全 文 ：·综述与专论· 2015, 31(7):18-25
生物技术通报
BIOTECHNOLOGY BULLETIN
在真核细胞中，染色体的基本组成单位是核小
体。核小体主要是由核心组蛋白八聚体（核心组蛋
白 H2A、H2B、H3 和 H4 组成）与其上缠绕的 146
bp 的 DNA 组成。核心组蛋白的 N 端尾部可发生多
种翻译后修饰，如甲基化、乙酰化、磷酸化、泛素
化和糖基化等。乙酰化是目前研究得较早和较清楚
的一种组蛋白修饰。组蛋白乙酰化是一个动态的
和可逆的过程，由组蛋白乙酰基转移酶（Histone
acetyltransferase，HAT）和组蛋白去乙酰化酶（Histone
deacetyltransferase，HDAC）共同调节。HAT 能够将
乙酰辅酶 A 的乙酰基（CH3COO
-）转移到核心组蛋
白（主要是 H3 和 H4）N 末端特定的赖氨酸残基的 ε-
氨基基团（NH3
+）上。组蛋白乙酰化能够中和赖氨
酸残基上的正电荷，减弱组蛋白与 DNA 的结合作用，
使染色质结构松散，有利于转录因子或转录调节蛋
白与 DNA 的结合，从而促进基因的转录。而 HDAC
则去除组蛋白赖氨酸残基上的乙酰基，使染色体结
构紧缩［1-4］，一般被认为与基因转录的抑制 / 基因沉
默有关。组蛋白乙酰化状态能够影响染色质的结构、
基因的转录，进而调节多种生命活动，如植物的生长、
发育和胁迫反应等。本文主要就组蛋白乙酰基转移
酶的细胞内分布、分类、底物特异性、以及在发育
收稿日期 ：2014-12-15
基金项目 ：国家自然科学基金青年科学基金项目（31200497），黑龙江省博士后基金项目（LBH-Z13006）
作者简介 ：夏德安，男，博士，副教授，研究方向 ：林木遗传育种 ；E-mail ：xiadean@126.com
通讯作者 ：马旭俊，博士，讲师，研究方向 ：林木遗传育种 ；E-mail ：mxj3000@sina.com
植物组蛋白乙酰基转移酶的研究进展
夏德安1  刘春娟1  吕世博1  张彦妮2  刘奕佳2  马旭俊1
（1. 东北林业大学林学院 林木遗传育种国家重点实验室，哈尔滨 150040 ；2. 东北林业大学园林学院，哈尔滨 150040）
摘 要 ： 组蛋白乙酰化是一个动态的、可逆的过程，包括组蛋白乙酰化和去乙酰化两个过程。组蛋白乙酰基转移酶催化组
蛋白乙酰化，与组蛋白去乙酰化酶共同作用来调节组蛋白乙酰化状态。组蛋白乙酰化状态影响染色质的结构，进而影响基因的转录，
在植物的生长、发育和胁迫反应过程中具有十分重要的调节作用。对组蛋白乙酰基转移酶的细胞内分布、分类、底物特异性以及
在发育和胁迫反应中的功能进行了综述。
关键词 ： 组蛋白乙酰化 ；组蛋白乙酰基转移酶 ；发育 ；胁迫
DOI ：10.13560/j.cnki.biotech.bull.1985.2015.07.003
Research Progress of Plant Histone Acetyltransferases
Xia Dean1 Liu Chunjuan1 Lü Shibo1 Zhang Yanni2 Liu Yijia2 Ma Xujun1
（1. State Key Laboratory of Tree Genetics and Breeding，School of Forestry，Northeast Forestry University，Harbin 150040 ；2. School of
Landscape Architecture，Northeast Forestry University，Harbin 150040）
Abstract: Histone acetylation is a dynamic and reversible process, including histone acetylation and de-acetylation. Histone
acetyltransferases mediate histone acetylation and act in concert with histone deacetylases to regulate the status of histone acetylation, which
modifies chromatin structure, affects gene transcription and thus plays a crucial regulatory role in plant growth, development and stress responses.
In this review, we summarize the current research progress of histone acetyltransferases in respects of cellular distribution, classification,
substrate specificity and functions.
Key words: histone acetylation ；histone acetyltransferase ；development ；stress
2015,31(7) 19夏德安等 ：植物组蛋白乙酰基转移酶的研究进展
和胁迫反应中的功能进行了详细阐述。
1 植物组蛋白乙酰基转移酶在细胞内分布
早在 1964 年，Allfrey 等［5］发现组蛋白乙酰化
状态与基因活性具有一定的相关性，但是对于组蛋
白乙酰基转移酶和组蛋白去乙酰化酶没有更进一步
的发现。1995 年，Brownell 和 Allis［6］以四膜虫的核
提取物为研究对象，检测到一个具有催化活性的细
胞核乙酰基转移酶（HATA）的亚单位（P55），从而
首次证明细胞核中乙酰基转移酶的存在。目前，研
究发现组蛋白乙酰基转移酶在植物、动物和真菌中
广泛存在，在细胞核和细胞质均有分布。
根据在细胞内的分布及功能的不同，真核生物
组蛋白乙酰基转移酶可分为两大类，即 A 型 HAT 和
B 型 HAT。目前，植物 B 型 HAT 研究得较少，A 型
HAT 研究得相对较多。A 型 HAT 仅存在于细胞核内，
能够与染色质上的组蛋白结合，催化组蛋白发生乙
酰化，也可使非组蛋白乙酰化，与基因转录有密切
关系。B 型 HAT 存在于细胞质中，主要的作用是使
细胞质中组蛋白乙酰化，有利于其转运到细胞核中，
参与染色质的复制，而与基因的转录无关。1999 年，
Lusser 等［7］在玉米中发现一个与酵母 Hat1 同源的
B 型组蛋白乙酰基转移酶（HAT-B）。HAT-B 催化新
合成的、游离的组蛋白 H4 上第 5 位和第 12 位赖氨
酸发生乙酰化，这种乙酰化有利于新合成的组蛋白
H4 转位到细胞核中，参与核小体的组装。有些植物
HAT 不仅分布在细胞质中，在细胞核中也有分布。
例如，玉米 HAT-B 主要分布在细胞质中，也有少部
分 HAT-B 存在于细胞核中［7］。原生质体瞬间表达
分析显示水稻 3 个组蛋白乙酰基转移酶 OsHAC701、
OsHAG702 和 OsHAG704 在 细 胞 核 和 细 胞 质 均 有
分布［8］。
2 植物组蛋白乙酰基转移酶的分类
组蛋白乙酰基转移酶是一个超基因家族，目前
已被鉴定的组蛋白乙酰基转移酶有 20 多种。根据结
构上的特点，植物组蛋白乙酰基转移酶可分为 4 个
家族，包括 GNAT（Gcn5-related N-acetyltransferase）、
MYST、p300/CBP 和 TAFII-250（TATA-binding
protein-associated factor）家族［9-11］。目前，在拟南芥、
水稻和大麦等植物中均发现多个 HAT 家族成员。早
在 1994 年，Loidl 等［12］在玉米中发现 2 个 A 型的组
蛋白乙酰基转移酶，HATA1 和 HATA2。同源序列分
析表明，拟南芥具有 12 个 HAT 蛋白，其中 GNAT
家 族 有 3 个 成 员， 分 别 为 HAG1/GCN5、HAG2 和
HAG3 ；MYST 家 族 有 2 个 成 员， 分 别 为 HAG4 和
HAG5 ；p300/CBP 家族有 5 个成员，分别为 HAC1、
HAC2、HAC4、HAC5 和 HAC12 ；TAFII-250 家族有
2 个成员，分别为 HAF1 和 HAF2［13］。Papaefthimiou
等［14］ 从大麦中克隆了 3 个 HAT 同源基因，分别
编 码 2 个 GNAT 家 族 成 员（HvELP3 和 HvGCN5）
和 一 个 MYST 家 族 成 员（HvMYST）。 目 前， 在 水
稻中发现 8 个 HAT 蛋白，包括 3 个 GNAT 家族成
员（OsHAG702、OsHAG703 和 OsHAG704），1 个
MYST 家 族 成 员（OsHAM701），3 个 CBP 家 族 成
员（OsHAC701、OsHAC703 和 OsHAC704），1 个
TAFII250 家族成员（OsHAF701）［8］。这些来自不
同家族的 HAT 蛋白都具有发挥乙酰基转移酶活性的
HAT 结构域。
2.1 GNAT家族
GNAT 家族是迄今为止了解得比较全面的一类
组蛋白乙酰基转移酶。真核生物 GNAT 家族可分
为 4 个亚家族 ：GCN5、ELP3、HAT1 和 HPA2，其
中 HPA 主要在真菌中存在。通过对 140 个 GNAT 家
族成员的序列分析发现，真核生物 GNAT 家族成员
在结构上具有显著的特点，即在 N 端存在长度超过
100 个氨基酸的保守序列（HAT 结构域）［15］，C 端
存在一个 bromodomain 结构域［11］。HAT 结构域由 4
个基序（C、D、A 和 B）组成，A 基序是高度保守
的区域，能够与乙酰基辅酶 A 结合［3］。在动物中，
Bromodomain 结构域能够与组蛋白末端乙酰化的赖氨
酸残基相结合，这种结合对于染色质结构的改变和
基因表达的调节具有重要作用［16］。植物 GNAT 家族
蛋白在结构上也具有这些特点。Pandey 等［13］研究
发现拟南芥存在 3 种 GNAT 家族蛋白 HAG1、HAG3
和 HAG2，分别与 GCN5、ELP3 和 HAT1 高度同源。
拟 南 芥 HAG1/GCN5 具 有 bromodomain 结 构 域， 在
体外能够使组蛋白 H3 乙酰化，gcn5 基因发生突变
会导致组蛋白 H3 乙酰化水平的降低［17］。在大麦
中发现 2 个 GNAT 家族成员，均具有该家族某些
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2015,Vol.31,No.720
保守的结构域，如 HvELP3 存在 GNAT 结构域，而
HvGCN5 蛋白存在 GNAT 和 Bromodomain 结构域［14］。
2.2 MYST家族
MYST 家 族 蛋 白 在 真 核 生 物（ 包 括 人 类、 果
蝇和酵母）中广泛存在，在植物中也存在此类蛋
白。MYST 家族成员众多，结构多样，主要包括人
的 单 核 细 胞 白 血 病 锌 指 蛋 白（Monocytic leukemia
zinc finger protein，MOZ）、酵母的 Ybf2 /Sas3 和 Sas2
（Something about silencing）及哺乳动物的 Tip60（Tat-
interactive protein，60 kD） 蛋 白。 虽 然 MYST 家 族
蛋白在结构上呈现多样性，但这组蛋白均具有高度
同源的、长度约为 370 个氨基酸的 MYST 结构域，
它们的一致性约为 36%-77%，相似性约为 54%-
84%［18］。MYST 结构域与 GNAT 家族 HAT 结构域中
的 A 基序高度同源。几乎所有的 MYST 结构域内部
都含有一个较小的 C2HC 锌指结构，这个锌指结构
对于 HAT 酶活性的发挥具有十分重要的作用［18］。
此外，有的 MYST 家族成员还存在 chromodomain 结
构域［11］。拟南芥 MYST 家族的 2 个成员 HAG4 和
HAG5 具有 MYST 结构域和 C2HC 锌指结构［18］，能
够催化组蛋白 H4 第 5 位赖氨酸残基的乙酰化。大
麦 的 MYST 家 族 蛋 白 HvMYST 存 在 C2H2 锌 指 结
构、chromodomain 结构域以及 MOZ-SAS 结构域［14］。
MYST 家族蛋白与 GNAT 家族蛋白均参与多个生命
过程，如基因转录激活、DNA 修复。
2.3 CBP家族
p300/CBP 家族包括 p300（也称为 EP300 or E1A
binding protein p300）和 CBP（CREB-binding protein）
两种分子量约为 300 kD 的相近蛋白。p300/CBP 作
为转录共活化因子能够与多种转录因子发生相互作
用而促进靶基因的表达，参与多种细胞过程（如细
胞周期、分化和凋亡）的调节［19］。动物含有 1-2
个 p300/CBP 类型的组蛋白乙酰基转移酶，而真菌
缺少 p300/CBP 蛋白。与真菌和动物相比，植物存
在较多数目的 p300/CBP 家族成员。例如，在拟南
芥 中 存 在 5 种 p300/CBP 家 族 蛋 白， 包 括 HAC1、
HAC2、HAC4、HAC5 和 HAC12。系统进化树分析
显示，早期 HAC2 家系出现分化，最终导致拟南芥
中出现了其他 4 个同源分支 HAC1、HAC4、HAC5
和 HAC12［13］。植物与动物的 CBP 蛋白在结构上具
有共同特点，即都具有富集半胱氨酸的 CBP-类型的
HAT 结构域、Znf_ZZ 结构域和 Znf_TAZ 结构域，以
及部分保守的 PHD_ZnF 结构域［8，14］。TAZ_ 和 ZZ_
类型的锌指结构介导组蛋白乙酰基转移酶与转录因
子间的相互作用。PHD 类型的锌指结构在蛋白质识
别和互作中发挥重要的作用。植物 CBP 蛋白缺少动
物 CBP 蛋白所具有的 bromodomain 结构域、KIX 结
构域，以及 C 端谷氨酸富集区。 KIX 结构域能够与
核因子 CREB 结合，谷氨酸富集区能够与哺乳动物
特异的 SRC-1 和 ACTR 蛋白结合［13］。植物中不存在
SRC-1 和 ACTR 蛋白，因此其 CBP 蛋白也就不存在
C 端谷氨酸富集区。
2.4 TAFII250家族
TAFII250 家族成员在真核生物中广泛存在。系
统 进 化 树 分 析 显 示， 在 真 核 生 物 中 共 发 现 18 个
TAFII250 家族成员。在真菌中发现 2 个（ScHAF201
和 SpHAF601）；在 动 物 中 发 现 4 个（HsHAF501、
HsHAF502、DmHAF401 和 CeHAF301）；在 苔 藓 和
蕨 类 植 物 中 发 现 4 个（PpHAF1501、PpHAF1502、
SmHAF1601 和 SmHAF1602）；在 单 子 叶 植 物 中 发
现 4 个（ZmHAF101、SbHAF2601、OsHAF701 和
OsHAF2201）；在双子叶植物中发现 4 个（AtHAF1、
AtHAF2、PtHAF901 和 PtHAF902）［8］。TAFII250 家
族基因主要功能是编码 TATA结合蛋白相关因子
1［TATA-binding protein（TBP）-associated factor 1］。
玉米、水稻、拟南芥的 TAFII250 蛋白主要存在 4 个
结构域，TAFII250 型 -HAT 结构域、泛素结构域、
C2HC 锌 指 结 构 和 bromodomain 结 构 域［8］。 其 中，
泛素结构域是植物特有的，真菌和动物的 TAFII250
蛋白没有此结构域［14］。拟南芥 TAFII250 型 -HAT
结构域长度约为 260 个氨基酸，与动物和果蝇的
TAFII250 型 -HAT 结构域长度相近［13］。植物不同类
型的组蛋白乙酰基转移酶（Histone acetylase，HAT）
与来自其他真核生物（如真菌和动物）的 HAT 在结
构上具有相似性，但又不完全相同，在结构域的数
目和种类上都有差异。这种结构上的差异暗示植物
HAT 与真菌和动物 HAT 在功能上可能不完全相同，
植物通过自身的 HAT 实现对基因表达的调控，来调
2015,31(7) 21夏德安等 ：植物组蛋白乙酰基转移酶的研究进展
节其生长、发育和环境应答反应。
3 植物组蛋白乙酰基转移酶底物特异性
目前，真核生物存在多种多样的 HAT，在基因
转录、DNA 复制和修复等过程发挥重要的作用。其
功能的多样性也代表了其底物的多样性。HAT 除了
能催化组蛋白发生乙酰化外，还能够使非组蛋白发
生乙酰化。
3.1 组蛋白底物
HAT 能够催化组蛋白 H2A、H2B、H3 和 H4 位
于 N 端的赖氨酸残基发生乙酰化［20-23］。HAT 主要
是催化组蛋白 H3、H4 上赖氨酸残基的乙酰化，不
同的 HAT 对 4 种核心组蛋白具有不同的特异性和
倾向性。目前在酵母、果蝇和人体中的研究表明，
GNAT 家族蛋白主要作用的底物是组蛋白 H3 和 H4，
酵母的 Gcn5（包括 SAGA 和 Ada）还能促使 H2B 蛋
白发生乙酰化［23］。MYST 家族成员主要是使组蛋白
H4、H3 发生乙酰化，其中酵母的 Sas3 和 Esa1、果
蝇的 MOE，以及人的 Tip60 和 MOZ 蛋白还能使组蛋
白 H2A 发生乙酰化［23］。酵母和人的 TAFII250 家族
蛋白能使 H3 和 H4 发生乙酰化。P300/CBP 家族蛋
白的底物范围最为广泛，能够使所有的核心组蛋白
（H3、H4、H2A 和 H2B）发生乙酰化。
组蛋白可以有两种存在状态，一种是以核小体
的形式存在 ；一种是组装成核小体前的游离状态。
HAT 也可以有两种存在状态，一种是作为独立分子；
另一种是作为蛋白复合物的一个成员。不同状态下
的 HAT 对两种不同状态下的核心组蛋白具有不同的
催化能力。例如，MYST 家族中来自酵母的 Esa1 和
来自人类的 Tip60 在一般情况下是催化游离状态的
组蛋白 H4、H2A 和 H3 发生乙酰化，当与其他蛋白
形成复合物后这两种组蛋白乙酰基转移酶均能够使
核小体结构上的组蛋白 H4 和 H2A 发生乙酰化［24］。
HAT 主要催化核心组蛋白 N-端赖氨酸残基发
生乙酰化。从酵母到人类，HAT 作用的赖氨酸残
基 位 点 具 有 共 通 性。 组 蛋 白 H3 第 9、14、18 和
23 位的赖氨酸残基常发生乙酰化，组蛋白 H4 的
第 5、8、12 和 16 位的赖氨酸残基常发生乙酰化，
H2A 第 5 和 9 位以及 H2B 的第 5、12、15 和 20 位
的赖氨酸残基能够发生乙酰化［22-24］。最近，Tian
等［25］研究了拟南芥组蛋白去乙酰化酶基因 AtHD1
（即 AtHDA19）突变体中组蛋白乙酰化状态的变化
发现，AtHD1 突变体（athd1-t1）的组蛋白 H3 第 9
位，H4 第 12 位，以及 H4 四个位点（K5、K8、K12
和 K16）的乙酰化程度发生变化，暗示拟南芥与其
他真核生物具有相同的组蛋白乙酰化位点。此外，
Nallamilli 等［26］研究发现水稻组蛋白的 14 个赖氨酸
残基位点能够发生乙酰化，乙酰化位点包括组蛋白
H4 的第 13 和 17 位，H2B 的第 43 和 46 位，H2A 的
第 7 和 13 位的赖氨酸残基位点，表明植物组蛋白多
个位点能够发生乙酰化。
3.2 非组蛋白底物
组蛋白乙酰基转移酶的作用底物除了组蛋白外，
还包括一些非组蛋白。在动物中，这些非组蛋白包
括 p53、MyoD、c-Myb 等转录调节因子［22，23］。目前，
Nallamilli 等［26］采用免疫亲和与质谱法（Immunoaff-
inity purification coupled with LC-MS/MS）鉴定水稻悬
浮细胞中乙酰化蛋白发现，44 种蛋白发生了乙酰化，
乙酰化的核蛋白仅占乙酰化总蛋白的 17.2%，绝大
部分发生乙酰化的是非组蛋白。这些乙酰化的蛋白
参与多种细胞过程，如调节基因组的稳定性、基因
转录、基因组反转录。此外，一些蛋白质翻译相关
因子（如转录起始因子 IF-3-like），以及代谢相关蛋
白（如 GAPDH、烯醇酶、细胞色素 P450 72A1、二
氢乳清酸脱氢酶）也会发生乙酰化。Finkemeier 等［27］
分析拟南芥叶片中乙酰化蛋白发现，74 种蛋白上
的 91 个位点能够发生乙酰化。这些乙酰化蛋白中，
除了组蛋白 H3、H4 及一些核蛋白外，大部分都是
非组蛋白。这些非组蛋白参与多种生命过程，如光
合作用、植物发育、细胞信号传导、胁迫反应、蛋
白质合成和定位等。这些乙酰化蛋白中，9 个乙酰
化蛋白是和叶绿体光合作用有关，其中包括 4 个参
与卡尔文循环的酶（如 Rubisco 大亚基），暗示乙
酰化是叶绿体内蛋白质的一种十分重要的翻译后修
饰。此外，这些乙酰化蛋白很多是酶，乙酰化修饰
很可能是酶功能的一种重要的调节方式。Melo-Braga
等［28］研究了葡萄（Vitis vinifera）受小卷叶蛾（Lobesia
botrana）侵染后蛋白质表达和翻译后修饰的变化。
结果发现病害侵染后，20 个位点乙酰化水平发生变
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2015,Vol.31,No.722
化。其中，胁迫反应相关的第二信使分子钙结合蛋
白 CML（CaMCML）第 95 位赖氨酸残基的乙酰化水
平升高。这些在水稻、拟南芥和葡萄等植物中的蛋
白质组学研究表明，许多细胞核和细胞器中的非组
蛋白均能发生乙酰化修饰，乙酰化可能是蛋白质功
能、稳定性的一种重要的调节方式。
4 组蛋白乙酰基转移酶的功能
HAT 家族的成员常以复合体的形式存在，参
与多个细胞过程，如转录激活、基因沉默、细胞周
期调控、DNA 复制、修复及染色体组装，并在这些
过程中发挥十分重要的调节作用［9，10］。HAT 与植
物的生长、发育、胁迫反应和细胞周期进程有密切
关系［11］。
4.1 组蛋白乙酰基转移酶在发育中的作用
HAT 表达发生改变常会引起植物发育上的异
常。目前研究表明 HAT 在植物的发育过程（尤其
是花发育中）具有十分重要的调节作用。例如，拟
南芥 GCN5 发生突变会产生顶生花，其花瓣变为雄
蕊、萼片变为丝状结构、心皮发生异位。这种花表
型的变化可能与花分生组织中花发育关键基因 WUS
（WUSCHEL）和 AG（AGAMOUS）的表达部位和表
达水平的改变有关［29］。在另一个研究中，拟南芥
GCN5 突变会引起植株矮小、顶端优势丧失，花药
发育异常，花结构异常［30］。拟南芥 MYST 家族成
员 HAM1 和 HAM2 参与开花时间的调控，HAM1 和
HAM2 基因表达抑制后会导致拟南芥开花提前，而
HAM1 基因过量表达则引起开花推迟［31］。在 HAM1/2
抑 制 表 达 植 株（amiRNA-HAM1/2） 中，FLC 以 及
MAF3/4 基因位点的染色质区组蛋白 H4 和 H4K5 的
乙酰化水平降低，FLC 以及 MAF3/4 基因的表达量
低于非转基因对照植株 ；而在 HAM1 过量表达植株
中，FLC 以及 MAF3/4 基因位点的染色质区组蛋白
H4 和 H4K5 的乙酰化水平升高，FLC 以及 MAF3/4
基因的表达量高于非转基因对照植株［31］。这些研究
结果表明拟南芥 HAM1 和 HAM2 基因能够调节开花
相关基因 FLC（FLOWERING LOCUS C）及其同源
基因 MAF3/4（MADS-box Affecting Flowering gene 3/4）
所在染色质区组蛋白的乙酰化程度，进而影响这些
基因的表达，从而实现对植株开花时间的调控［31］。
此外，HAM1 和 HAM1 还与配子体发育有关，拟南
芥 HAM1 和 HAM1 双突变会导致配子体发育停滞在
减数分裂期的早期，雌、雄配子体在发育上出现严
重缺陷［32］。
拟南芥 P300/CBP 家族的 HAC1 基因突变后，会
引起植株开花推迟、主根根长缩短、育性一定程度
的降低［33］。研究发现 Hac1 突变体中开花抑制因
子 FLC 的表达量升高，这可能是引起开花推迟的一
个因素［19，33］。Li 等［34］研究了拟南芥 P300/CBP 家
族 的 HAC1、HAC4、HAC5 以 及 HAC12 的 功 能， 观
察了这些 HAC 基因的单基因、双基因或三基因突
变体的表型。结果显示 HAC1 与其他 HAC 基因组
合得到的双基因或三基因突变体开花推迟，叶片形
态也发生变化，如出现小型、颜色深绿、褶皱及锯
齿状的莲座叶片。总的结果显示 HAC1 具有主效作
用，HAC1、HAC5 与 HAC12 具 有 协 同 作 用，HAC5
与 HAC1 协 同 作 用 最 佳，HAC4 能 够 减 弱 HAC1 与
HAC5 的 作 用［34］。 此 外， 大 麦 GNAT-MYST 家 族
的 HvMYST、HvELP3 和 HvGCN5 在 种 子 发 育 的 各
个阶段均能表达，但在发育不同阶段表达量不同，
HvMYST 和 HvELP3 在花受精后的 10-20 d 表达量最
高，而 HvGCN5 在种子发育的 1-10 d 表达量最高［14］，
表明这些基因参与大麦种子的发育。
4.2 组蛋白乙酰基转移酶在胁迫反应中的作用
目前研究表明 HAT 的表达受植物激素、低温、
干旱以及盐胁迫的调控。在大麦中发现了 3 个 HAT
蛋白，分别为 HvMYST、HvELP3 和 HvGCN5。脱落
酸（ABA）处理大麦幼苗 24 h 能够诱导 HvMYST、
HvELP3 和 HvGCN5 这些基因的表达，其表达量增加
了 2-4 倍［14］。CBF1 是一个重要的转录调节蛋白，
调节低温相关基因的表达。在酵母中，CBF1 需要与
GCN5 以及转录共活化因子 ADA2 和 ADA 相互作用
来活化基因的表达。在拟南芥中，存在 GCN5 蛋白
及 2 个 ADA2 蛋白（ADA2a 和 ADA2b）。蛋白质互
作实验表明拟南芥 GCN5 能够与 ADA2 蛋白相互作
用，而 CBF1 能够与 GCN5 和 ADA2 发生相互作用［35］，
暗 示 GCN5 可 能 参 与 CBF1 所 调 节 的 低 温 胁 迫 反
应。最近研究表明，拟南芥 GCN5 突变或其互作蛋
白 ADA2b 突变均会导致低温适应性相关基因 COR
2015,31(7) 23夏德安等 ：植物组蛋白乙酰基转移酶的研究进展
（Cold regulated gene）表达的下降，但并不影响 COR
基因启动子区 H3 组蛋白的乙酰化程度，这些结果
表明 HAT 参与低温胁迫反应，但 HAT 具体的作用
机制仍有待深入了解［36］。
在水稻中存在 8 个 HAT 基因［8］，Fang 等［37］分
析了来自于不同家族的水稻 HAT 基因 OsHAC703、
OsHAG703、OsHAM701 和 OsHAF701 在干旱条件下
的表达，结果表明这 4 个基因的表达均受干旱胁
迫 的 显 著 诱 导。 当 干 旱 处 理 29 h 后，OsHAC703、
OsHAG703、OsHAM701 和 OsHAF701 基 因 的 表 达
水平分别是对照的 2.7、2.2、5.3 和 7.7 倍。其中，
OsHAC703、OsHAG703 和 OsHAM701 这 3 个基因的
表达还受植物激素 ABA 的诱导［37］。这些研究结果
表明水稻 HAT 基因参与干旱胁迫的应答反应。此外，
HAT 还与盐胁迫反应有密切关系。盐胁迫下，玉米
根的生长受到抑制，根细胞增大，根变粗。Li 等［38］
的研究发现这种盐胁迫的适应性表型很可能受表观
遗传的调控。在此研究中，200 mmol/L NaCl 处理不
同时间（2-96 h）后，玉米 B-型HAT 基因 HATB 和 A-
型HAT 基因 GCN5 的表达水平上调。 NaCl 处理 96 h
时，ZmHATB 基因转录水平达到最高，是对照的 2.8
倍 ；而 NaCl 处理 4 h，GCN5 基因的转录水平达到最
高，是对照的 3.3 倍。HATB 和 GCN5 基因表达水平
上调的同时，伴随着组蛋白 H3K9 和 H4K5 乙酰化
水平的提高，二者分别提高了 40% 和 60%。此外，
与细胞壁扩张和伸展相关的基因 EXPB2（β-expan-
sin）和 XET1（Xyloglucan endotransglucosylase）的转
录水平上调，它们启动子区 H3K9 乙酰化水平也提
高［38］。这些研究表明，HAT 可通过影响基因的表达
引起盐胁迫下玉米根表型发生变化。
此外，HAT 还参与光反应过程。Bertrand 等［39］
的研究表明拟南芥 TAFII250 家族的 HAF2 基因作为
转录共活化因子参与光信号反应，活化光诱导基因
的转录。如果 HAF2 基因突变，会导致叶片颜色发黄、
叶片的叶绿素含量减少，以及光诱导基因 RBCS-1A
和 CAB2 的表达量显著降低［39］。该研究组随后发现
拟南芥 GCN5 也参与光反应过程，AtGCN5 突变引起
胚轴延长以及光诱导基因 RBCS-1A 和 CAB2 表达水
平降低，GCN5 和 HAF2 基因的双重突变会导致这些
光诱导基因表达水平进一步下降。Benhamed 等［40］
的研究表明组蛋白乙酰基转移酶基因 GCN5 和 HAF2
需要共同存在，才能实现光诱导基因启动子区组蛋
白 H3K9、H3K27 和 H4K12 的乙酰化。
5 结语
组蛋白乙酰化是一种十分重要的表观遗传修饰。
组蛋白乙酰基转移酶催化组蛋白乙酰化，还能够催
化细胞核和细胞器内非组蛋白的乙酰化，调节这些
蛋白的功能。组蛋白乙酰化与 DNA 甲基化互相关联，
互相作用，共同调节基因的表达。因此，组蛋白乙
酰基转移酶参与的基因表达调控是一个复杂的过程，
既涉及与组蛋白去乙酰化酶的共同作用，也涉及与
DNA 甲基化的相互作用。通过对拟南芥等植物的研
究，人们对植物组蛋白乙酰基转移酶有了一定的了
解，目前的研究表明 HAT 参与植物的生长、发育和
胁迫反应，而 HAT 在这些生命过程中的具体功能
及其作用机理（包括其上游调节基因）仍有待深入
研究。
目前，大部分组蛋白乙酰基转移酶的研究主
要是以拟南芥、玉米、水稻和大麦等草本植物或农
作物作为研究对象，而其他物种（如木本植物）的
组蛋白乙酰基转移酶鲜有报道。因此，组蛋白乙酰
基转移酶仍有待广泛和深入的研究。表观遗传修饰
（包括组蛋白乙酰化）具有快速、可逆及可遗传的特
点，是植物适应胁迫的一个快速和有效的方式。研
究 HAT 所参与的胁迫反应的表观遗传调控机理，鉴
定胁迫相关的 HAT 基因功能，对于培养优良的抗逆
新品种具有重要的意义。
参 考 文 献
［1］Eberharter A, Becker PB. Histone acetylation ：a switch between
repressive and permissive chromatin. second in review series on
chromatin dynamics［J］. EMBO Rep, 2002, 3（3）：224-229.
［2］Kuo MH, Allis CD. Roles of histone acetyltransferases and
deacetylases in gene regulation［J］. Bioessays, 1998, 20（8）：
615-626.
［3］Sterner DE, Berger SL. Acetylation of histones and transcription-
related factors［J］. Microbiol Mol Biol Rev, 2000, 64（2）：435-
459.
［4］Struhl K. Histone acetylation and transcriptional regulatory
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2015,Vol.31,No.724
mechanisms［J］. Genes Dev, 1998, 12（5）：599-606.
［5］Allfrey VG, Mirsky AE. Structural modifications of histones and
their possible role in the regulation of RNA synthesis［J］. Science,
1964, 144（3618）：559.
［6］Brownell JE, Allis CD. An activity gel assay detects a single,
catalytically active histone acetyltransferase subunit in Tetrahymena
macronuclei［J］. Proc Natl Acad Sci USA, 1995, 92（14）：6364-
6368.
［7］Lusser A, Eberharter A, Loidl A, et al. Analysis of the histone
acetyltransferase B complex of maize embryos［J］. Nucleic Acids
Res, 1999, 27（22）：4427-4435.
［8］ Liu X, Luo M, Zhang W, et al. Histone acetyltransferases in rice
（Oryza sativa L. ）：phylogenetic analysis, subcellular localization
and expression［J］. BMC Plant Biol, 2012, 12 ：145.
［9］ Mai A, Rotili D, Tarantino D, et al. Identification of 4-hydroxyquino-
lines inhibitors of p300/CBP histone acetyltransferases［J］. Bioorg
Med Chem Lett, 2009, 19（4）：1132-1135.
［10］Kikuchi H, Nakayama T. GCN5 and BCR signalling collaborate to
induce pre-mature B cell apoptosis through depletion of ICAD and
IAP2 and activation of caspase activities［J］. Gene, 2008, 419
（1-2）：48-55.
［11］Boycheva I, Vassileva V, Iantcheva A. Histone acetyltransferases in
plant development and plasticity［J］. Curr Genomics, 2014, 15
（1）：28-37.
［12］Loidl P. Histone acetylation ：facts and questions［J］.
Chromosoma, 1994, 103（7）：441-449.
［13］Pandey R, Muller A, Napoli CA, et al. Analysis of histone
acetyltransferase and histone deacetylase families of Arabidopsis
thaliana suggests functional diversification of chromatin
modification among multicellular eukaryotes［J］. Nucleic Acids
Res, 2002, 30（23）：5036-5055.
［14］Papaefthimiou D, Likotrafiti E, Kapazoglou A, et al. Epigenetic
chromatin modifiers in barley ：III. Isolation and characterization
of the barley GNAT-MYST family of histone acetyltransferases and
responses to exogenous ABA［J］. Plant Physiol Biochem, 2010,
48（2-3）：98-107.
［15］ Neuwald AF, Landsman D. GCN5-related histone N-acetyltransfe-
rases belong to a diverse superfamily that includes the yeast SPT10
protein［J］. Trends Biochem Sci, 1997, 22（5）：154-155.
［16］ Marmorstein R, Berger SL. Structure and function of bromodomains
in chromatin-regulating complexes［J］. Gene, 2001, 272（1-2）：
1-9.
［17］ Kornet N, Scheres B. Members of the GCN5 histone acetyltransfer-
ase complex regulate PLETHORA-mediated root stem cell niche
maintenance and transit amplifying cell proliferation in Arabidopsis
［J］. Plant Cell, 2009, 21（4）：1070-1079.
［18］Yang XJ. The diverse superfamily of lysine acetyltransferases and
their roles in leukemia and other diseases［J］. Nucleic Acids
Res, 2004, 32（3）：959-976.
［19］Han SK, Song JD, Noh YS, et al. Role of plant CBP/p300-like genes
in the regulation of flowering time［J］. Plant J, 2007, 49（1）：
103-114.
［20］Brownell JE, Allis CD. Special HATs for special occasions ：
linking histone acetylation to chromatin assembly and gene
activation［J］. Curr Opin Genet Dev, 1996, 6（2）：176-184.
［21］ Hassig CA, Schreiber SL. Nuclear histone acetylases and deacety-
lases and transcriptional regulation ：HATs off to HDACs［J］.
Curr Opin Chem Biol, 1997, 1（3）：300-308.
［22］Fukuda H, Sano N, Muto S, et al. Simple histone acetylation plays a
complex role in the regulation of gene expression［J］. Brief Funct
Genomic Proteomic, 2006, 5（3）：190-208.
［23］Marmorstein R. Structure of histone acetyltransferases［J］. J Mol
Biol, 2001, 311（3）：433-444.
［24］Carrozza MJ, Utley RT, Workman JL, et al. The diverse functions of
histone acetyltransferase complexes［J］. Trends Genet, 2003, 19
（6）：321-329.
［25］Tian L, Fong MP, Wang JJ, et al. Reversible histone acetylation
and deacetylation mediate genome-wide, promoter-dependent
and locus-specific changes in gene expression during plant
development［J］. Genetics, 2005, 169（1）：337-345.
［26］Nallamilli BR, Edelmann MJ, Zhong X, et al. Global analysis of
lysine acetylation suggests the involvement of protein acetylation
in diverse biological processes in rice（Oryza sativa）［J］. PLoS
One, 2014, 9（2）：e89283.
［27］Finkemeier I, Laxa M, Miguet L, et al. Proteins of diverse function
and subcellular location are lysine acetylated in Arabidopsis［J］.
Plant Physiol, 2011, 155（4）：1779-1790.
［28］Melo-Braga MN, Verano-Braga T, Leon IR, et al. Modulation of
protein phosphorylation, N-glycosylation and Lys-acetylation in
grape（Vitis vinifera）mesocarp and exocarp owing to Lobesia
2015,31(7) 25夏德安等 ：植物组蛋白乙酰基转移酶的研究进展
botrana infection［J］. Mol Cell Proteomics, 2012, 11（10）：
945-956.
［29］Bertrand C, Bergounioux C, Domenichini S, et al. Arabidopsis
histone acetyltransferase AtGCN5 regulates the floral meristem
activity through the WUSCHEL/AGAMOUS pathway［J］. J Biol
Chem, 2003, 278（30）：28246-28251.
［30］Cohen R, Schocken J, Kaldis A, et al. The histone acetyltransferase
GCN5 affects the inflorescence meristem and stamen development
in Arabidopsis［J］. Planta, 2009, 230（6）：1207-1221.
［31］ Xiao J, Zhang H, Xing L, et al. Requirement of histone acetyltran-
sferases HAM1 and HAM2 for epigenetic modification of FLC in
regulating flowering in Arabidopsis［J］. J Plant Physiol, 2013,
170（4）：444-451.
［32］Latrasse D, Benhamed M, Henry Y, et al. The MYST histone
acetyltransferases are essential for gametophyte development in
Arabidopsis［J］. BMC Plant Biol, 2008, 8 ：121.
［33］Deng W, Liu C, Pei Y, et al. Involvement of the histone
acetyltransferase AtHAC1 in the regulation of flowering time via
repression of FLOWERING LOCUS C in Arabidopsis［J］. Plant
Physiol, 2007, 143（4）：1660-1668.
［34］Li C, Xu J, Li J, et al. Involvement of Arabidopsis HAC family
genes in pleiotropic developmental processes［J］. Plant Signal
Behav, 2014, 9 ：e28173.
［35］Stockinger EJ, Mao Y, Regier MK, et al. Transcriptional adaptor
and histone acetyltransferase proteins in Arabidopsis and their
interactions with CBF1, a transcriptional activator involved in cold-
regulated gene expression［J］. Nucleic Acids Res, 2001, 29（7）：
1524-1533.
［36］Pavangadkar K, Thomashow MF, Triezenberg SJ. Histone dynamics
and roles of histone acetyltransferases during cold-induced gene
regulation in Arabidopsis［J］. Plant Mol Biol, 2010, 74（1-2）：
183-200.
［37］Fang H, Liu X, Thorn G, et al. Expression analysis of histone
acetyltransferases in rice under drought stress［J］. Biochem
Biophys Res Commun, 2014, 443（2）：400-405.
［38］Li H, Yan S, Zhao L, et al. Histone acetylation associated up-
regulation of the cell wall related genes is involved in salt stress
induced maize root swelling［J］. BMC Plant Biol, 2014, 14 ：
105.
［39］Bertrand C, Benhamed M, Li YF, et al. Arabidopsis HAF2 gene
encoding TATA-binding protein（TBP）-associated factor TAF1,
is required to integrate light signals to regulate gene expression and
growth［J］. J Biol Chem, 2005, 280（2）：1465-1473.
［40］Benhamed M, Bertrand C, Servet C, et al. Arabidopsis GCN5, HD1,
and TAF1/HAF2 interact to regulate histone acetylation required
for light-responsive gene expression［J］. Plant Cell, 2006, 18（11）：
2893-2903.
（责任编辑 狄艳红）