突变体中PR1
基因的表达与野生型相比有所减弱.这一结果暗示
了fbr136突变体的表型与某些抗性基因的表达水
平降低相关.
2.4 fbr136突变体不能正常积累FB1诱导的 O2·的
产生
我们的结果显示，fbr136不仅对FB1具有很强
的抗性，而且对paraquat和H2O2也具有一定的抗
性.因此，我们假设fbr136突变体对PCD诱导因
子的抗性是由于不能正常产生ROS造成的.由于
硝基四唑(NBT)能够与O2·(活性氧的一种分子形式)
反应，从而在 O2·产生处形成蓝色沉淀，因此用
(a) (b)
Fig.2 Thefbr136mutantphenotype
(a)Twelve-day-oldwild-type(left)andfbr136(right)seedlingsgrown
ontheMSagar.(b)Twelve-day-oldwild-type(left)andfbr136(right)
seedlingsgrownonanMSagarwiththeadditionof1μmol/LFB1.
Experimentswererepeated5times.Thescalebarsrepresent1mm.
(a) (b)
Fig.3 fbr136mutantshavereducedsensitivity
toexogenousH2O2andparaquat
(a)EfectofH2O2onseedlinggrowthofwild-type(upleft)andthree
linesoffbr136seedlings.Alplantsweregrownfor14daysontheMS
agarwiththeadditionof4.5mmol/LH2O2.(b)EfectofH2O2on
seedlinggrowthofwild-type(left)andfbr136.Alplantsweregrownfor
12daysontheMSagarwiththeadditionof0.5μmol/Lparaquat.The
scalebarsrepresent2mm.
1 2 3 4
PR1
rRNA
←
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孙姝兰等:拟南芥抗凋亡突变体fbr136的分离鉴定与分析2008;35(3)
NBT染色方法检测超氧阴离子O2·的积累情况.在
FB1处理 24h的野生型植物叶片中，可以观察到
NBT与O2·相互作用形成的蓝色沉淀，但在突变体
的叶片中几乎观测不到表明 O2·积累的蓝色沉淀
(图5).上述结果暗示，fbr136突变体对FB1的抗性
可能是由于ROS的产生和积累受到抑制引起的.
3 讨 论
PCD在植物正常生长发育及对抗逆境环境过
程中起到重要的调控作用.病原菌侵染植物时，在
侵染部位或周围的细胞迅速产生死亡，植物通过这
样的方式可以限制病原菌，从而控制病原菌的进一
步侵染.FB1可以在植物中引发类似于病原菌侵染
的PCD反应，包括诱导病斑、ROS和胼胝质的积
累及PR基因表达等.目前它已经成为研究非病原
菌(nonpathogenicconditions)条件下诱导PCD的一
种模式系统.与病原菌诱导的PCD相比它避免了
病原菌对被侵染植物的影响.但是目前为止，我们
对FB1在植物组织中作用的靶位及其引发的一系列
反应诱导PCD产生的机制还不是很清楚.
为了清楚地了解 FB1诱导 PCD产生的机制，
我们进行了抗FB1的拟南芥突变体的筛选.筛选得
到的抗FB1突变体，其对FB1的抗性可能是由于不
能与FB1结合或者是不能转运FB1引起，也可能是
因为FB1靶位点的改变或缺失引起，还有可能是因
为在突变体中PCD信号转导途径的重要组分发生
变化[12].fbr136是其中分离鉴定的一个有代表性的
FB1抗性突变体，它有效地抑制了FB1诱导产生的
PCD反应.本文中所鉴定的fbr136突变体在从MS
培养基中转到含有2!mol/LFB1的培养基中时，经
过一段时间的培养在其叶片上会形成由死细胞组成
的黄棕色斑点(数据未显示)，说明fbr136突变体仍
然具有对FB1反应的能力.另一方面，当FB1侵染
植物的时候，与野生型相比fbr136突变体PR1的
表达水平明显下降.而且 fbr136突变体对其他一
些PCD诱导剂也具有一定的抗性.另外，Stone等
以前筛选得到的抗FB1突变体以及本实验室筛选得
到的一些突变体都表现不能诱导PCD发生的表型，
因此，我们认为，fbr136突变体的表型并不是由于
FB1信号感受过程的问题，而是FB1诱导的信号途
径过程的一些调控因子的变化，从而导致不能诱导
PCD和抗病防御相关基因的表达.所以，可以预
测编码 fbr136的野生型等位基因不仅是 FB1诱导
PCD的组分，而且是PCD信号途径中的一个重要
组成成分.
Stone等利用种子萌发对FB1的敏感性筛选得
到 3个突变体：fbr1、fbr2和 fbr6.fbr1和 fbr2分
别被定位到染色体Ⅰ和染色体Ⅴ上.其中 fbr6突
变体相应的野生型基因已被克隆.该基因编码一个
位于染色体Ⅰ的 SQUAMOSApromoterbinding
protein(SBP)domain基因[12,16].FBR12编码一个位
于染色体Ⅰ的翻译起始因子 5A-2[17].而 fbr136被
定位于染色体Ⅲ上，因此FBR136可能是FB1诱导
PCD信号途径中的一个新基因.
FB1处理可以导致某些鞘脂含量的变化，进而
诱导植物细胞产生凋亡.鞘脂平衡的精细调节对于
维持细胞生存来说是很重要的，因为无论是减少或
者是增加神经酰胺的含量都会促发细胞发生
PCD.ACD11编码一个 sphingosine转移酶，拟南
芥acd11突变体的细胞死亡加速[22]，缺失编码神经
酰胺激酶ACD5的突变体在发育晚期发生了类似凋
亡的细胞死亡现象并且对病原菌更为敏感[23]，这些
都表明了鞘脂代谢与PCD的联系.目前已有生化
和分子证据表明 H2O2参与了 AAL毒素诱导 PCD
的信号转导途径[24].Stone等的实验表明FB1诱导
PCD产生的同时也会伴随ROS的积累.这些说明
鞘脂含量的变化与ROS的积累有一定的联系.既
(a) (b)
(c) (d)
fbr136
Col-0
Control FB1
Fig.5 NoO2·accumulationisdetectedinfbr136mutants
Three-week-oldwild-typeandfbr136leavesweresprayedwithwater
(control),2μmol/LFB1for24h.Leavesweredetachedandstainedwith
NBT (nitrobluetetrazolium).O2· accumulationwasshownasblue
precipitates.NoO2·accumulationwasdetectedwhenfbr136plantswere
treatedwith2μmol/LFB1.
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生物化学与生物物理进展 Prog.Biochem.Biophys. 2008;35(3)
抗真菌毒素又抗 aminotriazol的 Atr1突变体的分
离，进一步证实了鞘脂和ROS相互作用调控了植
物的 PCD过程[25].Aminotriazole是一种除草剂，
它不可逆地失活了过氧化氢酶，因此导致了植物叶
绿体中H2O2增加.在本文中鉴定的fbr136突变体
不仅对FB1具有抗性，而且对其他产生ROS的试
剂也具有一定的抗性，进一步证明了鞘脂含量的变
化与ROS积累的关系.通过NBT染色实验得知，
fbr136突变体其ROS积累的能力发生了障碍，不
仅证明了鞘脂含量的变化与ROS积累的相互联系，
而且说明在FB1诱导PCD的过程中，可能是ROS
作为鞘脂含量的变化引发的一个传递信号来诱导下
游反应的.因此克隆FBR136基因及分析其功能将
会对阐明这一问题具有重要意义.
致谢 感谢梁岩博士悉心审阅和修改本文.感谢中
国科学院上海植物生理生态研究所黄海研究员提供
拟南芥突变种子.
参 考 文 献
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孙姝兰等:拟南芥抗凋亡突变体fbr136的分离鉴定与分析2008;35(3)
IdentificationandCharacterizationofTheArabidopsisfumonisin
B1resistantfbr136*
SUNShu-Lan1,2)**,ZUOJian-Ru2)
(1)ColegeofLifeScience,TheSouthChinaNormalUniversity,Guangzhou510631,China;
2)InstituteofGeneticsandDevelopmentalBiology,TheChineseAcademyofScience,Beijing100101,China)
Abstract Plantprogrammedceldeath(PCD)playsanimportantroleinplantgrowthanddevelopmentaswelas
defensiveresponseagainstbioticandabioticstresses.FumonisinB1(FB1)isafungitoxin,whichisacompetitive
inhibitorofceramidesynthaseindenovosphingolipidbiosynthesis.FB1caninducePCDinbothanimalandplant
cels.Todissectthispathway,ageneticscreenforfumonisinB1resistant(fbr)mutants,andidentified11fbr
mutantswascariedout.Geneticanalysisshowedthatthese11mutantsbelongedto9complementarygroupsor
geneticloci.Hereadetailedphenotypicanalysisoffbr136wasreported.InadditiontotheresistancetoFB1,fbr136
alsoshowedresistanceotherPCD-inducingcompounds,includingH2O2andparaquat.Furthermore,FB1-induced
PR1expressionwasreducedinfbr136,suggestingthataPCDpathwayislikelyimpairedinthemutant.When
stainedwithnitrobluetetrazolium(NBT),fbr136showedareducedaccumulationofreactiveoxygenspecies
(ROS)inducedbyFB1.Thefbr136mutationwasroughlymappedontochromosomeⅢ,wherenootherfbr
mutantshavebeenpreviouslyidentified.ItisproposedthatFBR136mayactasanimportantregulatorina
sphingolipid-mediatedPCDpathway,involvedinthegenerationofROS.
Keywords Arabidopsis,plantPCD,FB1,fbr136,sphingolipids,ROS
*ThisworkwassupportedbygrantsfromTheNationalNaturalScienceFoundationofChina(30330217,30221002).
**Corespondingauthor.
Tel/Fax:86-20-85216417,E-mail:sunsl@scnu.edu.cn
Received:July5,2007 Accepted:August26,2007
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