免费文献传递   相关文献

拟南芥WD40蛋白



全 文 :植物生理学通讯 第 44卷 第 5期,2008年 10月 1025
拟南芥WD40蛋白
杨红玉 1,*, 张学琴 2
1云南师范大学生命科学学院, 昆明 650092; 2中国农业大学生物学院, 北京 100094
WD40 Proteins in Arabidopsis
YANG Hong-Yu1,*, ZHANG Xue-Qin2
1College of Life Sciences, Yunnan Normal University, Kunming 650092, China; 2College of Biology, China Agricultural University,
Beijing 100094, China
提要: 拟南芥植物中已经鉴定出十几个WD40蛋白。本文介绍这些蛋白在拟南芥生长发育过程中的功能及其分子机制的研
究进展。
关键词: 拟南芥; WD40蛋白; 功能; 作用机制
收稿 2008-05-21 修定 2008-07-24
资助 国家自然科学基金(30860121, 30770204)和植物生理学
与生物化学国家重点实验室开放基金(PPB08 0 1 0)。
* E-mail: yanghongyukm@126.com; Tel: 0871-5515265
WD40蛋白含有约 40个氨基酸的保守序列。
该序列以甘氨酸-组氨酸(Gly-His)开始, 以色氨酸-
天冬氨酸(Trp-Asp, WD)结尾, 因此称为WD40基
序(Simon等 1991), 而含有此种基序的蛋白称作
WD40蛋白。
WD40蛋白质中含有1~10个串联的WD40基
序(Neer等 1994)。此蛋白最早发现于哺乳动物的
异源G蛋白(Fong等 1986)。一般认为WD40蛋白
存在于真核生物中, 但有人在蓝藻中也发现过
(Grigorieva和 Shestakov 1982; Janda等 1996)。
WD40蛋白具有广泛的生物化学和细胞生物学功
能, 如参与细胞分裂和胞质移动、细胞程序性死
亡、光信号感受和传导、细胞运动、花发育、
开花等过程(Smith等 1999; Li和 Roberts 2001)。
Nock和Ludwig (2003)预测拟南芥基因组序列基因
后, 认为拟南芥基因组共有多达269个WD40基因,
并将其分成 143个亚家族, 其中的 113个亚家族成
员在酵母、果蝇和人类中都存在同源基因, 这说明
WD40蛋白在生物体中具有功能保守性。拟南芥
WD40蛋白功能和作用机理的研究具有普遍意义,
本文就这方面的研究作一介绍。
1 参与配子体发育的WD40蛋白
拟南芥生活周期包含世代交替。其中孢子体
生长发育包含胚胎发生、萌发过程、营养发育和
生殖发育等阶段; 配子体发育则包括雌、雄配子体
的形成和卵、精细胞的产生。WD40蛋白参与上
述过程的诸多生理活动。
1.1 SWA1蛋白 SWA1 (SLOW WALKER1)有6个
WD重复单元。SWA1的丧失导致拟南芥配子体型
雌性半不育突变。swa1突变体的雌配子体发育是
不同步的, 也就是说, 在同样的雌蕊中, swa1胚囊
的发育停滞在 2、4、或 8 核时期。雄性育性也
部分受到影响。通过延迟授粉, 一部分 swa1胚囊
能够发育成有功能的雌配子体。这些研究表明, 配
子体的有丝分裂周期进展受到干扰, 因而受到不同
程度的延缓。SAW1位于细胞核仁中, 是酵母核仁
蛋白UTP15的同源物。UTP15是U3复合物的成
分之一, 参与核仁中 rRNA 18S前体的加工(Dragon
等 2002)。在经RNAi负调控 SWA1表达的 saw1纯
合突变体中, 发现有很多未加工的 18S rRNA前体
积累, 说明 SWA1的主要功能与UTP15类似, 它通
过参与rRNA的加工过程推进细胞有丝分裂周期的
进展(Shi等 2005)。
1.2 FIE蛋白 最初发现 FIE (FERTILIZATION
INDEPENDENT ENDOSPERM)基因突变会影响拟
南芥雌配子体的发育。f i e 突变体在未受精情况
下, 胚珠中央细胞进行复制, 启动胚乳的发育(Ohad
等 1999)。Luo等(2000)也观察到在 FIE启动子::
GUS的转基因植株未受精时, GUS只在胚囊的中央
细胞核中表达。但在受精之后, fie胚细胞的扩增
植物生理与分子生物学 Plant Physiology and Molecular Biology
DOI:10.13592/j.cnki.ppj.2008.05.025
植物生理学通讯 第 44卷 第 5期,2008年 10月1026
和形态发生受到抑制。这些观察说明 FIE的功能
是在受精之前抑制胚乳的发育, 而受精之后则促进
胚和胚乳的发育(Sørensen等 2001)。
FIE的功能不仅仅局限于雌配子体的发育, FIE
缺陷可造成多种突变表型, 如生长受阻, 叶片狭小,
顶端优势消失。在生殖期则产生各种花器官基因
异位表达的表型, 这说明FIE具有维持正常的营养
生长和器官形态, 在植物发育未达到成熟时有抑制
花形成的功能(Kinoshita等 2001)。FIE属于 PcG
(POLYCOMB GROUP)蛋白质, 含有6个WD重复单
元。酵母双杂交证明 FIE能够与植物的其他 PcG
蛋白如 CLF (CURLY LEAF)互作。推测它们在体
内形成 PcG 复合物, 维持对各种同源异型框和
MADS盒基因表达的限制模式(Katz等 2004)。
1.3 APAM2蛋白 杨红玉等鉴定了一个含3个WD
重复单元的基因 APAM2 (ARABIDOPSIS POLLEN
ABORTION MUTANT), 该基因缺失会导致拟南芥
配子体型雄性不育(Yang等 2007)。表达模式分析
表明, APAM2在孢子体和配子体内广泛表达。但
尚未发现与之同源的已知蛋白, 其作用机制还待进
一步研究。
2 参与胚胎发育的WD40蛋白
参与胚胎发育的WD40蛋白是 TAN 蛋白。
TAN (TANMEI/EMB2757)缺失的种子在荚果中呈
现黄白色, 干燥条件下皱缩、呈现紫色, 不能萌发,
说明 TAN是胚胎致死突变。显微观察发现 tan突
变体胚的形态与野生型有显著差异, tan胚细胞生长
不正常, 有花色素积累; 胚根尖透明; 子叶不形成毛
状体; 贮存蛋白和脂肪积累出现缺陷。上述现象说
明TAN在拟南芥胚胎发育早期的形态建成和晚期
的成熟阶段都发挥作用。TAN含有 7个WD重复
单元, 而且在整个植物发育期都有表达。因此推测
TAN可能通过与其他蛋白形成调节复合物来行使
其功能(Yamagishi等 2005)。
3 影响初生和次生发育的WD40蛋白
拟南芥的初生发育是指根、茎的延长和产生
分支。次生发育则是是指根、茎的加粗(Leyser和
Day 2006)。根和茎的延长是由它们的顶端分生组
织的细胞分裂和延伸决定的。而根茎的加粗往往
与次生加厚分不开。随着拟南芥茎的逐渐成熟, 叶
片和其表皮毛的产生和分布都会以一种可预知的方
式进行。迄今发现有些WD40蛋白通过影响根、
茎顶端分生组织和花茎细胞壁次生生长的调控来参
与植物的初生和次生发育。
3.1 VCA蛋白 在22 ℃条件下生长的varicose (vcs)
突变体植株比野生型的小, 叶片狭窄、不对称, 侧
根数量减少。但是当置于 16 ℃条件下培育时, 突
变体的叶除了叶片顶点呈尖状外, 表型与野生型无
异。如果生长在 29 ℃高温下, 表型突变更厉害, 叶
片变成黄白色, 更加狭长, 具有偏上性; 茎顶端呈现
愈伤组织状生长。与野生型茎顶端分生组织
(shoot apical meristem, SAM)辐射栓状突起相比较,
vcs突变体的 SAM小、扁平, 细胞空泡、缺乏分
层组织, 且高温条件下差异更加明显。vcs突变体
叶片的栅栏组织疏松、叶肉组织中有大小不同的
不规则空细胞。叶脉数量减少、增厚; 由于次生
叶脉数量急剧下降, 网隙明显增大, 叶脉模式异常。
在生长素极性运输抑制剂存在的情况下, vcs突变表
型, 尤其是叶脉模式异常更加严重, 但对生长素的
反应不受影响, 说明生长素的极性运输可能作为信
号诱导叶脉的形成。VCS的N末端有脯氨酸富含
区域和 2个WD重复单元(Deyholos等 2003)。由
于VCA互作的下游蛋白尚未知道, 所以现在很难说
明其作用的分子机制。
3.2 FRA3蛋白 FRA3 (FRAGILE FIBER3)参与纤维
细胞次生细胞壁的合成和肌动蛋白的组织。磷脂
酰肌醇 -4,5- 二磷酸[phosphatidylinositol 4,5-
bisphosphate, PtdIns (4,5) P2]不仅作为细胞信号分
子二酯酰甘油和三磷酸肌醇的前体, 而且通过与肌
动蛋白的相关蛋白, 如(肌动蛋白)抑制蛋白、α-辅
肌动蛋白、粘着斑蛋白和凝溶胶蛋白结合来调节
囊泡运输和肌动蛋白的组织(Takenawa 和 I toh
2001)。磷酸肌醇信号转导的终止是通过磷酸肌醇
的磷酸酯酶(phosphatases, PTases)水解磷酸肌醇的
3 , 4 , 5 位磷酸来实现的。根据水解磷酸的位置
PTase分为 4组, 即 1-,3-,4-或 5-磷酸酯酶, 其中 5-
磷酸酶(5PTase)又分成二类, 第 I类水解水溶性底
物 Ins (1,4,5) P3和 Ins (1,3,4,5) P4, 第 II类既水解
水溶性底物, 还可以水解磷酸肌醇 PtdIns (4,5) P2
和 PtdIns (3,4,5) P3。FRA3为第 II类的 5PTase, 此
酶的N末端含有6个WD重复单元, C末端有5PTase
催化结构域, 对 PtdIns (4,5) P2的亲和性最高。
拟南芥花茎在维管束之间发育出 3~4层纤维
细胞, 这些纤维对成熟茎的机械强度起很大作用。
植物生理学通讯 第 44卷 第 5期,2008年 10月 1027
第 II类 5PTase功能缺失的 fra3突变体茎的机械强
度显著下降, 维管束间纤维细胞次生壁的厚度明显
减小, 导管壁也比野生型的薄。纤维细胞壁的组分
分析表明 F RA3 的突变导致葡萄糖的含量下降
37%, 其他组分不受影响, 说明突变主要影响纤维
素含量。免疫标记的显微观察表明, fra3突变体的
纤维细胞内的丝状肌动蛋白(F-actin)网组织明显松
散。因此, 认为 FRA3通过对磷酸肌醇代谢的调节
参与次生细胞壁的合成和肌动蛋白的组织(Zhong
等 2004)。
拟南芥的FRA3蛋白中含有WD结构域, 这在
已知的酵母和动物的 5PTase中均未查明(Berdy等
2001)。而拟南芥中的 At5PTase12~14所编码的
5PTase酶蛋白都含有WD结构域, 它们之间在对底
物的亲和力和诱导因子上存在差别(Zhong和 Ye
2004)。但对WD结构域是如何起作用的还缺乏深
入的研究。
3.3 TTG蛋白 拟南芥表皮毛是从表皮伸出的单个
表皮细胞, 一般有 3个分支。ttg1突变体的一个特
点是缺乏表皮毛。另外 TTG1功能缺失还造成种
皮透明, 种子没有休眠就直接萌发, 植株完全缺少
花青素, 具有异常的根发育模式等突变表型。进一
步的研究发现ttg1突变体色素合成途径中的黄烷酮
醇 -4-还原酶催化受阻。玉米的 R基因能够补偿
TTG1的突变。R基因编码一个bHLH蛋白, 与MYB
转录因子互作, 控制花色素的合成(Lloyd等1992)。
TTG1基因编码的蛋白可能也与此类转录因子互作,
因为TTG1为一个含有4个WD重复的蛋白(Walker
等 1999)。但 TTG1与什么蛋白互作尚不清楚。
4 参与花发育和开花过程的WD40蛋白
参与发育过程调控的基因无论是在动物和植
物中, 都能在特殊类型的细胞中表达, 而在不需要
它的细胞中则保持沉默。植物有各种调节基因激
活和沉默的机制, 其中基因转录水平调控和染色质
水平调节是很重要的。由于一个转录因子往往可
以调节多个决定某种特定细胞行为的基因, 所以就
可以独自或以组合的方式控制细胞的发育命运, 因
而有关发育的研究常常涉及调控因子活性的机制。
关于WD40蛋白作为转录因子的抑制子、协抑制
子或激活子等参与染色质水平修饰, 参与调控发育
的研究取得了一些成果。
4.1 LUG 拟南芥花器官从外向内由萼片、花冠、
雄蕊群和雌蕊构成, 由 5种花器官特征的基因决
定。5种基因为 APETALA1 (AP1)、APETALA2
(AP2)、APETALA3 (AP3)、PIAILLATA (PI)和
AGAMOUS (AG) , 分成A、B和 C三类。这些花
的同源异型基因全都编码与DNA结合的转录因子,
激活花器官特异性的发育程序。其中C类基因AG
决定内两轮, 与正常的雄蕊和心皮形成有关, 只在
内两轮中表达。在 leunig (lug)和 apetala2 (ap2)突
变体中, AG基因异位地在花的外两轮表达, 导致萼
片转化成心皮, 花冠转化成雄蕊, 说明LUG的重要
功能是在花的外两轮中抑制 A G 的表达( L i u 和
Meyerowitz 1995; Drews等 1991)。同时LUG是一
个多效调节因子, lug突变体还出现其他与AG无关
的表型缺陷, 这包括柱头裂开、心皮和胚珠发育不
正常、雌性和雄性育性降低, 花和叶子狭窄等(Roe
等 1997; Schneitz等 1997; Liu等 2000)。
分子分析表明, LUG的C末端含有7个WD重
复, 2个谷氨酰胺富含区域(Conner和 Liu 2000)。
不仅结构上与酵母的 TUP 1、果蝇的 G r oucho
(GRO)等协抑制子相似(Williams和 Trumbly 1990;
Parkhurst 1998), 而且LUG的转录抑制和参与多个
细胞过程调节等功能也与TUP1和GRO相似, 这说
明LUG可能通过与TUP1和GRO相似的机制起作
用。在拟南芥花器官的外轮, LUG可能通过与AG
等同源异型基因的顺式调节原件互作, 抑制其转
录。由于 LUG没有DNA结合基序, 因此, LUG不
可能直接与AG顺式调节原件互作调节AG的转录,
很可能与其他蛋白互作或招募其他蛋白来执行转录
的负调控。而且LUG与转录因子的互作可能是通
过WD重复单元的。因为突变表型最严重的是失
去最后一个WD重复单元的 lug-14突变体, 说明
WD重复对LUG的功能行使是不可或缺的(Conner
和 Liu 2000)。另外 LUG的表型和表达的广泛与
LUG功能的多样性一致。LUG可能在不同的组织
中或发育阶段与不同的DNA结合因子互作, 行使不
同的功能。
4.2 FY FY在拟南芥从营养生长转向生殖生长过
程起重要作用。长日照启动拟南芥的开花, 但有一
些关键的抑制因子如转录因子 F L O W E R I N G
LOCUSC (FLC)则拮抗这种启动。高水平的 FLC
mRNA与开花延迟显著相关。而 FLC的表达受自
主途径的下调(Hepworth等 2002)。自主途径的发
植物生理学通讯 第 44卷 第 5期,2008年 10月1028
现是从 6 个晚花突变体 f ca、f y、f v e、f ld、ld
和 fpa的研究而来的(Koornneef等1998; Simpson和
Dean 2002)。其中 FCA (也称开花时间控制蛋白)
是 FLC的负调节因子, 为一个 RNA结合蛋白, 除
了含 RNA结合结构域以外, 还含有WW蛋白互作
结构域, 与 FCA蛋白WW结构域互作的是自主途
径中的另一个蛋白FY, 它负调控FCA的表达。FY
含有 7个重复的WD单元和 Pro-Pro-Leu-Pro结构
域, 与酵母菌的 RNA 3末端加工因子 Rfs2p同源,
在真核生物蛋白中保守性很高。
关于FY对FCA调节的分子机制问题, 迄今已
研究得较为清楚。FC A 的表达水平是通过自身
pre-mRNA加工进行调节的, FCA pre-mRNA内可
以在不同的多聚腺苷酸位点形成3 末端, 得到不同
的成熟mRNA。FY蛋白则协助 FCA有效地选择
近启动子的多聚腺苷酸位点来形成3 末端(Simpson
等2003; Quesada等2003), 表达成有活性的FCA蛋
白。
FY除了帮助FCA的自动调节表达以外, 还参
与FLC的表达。因为 fy1和 fy2突变体内积累大量
的 FLC mRNA, 开花时间推迟。因此 FCA/FY的
互作导致开花抑制因子FLC的下调, 其下调的机制
是 FCA可能控制FLC转录本 3末端的形成, 而FY
则可能为此种 RNA3末端的加工提供作用场所。
4.3 MSI1、FAS1和 FAS2 AtMSI1功能缺失产生
多种异常表型, 子叶和叶子形状改变, 影响分生组
织功能; 花形态异常, 胚珠发育受到干扰最终导致
完全雌性不育。进一步的分析揭示, AtMSI1是维
持同源异型基因AG和AP2在正确的时间和器官中
表达不可缺失的蛋白。MSI1含 5个WD重复, 是
染色质排列因子CAF-1 (chromatin assembly factor)
中的组分, 在CAF-1调节的染色质组装中也发挥作
用。AtMSI1缺失时, 异染色质的形成发生缺陷, 说
明AtMSI1在维持染色质结构中起关键作用(Hennig
等 2003)。
蛋白质互作的研究表明, AtMSI1与拟南芥的
眼癌相关蛋白和组蛋白脱乙酰基酶互作。与眼癌
相关蛋白互作的含WD重复的蛋白在动物和植物
中都很保守, 如番茄的 LeM S I1 和哺乳动物的
RbAp48和RBP等蛋白。关于RbAP48作用的分子
机制是比较清楚的, 它作为接头将脱乙酰酶和染色
质的特异性区域连接起来, 以便脱乙酰基酶工作。
因为组蛋白的乙酰化程度降低是与转录因子结构域
的失活相关, 是染色质水平基因沉默调控的主要方
式(Wolffe和 Pruss 1996; Ach等 1997; Hennig等
2003)。因此推测, AtMSI1也是通过此种机制抑制
同源异型基因的异位表达, 从而保证花器官的正常
发育。
拟南芥的染色质排列因子CAF-1中还有FAS1
和FAS2蛋白(FASCIATA), 它们是WD40蛋白(Kaya
等 2001)。fas突变体的WUSCHEL (WUS)基因在
茎顶端分生组织和SCARECROW (SCR)基因在根顶
端分生组织的表达状态均出现缺失, 导致茎和根顶
端分生组织的无序化(Leyser和 Furner 1992), 因此
推断 CAF-1在维持茎和根分生组织的建立中起作
用。
4.4 CYP71 亲环素属于亲免蛋白超级家族, 其功能
是帮助蛋白折叠, 转运, 或作为组织超分子结构的
支架蛋白(Bose等 1996; Goel等 2001)。亲环素
CYCLOPHILIN71 (CYP71)含有4个WD重复, 定位
于细胞核中, 在拟南芥的基因抑制和器官发生中起
作用。CYP71缺失突变体 cyp71显示多方面的发
育异常, 包括顶端分生组织活性减少; 侧面器官形
成的延迟; 叶脉式样改变导致叶子变形; 根生长抑
制; 花原基发生缺陷, 花和雄蕊的数目减少, 心皮数
增加; 花形态不正常等。表达谱表明, CYP71在
根、茎、叶和花中都有表达(He等 2004), 发育早
期表达局限于子叶尖端和 RAM、SAM中。
CYP71的功能缺失导致分生组织发育调节基
因 KNOX I类中的 KNAT1、KNAT2和 STA, 花发
育的同源异型基因, 如 AG和 AP2基因, 发生异位
激活。之前的研究表明, KNOX I类基因特异性地
在 SAM区域表达, 其功能是抑制侧面器官的发端
(Lincoln等 1994; Chuck等 1996)。染色质免疫共
沉淀实验的结果显示, 突变体中 CYP71与 KNAT1
和 STA互作的位点是在靶基因的染色质H3上, 致
使H3K27的甲基化减少。cyp71突变体的叶子变
形, 并且叶子中有 KNOX I类基因异位表达, 说明
KNOX I类基因在叶子中的抑制状态受到干扰。
由于CYP71参与靶基因染色质的组蛋白甲基
化, 因此, 它很可能是作为大分子复合物参与基因
激活或抑制过程中必不可少的染色质结构的组装
和 /或维持活动的。有研究表明, STM编码区域内
H3 (H3K27)的甲基化对于在侧面器官中抑制此种基
植物生理学通讯 第 44卷 第 5期,2008年 10月 1029
因是必需的(Schubert等 2006), 于是 cyp71突变体
内靶基因座的组蛋白修饰发生了改变, 导致STM和
KNAT1的抑制解除。
另外, 与染色质组装的调节相关的基因FAS1、
FAS2和MSI编码 CAF-1亚基, 这些基因的突变均
造成 SAM和 RAM的异常。这 3个基因编码的蛋
白也都含有WD40结构域, 虽然现在对WD40在
CAF-1亚基中的作用不清楚, 对CAF-1如何调节基
因的表达也不了解, 但 CYP71、FAS1、FAS2和
MSI等一组基因的研究表明, WD40蛋白在染色质
调控过程中是通过与组蛋白互作发挥作用的。
5 与信号转导相关的WD40蛋白
5.1 AGB 1994年Weiss等首次在拟南芥中克隆到
AGB1的cDNA, 发现AGB1蛋白含有7个WD重复
结构域, 氨基酸序列与人类异源G蛋白的β亚基有
50%的相同。AGB1在体外能够与拟南芥G蛋白
的 γ亚基结合(Mason和 Botella 2000, 2001), 存在
于质膜中(Obrdlik等2000), 这些特性都说明AGB1
蛋白是拟南芥异源G蛋白的 β亚基。AGB1缺失
所产生的效应是多方面的, 突变表型为叶子变小变
薄、荚果缩小, 胚轴变短且直径增加, 侧根数目明
显增多, 根细胞分裂模式发生改变。这些表型与生
长素所打开的基因的去阻遏相关, 用生长素处理能
够逆转突变表型, 说明AGB1作为生长素信号传导
的负调节因子起作用。而在荚果宽度和叶片长度
的生长调控中, AGB1可能在一个由类受体激酶ER
(ERECTA)调控的生长发育途径中发挥作用(Lease
等 2001)。
agb1的突变位点在第一个WD重复区域, 说明
WD结构域对于AGB1的功能是不可缺少的(Hamm
等 1998), 但对其作用的分子机制还缺乏了解。
5.2 COP1 一般认为黄化幼苗是抑制光形态建成
的一个结果。拟南芥的遗传分析证明其中有一系
列的调控基因在黑暗中发挥作用, 抑制植物的光形
态建成途径。拟南芥从暗适应发育到光适应发育
的转变受一个由调控幼苗光形态发生的正、负调
节蛋白组成的网络的控制(Hardtke等 2000; Neff等
2000)。网络中的一个蛋白COP1 (CONSTITUTIVELY
PHOTOMORPHOGENIC1)是WD40蛋白质。COP1功
能缺失的 cop1突变体幼苗在持续黑暗条件下会出
现与光下野生型幼苗一致的表型, 说明COP1是黑
暗中光形态发生的负调控蛋白( D e ng 和 Q u a i l
1992)。它在黑暗条件下生长的幼苗中被激活, 光
下通过光敏色素和隐花色素的作用分解失活, 其中
隐花色素可能直接导致它的失活(Wang等 2001)。
COP1的N末端有一个卷曲的螺旋(coiled-coil)结构
域, 接着有一个锌指结构域, C端有 7个WD重复
单元, 参与泛素 -蛋白连接, 将泛素连接到其他蛋
白上, 给它们贴上降解的标签, 然后通过蛋白酶体
将其分解。经 COP1促进泛素化的重要的靶蛋白
是HY5 (ELONGAED HYPOCOTYL5)和HYH。HY5
和HYH都是 bZIP家族转录因子, 促进那些光形态
建成促进基因的转录(Holm等 2002)。野生型的拟
南芥在黑暗条件下, 由于COP1对HY5和HYH的分
解加快, 以致促进光形态建成基因的转录抑制, 植
株保持暗适应形态。但是 COP1本身并没有泛素
连接酶活性。因此认为可能有泛素通过 COP1与
其底物发生关系的中间物。有人认为能够与
COP1互作的还有 CIP8 (COP1 interacting protein
8)。CIP8具有泛素连接酶活性, 与 CIP8结合的是
一个 E2泛素结合酶AtUBC8 (Hardtke等 2002)。
COP1与HY5互作的分子机制已有了一些报
道, COP1的锌指结构域被删除时并不影响和HY5
的互作。卷曲的螺旋结构域被删除时, 互作能力下
降一半。但锌指和卷曲的螺旋结构域同时删除, 或
者删除WD40结构域后, COP1和HY5几乎就不能
互作(McNellis等 1996; Ang等 1998)。这些研究支
持了认为COP1与HYH的互作主要是通过WD40结
构域的说法(Holm等 2001)。COP1与CIP8的互作
也是通过WD40结构域的。COP1与各种蛋白的互
作机制已经有了较明确的概念, 即认为通过 COP1
将泛素连接到HY5或HYH上, 给它们贴上降解的
标签, 缩短这些蛋白的半衰期, 是通过 COP1的的
WD40结构域与CIP8和AtUBC8模块以及HY5或
HYH进行互作的, COP1作为多个蛋白互作平台, 使
植物在黑暗中抑制光形态建成的发育得以进行。
5.3 SPA SPA蛋白包括一组蛋白 SPA1、SAP2、
SPA3和 SPA4, 为细胞核定位的WD蛋白。除了
SPA4以外, 其他 SPA还含有一个卷曲的螺旋结构
域和一个类激酶区域, 这些均是光敏色素A信号转
导途径中的负调节因子(Hoecker等1999; Laubinger
等 2003, 2004)。主要抑制幼苗的光形态建成。4
个基因的功能有冗余, 也有区别。SPA1和 SPA2对
暗中生长的幼苗起主要作用, 而SPA3和SPA4主要
植物生理学通讯 第 44卷 第 5期,2008年 10月1030
调节成年植株的伸长。SPA2对在黑暗条件下生长
幼苗的光形态建成产生抑制作用, 而对光下生长的
苗则无作用。COP1是黑暗条件下幼苗光形态建
成的关键抑制因子, 但其活性通过光受体作用被抑
制。SPA是处于光受体与 COP1之间的抑制因子,
SPA的4个成员可能是通过与COP1形成复合物来
调节 COP1活性的。研究表明, SPA与 COP1是通
过它们的卷曲的螺旋结构域进行互作的(Hoecker和
Quail 2001; Yang等 2006), 并不是WD结构域, 但
是干扰SPA的WD重复会导致其功能的完全丧失,
因此认为WD结构域可能是 SPA之间或同其他蛋
白一起与COP1形成复合物, 在不同的条件和发育
阶段起作用。
5.4 PRL1 PRL1 (PLEIOTROPIC REGUTORY
LOCUS 1)的 C末端含有 7个WD重复单元和核定
位序列, 对葡萄糖、冷冻和多种激素产生反应。
葡萄糖抑制在植物调节碳代谢中很重要。供给葡
萄糖会导致参与叶绿素合成、卡尔文循环、糖生
成作用和淀粉降解等基因的表达发生转录/转录后
下调, 与之相反的是, 参与糖酵解、防卫反应、硝
酸和磷酸盐代谢、花色素以及储存蛋白合成等基
因的表达则被激活(Jang等 1997)。prl1突变体叶
内的葡萄糖、果糖、淀粉、叶绿素和花色素积
累说明 PRL1 参与碳代谢途径中葡萄糖的抑制,
PRL1可能是作为负调节因子而拮抗葡萄糖抑制因
子活性的。同时 prl1 对脱落酸、生长素、细胞
分裂素等激素的敏感性也明显增加, 说明 PRL1作
用的多效性。而且这种多效性可能与葡萄糖、激
素和光信号转导途径之间存在密切的交叉作用有
关, 因为 PRL1突变造成的很多发育、激素和分子
的改变只有在光照条件下生长的植物中才能测定
到。prl1突变体的光形态建成正常也说明PRL1基
因的调节功能依赖于光, 独立于光受体调节的光信
号转导途径(Németh等 1998)。
与 PRL1互作的蛋白是一个细胞核输入受体
ATHKAP2, 因此推测PRL1在细胞核输入调节过程
中起作用。但PRL1在葡萄糖抑制与细胞核输入中
所起的作用是其功能多效性的体现呢, 还是两者之
间存在关联呢?根据现有的研究资料还无法肯定。
6 参与细胞内转运的AtSeh1蛋白
细胞内的转运蛋白往往是经过共翻译转运到
内质网中, 然后再转运到高尔基体复合体内。在高
尔基体转运网(trans-Golgi network, TGN)中积累的
蛋白运转到下游的细胞器, 如包涵体或液泡前体和
质膜中(Gu等 2001)。经过包涵体和液泡前体的融
合, 蛋白最终转移到溶酶体和液泡中(Babst 2005)。
TGN在蛋白的转运中起作用, 蛋白在运往下游
细胞器之前需要分类后再运转, 很多蛋白, 如网格
蛋白(clathrin)、SNAREs、小GTP结合蛋白、发
动蛋白相关蛋白2A (AtDRP2A, 又称为ADL6)和肌
动蛋白丝均参与这种 TGN 囊泡转运(Ahmed等
2000; Bassham等 2000; Park等 2005)。拟南芥植
物中与AtDRP2A互作的蛋白是一个WD40蛋白
AtSeh1。AtSeh1有 4个WD重复单元, 3个位于N
末端, 1个分布在 C末端。它与AtDRP2A的血小
板-白细胞C激酶底物(普列克底物蛋白, pleckstrin)
同源物结构域互作, 其互作位点就是 PtdIns3P (磷
脂酰肌醇三磷酸)和 AtDRP2A互作的位点(Jin等
2001), 因此 AtSeh1与 PtdIns3P之间存在竞争。
AtSeh1抑制 PHD和磷脂之间的互作是通过影响
AtDRP2A与膜的联系而调节其活性的。研究表明,
细胞中AtSeh1分布于细胞核、高尔基体和液泡前
体中, 至于其是否可能在细胞核中起作用尚不清楚,
但其在高尔基体和液泡前体中的存在以及它对
AtDRP2A和脂质结合的影响, 说明AtSeh1在囊泡
转运中是起作用的。
总之, WD40蛋白主要通过其WD结构域与其
他蛋白互作, 参与了拟南芥植物体内众多代谢反应
的调控。从目前的研究资料来看, WD40蛋白常常
具有多种不同的结合伙伴。WD40蛋白与不同蛋
白的互作是否与参与调控不同代谢途径相关联, 从
而表现出功能的多效性和复杂性, 目前还没有深入
的研究, 这都是将来需要进一步研究的问题。
参考文献
Leyser O, Day S. 瞿礼嘉, 邓兴旺译(2006). 植物的发育机制. 北
京: 高等教育出版社
Ach RA, Taranto P, Gruissem W (1997). A conserved family of
WD-40 proteins binds to the retinoblastoma protein in both
plants and animals. Plant Cell, 9: 1595~1606
Ahmed SU, Rojo E, Kovaleva V, Venkataraman S, Dombrowski
JE, Matsuoka K, Raikhel NV (2000). The plant vacuolar
sorting receptor AtELP is involved in transport of NH2-
terminal propept ide-conta ining va cu ola r prote ins in
Arabidopsis thaliana. J Cell Biol, 149: 1335~1344
Ang LH, Chattopadhyay S, Wei N, Oyama T, Okada K, Batschauer
A, Deng XW (1998). Molecular interaction between COP1
植物生理学通讯 第 44卷 第 5期,2008年 10月 1031
and HY5 defines a regulatory switch for light control of
Arabidopsis development. Mol Cell, 1: 213~222
Babst M (2005). A protein’s final ESCRT. Traffic, 6: 2~9
Bassham DC, Raikhel NV (2000). Unique features of the plant
vacuolar sorting machinery. Curr Opin Cell Biol, 12: 491~495
Berdy SE, Kudla J, Gruissem W, Gillaspy GE (2001). Molecular
characterization of At5Ptase1, an inositol phosphatase ca-
pable of terminating inositol triphosphate signaling. Plant
Physiol, 126: 801~810
Bose S, Weikl T, Bugl H, Buchner J (1996). Chaperone function
of Hsp90-associated proteins. Science, 274: 1715~1717
Chuck G, Lincoln C, Hake S (1996). KNAT1 induces lobed leaves
with ectopic meristems when overexpressed in Arabidopsis.
Plant Cell, 8: 1277~1289
Conner J, Liu Z (2000). LEUNIG, a putative transcriptional
corepressor that regulates AGAMOUS expression during
flower development . Proc Na t l Aca d Sci USA, 9 7 :
12902~12907
Dean C, Simpson GG (2003). Autoregulation of FCA pre-mRNA
processing controls Arabidopsis flowering time. EMBO J, 22:
3142~3152
Deng XW, Quail PH (1992). Genetic and phenotypic character-
ization of cop1 mutants of Arabidopsis thaliana. Plant J, 2:
83~95
Deyholos MK, Cavaness GF, Hall B, King E, Punwani J, Norman
JV, Sieburth LE (2003). VARICOSE, a WD-domain protein,
is required for leaf blade development. Development, 130:
6577~6588
Dragon F, Gallagher JE, Compagnone-Post PA, Mitchell BM,
Porwancher KA, Wehner KA, Wormsley S, Settlage RE,
Shabanowitz J, Osheim Y et al (2002). A large nucleolar U3
ribonucleoprotein required for 18S ribosomal RNA biogenesis.
Nature, 417: 967~970
Drews GN, Bowman JL Meyerowitz EM (1991). Negative regula-
tion of the Arabidopsis homeotic gene AGAMOUS by the
APETALA2 product. Cell, 65: 991~1002
Fong HKW, Hurley JB, Hopkins RS, Miake-Lye R, Johnson MS,
Doolittle RF, Simon MI (1986). Repetitive segmental struc-
ture of the transducin β subunit: Homology with the CDC4
gene and identification of related mRNAs. Proc Natl Acad
Sci USA, 83: 2162~2166
Goel M, Garcia R, Estacion M, Schilling WP (2001). Regulation
of Drosophila TRPL channels by immunophilin FKBP59. J
Biol Chem, 276: 38762~38773
Grigorieva G, Shestakov S (1982). Transformation in the
cyanobacterium Synechocystis sp. 6803. FEMS Microbiol
Lett, 13: 367~370
Gu F, Crump CM, Thomas G (2001). Trans-Golgi network sorting.
Cell Mol Life Sci, 58: 1067~1084
Hamm HE (1998). The many faces of G protein signaling. J Biol
Chem, 273: 669~672
Hardtke CS, Gohda K, Osterlund MT, Oyama T, Okada K, Deng
XW (2000). HY5 stability and activity in Arabidopsis is
regulated by a phosphorylation within its COP1 binding
domain. EMBO J, 19: 4997~5006
Hardtke CS, Okamoto H, Stoop-Myer C, Deng XW (2002).
Biochemical evidence for ubiquitin ligase activity of the
Arabidopsis COP1 interacting protein 8 (CIP8). Plant J, 30:
385~394
He Z, Li L, Luan S (2004). Immunophilins and parvulins. super-
family of peptidyl prolyl isomerases in Arabidopsis. Plant
Physiol, 134: 1248~1267
Hennig L, Taranto P, Walser M, Schönrock N Gruissem W (2003).
Arabidopsis MSI1 is required for epigenetic maintenance of
reproductive development. Development, 130: 2555~2565
Hepworth SR, Valverde F, Ravenscroft D, Mouradov A, Coupland
G (2002). Antagonistic regulation of flowering-time gene
SOC1 by CONSTANS and FLC via separate promoter motifs.
EMBO J, 21: 4327~4337
Hoecker U, Tepperman JM, Quail PH (1999). SPA1, a WD-repeat
protein specific to phytochrome A signal transduction.
Science, 284: 496~499
Hoecker U, Quail PH (2001). The phytochrome A-specific
signaling intermediate SPA1 interacts directly with COP1, a
constitutive repressor of light signaling in Arabidopsis. J
Biol Chem, 276: 38173~38178
Holm M, Hardtke CS, Gaudet R, Deng XW (2001). Identification
of a structural motif that confers specific interaction with
the WD40 repeat domain of Arabidopsis COP1. EMBO J,
20: 118~127
Holm M, Ma LG, Qu LiJ, Deng XW (2002). Two interacting bZIP
proteins are direct targets of COP1-mediated control of light-
dependent gene expression in Arabidopsis, Genes Dev, 16:
1247~1259
Janda L, T ichy P, Spizek J , Petricek M (1996). A deduced
Thermomonospora curvata protein containing serine/threo-
nine protein kinase and WD-repeat domains. J Bacteriol,
178: 1487~1489
Jang JC, León P, Zhou L, Sheen J (1997). Hexokinase as sugar
sensor in higher plants. Plant Cell, 9: 5~19
Jin JB, Kim YA, Kim SJ, Lee SH, Kim DH, Cheong GW, Hwang I
(2001). A new dynamin-like protein, ADL6, is involved in
trafficking from the trans-Golgi network to the central vacu-
ole in Arabidopsis. Plant Cell, 13: 1511~1526
Katz A, Oliva M, Mosquna A, Hakim O, Ohad N (2004). FIE and
CURLY LEAF polycomb protein interact in the regulation
o f h om e ob o x g en e e x pr es s io n d u r i n g s po r op h yt e
development, Plant J, 37: 707~719
Kaya H, Shibahara K, Taoka K, Iwabuchi M, Stillman B, Araki T
(2001). FASCIATA genes for chromatin assembly factor-1 in
Arabidopsis maintain the cellular organization of apical
meristems. Cell, 104: 131~142
Kinoshita T, Harad JJ, Goldberg RB, Fischer RL (2001). Polycomb
repression of flowering during early plant development. Proc
Natl Acad Sci USA, 98: 14156~14161
Koornneef M, Alonso-Blanco C, Peeters AJM, Soppe W (1998).
Genetic control of flowering time in Arabidopsis. Annu Rev
Plant Physiol Plant Mol Biol, 49: 345~370
Laubinger S, Fittinghoff K, Hoecker U (2004). The SPA quartet:
a family of WD-repeat proteins with a central role in sup-
植物生理学通讯 第 44卷 第 5期,2008年 10月1032
pression of photomorphogenesis in Arabidopsis. Plant Cell,
16: 2293~2306
Laubinger S, Hoecker U (2003). The SPA1-like proteins SPA3 and
SPA4 repress photomorphogenesis in the light. Plant J, 35:
373~385
Lease KA, Wen J, Li J, Doke JT, Liscum E, Walker JC (2001). A
mutant Arabidopsis heterotrimeric G-protein γ subunit af-
fects leaf, flower, and fruit development. Plant Cell, 13:
2631~2641
Leyser HMO, Furner IJ, (1992), Characterisation of three shoot
a pica l mer i st em mu ta nt s of Ar a b id o p s i s th a l ia n a .
Development, 116: 397~403
Li D , Robert s R (2 0 01 ) . WD-repea t proteins: st ructure
characteristics, biological function, and their involvement
in human diseases. Cell Mol Life Sci, 58: 2085~2097
Lincoln C, Long J, Yamaguchi J, Serikawa K, Hake S (1994). A
knotted1-like homeobox gene in Arabidopsis is expressed in
the vegetative meristem and dramatically alters leaf mor-
phology when overexpressed in transgenic plants. Plant Cell,
6: 1859~1876
Liu Z, Franks RG, Klink V (2000). Photoreceptors in signal
transduction: pathways of enlightenment. Plant Cell, 12: 1~14
Liu Z, Meyerowitz EM (1995). LEUNIG regulates AGAMOUS
expression in Arabidopsis flowers. Development, 121:
975~991
Lloyd AM, Walbot V, Davis RW (1992). Anthocyanin production
in dicots activated by maize anthocyanin-specific regulators
R and C1 . Science, 258: 1773~1775
Luo M, Bilodeau P, Dennis ES, Peacock WJ, Chaudhury A (2000).
Expression and parent-of-origin effects for FIS2 , MEA, and
FIE in the endosperm and embryo of developing Arabidopsis
seeds. Proc Natl Acad Sci USA, 97: 10637~10642
Mason MG, Botella JR (2000). Completing the heterotrimer:
Isolation and characterization of an Arabidopsis thaliana G
protein γ -subunit cDNA. Proc Natl Acad Sci USA, 97:
14784~14788
Mason MG, Botella JR (2001). Isolation of a novel G-protein γ-
subunit from Arabidopsis thaliana and its interaction with Gγ.
Biochim Biophys Acta, 1520: 147~153
McNellis TW, Torii KU, Deng XW (1996). Expression of an N-
terminal fragment of COP1 confers a dominant-negative
eff ect on l ight -r eg u la t ed s eedl ing deve lopm ent in
Arabidopsis. Plant Cell, 8: 1491~1503
Neer EJ, Schmidt CJ, Nambudripad R, Smith TF (1994). The
ancient regulatory-protein family of WD-repeat proteins.
Nature, 371: 297~300
Neff MM, Fankhauser C, Chory J (2000). Light: an indicator of
time and place. Genes Dev, 14: 257~271
Németh K, Salchert K, Putnoky P, Bhalerao R, Koncz-Kálmán Z,
Stankovic-Stangeland B, Bakό L , Mathur J, Ökrész L, Stabe
S et al (1998). Pleiotropic control of glucose and hormone
responses by PRL1, a nuclear WD protein, in Arabidopsis.
Genes Dev, 12: 3059~3073
Nocker S, Ludwig P (2003). The WD-repeat protein superfamily
in Arabidopsis: conservation and divergence in structure and
function. BMC Genomics, 4: 1~11
Obrdlik P, Neuhaus G, Merkle T (2000). Plant heterotrimeric G
protein β subunit is associated with membranes via protein
interactions involving coiled-coil formation. FEBS Lett,
476: 208~212
Ohad N, Yadegari R, Margossian L, Hannon M, Michaeli D, Harada
JJ, Goldberg RB, Fischer RL (1999). Mutations in FIE, a WD
polycomb group gene, allow endosperm development with-
out fertilization. Plant Cell, 11: 407~415
Park M, Lee D, Lee GJ, Hwang I (2005). AtRMR1 functions as a
cargo receptor for protein trafficking to the protein storage
vacuole. J Cell Biol 170: 757~767
Parkhurst SM (1998). Groucho: marking its Marx as a transcrip-
tional co-repressor. Trends Genet, 14: 130~132
Quesada V, Macknight R, Dean C, Simpson GG (2003). Autoregu-
la tion of the site of 3 end formation in FCA pre-mRNA
prevents precocious flowering. EMBO J, 22: 3142~3152
Roe JL, Nemhauser JL, Zambryski PC (1997). TOUSLED partici-
pates in apical tissue formation during gynoecium develop-
ment in Arabidopsis. Plant Cell, 9: 335~353
Schneitz K, Hulskamp M, Kopczak S, Pruitt R (1997). Dissection
of sexual organ ontogenesis: a genetic analysis of ovule de-
velopment in Arabidopsis thaliana . Development, 124:
1367~1376
Schubert D, Primavesi L, Bishopp A, Roberts G, Doonan J,
J enuwein T , Goodr ich J (2 0 06 ). S i lencing by plant
polycombgroup genes requires dispersed trimethylation of
histone H3 at lysine 27. EMBO J, 25: 4638~4649
Shi DQ, Liu J, Xiang YH, Ye D, Sundaresan V, Yang WC (2005).
Slow Walker1 , essential for gametogenesis in Arabidopsis,
encodes a WD40 protein involved in 18S ribosomal RNA
biogenesis. Plant Cell, 17: 2340~2354
Simon MI, Strathmann MP, Gautam N (1991). Diversity of G
proteins in signal transduction. Science, 252: 802~808
Simpson GG, Dean C (2002). Arabidopsis, the Rosetta stone of
flowering time? Science, 296: 285~289
Simpson GG, Dijkwel PP, Quesada V, Henderson I, Dean C (2003).
FY is an RNA 3 end-processing factor that interacts with
FCA to control the Arabidopsis floral transition. Cell, 113:
777~787
Smith TF, Gaitatzes C, Saxena K, Neer EJ (1999). The WD repeat:
a common architecture for diverse functions. Trends Biochem
Sci, 24: 181~185
Sørensen MB, Chaudhury AM, Robert H, Bancharel E, Berger F
(2001). Polycomb group genes control pattern formation in
plant seed. Curr Biol, 11: 277~281
Takenawa T, Itoh T (2001). Phosphoinositides, key molecules for
regulation of actin cytoskeletal organization and membrane
traffic from the plasma membrane. Biochim Biophys Acta,
1533: 190~206
Walker AR, Davison PA, Bolognesi-Winfield AC, James CM,
Srinivasan N, Blundell TL, Esch JJ, Marks MD, Gray JC
(1999). The TRANSPARENT TESTA GLABRA1 locus, which
regulates trichome differentiation and anthocyanin biosyn-
thesis in Arabidopsis, encodes a WD40 repeat protein. Plant
植物生理学通讯 第 44卷 第 5期,2008年 10月 1033
Cell, 11: 1337~1349
Wang H, Ma LG, Li JM, Zhao HY, Deng XW (2001). Direct
interaction of Arabidopsis cryptochromes with COP1 in light
control development. Science, 294: 154~158
Weiss CA, Garnaat CW, Mukai K, Hu Y, Ma H (1994). Isolation
of cDNAs encoding guanine nucleotide-binding protein beta-
subunit homologues from maize (ZGB1) and Arabidopsis
(AGB1). Proc Natl Acad Sci USA, 91: 9554~9558
Williams FE, Trumbly RJ (1990). Characterization of TUP1, a
mediator of glucose repression in Saccharomyces cerevisiae.
Mol Cell Biol, 10: 6500~6511
Wolffe AP, Pruss D (1996). Targeting chromatin disruption:
transcription regulators that acetylate histones. Cell, 84:
817~819
Yamagishi K, Nagata N, Yee KM, Braybrook SA, Pelletier J,
Fujioka S, Yoshida S, Fischer RL, Goldberg RB, Harada JJ
(2005). TANMEI/EMB2757 encodes a WD repeat protein
required for embryo development in Arabidopsis, Plant
Physiol, 139: 163~173
Yang HY, Li WS, Cheng SN (2007). Isolation and characteriza-
tion of 4 gametophytic male sterile mutants in Arabidopsis
thaliana. Chin Sci Bull, 52: 1949~1956
Yang J, Wang H (2006). The central coiled-coil domain and car-
boxyl-terminal WD-repeat domain of Arabidopsis SPA1 are
responsible for mediating repression of light signaling. Plant
J, 47: 564~576
Zhong R, Burk DH, Morrison WH, Yea ZH (2004). FRAGILE
FIBER3, an Arabidopsis gene encoding a type II inositol
polyphosphate 5-phosphatase, is required for secondary wall
synthesis and actin organization in fiber cells. Plant Cell,
16: 3242~3259
Zhong R, Ye ZH (2004). Molecular and biochemical character-
ization of three WD-repeat domain-containing inositol
polyphosphate 5-phosphatases in Arabidopsis thaliana. Plant
Cell Physiol, 45: 1720~1728