全 文 ：分子植物育种，2016年，第 14卷，第 9期，第 2305-2311页
Molecular Plant Breeding, 2016, Vol.14, No.9, 2305-2311
基金项目：本研究由国家自然科学基因青年项目(31400569)资助
研究报告
Research Report
旱柳与龙爪柳 α微管蛋白基因家族的克隆与序列分析
睢金凯 1 饶国栋 1, 2 张建国 1, 2*
1国家林业局林木培育重点实验室,中国林业科学研究院林业研究所,北京, 100091; 2南京林业大学南方现代林业协同创新中心,南京, 210037
*通讯作者, zhangjg@caf.ac.cn
摘 要 本研究以杨树和拟南芥 α微管蛋白氨基酸序列为探针，利用本地化 BLAST工具搜索柳树全基因
组数据库，根据搜索所获序列克隆旱柳和龙爪柳 α微管蛋白基因。通过 qRT-PCR技术分析不同柳树组织中
α微管蛋白基因的表达水平，并利用 BioEdit和MEGA5软件分别进行序列相似性和系统发育分析。结果显
示，两种柳树各有 8个 α微管蛋白基因。柳树种内两两基因间核苷酸和氨基酸序列相似性分别在 78.3%和
88.4%以上，种间 α微管蛋白氨基酸序列相似性在 88.2%以上，而柳树与其它植物间的 α微管蛋白氨基酸序
列相似性在 85.1%以上。我们还发现，半数 α微管蛋白都包含一个 C末端甲硫氨酸、亮氨酸、谷氨酸或谷氨
酰胺，而不是更为典型的酪氨酸。在系统发育分析中 α微管蛋白分为两类，说明这些基因可能起源于不同的
祖先。C末端为 Y型的 TUA1基因在柳树一年生枝条基部、中段、伸长区和茎尖中高度表达，据此推测它们可
能参与柳树木质部的发育过程。柳树 TUA基因家族高度的序列相似性、C末端多样性和不同的表达模式可
能赋予了细胞壁形成的灵活性，这对多年生木本植物的适应性具有重要意义。
关键词 α微管蛋白,序列相似性,系统发育, qRT-PCR
Cloning and Sequence Analysis of α-Tubulin Gene Families in Salix
matsudana Koidz. and S. matsudana var. tortuosa (Vilm.) Rehd
Sui Jinkai 1 Rao Guodong 1, 2 Zhang Jianguo 1, 2*
1 Key Laboratory of Tree Breeding and Cultivation, State Forestry Administration, Research Institute of Forestry, Chinese Academy of Forestry, Bei-
jing, 100091; 2 Collaborative Innovation Center of Sustainable Forestry in Southern China, Nanjing Forestry University, Nanjing, 210037
* Corresponding author, zhangjg@caf.ac.cn
DOI: 10.13271/j.mpb.014.002305
Abstract In this study, the whole genome database of Salix was searched with α-tubulin amino acid sequences
from Populus and Arabidopsis as probes by using a localized BLAST tool. The α-tubulin genes of S. matsudana
and S. matsudana var. tortuosa were cloned based on the searched sequences. Expression level of the α-tubulin
genes in various willow tissues were analyzed by qRT-PCR technology, and sequence similarity and phylogenetic
analysis were carried out with BioEdit and MEGA5 software, respectively. The results showed that each willow
contained eight α-tubulin genes. Each α-tubulin gene shared more than 78.3% and 88.4% nucleotide and amino
acid sequence similarity with one another in each willow species. And there was over 88.2% amino acid sequence
similarity of the α-tubulin between the two willows. While the amino acid sequence similarity among Salix and
other plants were larger than 85.1%. We also found that half of the eight Salix α-tubulin proteins contained a
C-terminal methionine, leucine, glutamic acid or glutamine, instead of the more typical C-terminal tyrosine. In the
phylogenetic analysis, α-tubulin proteins formed two distinct classes, which suggested these genes might originate
from different ancestors. The C-terminal Y-type TUA1 genes were highly expressed in basal, middle, elongation
and apical region of one year old branches of willows, therefore they were predicted to involve in the process of
xylem development. The high degree of sequence similarity, C-terminal diversity and differential expression
分子植物育种
Molecular Plant Breeding
pattern of Salix TUA gene families may confer flexibility in cell wall formation that is of important significance to
the acclimatization of perennial woody plants.
Keywords α-tubulin, Sequence similarity, Phylogenetic, qRT-PCR
微管(MTs)是真核生物细胞骨架的组成成分，在
生物生长和发育过程中具有多种重要功能。有研究
表明，MTs 参与细胞的有丝分裂(Rasmussen et al.,
2013; Louveaux and Hamant, 2013; Masoud et al.,
2013)、细胞状态的转变(Ruan and Wasteneys, 2014;
Ambrose and Wasteneys, 2011)、器官的形态建成
(Zhang et al., 2011)等生物过程。在植物中MTs与细
胞的形状有关(Ivakov and Persson, 2013)，在植物细
胞壁的形成过程中引导纤维素微纤维的沉积(Led-
better and Porter, 1963)。MTs由 α微管蛋白(TUA)和
β微管蛋白(TUB)异质二聚体构成，TUA和 TUB蛋
白具有高度的序列保守性，动物、植物、原生生物和
真菌中的同源蛋白氨基酸序列相似性一般在 88%以
上(Fosket and Morejohn, 1992; Dutcher, 2001)。
由于微管的这些重要功能，近几十年研究者们
对其研究热度有增无减。目前，模式植物拟南芥
[Arabidopsis thaliana (L.) Heynh.]中共发现 6个 TUA
基因(Kopczak et al., 1992)和 9 个 TUB 基因(Snustad
et al., 1992)；水稻(Oryza sativa L.)中有 4个 TUA基因
(Jeon et al., 2000)和 8个 TUB基因(Yoshikawa et al.,
2003)；玉米(Zea mays L.)中至少有 6个可编码 TUA
基因(Villemur et al., 1992)和 8 个有功能的 TUB 基
因(Villemur et al., 1994)；毛果杨(Populus trichocarpa
Torr. & Gray) 基因组中包含有 8个 TUA基因和 20
个 TUB基因(Oakley et al., 2007)。
这些微管蛋白基因的发现丰富并推动了人类对
微管的研究，但是迄今为止仍不能清楚地描述其复
杂的生物学功能，尤其是木本植物微管及微管蛋白
的研究目前还不是很多，这主要是由于木本植物生
长发育周期长，其转基因研究周期也将长于其他草
本植物，再加上众所周知的遗传转化效率低等问题，
使得木本植物的很多研究都相对落后。
本研究以中国特有的旱柳(Salix matsudana Koi-
dz.)及其变种龙爪柳[S.matsudana var. tortuosa (Vilm.)
Rehd.](王战和方振富, 1984)为材料，克隆获得了两
树种的 TUA基因，并对其核酸和推测的氨基酸序列
进行了比对、系统发育以及组织特异性表达分析，为
将来木本植物中微管蛋白的研究提供了一定的理
论支持。
1结果与分析
1.1 TUA基因家族核酸和氨基酸序列相似性
克隆获得的旱柳与龙爪柳 α微管蛋白基因分别
命名为 SmTUA1-SmTUA8与 SmtTUA1-SmtTUA8。比
较发现，两树种间 TUA同源基因开放读码框(ORF)
长度相等，因此 SmTUA 与 SmtTUA 基因家族成员
ORF长度范围同为 1 350~1 356 bp，而其家族内部成
员间的核酸序列相似性也非常接近，分别为 73.8%~
94.1%和 73.8%~93.8%。预测的 SmTUA与 SmtTUA
蛋白氨基酸序列长度范围同为 449~451 bp，家族内
部成员间的序列相似性分别达到 88.8%~98.6%和
88.4%~97.7%。旱柳与龙爪柳中有 2对 TUA直系同
源蛋白的氨基酸序列完全一致，它们分别是 TUA4
与 TUA8。而两树种其它 TUA直系同源蛋白之间序
列相似性也高达 99.1%以上，TUA旁系同源蛋白之
间为 88.2%~98.2%。
此外，旱柳其它植物 TUA家族之间的氨基酸序
列相似性也很高，尤其是与钻天柳[Chosenia arbutifolia
(Pall.) A. Skv.]、簸箕柳(S. Suchowensis W. C. Cheng ex
G. Zhu)和毛果杨 3 个杨柳科植物之间。旱柳 8 个
TUA蛋白中 TUA2与毛果杨中直系同源蛋白完全一
致，TUA2、TUA3 和 TUA5 分别与簸箕柳中 3 个直
系同源蛋白完全一致，TUA5与钻天柳中直系同源蛋
白完全一致，与 3个树种中其它直系同源蛋白的序
列相似性分别达到 98.2%~99.5%、99.1%~99.7%和
98.8%~99.7%；与 3树种中 TUA旁系同源蛋白序列
相似性也高达 88.0%~98.6%、88.2%~98.6%和 88.4%~
98.6%。旱柳 TUA蛋白家族与拟南芥、水稻、玉米、狗
尾草[Setaria viridis(L.) Beauv.]、二穗短柄草[Brachy-
podium distachyum (L.) Beauv.]和高粱(Sorghum bico-
lor L.)中的同源蛋白序列相似性分别为 88.0%~96.2%、
86.4%~96.4%、86.0%~97.1%、88.0%~97.1%、87.3%~
95.5%和 85.1%~93.8%。
龙爪柳 TUA蛋白与上述其它物种的同源蛋白
相似性也很高，但是其中没有任何蛋白与其它 3个
杨柳科物种的直系同源蛋白完全一致。龙爪柳 TUA
蛋白与毛果杨、簸箕柳和钻天柳中的直系同源蛋白
相似性范围分别为 97.7%~99.7%、99.1%~99.7%和
98.8%~99.7%，与旁系同源基因相似性范围相对较
低，分别为 88.0%~98.2%、88.2%~98.2%和 88.4%~98.2%；
2306
与拟南芥、水稻、玉米、狗尾草、二穗短柄草和高粱中的
同源蛋白序列相似性分别为 88.0%~96.4%、86.4%~
96.8%、86.0%~97.5%、87.7%~97.5%、87.3%~95.3%和
85.1%~94.2%。
尽管上述植物 TUA同源蛋白整体序列相似性
很高，但是 TUA蛋白的 C末端却非常多变(图 1)，这
一现象在目前发现的植物 TUA蛋白中似乎是个共
性。目前发现的绝大部分植物 TUA蛋白都是酪氨酸
残基(Y) C末端，称为 Y-型，而脱酪氨酸化-酪氨酸
化是极为常见的一种微管蛋白翻译后修饰(PMT)。但
是，旱柳和龙爪柳中只有一半 TUA蛋白是 Y-型，其
它 4个成员的 C末端则分别是甲硫氨酸(M)、亮氨酸
(L)、谷氨酸(E)和谷氨酰胺(Q)，分别命名为 M- 型、
L-型和E/Q-型。
1.2 TUA蛋白系统发育分析
将旱柳、龙爪柳与其它植物 α微管蛋白氨基酸
序列进行系统发育分析，发现植物 TUA 可分为
ClassⅠ和 ClassⅡ两大类(图 2)，据此推测 TUA蛋白
可能起源于 2个祖先基因。其中 8个旱柳(Sm)、8个
龙爪柳(Smt)、8 个簸箕柳(Ss)、8 个钻天柳(Ca)、8 个
毛果杨(Pt)、6个拟南芥(At)和 4个水稻(Os) TUA都
均匀分布在这两类中。5个杨柳科树种的 TUA直系
同源蛋白在系统发育树中各自聚类在 1个小枝上，
说明每一组直系同源蛋白中的 5条 TUAs均来自同
一个祖先序列。
在 ClassⅠ中大部分单子叶和双子叶 α微管蛋
白分别聚类在不同分支。ClassⅠ的第二个分支全部
都是单子叶植物 TUA，其中包括 2个水稻 TUA(Os-
TUA2 和 OsTUA3)、3 个玉米 TUA (ZmTUA1, Zm-
TUA2和 ZmTUA4)、1个狗尾草 TUA(SvTUA2)、和 1
个高粱 TUA (SbTUA1)。第三、第四、第五、第六分支
全部都是双子叶植物 TUA，其中包括旱柳、龙爪柳、
钻天柳、簸箕柳、毛果杨 TUA各 4个(TUA1, TUA3,
TUA5和 TUA7)，另外还有 8个棉花(Gossypium hir-
sutum L.) TUA。4组杨柳科直系同源基因分别聚类
成 4个小枝，说明 4种柳树 TUA1、TUA3、TUA5和
TUA7可能和毛果杨一样不是由真双子叶植物全基
因组复制事件和杨柳科植物全基因组复制事件造成
的，而是其他区段重复所致。而第一分支中单双子叶
都有分布，暗示该分支的 5个蛋白可能比 ClassⅠ中
的其他蛋白更原始。在旱柳和龙爪柳一年生枝条的
中段(S2)和上部(S3)表达量较高的 TUA1与棉花 Gh-
TUA1、GhTUA7 聚在一起，说明 SmTUA1 和 Smt-
TUA1可能与 GhTUA1、GhTUA7具有相似的功能，
即与植物次生细胞壁的发育相关。
ClassⅡ中的分支情况与 ClassⅠ很相似，单、双
子叶 TUA基本上也是分开的。第二分支中全部都是
单子叶植物 TUA，其中包括 2个玉米 TUA (ZmTU-
A5和 ZmTUA6)、1个水稻 TUA (OsTUA1)以及 1个
二穗短柄草 TUA (BdTUA1)。第三分支中全部都是
双子叶植物 TUA，包括旱柳、龙爪柳、钻天柳、簸箕
柳、毛果杨 TUA各 4个(TUA2, TUA4, TUA6和 TU-
A8)和 1个拟南芥 TUA (AtTUA3/5)。该分支中的 4种
柳树 TUA可能同毛果杨的 4个 TUA一样来源于 1个
祖先基因，经过真双子叶植物全基因组复制事件增
加为 TUA2/4和 TUA6/8，再经过杨柳科植物全基因
组复制事件后继续扩张成为现在的 TUA2、TUA4、
TUA6和 TUA8 (Tuskan et al., 2006)。ClassⅡ中的第
一分支同 ClassⅠ一样也是单、双子叶 TUA混合分
支，其中包括 3个单子叶植物 TUA (OsTUA4, SbTU-
A3和 BdTUA2)，和 1个在花粉中特异表达的拟南芥
TUA (AtTUA1)。
旱柳与龙爪柳 α微管蛋白基因家族的克隆与序列分析
α-Tubulin Gene Families in Salix matsudana Koidz. and S. matsudana var. tortuosa (Vilm.) Rehd.
图 1 TUA蛋白 C末端氨基酸序列
Figure 1 C-terminal amino acid sequences of TUA proteins
2307
分子植物育种
Molecular Plant Breeding
1.3柳树 TUA基因家族的实时定量 PCR
实时定量 PCR (qRT-PCR)分析结果显示在一年
生枝条 4 个组织中，无论是旱柳还是龙爪柳处于
Class I分支的 4个 TUA基因中 Y-型TUA1的表达
水平是最高的，尤其是在枝条中部和伸长区表达水
品明显高于其它部位(图 3)。不同的是 SmTUA1在枝
条中部表达水平最高，伸长区次之；SmtTUA1在伸长
区表达水平最高，中部次之。同为 Y-型的TUA7在
4个组织中均没有检测到。M-型的TUA3和 L-型
的 TUA5在 4个组织中均有表达，但表达水平很低。
图 2 TUA蛋白系统发育分析
Figure 2 Phylogenetic analysis of TUA proteins
各组织中 TUA3表达水平均高于 TUA5，旱柳各组织
TUA3 表达水平均高于龙爪柳。Class Ⅱ中的 4 个
TUA基因，无论是 Y-型还是E/Q-型在4个组织中
的表达水平都很低或者根本检测不到。
2讨论
本研究通过克隆获得旱柳和龙爪柳 TUA 基因
各 8 个，与毛果杨和美洲山杨 (Populus tremuloides
Michx.)的 TUA基因家族(Oakley et al., 2007)成员数
相等。本研究将旱柳和龙爪柳 α微管蛋白之间以及
与其它植物同源蛋白之间的序列比对，发现旱柳与
2308
龙爪柳两变种间 TUA直系同源蛋白序列相似性均
在 99%以上，其中 TUA4与 TUA8两对蛋白序列更
是完全一致，这在分子水平上一定程度上印证了两
树种间亲缘关系确实很近。在同属杨柳科的 5种植
物间，TUA 直系同源蛋白序列相似性均在 97%以
上，有些甚至完全一致；旁系同源蛋白的序列相似性
也高达 88%以上。旱柳和龙爪柳与其它被子植物 α
微管蛋白间序列相似性均在 85%以上。早期很多研
究也表明动物、植物、原生生物和真菌中的 TUA蛋
白氨基酸序列相似性高达 88%以上(Mages et al.,
1988; Rohel et al., 1998; Parker and Detrich, 1998; Sp-
ithill and Samaras, 1987; Alexandraki and Ruderman,
1981)。这些结果证明，α微管蛋白在真核生物中是非
常保守的，尤其是在同科植物间的保守性更高。这
种保守性对生物来说非常重要，研究表明突变会影
响酵母(Saccharomyces cerevisiae)微管的正常组装与
成核(Schatz et al., 1988)；而 TUA1的 GTP结合位点
突变会影响人与小鼠微管异质二聚体的形成，从而
导致其大脑皮层和海马体层状结构畸形(Keays et
al., 2007)。
共线性分析表明柳树与杨树染色体结构高度相
似(Dai et al., 2014)。本研究中系统发育分析表明多种
被子植物 TUA蛋白明显分为 ClassⅠ和 ClassⅡ两
类，且柳树 TUA蛋白与杨树中的直系同源蛋白都在
同一分支中。据此推测柳树 TUA蛋白与杨树相同
(Oakley et al., 2007)，分别起源于 2个祖先基因，其中
Class I可能经历了区段重复，而 ClassⅡ则经历了真
双子叶植物全基因组复制事件和杨柳科植物全基因
组复制事件。
图 3柳树 TUA组织特异性表达分析
Figure 3 Tissue-specific expression of willows TUAs
杨树 ClassⅠ中的 TUA基因在除花粉以外的其
它组织中是主要表达基因，其中 PtTUA1、PtTUA3和
PtTUA5在木质部的表达水平都比较高，而 PtTUA1
表达水平最高，PtTUA7 基本不表达(Oakley et al.,
2007)。与之类似，旱柳和龙爪柳 8个 TUA基因中只
有 ClassⅠ分类的 TUA1在一年生枝条中表达水平
最高，其次是 TUA3，未检测到 TUA7在柳树枝条中
表达，说明 TUA基因在杨柳科植物中的功能应该是
保守的。据此推测，柳树 TUA6和 TUA8可能同杨树
一样也在花粉中特异表达。
3材料与方法
3.1材料与试剂
旱柳(Salix matsudana Koidz.)与龙爪柳[S. matsu-
dana var. tortuosa (Vilm.) Rehd.]于 2013 年 5 月采自
北京植物园。大肠杆菌(Escherichia coli)TOP10感受
态细胞、克隆载体 pEASY-T3 Cloning Kit购自北京
全式金生物技术有限公司，EASYspin 植物 RNA快
速提取试剂盒购自北京艾德莱生物科技有限公司；
SuperRT cDNA 第一链合成试剂盒、2× Es Taq Mas-
terMix、100 bp Ladder DNA Marker、快速琼脂糖凝胶
DNA回收试剂盒、高纯度质粒小提试剂盒购于北京
康为世纪生物科技有限公司；SYBR誖 Fast qPCR
Mix、DL2000 DNA Marker购于宝生物工程(大连)有
限公司；琼脂糖购自 biowest公司。
3.2数据库与分析软件
拟南芥基因组数据库：http://www.arabidopsis.
org/；毛果杨基因组数据库：https://phytozome. jgi.doe.
gov/pz/portal.html；NCBI在线 Blast工具：http://blast.
ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi；NCBI 的在线引物设计工
具：http://www.ncbi.nlm.nih.gov/tools/primer-blast/ in-
dex.cgi?LINK_LOC=BlastHome；核酸和氨基酸序列
比对软件：BioEdit；系统发育分析软件：MEGA5。
3.3旱柳与龙爪柳 TUA基因的克隆
用文献中提供的毛果杨 TUA 基因模型(Oakley
et al., 2007)搜索其基因组数据库，获得 8 条 PtTUA
基因序列，以其氨基酸序列为探针利用 NCBI在线
Blast工具搜索柳树 TUA基因，筛选获得 8条序列相
似性很高的钻天柳 TUA基因。由于微管蛋白在各物
种间的保守性很高，旱柳、龙爪柳与钻天柳又同属于
杨柳科柳属植物，因此本研究以钻天柳的 8个 TUA
基因为模板，利用 NCBI的在线引物设计工具设计
旱柳与龙爪柳 α微管蛋白基因家族的克隆与序列分析
α-Tubulin Gene Families in Salix matsudana Koidz. and S. matsudana var. tortuosa (Vilm.) Rehd.
2309
分子植物育种
Molecular Plant Breeding
引物来克隆旱柳与龙爪柳 TUA基因。
旱柳与龙爪柳总 RNA的提取和 cDNA第一链
合成严格按照 EASYspin 植物 RNA 快速提取试剂
盒和 SuperRT cDNA第一链合成试剂盒操作手册执
行，PCR克隆采用 2×Es Taq MasterMix进行。PCR克
隆所用引物的详细信息列于表中(表 1)。
3.4 TUA基因家族序列分析
主要利用 BioEdit软件将克隆获得的旱柳和龙
爪柳 TUA基因编码区(CDS)翻译成氨基酸序列，并
与在各数据库中搜索获得的钻天柳、簸箕柳、毛果
杨、拟南芥、水稻、玉米、高粱、二穗短柄草和狗尾草
等 TUA基因进行物种间和物种内部核酸和氨基酸
序列比对，以分析 TUA基因家族在同一物种不同成
员间的序列相似性，以及在不同植物中的保守性。
3.5 TUA蛋白的系统发育分析
将克隆获得的柳树 TUA 基因氨基酸序列和通
过 NCBI blast搜索获得的多种重要单、双子叶植物
的 TUA氨基酸序列利用MEGA5中集成的ClustalW
模块进行序列对齐，然后在 MEGA5分析模块中将
对齐的序列数据利用邻接法(Neighbor-Joining, NJ)建
立无根系统发育树，分支可信度检测选用自展值
(bootstrap)法，设定为 1 000次重复，氨基酸替换模型
选用 JTT(Jones-Taylor-Thornton)模型，缺失位点处理
表 1柳树 TUA基因引物
Table 1 Primers of TUA genes in willow
基因
Genes
TUA1
TUA2
TUA3
TUA4
TUA5
TUA6
TUA7
TUA8
引物(5-3)
Primers (5-3)
F: CCACTCAACCTCAGCATCAATT
R: ATAGCAGCCAAACAAACACACT
F: ATGAGAGAAATAATTAGCATACAC
R: AAGGATAGTGGTGCCGCAAAT
F: CTTTCTTCCATCAGATCTGCTT
R: CAACATACATGATCAGGCACCT
F: CACAGATAGAGAGACTTTGAGT
R: CATTTCCCAGATGAATTCTATT
F: CATCTCTTGCGAAGTGATCTTT
R: GGTACAGCCATTACAAAGCACT
F: TCTCGTCATTTCTCCTTTCGTT
R: TGAGATTAGACATACAGCTGCT
F: CTTTTCTCTACTCTGCACTTAG
R: CCTGTCACAAACCAATGAGTCC
F: CTCCATTGTTGCATAGAAACTC
R: ATAGACATACAGCTTCTGTTTC
方法为完全删除。
3.6柳树 TUA基因家族的实时定量 PCR
将旱柳(Sm)与龙爪柳(Smt)一年生枝条分基部
(S1)、中段(S2)、上部伸长区(S3)和茎尖(S4) 4个部位
分别提取 RNA，严格按照 SYBR誖 Fast qPCR Mix
试剂盒操作程序进行实时定量 PCR，分析柳树 TUA
基因在两种柳树一年生枝条不同部位的表达模式。
作者贡献
睢金凯是本研究的试验设计和执行人，完成论
文初稿的写作；饶国栋和张建国是本研究的构思者
和负责人，指导试验设计、数据分析和论文写作与修
改。全体作者都阅读并同意最终的文本。
致谢
本研究由国家自然科学基因青年项目(31400569)
资助。
参考文献
Alexandraki D., and Ruderman J.V., 1981, Sequence heterogene-
ity, multiplicity, and genomic organization of alpha- and be-
ta-tubulin genes in sea urchins, Molecular and Cellular Biol-
ogy, 1(12): 1125-1137
Ambrose C., and Wasteneys G.O., 2011, Cell edges accumulate
gamma tubulin complex components and nucleate micro-
tubules following cytokinesis in Arabidopsis thaliana, PLoS
One, 6(11): e27423
Dai X., Hu Q., Cai Q., Feng K., Ye N., Tuskan G.A., Milne R.,
Chen Y., Wan Z., Wang Z., Luo W., Wang K., Wan D.,
Wang M., Wang J., Liu J., and Yin T., 2014, The willow
genome and divergent evolution from poplar after the com-
mon genome duplication, Cell Research, 24(10): 1274-1277
Dutcher S.K., 2001, The tubulin fraternity: alpha to eta, Current
Opinion in Cell Biology, 13(1): 49-54
Fosket D.E., and Morejohn L.C., 1992, Structural and functional
organization of tubulin, Annual Review of Plant Biology, 43
(1): 201-240
Ivakov A., and Persson S., 2013, Plant cell shape: modulators and
measurements, Frontiers in Plant Science, 4: 439
Jeon J.S., Lee S., Jung K.H., Jun S.H., Kim C., and An G., 2000,
Tissue-preferential expression of a rice α-tubulin gene, Os-
TubA1, mediated by the first intron, Plant Physiology, 123
(3): 1005-1014
Keays D.A., Tian G., Poirier K., Huang G.J., Siebold C., Cleak J.,
Oliver P.L., Fray M., Harvey R.J., Molnár Z., Pi觡on M.C.,
2310
Dear N., Valdar W., Brown S.D.M., Davies K.E., Rawlins J.
N.P., Cowan N.J., Nolan P., Chelly J., and Flint J., 2007,
Mutations in α-tubulin cause abnormal neuronal migration
in mice and lissencephaly in humans, Cell, 128(1): 45-57
Kopczak S.D., Haas N.A., Hussey P.J., Silflow C.D., and Snustad
D.P., 1992, The small genome of Arabidopsis contains at
least six expressed alpha-tubulin genes, Plant Cell, 4 (5):
539-547
Ledbetter M.C., and Porter K.R., 1963, A“microtubule”in plant
cell fine structure, The Journal ofCell Biology, 19(1): 239-250
Louveaux M., and Hamant O., 2013, The mechanics behind cell
division, Current Opinion in Plant Biology, 16(6): 774-779
Mages W., Salbaum J.M., Harper J.F., and Schmitt R., 1988, Or-
ganization and structure of Volvox α-tubulin genes, Molec-
ular and General Genetics, 213(2/3): 449-458
Masoud K., Herzog E., Chabouté M.E. and Schmit A.C., 2013,
Microtubule nucleation and establishment of the mitotic
spindle in vascular plant cells, Plant Journal, 75(2): 245-257
Oakley R.V., Wang Y.S., Ramakrishna W., Harding S.A., and
Tsai C.J., 2007, Differential expansion and expression of α-
and β-tubulin gene families in Populus, Plant Physiology,
145(3): 961-973
Parker S.K., and Detrich H.W., 1998, Evolution, organization,
and expression of α-tubulin genes in the antarctic fish No-
tothenia coriiceps, The Journal of Biological Chemistry, 273
(51): 34358-34369
Rasmussen C.G., Wright A.J., and Müller S., 2013, The role of
the cytoskeleton and associated proteins in determination of
the plant cell division plane, Plant Journal, 75(2): 258-269
Rohel E.A., Payne A.C., Hall L., Barker H., Butters J., and Hol-
lomon D.W., 1998, Isolation and characterization of α-tubu-
lin genes from Septoria tritici and Rhynchosporium secalis,
and comparative analysis of fungal α-tubulin sequences,
Cell Motility and the Cytoskeleton, 41(3): 247-253
Ruan Y., and Wasteneys G.O., 2014, Clasp: A microtubule-based
integrator of the hormone-mediated transitions from cell di-
vision to elongation, Current Opinion in Plant Biology,
22: 149-158
Schatz P.J., Solomon F., and Botstein D., 1988, Isolation and
characterization of conditional-lethal mutations in the TUB1
α-tubulin gene of the yeast Saccharomyces cerevisiae, Ge-
netics Society of America, 120(3): 681-695
Snustad D.P., Haas N.A., Kopczak S.D., and Silflow C.D., 1992,
The small genome of Arabidopsis contains at least nine ex-
pressed beta-tubulin genes, Plant Cell, 4(5): 549-556
Spithill T.W., and Samaras N., 1987, Genomic organization,
chromosomal location and transcription of dispersed and re-
peated tubulin genes in Leishmania major, Molecular and
Biochemical Parasitology, 24(1): 23-37
Tuskan G.A., Difazio S., Jansson S., Bohlmann J., Grigoriev I.,
Hellsten U., Putnam N., Ralph S., Rombauts S., Salamov A.,
Schein J., Sterck L., Aerts A., Bhalerao R.R., Bhalerao R.P.,
Blaudez D., Boerjan W., Brun A., Brunner A., Busov V.,
Campbell M., Carlson J., Chalot M., Chapman J., Chen G.L.,
Cooper D., Coutinho P.M., Couturier J., Covert S., Cronk
Q., Cunningham R., Davis J., Degroeve S., Dejardin A., De-
pamphilis C., Detter J., Dirks B., Dubchak I., Duplessis S.,
Ehlting J., Ellis B., Gendler K., Goodstein D., Gribskov M.,
Grimwood J., Groover A., Gunter L., Hamberger B., Heinze
B., Helariutta Y., Henrissat B., Holligan D., Holt R., Huang
W., Islam-Faridi N., Jones S., Jones-Rhoades M., Jorgensen
R., Joshi C., Kangasjarvi J., Karlsson J., Kelleher C., Kirk-
patrick R., Kirst M., Kohler A., Kalluri U., Larimer F.,
Leebens-Mack J., Leple J.C., Locascio P., Lou Y., Lucas S.,
Martin F., Montanini B., Napoli C., Nelson D.R., Nelson C.,
Nieminen K., Nilsson O., Pereda V., Peter G., Philippe R.,
Pilate G., Poliakov A., Razumovskaya J., Richardson P., Ri-
naldi C., Ritland K., Rouze P., Ryaboy D., Schmutz J.,
Schrader J., Segerman B., Shin H., Siddiqui A., Sterky F.,
Terry A., Tsai C.J., Uberbacher E., Unneberg P., Vahala J.,
Wall K., Wessler S., Yang G., Yin T., Douglas C., Marra M.,
Sandberg G., Van de Peer Y., and Rokhsar D., 2006, The
genome of black cottonwood, Populus trichocarpa (Torr. &
Gray), Science, 313(5793): 1596-1604
Villemur R., Haas N.A., Joyce C.M., Snustad D.P., and Silflow
C.D., 1994, Characterization of four new β-tubulin genes
and their expression during male flower development in
maize (Zea mays L. ) , Plant Molecular Biology, 24 (2 ) :
295-315
Villemur R., Joyce C.M., Haas N.A., Goddard R.H., Kopczak S.
D., Hussey P.J., Snustad D.P., and Silflow C.D., 1992,
α-tubulin gene family of maize (Zea mays L.): Evidence for
two ancient α-tubulin genes in plants, Journal of Molecular
Biology, 227(1): 81-96
Wang Z., and Fang Z.F., eds., 1984, Flora Reipublicae Popularis
Sinicae, Science Press, Beijing, China, 20(2): 133-134 (王
战,方振富,编著, 1984,中国植物志,科学出版社,中国,
北京, 20(2): 133-134)
Yoshikawa M., Yang G., Kawaguchi K., and Komatsu S., 2003,
Expression analyses of β-tubulin isotype genes in rice, Plant
and Cell Physiology, 44(11): 1202-1207
Zhang C., Halsey L.E., and Szymanski D.B., 2011, The develop-
ment and geometry of shape change in Arabidopsis thaliana
cotyledon pavement cells, BMC Plant Biology, 11: 1-13
旱柳与龙爪柳 α微管蛋白基因家族的克隆与序列分析
α-Tubulin Gene Families in Salix matsudana Koidz. and S. matsudana var. tortuosa (Vilm.) Rehd.
2311