全 文 :HEREDITAS (Beijing) 2010 年 8 月, 32(8): 848―856
ISSN 0253-9772 www.chinagene.cn 研究报告
收稿日期: 2009−10−28; 修回日期: 2010−01−14
基金项目: 转基因生物新品种培育科技重大专项(编号:2009ZX08009-066B)和国家自然科学基金项目(编号:90817003)资助
作者简介: 付乾堂(1979−), 男, 博士研究生, 研究方向:植物功能基因分析。Tel: 0871-5144423; E-mail: qtfu2002@163.com
通讯作者: 余迪求(1964−), 男, 博士, 研究员, 研究方向:植物功能基因分析、植物抗逆信号传导及分子生物学。Tel: 0871-5178133;
E-mail: ydq@xtbg.ac.cn
DOI: 10.3724/SP.J.1005.2010.00848
拟南芥 AtWRKY25、AtWRKY26和 AtWRKY33在非生
物胁迫条件下的表达分析
付乾堂 1, 2, 余迪求 1
1. 中国科学院西双版纳热带植物园, 昆明 650223;
2. 中国科学院研究生院, 北京 100049
摘要: WRKY 转录因子家族在调控植物逆境诱导反应、生长发育及其信号转导等方面起着重要的分子生物学
功能。文章采用 Northern 杂交的方法, 对拟南芥 3 个 WRKY 基因进行表达谱分析。结果表明: AtWRKY25、
AtWRKY26 和 AtWRKY33 受多种非生物逆境因子(温度因子、高盐、渗透胁迫和激素脱落酸)的影响, 其中低温
和高盐对 AtWRKY25、AtWRKY26 和 AtWRKY33 的诱导尤为明显, 表明这 3 个 AtWRKY 基因可能在响应环境信
号方面起着一定的作用。作为序列相似性较高的 AtWRKY25、AtWRKY26 和 AtWRKY33 对一些胁迫因子的表达
模式呈现一定的相似性; 但 AtWRKY33 受高温的抑制和低温的快速诱导, 与另外两个基因的表达模式不同, 推
测它们对温度胁迫因子的反应存在差异。此外, 对启动子序列的生物信息学分析发现, 3个基因的启动子包含多
个与非生物逆境反应相关的顺式作用元件。
关键词: 拟南芥; AtWRKY基因; 非生物胁迫; 表达谱
Expression profiles of AtWRKY25, AtWRKY26 and AtWRKY33 under
abiotic stresses
FU Qian-Tang1, 2, YU Di-Qiu1
1. Xishuangbanna Tropical Botanical Garden, Chinese Academy of Sciences, Kunming 650223, China;
2. Graduate University of Chinese Academy of Sciences, Beijing 100049, China
Abstract: The transcription factor WRKY family is one type of key regulatory components of plant development and
defense against stress factors. The expression profiles of three AtWRKY genes under abiotic stresses were analyzed by
Northern blotting analysis. The expression of AtWRKY25, AtWRKY26, and AtWRKY33 changed during stress treatments
including thermal factors, NaCl, abscisic acid (ABA) and osmotic stress, and significantly under NaCl and cold treatments,
suggesting a specific role of the three AtWRKYs in adaptation to environmental stresses in plants. We also found that the
three AtWRKY genes showed distinct expression patterns under thermal stresses. AtWRKY25 and AtWRKY26 were gradually
induced during heat and cold treatments, whereas AtWRKY33 was suppressed by heat treatment and induced rapidly during
cold stress, indicating that the three AtWRKYs may play different roles in response to temperature factors. In addition, we
analyzed the sequence of the promoters with bioinformatics approach, and some cis-elements involved in abiotic stresses
第 8期 付乾堂等: 拟南芥 AtWRKY25、AtWRKY26和 AtWRKY33在非生物胁迫条件下的表达分析 849
and hormonal responses were revealed. The results provided important information for studying biological functions of
three AtWRKY genes.
Keywords: Arabidopsis thaliana; AtWRKY gene; abiotic stresses; expression profiles
植物在生长发育过程中经受各种不利环境因素,
如极端温度、盐害和干旱胁迫等, 这些胁迫因子都会
造成对植物的伤害而影响植物的生长和地域分布[1]。
植物长期进化的过程, 也是对逆境的不断抵抗和适应
的过程。在逆境胁迫下植物通过调控基因的表达, 进
而改变植物体内的抗氧化酶系统的活性、激素和信号
分子的水平等方式来抵御逆境胁迫以减轻伤害[2, 3]。
WRKY 蛋白家族以其高度保守的 WRKYGQK
的 DNA结合域而得名, 属于锌指型转录调控因子[4]。
WRKY转录因子广泛参与植物的多种生命活动, 如植
物抗病反应及其信号转导途径的建立[4, 5], 植物的生
长发育、形态建成和衰老等过程[6~8]。同时, WRKY基
因在植物非生物逆境响应及其信号转导过程中也起着
非常重要的调控作用[9]。拟南芥 AtWRKY22、AtWRKY33
和 AtWRKY53 均受冷诱导[10]; 水稻 WRKY 基因家族
中有 41 个水稻 WRKY 至少响应一种非生物胁迫处
理, 其中 16 个WRKY响应低温胁迫, 19个WRKY响
应干旱胁迫和 27 个 WRKY 响应盐胁迫 [11]。水稻
OsWRKY11 在幼苗期受热激和干旱胁迫诱导, 过量
表达 OsWRKY11 能显著提高植物经过高温预处理后
的高温耐性和干旱耐性[12]; OsWRKY45 受高盐和干旱
胁迫诱导, 异源高表达水稻OsWRKY45能增强拟南芥
植株的抗盐和抗干旱能力[13]。近年来, 在越来越多
的物种中发现 WRKY 基因参与非生物胁迫。重金属
污染治理模式植物遏蓝菜(Thlaspi caerulescens) 的
TcWRKY53基因受盐害、冷害和渗透胁迫的诱导, 高
表达 TcWRKY53 能降低转基因烟草植株对渗透胁迫
耐受性 [14]。柑橘类水果两个 WRKY 基因受高温胁
迫的诱导[15]。沙漠植物三齿拉瑞阿(Larrea tridentate)
的 LtWRKY21 可以激活 ABA 信号转导途径并参与
ABA介导的抗旱性建立[16]。
AtWRKY25、AtWRKY26和 AtWRKY33 3个蛋
白均含有两个WRKY结构域, 它们的氨基酸序列具
有较高的相似性, 同归属于第Ⅰ大类WRKY蛋白家
族中的一个小组[17]。一般认为第Ⅰ大类 WRKY蛋白
在起源上属较为原始的一个类群, 基因的功能也较为
全面, 可参与对病原菌和非生物逆境的抗性[18]。这组
基因在拟南芥抗病方面的报道相对较多, 研究表明
AtWRKY25 和 AtWRKY33 被认为是处于拟南芥促
细 胞 分 裂 激 活 蛋 白 激 酶 4(Arabidopsis mito-
gen-activated protein kinase 4, AtMPK4)调节的水杨
酸抑制、茉莉酸/乙烯激活的下游组分。酵母双杂交
实验表明, AtMPK4亚基 1 (AtMPK4 substrate 1, MKS1)
在蛋白水平上可以和 AtWRKY25和 AtWRKY33相互
作用[19]。最近的研究表明, AtWRKY25是水杨酸对病
程相关基因(Pathogenesis-related 1, PR1)的表达调控
以及对丁香假单胞杆菌(Pseudomonas syringae)抗性
的负调控因子[20]; AtWRKY33 参与拟南芥抗真菌的
反应, wrky33 突变体增加了对真菌的敏感性并降低
了茉莉酸调控的植物防卫蛋白基因 (Plant defensin,
PDF1.2)表达, 而高表达 AtWRKY33则提高了拟南芥
植株的真菌抗病能力[21]。抗坏血酸过氧化物酶基因
1(Cytosolic ascorbate peroxidase 1, APX1) 敲除后的
基因芯片分析显示, 锌转运蛋白基因 7(Zinc trans-
porter of Arabidopsis thaliana, Zat7)、Zat12 和 At-
WRKY25 表达量显著上调 [22], 氧化胁迫也能激活
AtWRKY25 基因的表达, 而 AtWRKY25 参与氧化胁
迫反应是依赖锌指蛋白 Zat12而处于其下游[23]。
本研究采用 Northern 杂交的方法, 通过对不同
非生物逆境胁迫条件下野生型拟南芥材料中的
AtWRKY25、AtWRKY26和 AtWRKY33基因进行表达
谱分析 , 并结合对它们的启动子序列的分析 , 明确
它们的表达情况和响应的非生物逆境因子, 为进一
步研究这 3 个 AtWRKY 基因在非生物逆境胁迫中的
分子生物学功能奠定基础。
1 材料和方法
1.1 材料
拟南芥(Arabidopsis thaliana) Columbia (Col.)生
态型作为本研究的实验材料, 拟南芥种子经 20%的
850 HEREDITAS (Beijing) 2010 第 32卷
漂白水表面灭菌后播在 1/2 MS培养基(含 0.7% agar)
上, 4℃低温处理 3 d 后转移至 12 h 光照(100 µmol
/m2·s)/12 h 黑暗的 22℃温室培养一周, 然后将拟南
芥苗移栽到土壤中, 生长条件为温度 22℃, 光周期为
12 h光照/12 h黑暗, 土壤中生长两周的拟南芥苗用于
不同非生物胁迫因子处理进行表达谱分析。
1.2 方法
1.2.1 逆境因子处理
拟南芥苗放置在 42℃培养箱和 4℃冷库分别进
行高温和低温处理, 或将拟南芥苗移出土壤分别浸
泡在 300 mmol/L NaCl、25%PEG和 100 µmol/L ABA
水溶液(先加少量无水乙醇溶解 ABA 粉末, 然后用
水定容)中进行处理, 用水处理作为对照, 材料处理
后按不同时间点取样, 液氮速冻直接提取 RNA 或
−80℃保存备用。
1.2.2 Northern blotting
总 RNA 的提取采用 Trizol reagent (Invitrogen)
法, Northern杂交按照标准实验方法进行[24]。每个样
品取 20 µg总 RNA, 68℃变性后用 1. 5%甲醛-MOPS
琼脂糖变性胶分离 , 照相记录 , 确保每个样品的量
均匀一致, 然后转移总 RNA到尼龙膜上。通过序列
比对找出 AtWRKY25、AtWRKY26和 AtWRKY33 3个
基因各自特异的片段, 并设计合成它们特异性的引
物(表 1)进行 PCR 扩增, 产物经回收用做杂交探针,
探针用 32P-dATP进行标记, 利用 PerfectHybTM Plus
杂交液(Sigma-Aldrich)与转有总 RNA样品的尼龙膜
68℃杂交过夜, 洗膜, 测信号强度, 暗室 X 光片放
射自显影。每个实验重复 2次。利用 Bio-lD软件对
杂交图片进行数据量化处理, 并作曲线图。
1.2.3 启动子分析
分别选取 AtWRKY25、AtWRKY26和 AtWRKY33
3 个基因 ATG 上游 3 kb 的碱基序列, 在 PLACE
(http://www.dna.affrc.go.jp/PLACE/signalscan.html)
网站[25]上进行顺式作用元件的预测。
2 结果与分析
2.1 AtWRKY25、AtWRKY26 和 AtWRKY33 氨
基酸序列相似性分析
AtWRKY25 cDNA全长 1 608 bp, 编码 393个氨基
酸; AtWRKY26 cDNA全长 1 159 bp, 编码 309个氨基
酸; AtWRKY33 cDNA全长 1 902 bp, 编码 519个氨基
酸。AtWRKY25、AtWRKY26 和 AtWRKY33 的氨基
酸序列分析表明, 3个蛋白具有较高的序列相似性, 为
37.79%, 都含有两个WRKY结构域, 并且它们保守区
域的相似性达 56.67% (图 1), 与它们同归属于第Ⅰ大
类 WRKY 蛋白家族中的一个小组相一致[17]。氨基酸
序列高度的相似性也预示着它们有相似的基因功能, 3
个基因之间也可能存在功能上的互补和相互的调控;
同时, 3个蛋白的氨基酸也有各自特异的序列, 预示着
它们在行使生物学的功能方面也可能存在差异。
2.2 AtWRKY25、AtWRKY26 和 AtWRKY33 在温度
胁迫下的表达分析
正常生长的拟南芥中, AtWRKY25和 AtWRKY26
几乎没有表达, 而 AtWRKY33 则有一定的基础表达
量。42℃高温处理 0.5 h后 AtWRKY25就开始有一定
量的表达, 随着处理时间延长 AtWRKY25 的表达逐
渐增强, 变化趋势明显, 并在 42℃处理 4~6 h后达到
表达量的高峰, 然后逐渐降低; AtWRKY26在 42℃的
处理下的趋势虽与 AtWRKY25 相似, 但表达量一直
很低, 直至处理后的 4~6 h 才有可见的表达量; At-
WRKY33在 42℃处理下的表现则与 AtWRKY25相反,
是随着处理时间的延长表达量逐渐降低, 直至 8 h
后完全消失(图 2)。4℃低温处理后, AtWRKY25 和
AtWRKY26 的表达也是逐渐增强的, 不过增强的趋
势比 42℃处理的明显, 4℃处理 4 h后 AtWRKY25的
表达水平就有明显的增加, 约是 42℃处理最高表达
量的 5~6 倍 , 并随处理时间一直持续增加 ; At-
WRKY26 受低温的诱导趋势也比高温诱导的明显 ,
在 4℃处理 0.5 h 就有可见的表达量, 然后缓慢增加,
至处理 24 h达到表达的最高水平; AtWRKY33在 4℃
处理下的表达水平呈现出先增加后降低的趋势, 表
达差异变化明显, 在处理 1 h 后就达到最高的表达
量, 并维持一定量水平至 8 h, 然后逐渐降低直到消
失(图 2)。AtWRKY25和 AtWRKY26在高温和低温处
理后的表达变化趋势是相似的, 而 AtWRKY33 在高
温和低温处理后的表达模式则是完全不同的(图 2)。
2.3 AtWRKY25、AtWRKY26 和 AtWRKY33 在 NaCl
和渗透胁迫下的表达分析
高盐胁迫可对植物造成离子毒害和渗透胁迫两
第 8期 付乾堂等: 拟南芥 AtWRKY25、AtWRKY26和 AtWRKY33在非生物胁迫条件下的表达分析 851
表 1 Northern 杂交探针的 PCR 扩增引物序列和扩增条件
基因名称 引物序列(5′→3′) 复性温度 Tm(℃) 片段长度(bp)
AtWRKY25 AACCAAGAAGGTCGGTGAAA AGTACTGGACCAACCAAACCT 61.9 459
AtWRKY26 AACCCATCAAAAAATAGCTGAGT AGAAGGGAAATGGACAAATCA 60.8 659
AtWRKY33 AGGTTCTAGCTTCTCCAACCA TGTGATCTGACCTTCCAAAGAT 61.5 515
图 1 AtWRKY25、AtWRKY26 和 AtWRKY33 氨基酸序列相似性分析
下划线表示 WRKY结构域。
方面的影响[26]。本文分别采用 300 mmol/L NaCl和
25% PEG 按不同时间段处理野生型拟南芥, 检测
AtWRKY25、AtWRKY26和 AtWRKY33的表达情况。
结果表明, AtWRKY25和 AtWRKY26 受 NaCl的明显
诱导 , 并随着处理时间的延长表达持续增强 ; 而
AtWRKY33则表现出开始受 NaCl处理的抑制, 在处
理 4 h 后表达量达最低水平, 然后表达量才又逐渐
增加, 在处理 24 h时和 AtWRKY25、AtWRKY26一样
都达到了表达的最高水平, 3 个基因在 NaCl 的胁迫
下呈现相似的表达模式(图 3)。在 PEG 的渗透胁迫
下, AtWRKY25、AtWRKY26 和 AtWRKY33 都表现出
了先急剧增加后缓慢降低的趋势, 与对照 H2O 处理
后的表达相似, 不过 3 个基因受渗透胁迫诱导的持
续时间要比 H2O 处理的时间长(图 4); 它们在渗透
胁迫下的变化趋势与低温、NaCl的处理相比均不很
明显。
2.4 AtWRKY25、AtWRKY26 和 AtWRKY33 在 ABA
处理下的表达分析
ABA 是重要的植物激素之一 , 参与植物的生
长发育, 同时 ABA 也是抵御外界环境胁迫的一个
852 HEREDITAS (Beijing) 2010 第 32卷
图 2 AtWRKY25、AtWRKY26 和 AtWRKY33在温度逆境胁迫下的表达谱
图 3 AtWRKY25、AtWRKY26 和 AtWRKY33 在 NaCl 和 PEG 胁迫下的表达谱
第 8期 付乾堂等: 拟南芥 AtWRKY25、AtWRKY26和 AtWRKY33在非生物胁迫条件下的表达分析 853
图 4 AtWRKY25、AtWRKY26 和 AtWRKY33 在激素 ABA 处理下的表达谱
重要信号分子。研究表明 ABA通过复杂的信号途径
广泛参与植物的多个生理反应, 如低温、高温、高
盐和渗透胁迫等方面的调节 [26,27]。AtWRKY25、
AtWRKY26和 AtWRKY33很容易受高温、低温、NaCl
和 PEG 等处理的影响, 推测这 3个基因参与的逆境
反应或许与 ABA信号途径有关, 所以本研究进一步
分析了 ABA处理野生型拟南芥材料后 AtWRKY25、
AtWRKY26 和 AtWRKY33 的表达, 同时 H2O 处理作
为对照。如图 4 所示, AtWRKY25、AtWRKY26 和
AtWRKY33在 100 µmol/L ABA的处理下的表达谱与
H2O 处理后的表达趋势相似, 只是它们的表达水平
在 ABA处理 2 h后与 H2O处理相比受到了一定的抑
制, 说明这 3 个基因也响应了 ABA 的处理; 另外,
这 3 个基因也受到作为对照 H2O 处理的诱导, 可能
是因 H2O 造成渗透胁迫或氧化胁迫的影响, 说明
AtWRKY25、AtWRKY26和 AtWRKY33对外界环境反
应极为敏感。
2.5 AtWRKY25、AtWRKY26 和 AtWRKY33 的启动
子分析
把 AtWRKY25、AtWRKY26和 AtWRKY33可能的
启动子序列在 PLACE 网站上进行顺式作用元件预
测, 部分结果见表 2。分析结果表明, 3 个 AtWRKY
基因的启动子序列中均含有响应多种逆境和植物激
素的顺式元件 , 并且含有多个相同的元件 , 如
ABRE类似序列、ARR1结合元件、MYB核心序列、
MYC识别位点、W盒等元件, 但每个启动子所含的
数量有一定的差别; 另外, 3个启动子序列也分别存
在各自特异的作用元件。AtWRKY25启动子上含有 3
个 HSEs 热激元件, 而 AtWRKY26 和 AtWRKY33 的
启动子则分别含有 0 和 1 个, 与 3 个基因高温胁迫
下的表达谱一致。参与抗病和盐诱导的基因表达的
GT-1盒在 AtWRKY25 启动子上有 5个, 而另外两个
854 HEREDITAS (Beijing) 2010 第 32卷
表 2 AtWRKY25、AtWRKY26 和 AtWRKY33 启动子上的顺式作用元件预测
在各启动子的数量
调控元件 序列 调控元件可能的作用
pAtWRKY25 pAtWRKY26 pAtWRKY33
ABRE类似序列 ACGTG 受干旱、缺氧和氧化胁迫的诱导 2 3 7
ARF结合位点 TGTCTC 生长素反应因子结合位点, 受 IAA的调控 0 5 3
ARR1结合元件 nGATT 反应调节因子, 起转录激活作用 22 18 14
CCAAT 盒 CCAAT 与 HSEs一起促进热激启动子活性 10 5 5
CuRE核心序列 GTAC 铜反应因子核心序列, 也参与氧化胁迫反应 8 5 5
LTRE核心序列 CCGAC 低温反应元件核心序列, 受低温和干旱诱导 1 0 3
DPBF-1 和 2 ACACNNG DPBF-1和 2 结合序列中心, 也响应 ABA诱导 3 3 0
GT-1盒 GAAAAA 参与抗病和盐诱导的基因表达 5 0 0
HSE GAAnnTTC 热激元件, 热激因子结合基序 3 0 1
LTRE-1 CCGAAA 低温反应元件 0 1 1
MYB 核心序列 CnGTTr MYB结合位点, 受干旱和水胁迫诱导 4 7 5
MYC识别位点 CAnnTG MYC识别位点, 受低温和干旱影响 12 15 14
P盒 CCTTTT 嘧啶盒, 赤霉素反应顺式元件 3 2 1
W盒 (T)TGAC(C/T) WRKY蛋白特异结合基序, 参与植物抗病反应 2 4 1
AtWRKY 启动子则不含该元件 , 表达谱分析表明
AtWRKY25 明显受高盐胁迫的诱导。低温反应元件
LTRE-1 和 LTRE核心序列在各个启动子上的差异也
可能影响着 3 个 AtWRKY 对低温胁迫的响应。启动
子顺式元件的预测与 3 个基因在非生物胁迫下的表
达谱基本一致, 是对表达谱分析的验证和补充。在
这些不同功能顺式元件的共同作用下, 3个基因均表
现出对多种非生物逆境因子的响应, 启动子的差异
可能导致它们表达谱和基因功能的差异。
3 讨 论
近年来关于 WRKY 蛋白的研究报道很多 ,
WRKY蛋白具有多种重要的生物学功能。本文主要
分析了 AtWRKY25、WRKY26 和 WRKY33 在各种非
生物胁迫下的表达模式, 为进一步研究它们的分子
生物学功能明确方向。作为进化上较为原始 WRKY
蛋白家族中的第Ⅰ大类 , AtWRKY25、AtWRKY26
和 AtWRKY33 这一小组蛋白广泛参与植物抗病并
极易响应多种非生物逆境因子的胁迫, 表现出了较
为广泛的生物学功能[18]。氨基酸序列分析表明 3 个
AtWRKY 具有较高的相似性(图 1), 而聚类分析聚
集在一小组的基因成员之间一般具有相似的基因表
达模式[17]。AtWRKY25、AtWRKY26和 AtWRKY33对
同一种逆境因子的诱导表达模式也表现出了一定的
相似性和部分的差异, 与聚在同一小组存在结构功
能上的相似性相一致, 也预示着它们可能具有相似
的分子生物学功能; 表达模式的部分差异也表明 3
个基因之间存在一定的生物学功能分工。
通过对 AtWRKY25、AtWRKY26 和 AtWRKY33
的表达谱和对 3 个基因的启动子进行分析, 发现三
个基因极易受环境因子的影响, 并且它们的启动子
包含多个响应非生物逆境的顺式作用元件(表 2)。虽
然 3 个基因的表达受多种非生物逆境因子胁迫的影
响, 但从表达水平上看, 高温、渗透胁迫和植物激素
ABA 的影响较弱, 表达变化趋势不是很明显, 而低
温和高盐的处理与对照相比, 它们的表达变化差异
明显(图 2~图 4); 因此推测 AtWRKY25、AtWRKY26
与 AtWRKY33 的分子生物学功能可能主要体现在
拟南芥抵抗低温和高盐胁迫因子等方面。表达谱分
析发现 AtWRKY25、AtWRKY26和 AtWRKY33在多种
逆境处理材料中的表达谱是一致的, 尤其是对低温
和高盐胁迫; 而 3 个基因对高温的反应上又表现出
差异, 启动子预测的 HSEs 热激元件在它们启动子
上的数量也不同(表 2), 可能处在同一聚类小组的
基因一方面表现功能的相似和互补, 另一方面存在
相互的调控关系。温度因子是限制植物生长和发育
第 8期 付乾堂等: 拟南芥 AtWRKY25、AtWRKY26和 AtWRKY33在非生物胁迫条件下的表达分析 855
的一个重要因素, 很多基因对高温和低温的反应是
一致的, 即同时受高温、低温的抑制或诱导, 即为温
度胁迫因子的交叉适应[28], 这种状况在 AtWRKY25
和 AtWRKY26对高温和低温的胁迫反应中是一致的,
均受两种胁迫的诱导; 而 AtWRKY33 则表现出了对
高温和低温的反应不一致, 受高温的抑制而受低温
的诱导(图 2), AtWRKY33可能对高温和低温的反应
机制不同。AtWRKY25、AtWRKY26与 AtWRKY33受
高盐胁迫的诱导明显 , 而渗透胁迫的作用不大(图
3), 推测 3 个基因可能在植物的离子毒害方面起作
用 , 待用其他盐离子处理进一步进行验证。此外 ,
AtWRKY33 在拟南芥植物正常生长的状态下就有一
定量的基础表达, 该基因可能对维持植物正常的生
长发育也起到了一定的作用。AtWRKY25 受氧化胁
迫的诱导表达[23], 本研究发现 AtWRKY25 受温度因
子、高盐和渗透胁迫的诱导, 可能这些胁迫因子通
过对植物造成氧化胁迫而诱导 AtWRKY25的表达。
初步的表达谱分析为研究本组 AtWRKY 在抗
非生物逆境方面提供一些信息和导向, 通过筛选本
组 AtWRKY 基因的突变体和构建高表达转基因植株
可进一步研究它们在这些非生物胁迫中行使的分子
生物学功能。从 ABRC( The Arabidopsis Biological
Resource Center) 拟南芥突变体库分别购买获得 3
个基因的 SALK 系列突变体, 根据 T-DNA 插入的
位置, 设计特异引物进纯合突变体 PCR 筛选。已对
筛选到的 Atwrky25、Atwrky26和 Atwrky33纯合突变
体株系进行初步的逆境胁迫实验, 结果发现在逆境
条件下 3 个基因的单个突变体与野生型材料相比并
未 产 生 明 显 的 表 型 差 异 , 推 测 可 能 是 由 于
AtWRKY25、AtWRKY26和 AtWRKY33 3个蛋白之
间的功能互补。作为一个多基因的转录调控因子家
族, 亲缘关系相近的 WRKY 成员之间可能存在功
能上的冗余和信号途径上的重叠和互作 , 如
AtWRKY7、AtWRKY11 和 AtWRKY17 这 3 个基因亲
缘关系比较近, 并在病原菌诱导的表达模式上相同,
但是单个 Atwrky17 突变体并没有明显的抗性上的
变化 [29]。对于多基因家族的基因进行功能研究时 ,
最好能以相似性较高和处于同一聚类小组的两个基
因的双突变体或多个基因的多突变体进行研究, 可
能会获得更为明显的表型, 也更有利于分析它们的
分子生物学功能。通过单突变体植株之间的花杂交
并筛选获得双突变和 3 突变植株 , 目前已获得
wrky25×wrky26、 wrky25×wrky33 两两双突变体和
wrky25× wrky26×wrky33 三突变体植株, 待做进一
步的功能分析。
参考文献(References):
[1] Zhu JK. Cell signaling under salt, water and cold stresses.
Curr Opin Plant Biol, 2001, 4(5): 401–406.
[2] Seki M, Kamei A, Yamaguchi-Shinozaki K, Shinozaki K.
Molecular responses to dehydration, salinity and frost:
common and different paths for plant protection. Curr
Opin Biotechnol, 2003, 14(2): 194–199.
[3] Clarke SM, Mur LA, Wood JE, Scott IM. Salicylic acid
dependent signaling promotes basal thermotolerance but is
not essential for acquired thermotolerance in Arabidopsis
thaliana. Plant J, 2004, 38(3): 432–447.
[4] Yu D, Chen C, Chen Z. Evidence for an important role of
WRKY DNA binding proteins in the regulation of NPR1
gene expression. Plant Cell, 2001, 13(7): 1527–1540.
[5] Asai T, Tena G, Plotnikova J, Willmann MR, Chiu WL,
Gomez-Gomez L, Boller T, Ausubel FM, Sheen J. MAP
kinase signaling cascade in Arabidopsis innate immunity.
Nature, 2002, 415(6875): 977–983.
[6] Johnson CS, Kolevski B, Smyth DR. TRANSPARENT
TESTA GLABRA2, a trichome and seed coat develop-
ment gene of Arabidopsis, encodes a WRKY transcription
factor. Plant Cell, 2002, 14(6): 1359–1375.
[7] Luo M, Dennis ES, Berger F, Peacock WJ, Chaudhury A.
MINISEED3 (MINI3), a WRKY family gene, and HAIKU2
(IKU2), a leucine-rich repeat (LRR) KINASE gene, are
regulators of seed size in Arabidopsis. Proc Natl Acad Sci
USA, 2005, 102(48): 17531–17536.
[8] Robatzek S, Somssich IE. Targets of AtWRKY6 regula-
tion during plant senescence and pathogen defense. Genes
Dev, 2002, 16(9): 1139–1149.
[9] Zhou QY, Tian AG, Zou HF, Xie ZM, Lei G, Huang J,
Wang CM, Wang HW, Zhang JS, Chen SY. Soybean
WRKY-type transcription factor genes, GmWRKY13,
GmWRKY21, and GmWRKY54, confer differential tol-
erance to abiotic stresses in transgenic Arabidopsis plants.
Plant Biotechnol J, 2008, 6(5): 486–503.
[10] Fowler S, Thomashow MF. Arabidopsis transcriptome
profiling indicates that multiple regulatory pathways are
activated during cold acclimation in addition to the CBF cold
856 HEREDITAS (Beijing) 2010 第 32卷
response pathway. Plant Cell, 2002, 14(8): 1675–1690.
[11] Ramamoorthy R, Jiang SY, Kumar N, Venkatesh PN,
Ramachandran S. A comprehensive transcriptional profil-
ing of the WRKY gene family in rice under various abiotic
and phytohormone treatments. Plant Cell Physiol, 2008,
49(6): 865-879.
[12] Wu X, Shiroto Y, Kishitani S, Ito Y, Toriyama K. En-
hanced heat and drought tolerance in transgenic rice seed-
lings overexpressing OsWRKY11 under the control of
HSP101 promoter. Plant Cell Rep, 2009, 28(1): 21–30.
[13] Qiu Y, Yu D. Over-expression of the stress-induced Os-
WRKY45 enhances disease resistance and drought toler-
ance in Arabidopsis. Environ Exp Bot, 2009, 65(1): 35–47.
[14] Wei W, Zhang YX, Han L, Guan ZQ, Chai TY. A novel
WRKY transcriptional factor from Thlaspi caerulescens
negatively regulates the osmotic stress tolerance of trans-
genic tobacco. Plant Cell Rep, 2008, 27(4): 795–803.
[15] Sanchez-Ballesta MT, Lluch Y, Gosalbes MJ, Zacarias L,
Granell A, Lafuente MT. A survey of genes differentially
expressed during long-term heat induced chilling tolerance
in citrus fruit. Planta, 2003, 218(1): 65–70.
[16] Zou X, Seemann JR, Nemnan D, Shen QJ. A WRKY gene from
creosote bush encodes an activator of the abscisic acid signal-
ing pathway. J Biol Chem, 2004, 279(53): 55770–55779.
[17] Dong J, Chen C, Chen Z. Expression profiles of the
Arabidopsis WRKY gene superfamily during plant defense
response. Plant Mol Biol, 2003, 51(1): 21–37.
[18] Ülker B, Somssich IE. WRKY transcription factors: from
DNA binding towards biological function. Curr Opin
Plant Biol, 2004, 7(5): 491–498.
[19] Andreasson E, Jenkins T, Brodersen P, Thorgrimsen S,
Petersen NHT, Zhu SJ, Qiu JL, Micheelsen P, Rocher A,
Petersen M, Newman MA, Nielsen HB, Hirt H, Somssich I,
Mattsson O, Mundy J. The MAP kinase substrate MKS1 is
a regulator of plant defense responses. EMBO J, 2005,
24(14): 2579–2589.
[20] Zheng Z, Mosher SL, Fan B, Klessing DF, Chen Z. Func-
tional analysis Arabidopsis WRKY25 transcription factor
in plant defense against Pseudomonas syringae. BMC
Plant Biol, 2007, 7: 2.
[21] Zheng Z, Qamar SA, Chen Z, Mengiste T. Arabidopsis
WRKY33 transcription factor is required for resistance to ne-
crotrophic fungal pathogens. Plant J, 2006, 48(4): 592–605.
[22] Pnueli L, Liang H, Rozenberg M, Mittler R. Growth sup-
pression, altered stomatal responses, and augmented in-
duction of heat shock proteins in cytosolic ascorbate per-
oxidase (Apx1)-deficient Arabidopsis plants. Plant J, 2003,
34(2): 187–203.
[23] Rizhsky L, Davletova S, Liang HJ, Mittler R. The zinc
finger protein Zat12 is required for cytosolic ascorbate
peroxidase 1 expression during oxidative stress in Arabi-
dopsis. J Biol Chem, 2004, 279(12): 11736–11743.
[24] Sambrook J, Fritsch EF, Maniatis T. Molecular Cloning: a
Laboratory Manual. 2nd ed. New York: Cold Spring Har-
bor Laboratory Press, 1989.
[25] Higo K, Ugawa Y, Iwamoto M, Korenaga T. Plant
cis-acting regulatory DNA elements (PLACE) database:
1999. Nucleic Acids Res, 1999, 27(1): 297–300.
[26] Zhu JK. Salt and drought stress signal transduction in
plants. Annu Rev Plant Biol, 2002, 53: 247–273.
[27] Xiong L, Schumaker KS, Zhu JK. Cell signaling during
cold, drought, and salt stress. Plant Cell, 2002, 14(Suppl.):
s165–s183.
[28] Knight H, Knight MR. Abiotic stress signaling pathways:
specificity and cross talk. Trends Plant Sci, 2001, 6(6):
262–267.
[29] Journot-Catalino N, Somssich IE, Roby D, Kroj T. The
transcription factors WRKY11 and WRKY17 act as nega-
tive regulators of basal resistance in Arabidopsis thaliana.
Plant Cell, 2006, 18(11): 3289–3302.