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2013年 第 58卷 第 27期：2751 ~ 2761
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引用格式: 刘凌云, 李娜, 姚春鹏, 等. 拟南芥中 ABR蛋白家族在 ABA和逆境胁迫信号转导过程中功能分析. 科学通报, 2013, 58: 2751–2761
英文版见: Liu L Y, Li N, Yao C P, et al. Functional analysis of ABR family involved in ABA and stress signal transduction process in Arabidopsis. Chin Sci
Bull, 2013, 58: 3721–3730, doi: 10.1007/s11434-013-5941-9
《中国科学》杂志社
SCIENCE CHINA PRESS 论 文 自然科学基金项目进展专栏
拟南芥中 ABR蛋白家族在 ABA和逆境胁迫信号
转导过程中功能分析
刘凌云①, 李娜①②, 姚春鹏①, 孟飒飒①, 宋纯鹏①*
① 河南大学生命科学学院, 棉花生物学国家重点实验室, 植物逆境生物学重点实验室, 开封 475004;
② 郑州澍青医学高等专科学校基础医学部, 郑州 450000
* 联系人, E-mail: songcp@henu.edu.cn
2013-01-28收稿, 2013-04-12接受
国家自然科学基金重大项目(91117002)资助

摘要 植物激素脱落酸(abscisic acid, ABA)在调节植物生长、发育, 以及植物在应对生物与非生
物胁迫的反应等各方面都发挥着非常关键的作用. 已知 ABA调控具有 ABRE (ABA responsive
element)顺式作用元件的基因表达和相应的生理反应. 生物信息学分析表明, 拟南芥 ABA 反应
蛋白(ABA-responsive protein, ABR)家族含有 GRAM结构域, 而且这些基因上游均具有 ABRE
应答元件. 为了分析这些基因可能的功能, 本研究鉴定了ABR家族的 T-DNA插入纯合突变体,
并构建了 abr1, abr2, abr3双突变和三突变体. abr1, abr2, abr3单突变体没有表现出任何生长及
其他生理表型, 而 abr1, abr2, abr3双突变和三突变体在种子萌发方面对 ABA、氯化钠、甘露
醇及葡萄糖均显示出不敏感的表型. ABR1蛋白在胞质内呈点状分布, 可能定位于内膜系统, 而
ABR2和 ABR3蛋白均定位于细胞质中. 另外, ABR1, ABR2和 ABR3基因在植物多种组织中均
有表达, 且受包括 ABA 在内的多种非生物胁迫诱导, 而它们的表达在 aba2 (abscisic acid
(ABA)-deficient mutant 2，ABA缺失突变体 2), abi1 (abscisic acid insensitive 1, ABA不敏感突变
体 1), abi2 (abscisic acid insensitive 2, ABA不敏感突变体 2)缺失突变体中明显下调. 这些结果暗
示了 ABR家族蛋白参与 ABA信号转导过程, 且位于 abi1, abi2的下游.
关键词
ABA反应蛋白
GRAM结构域
ABA
萌发
拟南芥


植物激素 ABA调控种子休眠、萌发、植物生长
发育及其对干旱、渗透、盐等环境胁迫的抗性反应的
许多方面[1,2], 因此揭示 ABA作用及其信号转导的分
子机制, 一直备受人们关注. 最近有关 ABA 信号转
导的研究取得了突破性的进展, 发现 ABA 的受体及
其相关的分子机制. 研究表明, PYR/PYLs作为 ABA
受体位于 ABA 信号转导途径的顶点, 通过抑制蛋白
磷酸酶 2C (PP2Cs)的活性来负调控 ABA 的信号 .
ABA 通过与可溶性的 PYR1/PYL/RCAR 受体结合激
活植物的抗逆反应, 由 ABA 受体编码基因构成的四
突变体表现出 ABA调节的种子萌发和根生长的敏感
性减少 , 以及 ABA 响应基因表达量下降的表型 .
PYR/PYL受体感知胞内 ABA并与之结合, 与下游蛋
白 PP2Cs型的蛋白磷酸酶(如ABI1, ABI2)形成三元复
合物激活下游 PP2Cs的靶蛋白 SnRK2 (蔗糖非酵解型
蛋白激酶 2), 而 SnRK2在 ABA信号调控中起关键作
用, 包括对 ABA 及气孔开放响应的转录调节等[3~5].
一些拟南芥种子发育中 ABA 诱导的基因, 如 ABI3,
ABI4, ABI5, LEC1, LEC2, FUS, MARD1和 CIPK3已从
拟南芥突变体中得到克隆. ABI3/VP1 蛋白是一大类
转录因子, 参与储藏物质的积累, 调节种子干燥性及
诱导种子休眠[6~9]. 在拟南芥中, ABI5相关 bZlP转录



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因子与顺式作用元件 ABA响应元件(ABRE)结合, 激
活种子中 ABA介导的基因转录. ABI5是保守的 ABA
信号转导的关键靶位点[10], AB15相关 bZ1P转录因子
介导的 13 种基因至少有 7 种在种子发育过程表达,
这些基因的表达相互拮抗, 表明它们在启动 ABA 反
应中具有特定作用[11]. ABI3与 ABI5相互作用, 激活
ABRE/RY 介导的基因转录过程. 因此, 顺式作用元
件 ABRE 可能是信号网络中的一个交叉点[12]. 尽管
ABA 信号转导的基本框架已经建立起来, 但是其中
相关的分子机制细节, 仍然需要更多的研究.
在分析ABA信号转导机制时, 曾用ABA相关的
抗体筛选大麦 cDNA 表达库, 以期得到 ABA 相关的
抗原蛋白类似物, 鉴定信号转导新的作用成分. 由此
获得大麦胚的一个受 ABA诱导的 cDNA (aba45), 其
表达产物可以和多聚抗血清中的抗 ABA的单克隆抗
体结合[13]. 通过酵母双杂交系统, 用 formin 类似物
筛选得到 2 个 aba45 同源基因, 被命名为 ABA 反应
蛋白(ABA-responsive gene, ABR)[14]. 该基因不仅在
启动子区含有 ABRE 作用元件, 同时含有一个称作
GRAM (葡糖基转移酶，类似 Rab的小 G蛋白激活子
和肌管素蛋白)的结构域. 在细胞内 GRAM结构域是
参与蛋白质和脂类结合信号的一类结构域 [15~19], 大
约由 70 个氨基酸组成, 该结构域往往与 PH (pleck-
strin homolgy domain), TBC (domain in Tre-2, BUB2p
and Cdc16p), C2 (protein kinase C conserved region 2)
等结构域一起偶联在同一种蛋白质分子上 , 而这种
蛋白质又与膜结合过程相关. 拟南芥基因组中有 13
个基因编码含有 GRAM结构域的 ABA反应蛋白, 除
了 At1g03370, At3g59660, At5g50170这 3个基因所编
码的蛋白质具有一个与 GRAM 结构域相连的 C2 结
构域外, 其他 10种蛋白质均只含有一个 GRAM结构
域[20]. 尽管有一些包含 GRAM 结构域的蛋白质已经
在拟南芥和水稻中被鉴定, 但是在植物体内, 该结构
域蛋白的具体功能, 尤其是在应答 ABA 所调节的植
物应对非生物胁迫响应方面的功能至今仍不清楚.
本研究利用分子生物学和遗传学方法获得了
ABR 蛋白家族的 3 种单基因纯合缺失突变体 abr1,
abr2, abr3及双突变体 abr1/2, abr1/3, abr2/3和三突
变体 abr1/2/3, 通过对突变体和野生型胁迫处理下种
子萌发、幼苗生长等的分析, 发现 ABR1, ABR2, ABR3
位于 ABI1, ABI2的下游参与 ABA抑制的种子萌发过
程的调控.
1 材料与方法
(ⅰ) 植物材料与生长条件. 拟南芥(Arabidopsis
thaliana)种子经 75%乙醇消毒 30 s, 移去乙醇, 再加
入 0.1%升汞消毒 5 min, 用无菌水冲洗 3~5次后, 种
子点播于 MS固体培养基上, 4℃条件下春化 3 d, 放
于培养间(光/暗为 16/8 h, 温度 18~22℃, 光照强度
300 mol m2 s1, 相对湿度 80%)中培养 1~2周后供
实验分析.
(ⅱ) abr1, abr2, abr3 突变体的获得. ABR1
(At4g01600), ABR2 (At5g13200), ABR3 (At2g22475)
基因的 T-DNA 插入种子从拟南芥资源信息中心
(http://www.arabidopsis.org/abrc/)获得 . abr1, abr2,
abr3 插入纯合突变体通过 PCR 方法鉴定获得, PCR
引物如下所示 , 基因特异引物分别为 abr1: Salk_
032205 LP (5′-TAATGGCTAGGCTTTCTCAAGG-3′)
和 RP (5′-TCAATGGTGGGAGAATGAAT-3′); abr2:
Salk_013073, LP (5′-AGTTGTTGGATGTTCGACAGG-
3′)和 RP (5′-TCACCATAGATAGCATTCGGC-3′); abr3:
SALK_145846, LP (5′-TGAGAAGCTGATGCAATCA-
TG-3′)和 RP (5′-TGAATAGATGCTCCGGAACAG-3′),
载体左边界引物为 LBal (5′-TGGTTCACGTAGTGG-
GCCATCG-3′)和 LBb1 (5′-GCGTGGACCGCTTGCT-
GCAACT-3′). PCR 鉴定所得纯合突变体与野生型拟
南芥杂交, 其纯合 F2代种子用于表型分析实验.
(ⅲ) 载体构建. 通过 PCR方法扩增得到 ABR1,
ABR2, ABR3基因的全长 cDNA片段用于构建 pHBT-
GFP 融合蛋白载体. 所用引物如下(下划线表示酶切
位点): ABR1正向引物 5′-CCCGTCGACATGCGTCC-
ACAATACAAAG-3′ (SalⅠ)和反向引物 5′-TATCCC-
GGGCCCATGGCATGATTACAAC-3′ (SmaⅠ), ABR2
正向引物 5′-CCCGTCGACATGACAGGATCACAAG-
AAG-3′ (SalⅠ)和反向引物 5′-TATCCCGGGCCACCA-
GACACAGAGCCGT-3′ (SmaⅠ), ABR3 正向引物 5′-
CCCGTCGACATGGAGCCGCCGAAGGGAG-3′ (SalⅠ)
和反向引物 5′-TATCCCGGGCCCACCGACCTTAAA-
GCAC-3′ (SmaⅠ).
(ⅳ) 植物原生质体瞬时转化. 将构建的 ABR1,
ABR2, ABR3基因的 pHBT-GFP载体进行蛋白质亚细
胞定位分析, 参照文献[21]方法完成, 通过 PEG介导
的方法将 ABR1-pHBT-GFP, ABR2-pHBT-GFP 和
ABR3-pHBT-GFP载体分别转化拟南芥叶肉细胞原生
质体, 弱光下 23℃放置 16~20 h后进行荧光定位的共




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论 文
聚焦显微镜检测.
(ⅴ) 激光共聚焦显微镜检测 ABR1, ABR2, ABR3
的亚细胞定位. 叶肉原生质体荧光检测在激光共聚
焦显微镜 FV1000 (Olympus, 日本)上进行, 所用图像
均使用 60×油镜采集. GFP 和叶绿体自发荧光由 488
nm 激发光所激发, 荧光采集波长分别为 500~530 nm
(GFP)和 650~750 nm (叶绿体荧光), 在采集荧光的同
时采集透射光图像用于共定位分析.
(ⅵ) 半定量和定量 RT-PCR. 取培养室中正常
生长(温度(22±2)℃, 光周期 16 h光/8 h暗, 相对湿度
70%) 15 d 的 WT 和突变体幼苗速冻于液氮中, 用
于 RNA 提取实验 . 另将同时点种的不同培养皿中
生长的 WT幼苗, 分别进行喷施 100 mol L1 ABA,
150 mmol L1 NaCl, 300 mmol L1甘露醇及打开培养
皿盖脱水等 4 组处理, 喷水组作为对照. 光下培养 24 h
后, 也将材料冻存于液氮中, 用于胁迫处理下 RNA
的提取实验. RNA提取和 cDNA合成分别按照 Trizol
方法和 M-MLV 试剂盒(Promega, 北京)说明书进行.
对于半定量 RT-PCR 实验, 以 ACTIN2 为参照检测
ABRs 基因的表达量 . 实时定量 RT-PCR 采用
PrimSeript RT Reagent Kit with gDNA Eraser试剂盒
(TaKaRa, 大连), 在 MX3005P定量 PCR (Stratagene,
上海)仪上进行. 扩增条件为 95℃预变性 30 s, 95℃变
性 15 s, 56℃退火 20 s, 72℃延伸 30 s, 40个循环, 熔
解曲线设置为 95℃ 60 s, 55℃ 30 s, 95℃ 30 s. 以
ACTIN2 为参照计算基因相对表达量. 定量 RT-PCR
实验重复 3次.
2 结果
2.1 ABR1家族蛋白的生物信息学分析
由 http://www.arabidopsis.org/和 http://www.ebi.
ac.uk/Tools/pfa/iprscan/网站分析得知, ABR1 是一个
由 233个氨基酸组成的 25.91 kD的蛋白, ABR2由 272
个氨基酸组成的 30.07 kD 的蛋白质, 而 ABR3 是由
299个氨基酸组成的 32.21 kD的蛋白质, 3个蛋白质
均各自拥有一个 GRAM 结构域(图 1(a), (b)和(c)). 拥
有GRAM结构域是植物ABA响应基因编码蛋白的一
个结构特征[15], 预示着 ABR1, ABR2, ABR3 可能作
为 ABA 响应蛋白接受 ABA 信号并引起植物体产生
相应的 ABA反应.
如果 GRAM结构域蛋白作为 ABA响应蛋白, 那
么编码这些蛋白质的基因就可能拥有 ABA 应答的
ABRE 顺式作用元件. 利用 http://www.dna.affrc.go.
jp/PLACE/网站对 ABR1, ABR2, ABR3这 3个基因分别
进行顺式作用元件预测. 预测结果显示, 在 ABR1 的
起始密码子 ATG 下游+8 bp 处有一个 ABRE 顺式作
用元件 ACGTG[22] (图 1(d)), 该顺式作用元件在 ABA
响应基因 ABI3, RD29A, RD29B中均有发现; 在 ABR2
的 ATG上游419, 396 bp处各发现一个 ABRE顺式
作用元件 ACGTG; 在该基因的420, 397, 684,
129 bp处也各有一个另外一种 ABRE顺式作用元件
MACGYGB[23](图 1(e)); 在 ABR3 的 ATG 上游381,
808, 2471, 2397和2349 bp处分别发现有 ABRE
顺式作用元件 ACGTG; 同样 , 在该基因的2226,
1877, 403, 144, 2398, 2349, 2284 bp 处有
ABRE 顺式作用元件 MACGYGB; 在2400 bp 处有
ABRE 顺式作用元件 YACGTGGC, 该顺式作用元件
被发现存在于 ABFs的启动子区域[24~27]; 在2401 bp
处有 ABRE 顺式作用元件 RYACGTGGYR (图 1(f)),
该顺式作用元件被发现存在于脱水诱导及 ABA调节
基因 RD22的启动子区域[28~30]. ABR1, ABR2, ABR3这
3个基因拥有如此多的ABRE顺式作用元件, 就暗示了
这 3个基因可能会对 ABA胁迫刺激产生相应的反应.
2.2 abr1, abr2, abr3单突变、双突变及三突变缺
失纯合体的鉴定及其对 ABA的反应
为了分析 ABR家族基因应答 ABA的功能, 本研
究从拟南芥种子资源中心获得了这些基因的缺失突
变体 , 并在此基础上构建不同基因的双突或三突变
体 . 分别鉴定获得了 ABR1 (At4g01600), ABR2
(At5g13200), ABR3 (At2g22475即 GEM)的 T-DNA插
入缺失突变体 SALK_032205 (abr1), SALK_013073
(abr2)和 SALK_145846 (abr3). 在这些突变体中 ,
T-DNA 分别插入在 ABR1 基因的第 4 个外显子中,
ABR2 基因的启动子区及 ABR3 基因的第 2 个内含子
中(图 2(a)); 逆转录 RT-PCR 结果证明突变体 abr1,
abr2, abr3 中均无相应的基因转录产物的存在 (图
2(b)), 说明突变体 abr1, abr2, abr3 是功能缺失突变
体. 为了更好地研究这些基因的功能, 本实验室又构
建了双突变体 abr1/2, abr2/3, abr1/3 及三突变体
abr1/2/3, 同样也用 RT-PCR 的方法验证了这些双突
变及三突变体均为功能缺失突变体(图 2(c)和(d)).
首先用不同浓度的 ABA处理 abr1, abr2, abr3单



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图 1 ABR1, ABR2, ABR3蛋白的结构及各基因 ABRE顺式作用元件的分布
(a)~(c) ABR1, ABR2, ABR3蛋白中 GRAM结构域的位置; (d)~(f) ABR1, ABR2, ABR3基因中各 ABRE顺式作用元件的相对位置及在基因中的
分布情况
突变体材料观察其种子萌发情况 , 发现单基因突变
体和野生型之间没有明显的差异(图 2(e)); 同时还利
用远红外成像仪监测了幼苗在正常和干旱条件下的
叶温变化 , 结果发现单突变体和野生型之间也没有
明显的差异. 令人感兴趣的是, 在正常 MS 培养基上
双突变体 abr1/2, abr1/3及 abr2/3及三突变体 abr1/2/3
与野生型的萌发率基本一致, 但当在MS培养基中分
别加入 0.5, 1.0和 1.5 mol L1的 ABA时, 双突变体
的萌发率普遍比野生型高, 分别高约 18%, 20%, 22%
(图 2(f)), 而在添加 0.5 mol L1 ABA的培养基上, 三
突变体比野生型的萌发率要高出 24%左右(图 2(g(g2))
和 2(h)). 同时, 在不同浓度的胁迫处理下, 双突变体
的种子萌发率与野生型比几乎没有差别; 但氯化钠
(图 2(g(g3))和(i))、甘露醇(图 2(g(g5))和 2(j))和葡萄
糖(图 2(g(g6))和(k))处理下, 三突变体却呈现出比野
生型更高的萌发率. 这一结果表明, abr1/2/3 三突变
体在种子萌发上对非生物胁迫的耐受性强于野生型,
表现出对 ABA、氯化钠、甘露醇和葡萄糖等胁迫处
理的不敏感性 . 为进一步了解这些突变体在胁迫方
面的表型 , 本研究同样也做了失水和远红外成像实
验 , 实验结果暗示各突变体与野生型在叶片失水率
方面没有明显差异 , 红外成像仪监测的结果同样也
验证了无论在正常条件下还是干旱胁迫下各突变体
和野生型植株的叶温变化都非常相似(数据未列出).
这些结果一方面说明了植物体内的 ABR1 , ABR2 ,
ABR3 基因的确参与了 ABA 调节的非生物胁迫响应




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论 文

图 2 abr1, abr2, abr3单突变、双突变及三突变缺失纯合体的鉴定及 ABA反应
(a) abr1, abr2, abr3基因中 T-DNA的插入位置; (b)~(d) 逆转录 RT-PCR结果分别显示 ABR1, ABR2, ABR3基因在 abr1, abr2, abr3单突变、双突
变及三突变突变体中均无相应的转录产物, 逆转录 RT-PCR均以 ACTIN2为参照; (e), (f) WT和 abr1, abr2, abr3单突变体和双突变体在MS及
MS添加不同浓度ABA的培养基上的种子萌发情况统计图; (g) g1~g3为第 4天时MS, MS+0.5 mol L1 ABA, MS+100 mmol L1 NaCl种子萌发
情况, g4~g6为第 10天时MS, MS+300 mmol L1甘露醇, MS+5%葡萄糖种子萌发情况; (h)~(k) WT和 abr1/2/3三突变体在MS及MS添加不同
浓度 ABA、氯化钠、甘露醇及葡萄糖的培养基上种子萌发情况统计图. 每一基因型大约 100粒种子, 以胚根出现为评价指标, 实验重复 4次
取平均值并计算方差



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的种子萌发过程 , 另一方面也暗示了 ABR1, ABR2,
ABR3基因在植物体内存在着功能冗余现象.
2.3 ABR1, ABR2, ABR3分别定位于内膜系统和
细胞质中
为进一步揭示 ABR1, ABR2, ABR3在植物应答
胁迫反应时的调控机制 , 本研究通过拟南芥叶肉细
胞原生质体瞬时表达方法来研究 ABR1, ABR2,
ABR3的亚细胞定位, 结果表明带 GFP标签的 ABR1
融合蛋白存在于细胞中的特定区域 , 这些区域呈点
状分布(图 3 (a1)), 随后选择了线粒体特异探针 Mito-
tracker Red 探针去孵育表达了 ABR1-pHBT-GFP 的
叶肉原生质体用以验证 ABR1 所在区域是否为线粒
体, 并将 Mito-tracker Red 探针发出的红色荧光与
ABR1-pHBT-GFP发出的绿色荧光叠加以便于荧光共
定位观察分析 , 遗憾的是 ABR1::GFP 绿色荧光与
Mito-tracker Red 探针红色荧光仅有少部分重叠(图
3(a1)~(a4)). 与此同时, 观察到 pHBT-GFP 载体作

图 3 ABR1, ABR2, ABR3在拟南芥叶肉原生质体中的不同的亚细胞定位观察
(a1)~(a6) ABR1::GFP的绿色荧光, 其中(a3)~(a4)为Mito-tracker Red探针标记线粒体发出的红色荧光; (b1)和(b2) pHBT-GFP载体作为对照转化
原生质体时绿色荧光几乎遍布整个细胞; (c1)~(c4) ABR2::GFP的绿色荧光; (d1)~(d4) ABR3::GFP的绿色荧光. 比例尺示 5 m




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论 文
为对照转化原生质体时绿色荧光几乎遍布整个细胞
(图 3(b1)和(b2)). 而带 GFP标签的 ABR2及 ABR3融
合蛋白都存在于细胞质中 , 绿色荧光在细胞内广泛
分布(图 3(c1)~(c4)和(d1)~(d4)). 这一结果说明 ABR1
蛋白定位于胞质非线粒体细胞器中 , 很可能是内膜
系统, 推测其通过 GRAM 结构域结合内膜系统的其
他蛋白质来参与 ABA的信号调控; ABR2和 ABR3蛋
白均定位于胞质内, 而 ABA 受体 PYR1 也有胞质定
位[5], 暗示 ABR2和 ABR3可能通过该区间进入 ABA
信号传递途径, 从而产生相应的 ABA 抑制种子萌发
的不敏感表型.
2.4 ABR1, ABR2, ABR3 基因在多种组织中表达
并受多种非生物胁迫诱导
为检测 ABR1, ABR2, ABR3基因在植物中的组织
表达情况, 分别取野生型植株的根、茎、叶、花、果
荚, 提取这些组织的RNA并反转成 cDNA, 通过定量
PCR检测 ABR1, ABR2, ABR3在各个组织中的表达情
况. 结果表明, ABR1, ABR2, ABR3基因在根、茎及叶、
花和果荚中均有表达, 其中 ABR1 和 ABR2 在各个组
织中表达量都比较高 , 特别是在叶子中有非常高的
表达 , 二者的表达模式相似(图 4(a)和(b)); 而 ABR3
与 ABR1 和 ABR2 相比较而言, 其表达量在各个组织
中都比较低 , 相对来说 , 在根中有稍高的表达 (图
4(c)). ABR1, ABR2, ABR3基因的组织表达的差异也许
暗示了该家族蛋白质功能上存在分化 , 不同的蛋白
质在不同的组织中分别执行不同的功能. 此外, ABR1,
ABR2, ABR3基因表达水平还受 ABA、盐、甘露醇及
脱水处理诱导升高(图 4(e)~(g)), 尤其是 3 个基因都
受 ABA诱导表达量升高. 这一点和 http://bbc.botany.
utoronto.ca/efp/cgi-bin/efpWeb.cgi 网站上公布的芯片
结果是吻合的(图 4(d)). 基因组织表达和胁迫诱导的
实验结果也进一步解释了 ABR1, ABR2, ABR3基因在
多种胁迫条件下参与 ABA所介导的这些非生物胁迫
应答的反应机理.
为进一步阐明 ABR1, ABR2, ABR3 在植物响应
ABA信号应答中的作用, 分析了 ABR1, ABR2, ABR3
在 abi1, abi2, aba2缺失突变体及 WT中基因表达情
况, 结果显示 ABR1, ABR2, ABR3基因在 3种突变体
中相对于野生型而言表达量明显下调, 其中 ABR1在
3种突变体中表达量完全被抑制, ABR2在 abi2及 aba2
中也被完全抑制, 而 ABR3则是在 3种突变体中表达
量都显著下调(图 4(h)). 这些基因在ABA信号途径相
关突变体中表达量变化的差异也反映出了它们在应
对胁迫反应时体现的功能的差异.
3 讨论
abr1/2/3 三突变体种子萌发对 ABA 不敏感; 同
时, 在 abi1 和 abi2 突变体中其表达下调. 这些结果
清楚表明 ABR 家族的基因在 ABA 调节植物对逆境
胁迫中的作用. 前已述及, 大麦 aba45 是第一个被分
离的编码 GRAM 结构域的植物蛋白质的基因, 该基
因主要在发育中的糊粉层表达, 且被 ABA 诱导上调
表达[13]; 在辣椒中, ABR1也只编码一个 GRAM结构
域, 且被 ABA 诱导表达, 作为负调节子参与了 ABA
信号的调节和病菌感染的防御反应 [31]. 因此本研究
在拟南芥上用遗传学分析证明了 ABR 家族是 ABA
信号途径的一个重要成分.
GRAM结构域被认为是 ABA响应蛋白所拥有的
特征结构域 . 这个家族的另外一个成员烟草
ACRE140, 可以被 Avr9/cf-9 快速激活[32]; 在水稻中,
Osnop编码一个 C2-GRAM结构域的蛋白质, 当这个
基因缺失时会造成无花粉的表型[33]; 而在拟南芥中,
VAD1 编码一个包含 GRAM 结构域的蛋白质在应对
病菌感染 , 参与维管组织的细胞凋亡和防御反应中
起作用[34], 另一个基因 ROR-1 (At3g59660)所编码的
蛋白质参与了活性细胞分裂素的代谢 , 并且突变体
中 ABA的含量也明显低于野生型[35]. 已有研究表明,
ABR3(即 GEM)涉及拟南芥根表皮细胞的分裂时间、
分裂模式及细胞分化的控制 [36,37], 并且在拟南芥中
PRSL1 (At4g40100)和 ABR3 (GEM)作为 PP1的调节
亚基起作用[38]. 这些研究说明拥有 GRAM 结构域的
ABR 家族蛋白可能参与了植物应答的生物与非生物
胁迫响应.
本研究中, 分析了拟南芥 ABR1, ABR2, ABR3编
码的 ABA 响应蛋白的生物学功能. 通过生物信息学
分析发现, ABR1, ABR2, ABR3基因上游均含有 ABA
响应的 ABRE 顺式作用元件, 并且这些基因均可以
被 ABA 诱导上调表达, 文献中的表达分析证明了许
多 ABR 家族基因是各种环境因子的响应基因[13,20],
也支持了这个观点. ABR1, ABR2, ABR3各包含一个
GRAM 结构域, 这个结构域被认为在膜附着代谢过
程中发挥重要作用[15]. 然而, 大多数 ABR 蛋白的功
能还不清楚. 在小鼠、线虫及酵母中, ABR蛋白除 C2



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图 4 ABR1, ABR2, ABR3的基因表达分析
(a), (b), (c) 定量 PCR结果分别显示 ABR1, ABR2, ABR3基因在多种组织中均有表达; (d) 芯片结果显示 10 mol L1 ABA处理 3 h时, ABR2,
ABR3表达量明显上升; (e), (f), (g) 定量 PCR结果分别显示 ABR1, ABR2, ABR3基因受多种非生物胁迫而诱导表达; (h) 定量 PCR结果分别显示
ABR1, ABR2, ABR3基因在WT及 abi1, abi2, aba2缺失突变体中的表达量变化. 以上定量 PCR均以 ACTIN2为内参




2759
论 文
结构域外还包含 20 种其他的结构域, 而在拟南芥和
水稻中的大多数 ABR蛋白一样, 仅有一个 GRAM结
构域, 没有其他已知的基序或结构域, 相应的序列分
析也暗示了水稻和拟南芥的 ABR 蛋白家族是从共同
的祖先分化而来[20].
本研究首先预测 ABR1, ABR2, ABR3可能定位
于质膜上, 因为 GRAM 结构域被认为与膜附着功能
相关[15]. 然而, 拟南芥叶肉原生质体瞬时表达 GFP 实
验显示ABR1定位于内膜系统, ABR2, ABR3定位于细
胞质内. 因此, 认为 ABR1, ABR2, ABR3的 GRAM结
构域的功能可能是一个细胞器膜依赖的过程.
然而, GRAM结构域作为 ABA响应蛋白的功能
结构域的最重要的功能即是应答 ABA调节的非生物
胁迫响应. 本研究中, 不同浓度ABA处理的MS板上,
abr1, abr2, abr3 单突变体没有表型, abr1/2, abr1/3,
abr2/3 双突及 abr1/2/3 三突变体表现出明显的 ABA
抑制的种子萌发不敏感表型. RT-PCR 显示 3 个基因
在植物体内各个组织均有表达, 其中 ABR1, ABR2表
达模式相近, 都在叶中表达量较高, 也许暗示了这 2
个基因有相似的调控模式 , 但是它们表达的蛋白质
的亚细胞定位又明显不同, 因此, 基因组织表达模式
的差异及蛋白质亚细胞定位的不同显示了 3 个基因
在应对胁迫处理时的功能的分化 . 在定量 PCR 中 ,
ABA处理时 ABR1, ABR2, ABR3这 3个基因均不同程
度地上调表达, 但是在 abi1, abi2, aba2 缺失突变体
中这 3个基因却明显地下调表达. ABA2为 ABA合成
途径中的关键酶, aba2缺失突变体表现为 ABA合成
的缺失, 对甘露醇、山梨醇、盐及糖类物质抑制的种
子萌发、幼苗生长表现为敏感性下降[39]; ABI1, ABI2
现已证明是 ABA 信号途径中 ABA 受体的直接下游
成分, abi1, abi2缺失突变体同样也表现出 ABA、盐
及渗透胁迫所抑制的种子萌发的不敏感表型 , 并且
它们也是既定位于细胞核也定位于细胞质中 [40~44].
因此 , 从这些基因表达量的变化及这些基因的缺失
突变体表现出类似的表型上也暗示 , ABR1, ABR2,
ABR3是在 ABI1, ABI2的调控下参与了 ABA调节的
逆境胁迫响应. 当然, ABR1, ABR2, ABR3在蛋白质
水平上是如何应答 ABA 信号, 它们是否是和某些其他
家族的蛋白质一起来应答 ABA 信号, 它们又是如何
调控下游信号, 这些问题都需要进一步深入的研究.
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2013年 9月 第 58卷 第 27期
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