全 文 ：中国农学通报 2011,27(33):60-66
Chinese Agricultural Science Bulletin
0 引言
植物入侵是指一种植物在各种活动影响下从原产
地进入到一个新的栖息地，并通过定居、建群、扩散，而
逐渐占领该栖息地，从而对当地土著种群和生态系统
基金项目：天津市科技支撑计划重点项目“外来入侵生物黄顶菊安全防控技术研究与示范”(11ZCGYNC00300)；公益性行业(农业)科研专项“入侵植
物综合防控技术研究与示范推广”(201103027)。
第一作者简介：常瑞恒，男，1984年出生，山西长治人，硕士，研究方向：入侵植物。通信地址：300457天津经济技术开发区洞庭路 220号S705室，
E-mail：changruiheng@126.com。
通讯作者：杨殿林，男，1965年出生，内蒙古人，研究员，博士，主要从事生物多样性与生态农业研究。通信地址：300191天津市南开区复康路31号农
业部环境保护科研监测所，Tel：022-23003120，E-mail：dlyang@caas.net.cn。
收稿日期：2011-06-07，修回日期：2011-08-08。
生物替代对黄顶菊根际土壤真菌群落多样性的影响
常瑞恒 1,2，皇甫超河 1，杨殿林 1，常 泓 2
（1农业部环境保护科研监测所，天津 300191；2山西农业大学生命科学院，山西太谷 030801）
摘 要：为了揭示外来植物入侵的土壤微生物学机制，基于18S rDNA的PCR-DGGE图谱分析，同时结合
土壤养分的变化进行分析，对入侵植物黄顶菊不同替代控制下的土壤中真菌群落的多样性进行比较。
DGGE图谱分析结果表明：替代处理后黄顶菊入侵地土壤真菌群落结构发生了显著变化，替代处理前后
18S rDNA基因泳道带型的相似度只有45%，并且替代处理后土壤18S rDNA的多样性指数仅为2.04，显
著低于单种黄顶菊的2.78；另外，不同植物群落土壤真菌多样性指数分别与有机质、微生物量碳显著正
相关，而与速效磷显著负相关。替代处理降低了黄顶菊根际土壤真菌群落多样性，进而影响到土壤养分
状况，形成了不利于黄顶菊生长的土壤环境，实现了对其替代防控。
关键词：黄顶菊；真菌群落；DGGE；替代防控
中图分类号：Q14 文献标志码：A 论文编号：2011-1679
Effects of Biological Replacement on Fungi Communities’Diversity of
Soil Invaded by Flaveria bidentis
Chang Ruiheng1,2, Huangfu Chaohe1, Yang Dianlin1, Chang Hong2
(1Agro-Environmental Protection Institute, Ministry of Agriculture, Tianjin 300191;
2College of Life Science, Shanxi Agricultural University, Taigu Shanxi 030801)
Abstract: The aim was to reveal the mechanism of alien plant invasion on soil microbiology, the PCR-DGGE
combined with cloning of V3 region of fungi 18S rDNA fragments were used to analyze the effects of biological
replacement on fungi diversity of soil invaded by Flaveria bidentis, and with the changing of soil nutrient
contents. The analysis of DGGE profiles showed that: fungal community structure significantly changed and the
similarity between the biological replacement treatment and the no-treatment was only 45% , the index of
replacement control on fungi communities’diversity of soil invaded by the F. bidentis was only 2.04, but the
no-treatment was 2.78. Besides, soil fungi diversity index of different plant communities was positively related
with the content of organic matter and microbial biomass carbon, but significantly negative with phosphorus
content of soil. So that the biological replacement of F. bidentis induced the changes of soil nutrient contents
by changing fungi communities diversity. In conclusion, biological replacement has effect on the soil
environment F. bidentis grow, and further control its spread effectively.
Key words: Flaveria bidentis; fungi community; DGGE; replacement control
常瑞恒等：生物替代对黄顶菊根际土壤真菌群落多样性的影响
造成负面影响的一种生态现象[1]。外来植物入侵打破
了入侵区生态系统的平衡，影响生态系统的承载力，特
别对农田、草坪、果园等人工栽培的生态系统造成了极
大破坏。中国是外来植物入侵影响最严重的国家之
一，据调查统计，每年仅 13种主要有害入侵植物造成
的经济损失就高达574.3亿元人民币，因此，研究入侵
植物的生态和生理特征，准确预测植物入侵性，有效防
止有害植物的入侵成为生态学研究热点之一[2]。
黄顶菊(Flaveria bidentis)是近年来入侵中国的一
种外来植物，为一年生草本植物，分类学上隶属于菊
科、黄菊属。原产于南美洲，是一种喜光、喜湿的植物，
喜生于荒地，尤其偏爱废弃的厂矿、工地和滨海等富含
矿物质及盐份的环境[3]。2001年首次在天津南开大学
发现，目前在河北邯郸、邢台、衡水、沧州、廊坊、石家
庄、保定等地不同程度发生，呈现以河北省中南部为中
心向周边其他省市扩散的趋势 [4]。黄顶菊入侵定植
后，在适宜的环境条件下，大量繁殖扩散，通过改变土
壤微生物群落结构而引起土壤酶活性的改变，进而影
响了土壤肥力，形成对自身生长有利的微生态环境以
利于其入侵扩张[5]。目前，国内针对黄顶菊的防治研
究，大多集中在人工拔除、化学防治，但是效果均不理
想。所以，寻找有效而科学地防止和防制黄顶菊入侵
的措施成了植物入侵研究工作的当务之急[6]。本试验
中采用的替代控制方法，是一种生态控制方法，其核心
是根据植物群落演替的自身规律用具有经济或生态价
值的本地植物取代外来入侵植物。它的优点在于：
（1）替代控制植物一旦定植便长期控制入侵植物，不必
连年防治；（2）替代植物能保持水土，改良土壤，涵养水
源，提高环境质量；（3）替代植物有直接经济价值，能在
短期内收回栽植成本，长期获益；（4）替代植物可使荒
芜土地变成经济用地，提高土地利用率[7]。
由于黄顶菊根际土壤理化性状受其根系分泌物和
分解物等影响，而这些因子均不同程度地与土壤中的
微生物有关。其中，真菌是土壤微生物的重要组成部
分，在土壤营养元素循环、有机物质的形成和分解、土
壤肥力的保持、生态环境的改善、植物的生长发育和作
物病虫害防治等方面均起着极其重要的作用。所以，
真菌的多样性可以反映特定土壤环境的历史情况，通
过对土壤真菌多样性的研究，可以深入了解真菌和所
处土壤环境间的相互关系[3,8]。
本研究所采用的变性梯度凝胶电泳(DGGE)技术
在不需要纯培养的条件下就能够对土壤真菌群落多样
性进行有效分析，可以很好的反映包括难培养的真菌
在土壤生态系统中的组成和变化，具有可靠性强、重复
性好、方便快捷等优点，且该方法能够更好地反映土壤
微生物多样性的原始状态。通过对不同生物替代试验
小区土壤DGGE图谱分析研究，同时结合土壤养分相
关分析，对替代处理后黄顶菊根际土壤中的真菌群落
多样性变化进行了研究，旨在探索不同替代处理对黄
顶菊根际土壤真菌群落多样性的影响，揭示替代控制
黄顶菊的微生物学机理，为黄顶菊的生态治理提供理
论依据[9-10]。
1 材料与方法
1.1 试验设计与样品采集
研究区位于河北省沧州市献县陌南村黄顶菊重发
区(38°15′30″N，115°57′50″E)，该地区属温带大
陆性季风气候，年平均气温12.3℃，年降水量560 mm，
全年日照平均 2800 h，无霜期 189天，土壤类型为潮
土，pH值偏弱碱性。该地区地势相对平坦，具有相同
的地貌、地形特征和土壤起源，人畜干扰较少，生境差
异较小。主要伴生草本植物有狗尾草(Setaria viridis)、
马唐 (Digitaria sanguinalis)、芦苇 (Phragmites australis)
和水稗草(Echinochloa hispidula)等[6]。
试验始于2010年6月，运用取代试验研究法，选取
该地区农田设计5个试验小区，单个小区面积5 m×15 m，
并且每个小区之间都有 3 m以上间隔距离，在单位面
积总植株密度一定的条件下，设置替代植物（灰绿藜、
反枝苋）分别和黄顶菊按1:1比例混种，以及替代植物
和黄顶菊分别单种共 5种种植方式，分别是单种黄顶
菊、灰绿藜、反枝苋，以及黄顶菊和灰绿藜混种，黄顶菊
和反枝苋混种共 5个试验小区。2010年 8月中旬采
样，在研究区的5个试验小区内分别按S形选取6个采
样点，每个采样点面积为1 m×1 m，各采样点间距离大
于 3 m。以抖落法在每个采样点取 2个植株的根际土
壤，每小区的12个根际土样混为1个土样。采样前去
除地面植物和凋落物等有机杂质，同时遮荫，避免阳光
照射。土壤样品放入无菌塑料自封袋，低温条件下带
回实验室，一部分-20℃冰箱保存，用于土壤真菌多样
性测定，一部分土样室内风干后过 0.15 mm筛用于土
壤理化性质分析。
1.2 研究方法
1.2.1 土壤理化性质测定 土壤有机质含量采用重铬酸
钾容量法测定；土壤铵态氮含量采用KCl浸提-靛蓝比
色法；土壤硝态氮含量采用KCl浸提-紫外分光光度
法；土壤速效磷含量采用NaHCO3浸提-钼锑抗比色
法；土壤微生物量碳测定采用熏蒸法[11]。
1.2.2 土壤总DNA提取 采用试剂盒提取DNA。依据
试剂盒附带的操作指南，利用土壤DNA快速提取专用
·· 61
中国农学通报 http://www.casb.org.cn
试剂盒(BIO101, Vista, CA)，每个土样取 3个重复，分
别提取土壤总DNA，经 1.2%琼脂糖凝胶电泳检测，并
测定其核酸浓度后分装备用。
1.2.3 基因组18S rDNA的Nested-PCR扩增 本试验通
过2轮PCR反应，即Nested-PCR来扩增土壤真菌特异
片段。
第1次PCR：所用引物为真菌18S rDNA通用引物
GeoA2和Geo11（表 1）。扩增片段的大小约 1800 bp。
反应体系为50 µL总体积，ddH2O 34.5 µL，10倍缓冲液
5 µL，dNTP 4 µL，Geo11为 2 µL，GeoA2为 2 µL，Taq
（5 u/µL）0.5 µL，模板DNA为 2 µL。反应程序为 94℃
4 min预变性，94℃ 1 min，54℃ 1 min，72℃ 2 min，30个
循环，72℃ 7 min。
第2次PCR：第1次PCR产物1:10稀释后（如电泳
不见条带则不稀释）作模板进行PCR扩增[8]，所用引物
为NS31-GC和AM1（表 1），扩增片段的大小约 550 bp
反应体系同上。反应程序为 94℃ 2 min预变性，94℃
45 s，65℃ 1 min，72℃ 45 s，30个循环，72℃ 7 min。
取PCR产物各5 µL，1.0%琼脂糖凝胶电泳检测。
1.2.4 18S rDNA的PCR产物变性梯度凝胶电泳 变性
梯度凝胶电泳（DGGE）是根据DNA解链行为的不同，
分离具有相同长度但是碱基对序列不同的DNA。各
泳道中被分离的每一个条带理论上可代表样品中真菌
群落中的一个种属，条带的浓度代表了菌群数量的多
少。试验采用 DcodeTM通用基因突变检测系统
（Bio-Rad，USA）对 PCR反应产物进行分离。丙烯酰
胺凝胶(37.5:1)浓度为 6%，变性剂梯度为 40%~60%
（100%变性剂含有 7 mol/L尿素和 40%(v/v)去离子甲
酰胺），电泳缓冲液为 1×TAE。将 25 μL PCR产物和
5 μL 6 × loading buffer用微量进样器加入胶孔中，
130 V、60℃条件下电泳8 h。
电泳结束后，小心取出凝胶，放在SYBRTM Green I
(1:10000)染液中染色30 min，然后用Gel Dox XR凝胶
成像系统(Bio-Rad，USA)观察并拍照。DGGE图谱采
用QuantityOne软件（Bio-Rad，美国）进行分析处理。
在图像处理过程中，对于在DGGE电泳图上肉眼可
见，但被软件忽略掉的一些条带进行了手动添加处理，
条带的密度由软件自动算出。采用 UPGMA法对
DGGE后图谱各样品的相似性进行聚类分析，并采用
Shannon-Wiener指数(H)来评价土壤真菌多样性。其
他 相 关 数 据 采 用 Excel 2007 进 行 处 理 分 析 。
Shannon-Wiener指数的计算公式如下：H=-ΣPilnPi；式
中，H为 Shannon-Wiener指数，Pi为第 i条带灰度占该
样品总灰度的比率，即由Quantity One软件测得的条
带的相对亮度即为Pi。
2 结果与分析
2.1 不同替代处理小区土壤理化性状变化
不同替代处理黄顶菊根际土壤养分含量差异显著
（表 2）。结果表明，黄顶菊根际土壤有机质含量显著
高于单种本地替代植物（灰绿藜、反枝苋），替代处理后
黄顶菊根际土壤有机质含量显著下降，单种黄顶菊根
际土壤有机质含量最高为80.75 g/kg。与之类似，替代
处理后黄顶菊根际土壤中铵态氮和硝态氮含量均明显
下降，但是高于单种本地替代植物（灰绿藜、反枝苋）；
引物
GeoA2
Geo11
AM1
NS31-GC
序列
5CCAGTAGTCATATGCTTGTCTC3’
5ACCTTGTTACGACTTTTACTTCC3’
5GTTTCCCGTAAGGCGCCGAA 3’
5TTGGAGGGCAAGTCTGGTGCC3’
片段长度/bp
1800
550
文献来源
[12]
[5]
项目
速效磷/(g/kg)
铵态氮/(mg/kg)
硝态氮/(mg/kg)
有机质/(g/kg)
微生物量碳/(mg/kg)
黄顶菊
4.60±0.03c
17.33±0.81c
6.51±0.06c
80.75±0.57a
11.92±0.34c
灰绿藜
9.10±0.05a
7.41±0.49a
2.55±1.21a
73.76±0.46a
5.87±0.34c
反枝苋
9.25±0.25a
7.45±0.40a
2.35±0.24a
73.05±0.37a
6.12±0.11a
反加黄
6.45±0.01b
15.06±0.02b
4.92±0.11b
76.51±0.80b
9.85±0.25bc
灰加黄
6.55±0.10b
12.55±0.34b
4.88±0.73b
76.33±0.12b
9.98±0.14c
表1 Nested PCR引物
注：NS31-GC的5端接 5CGCCCGGGGCGCGCCCCGGGCGGGGCGGGGGCACGGGGG3序列。
表2 不同混种类型土壤理化性状变化
注：同行不同字母表示差异显著(P<0.05)；表中数据是平均数±标准误差。
·· 62
常瑞恒等：生物替代对黄顶菊根际土壤真菌群落多样性的影响
黄顶菊根际土壤微生物量碳显著高于单种替代植物的
根际土壤，其中单种黄顶菊根际土壤微生物量碳含量
最高，为 11.92 g/kg。另外，土壤磷素养分呈现与氮素
养分含量相反的趋势，即单种本地替代植物（灰绿藜、
反枝苋）>替代处理黄顶菊>单种黄顶菊，差异显著。
由此表明，替代控制黄顶菊后其根际土壤养分结构发
生了改变。
2.2 不同替代处理试验小区土壤DNA提取效果
采用专业试剂盒（BIO101, Vista, CA），按照最大
得率方法提取土壤总DNA。经1%琼脂糖凝胶电泳可
直接检测如（图 1）。从图中可以看出，不同试验小区
土壤提取的总基因组DNA大于 25 kb，表明得到较为
完整的总DNA[13]。但部分电泳条带比较模糊，说明根
际土壤DNA在提取过程中被剪切或有降解情况，并且
可能有无机盐杂质存在[9]。
2.3 基因组DNA的PCR扩增结果
在 靶 模 板 DNA 量 很 少 的 情 况 下 ，通 过
Nested-PCR的放大作用，可很好的扩增出目标产物，
因此可对不同土壤样品总基因组进行Nested-PCR以
获取大量目标产物。从各样品的Nested-PCR扩增结
果（图 2）可知，通过 2轮 PCR程序扩增得到约 550 bp
左右的目标产物，与理论值相符 [14]。说明该
Nested-PCR程序适合用于 18S rDNA的扩增，并且能
够得到较好的目的产物。
25 kb
500 kb
550 kb
1—3:反加黄；4—6:灰绿藜；7—9:灰加黄；10—12:反枝苋；13—15:黄顶菊
图1 入侵地土壤基因组（每个样品有3个重复条带）
1—3:反加黄；4—6:灰绿藜；7—9:灰加黄；10—12:反枝苋；13—15:黄顶菊
图2 Nested-PCR扩增结果（每个样品有3个重复条带）
2.4 土壤中真菌群落DGGE图谱分析
对扩增产物DGGE指纹图谱分析表明，不同处理
间在高GC部位有一定的相似性，许多条带为共有条
带，比如（图 3）中 1号条带是所有样品都有，这说明在
样品土壤中这种真菌属于基本种群，比较稳定，不受混
种的影响，但共有条带的亮度差异较大，其中单种黄顶
菊的土样条带最暗，说明其真菌数量最少；2号条带是
单种黄顶菊所特有的条带，表明该类真菌只在单种黄
顶菊小区土壤里存在，即该类真菌和黄顶菊的生长密
切相关，但在混种处理后的低GC部位并未出现2号条
带，说明混种处理改变了黄顶菊原来的微生态环境。
另外从DGGE电泳图谱上可以看出，各个泳道15
条主要特征条带中，不同样品所代表的各泳道中的15
1—3：反加黄；4—6：灰绿藜；7—9：灰加黄；
10—12：反枝苋；13—15：黄顶菊
图3 不同入侵地土壤样品DGGE图谱（每个样品有3个重复）
M 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15
M 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15
·· 63
中国农学通报 http://www.casb.org.cn
条主要特征条带在数量、位置上等都呈现出差异。黄
顶菊替代处理后泳道中的条带数明显少于单种黄顶菊
的泳道，尤其是反枝苋替代处理的泳道(1—3)。单种
黄顶菊泳道(13—15)中很多主要条带，如条带7、8等在
替代处理样品的 DGGE图谱中没有与其相应的条
带。总的来说泳道 1—3和 7—9的条带分布不是很丰
富，其他泳道相对比较丰富，说明混种小区土壤真菌种
群数量变少，而单种黄顶菊泳道的电泳条带数目相对
丰富，即真菌种群数量相对较多。
根据DGGE图谱中每个样品不同条带的强度和
迁移率，按照UPGAMA算法对每个电泳样品的条带
图谱进行真菌群落相似性程度聚类分析，聚类分析结
果表明（图 4），2种替代植物分别与黄顶菊混种，即反
加黄和灰加黄的土壤真菌DGGE图谱聚为第 1类群，
相似性指数为 54%；替代植物和黄顶菊分别单种的土
壤真菌DGGE图谱聚为一类。混种与单种植物的土
壤真菌DGGE图谱未聚成一类有较大差异，差异主要
体现在条带数量上，也就是土壤中真菌种群的差异。
说明替代植物与黄顶菊混种后改变了黄顶菊根际土壤
的真菌群落多样性。
根据电泳图谱中每个条带的强度，对不同类型土
壤真菌群落H进行相关性分析。由（表 3）可知，不同
混种土壤样品中，单种黄顶菊的土壤真菌多样性指数
最高，其次是单种反枝苋，替代处理后的土壤真菌多
样性指数，即反加黄为 2.04，灰加黄为 2.11，相对比较
低。再次说明了替代处理后黄顶菊根际土壤真菌多
样性下降，即降低了黄顶菊特征菌群多样性，破坏了
黄顶菊最适生长环境，从而使黄顶菊的替代控制成为
可能。
2.5 土壤真菌群落多样性与土壤养分的关系
5个不同小区土壤真菌特征群落H与土壤养分之
间的相关分析结果显示（表 4），土壤真菌多样性指数
与有机质、微生物量碳显著正相关，与速效磷显著负相
关。
0.54
0.45
0.48
0.59
#2
#5
#4
#1
#3
1:反加黄；2:灰绿藜；3:灰加黄；4:反枝苋；5:黄顶菊
图4 不同土壤18S rDNA条带图谱的聚类分析
土壤类型
多样性指数（H）
黄顶菊
2.78c
灰绿藜
2.21b
反枝苋
2.74c
反加黄
2.04a
灰加黄
2.11a
表3 不同土壤真菌Shannon-Wiener指数
注：同行不同字母表示差异显著（P<0.05），n=5。
理化性质
多样性指数
速效磷
-0.866*
铵态氮
0.454
硝态氮
0.113
有机质
0.952*
微生物量碳
0.870*
表4 土壤真菌群落多样性与土壤理化性质的相关分析
注：*表示显著相关（P<0.05），**表示极显著相关（P<0.01）。
·· 64
常瑞恒等：生物替代对黄顶菊根际土壤真菌群落多样性的影响
3 结论与讨论
本试验通过 PCR-DGGE分子技术对入侵植物黄
顶菊不同替代处理的土壤样品进行了分析，揭示了 2
种本地植物反枝苋和灰绿藜分别与外来入侵植物黄顶
菊混种后引起的入侵地土壤真菌群落结构多样性的变
化。首先，随着2种本地植物分别与黄顶菊混种，均对
黄顶菊入侵地土壤真菌多样性造成了影响。而且入侵
地土壤中真菌的优势种群也发生了变化。同时，结合
入侵地土壤养分进行分析，得出替代处理后黄顶菊入
侵地土壤养分含量下降，但明显高于单种本地植物。
但是，真菌在黄顶菊入侵过程中是否起作用，起着怎样
的作用并无确切研究。有必要寻找新的方法对这些真
菌进行分离和进一步研究，从而了解这些真菌在外来
植物入侵过程中与入侵植物的相互作用，为研究外来
植物入侵的土壤微生物机制提供理论基础，同时为实
际防除外来植物应用中提供更多的可靠依据。
外来植物与入侵地土壤微生物的互作关系是影响
外来植物入侵力和生态系统可入侵性的一个重要方
面。替代处理后对黄顶菊入侵地土壤养分循环和土壤
微生物群落多样性的影响以及这种影响对外来植物的
生物替代进程有怎样的反馈作用是当前备受关注，也
是国内外的研究热点[15-17]。有研究通过土壤微生物培
养等试验指出：于兴军等[18]提出一个可能的生物入侵
机制：土壤真菌群落在外来植物入侵过程中可能起到
了桥梁的作用；外来植物通过改变入侵地土壤的微生
物群落结构，破坏土著植物与土壤微生物之间长期的
平衡的共生关系，从而影响本地种的生长及种群的更
新，最终使入侵植物能够成功入侵。牛红榜等[19-20]的研
究结果表明，紫茎泽兰在入侵地定植后，可能通过增加
了与土壤养分循环相关的细菌功能类群数量，进而增
多了土壤可利用的养分，创造对紫茎泽兰自身生长有
利的土壤环境，这种改变使土壤养分循环加速，可能增
强了紫茎泽兰对养分的吸收能力。这与本研究相一
致，本地植物灰绿藜和反枝苋与黄顶菊混种后，降低了
入侵地土壤养分含量，使微生物的活动减弱，最终改变
了土壤微生物的生长和繁殖[21]。在本研究结果中，黄
顶菊根际土壤中的真菌群落多样性在不同生物替代处
理后土壤中存在差异，那么这种由本地植物替代处理
后引起的土壤真菌群落多样性的改变反过来对黄顶菊
的生物防治是否是一个正的反馈作用呢？是否利于进
一步的替代控制黄顶菊入侵呢？这需要后续的试验进
一步验证。
另外，本研究利用真菌的 AM1/NS31 区进行
DGGE分析，得到了重复性较好的结果。但是，有研究
表明AM1/NS31引物对同时也扩增出与病原微生物相
似性很高的菌群。说明AM1/NS31引物对也能扩增出
非真菌，说明此引物对的特异性并不强，但由于没有更
好的真菌特异性引物，引物对AM1/NS31在真菌群落
多样性研究中仍然广泛使用[22]。并且DGGE图谱条带
复杂，有很多条带肉眼难以识别，并且不同条带分别代
表何种菌类，缺失或发生改变的条带是那种微生物，这
些问题常常使得不同处理间的差异难以深入比较。如
果辅以传统方法，并进行合理的选择与改善DNA的提
取、引物的选择、PCR反应条件的优化等，将可以在一
定程度上避免该技术所带来的缺陷，从而使DGGE技
术成为土壤微生物群落多样性研究中的有力工具[23-24]。
参考文献
[1] 史刚荣,马成仓.外来植物成功入侵的生物学特征[J].应用生态学
报,2006.17(4):727-732.
[2] 闫素丽,皇甫超河.四种牧草植物替代控制对黄顶菊入侵土壤细菌
多样性的影响[J].植物生态学报,2011,35(1):45-55.
[3] Ma W K, Siciliano S D, Germida J J. A PCR-DGGE method for
detecting arbuscular mycorrhizal fungi in cultivated soils[J].Soil
Biology&Biochemistry, 2005,37:1589-1597.
[4] 张天瑞,皇甫超河,白小明,等.黄顶菊入侵对土壤养分和酶活性的
影响[J].生态学杂志,2010,29(7):1353-1358.
[5] Helgason T, Daniell T J, Husband R. Ploughing the word-wide-web?
[J].Nature, 1998.394: 431.
[6] 皇甫超河,张天瑞,刘红梅,等.三种牧草植物对黄顶菊田间替代控
制[J].生态学杂志, 2010,29(8):1511-1518
[7] 高贤明,唐廷贵,梁宇,等.外来植物黄顶菊的入侵警报及防控对策
[J] .生物多样性,2004,12(2):274-279.
[8] 于兴军,于丹,马克平.不同生境条件下紫茎泽兰化感作用的变化
与入侵力关系的研究[J].植物生态学报2004,28(6):773-780.
[9] Heijden M G A, Klironomos J N, Ursic M. Mycorrhizal fungal
diversity determines plant biodiversity, ecosystem variability and
productivity[J]. Nature,1998,396:69-72.
[10] 张珍妮,吴晓芙,陈永华,等.DGGE技术在环境微生物多样性研究
中的应用[J].生物技术通报,2009,12:48-52.
[11] 鲍士旦.土壤农化分析[M].北京:中国农业出版社,1981.
[12] Schwarzott D, Schüßler A. A simple and reliable method for ssu
RNA gene DNA extraction, amplification and cloning from single
AM fungal spore[J]. Mycorrhiza, 2001,10:203-207.
[13] 王雪.利用 PCR-DGGE技术分析不同生境黄糱 (Phellodendron
amurense)AM真菌多样性[D].哈尔滨:黑龙江大学,2009.
[14] 龙良鲲,羊宋贞,等.AM真菌DNA的提取与PCR-DGGE分析[J].菌
物学报,2005,24(4):564-569.
[15] 贾伟.入侵菊科植物对根际土壤微生物群落结构的影响[D].福州:
福建农林大学, 2010.
[16] 蒋智林,刘万学,万方浩,等.紫茎泽兰与本地植物群落根际土壤酶
活性和土壤肥力的差异 [J].农业环境科学学报,2008,27(2):
660-664.
·· 65
中国农学通报 http://www.casb.org.cn
[17] Ehrenfeld J G, Kourtev P, Huang W Z. Changes in soil functions
following invasions of exotic understory plants in deciduous forests
[J]. Ecological Applications,2001,11,287-1300.
[18] 于兴军,于丹,卢志军,等.一个可能的植物入侵机制:入侵种通过改
变入侵地土壤微生物群落影响本地种的生长[J].科学通报,2005,
50(9):896-903.
[19] 牛红榜,刘万学,万方浩.紫茎泽兰(Ageratina adenophora)入侵对土
壤微生物群落和理化性质的影响 [J].生态学报,2007,27(7):
3051-3060.
[20] 李会娜,刘万学,戴莲,等.紫茎泽兰入侵对土壤微生物、酶活性及肥
力的影响[J].中国农业科学,2009.42(11):3964-3971.
[21] 于兴军,于丹,卢志军,等.一个可能的植物入侵机制:入侵种通过改
变入侵地土壤微生物群落影响本地种的生长[J].科学通报,2005,
50(9):896-903.
[22] Vainio E J, Hantula J. Direct analysis of wood-inhabiting fungi
Using denaturing gradient gel electrophoresis of ampli fi ed
ribosomal DNA[J]. Mycological Research,2000,104:927-936.
[23] Reddy S R, Pindi P K, Reddy S M. Molecular methods for research
on arbuscular mycorrhizal fungi in India:problems and prospects[J].
Current Science,2005,89:1699-1709.
[24] Muyzer G, Waal E C, uitterlinden A G. Profiling of complex
microbial populations by denaturing gradient gel electrophoresis
analysis of polymerase chain reaction-amplified genes coding for
16S rRNA [J]. Applied Environmental Microbiol,1993,59(3):
695-700.
·· 66