全 文 :植物学通报Chinese Bulletin of Botany 2008, 25 (3): 354-362, w w w .chinbullbotany.com
收稿日期: 2007-07-13; 接受日期: 2007-09-03
基金项目: 国家自然科学基金(No. 30600318和No. 30400228)和北京市科委科技新星项目(No. 2003B34)
*通讯作者。E-mail: yurong@mail.cnu.edu.cn
.专题介绍.
植物微管结合蛋白的研究进展
黄聪聪1 , 吴忠义2 , 陈洁 1 , 于荣 1 *
1首都师范大学生命科学学院, 北京 100037; 2北京市农林科学院北京农业生物技术研究中心, 北京 100090
摘要 微管结合蛋白是一类能够特异地与微管结合, 参与调节微管结构与功能的结合蛋白。目前已经鉴定出多种植物微管
结合蛋白, 并对其结构及功能进行了深入研究。本文综述了植物微管结合蛋白——剑蛋白、MAP65、MAPEB1、MOR1、SPR
和WVD2的最新研究进展。
关键词 剑蛋白, MAP65, MA PEB1, MOR1, SPR, WV D2
黄聪聪 , 吴忠义 , 陈洁 , 于荣 (2008). 植物微管结合蛋白的研究进展. 植物学通报 25, 354-362.
植物细胞微管骨架的排布方式对细胞的生长发育及
形态建成具有重要意义, 微管的这种动态组织行为不仅
需要自身组成蛋白— — 微管蛋白, 还需要微管结合蛋白
(microtubule-assoc iated proteins , MAPs)的参与
(Smertenko et al. , 2000; Ehrhardt and Shaw, 2006)。
MAPs的经典定义是在超速离心提取微管蛋白(tubulin)
时, 经数次聚合 - 解聚循环仍聚集到微管上的蛋白
(Hamada, 2007)。进一步研究发现, MAPs 是一类能
够特异地与微管结合, 并参与调节微管结构与功能的结
合蛋白。MAPs最早是从动物脑组织中纯化出来的, 近
年来应用生化、分子生物学和遗传学的方法已成功地
鉴定出多种植物微管结合蛋白。植物微管结合蛋白在
植物组织中广泛发挥作用, 如调节微管的组装和动力学
(Lloyd and Hussey, 2001), 形成和支持微管骨架并用
这个骨架来进行物质转运等(John, 2004)。因此微管结
合蛋白已成为植物细胞骨架研究领域中的一个热点。
1 剑蛋白
剑蛋白(katanin)首先在动物中被报道, 由 p60亚基和p80
亚基组成的异源二聚体, 是一种微管切割因子(McNally
and Vale, 1993; Hartman et al., 1998; Hartman and
Vale, 1999; McNally et al. , 2000)。p60亚基属于AAA
ATP 酶(ATPase assoc iated with various celluar
act ivit ies)家族, 能切割微管。p80 亚基参与剑蛋白在微
管组织中心的定位和 p60 亚基的微管切割活性的调节
(Hamada, 2007)。Bouquin等(2003)发现在酵母双杂交
图谱上 At-p80 亚基与 At-p60 亚基能相互作用。拟南芥
中发现了剑蛋白的同源基因(Burk et al., 2001), 重组的
At-p60的体外切割活性已被报道(Burk and Ye, 2002;
Stoppin-Mellet et al. , 2002)。At-p60 剑蛋白在某些生
长过程中起重要作用, 包括各向异性的细胞延伸、激素
信号的传递和根毛的形成等(Lloyd and Chan, 2004)。
在p60剑蛋白突变体中, 根伸长区细胞周质微管的排列方
向发生了明显改变, 不再是野生型植株中的横向排列, 而
是以不同的方向排列(Burk and Ye, 2002); 在细胞伸长
起始时, 许多周质微管聚集到一起, 其排列方式类似于早
期核膜周围的星体微管(aster-like microtubule)(Burk et
al. , 2001)。
Bouquin等(2003)发现拟南芥根表皮细胞中 p60 定
位于细胞质基质, 但在细胞器和细胞核中未检测到荧
光。在靠近根尖的表皮细胞中, p60 分布于整个细胞质
中; 远离根尖的表皮细胞中, p60表现出沿周质微管的点
状(punctate)排列, 在下胚轴、根与下胚轴的中间区和
355黄聪聪等: 植物微管结合蛋白的研究进展
气孔保卫细胞中也发现了相似的排列方式。Meie r等
(2002)在表达赤霉素-荧光素酶报告基因的转基因(一个剑
蛋白突变体的等位基因)lue1突变体中检测到赤霉素异常
表达, 推测 p60 剑蛋白的活性可能部分与激素信号有关。
2 MAP65
2.1 烟草MAP65(NtMAP65)
从动物脑组织中纯化微管结合蛋白的传统方法是通过微
管反复聚合 -解聚的多次超速离心。几轮循环之后任何
与微管共纯化的蛋白都被认为是微管结合蛋白, 但用该
方法得到的微管结合蛋白水平很低(Hus sey e t al . ,
2002)。为了提高获得率, Jiang和 Sonobe(1993)从烟
草BY-2悬浮培养细胞制备了原生质体, 并移走液泡形成
小原生质体(miniprotoplasts), 之后加入微管稳定剂紫杉
酚(taxol)以协助微管聚合, 回收紫杉酚稳定的微管, 分离
到烟草MAP65。烟草MAP65有 3个成员: NtMAP65-
1a、NtMAP65-1b和 NtMAP65-1c(Smertenko et al.,
2000), 分子量均为 65 kDa左右(Hussey et al. , 2002)。
研究发现NtMAP65-1a能在体外与微管结合, 使微管成
束, 促进微管的聚合, 并能被MAPK(mitogen-activated
protein kinase)及CDKs(cyc lin-dependent k inases)激
酶磷酸化。它定位于周质微管、早前期带及有丝分裂
的纺锤体和成膜体, 能稳定由微管组成的结构, 还与成
膜体的延伸有关(Jiang and Sonobe, 1993; Smertenko
et al., 2000; Sasabe et al., 2006)。NtMAP65-1b与
NtMAP65-1a的序列相似性高达85%, 但NtMAP65-1b
不能促进微管的聚合, 只能与微管结合, 使微管成束, 也
能被MAP K 激酶磷酸化(W ic ker-Pl anquar t et a l. ,
2004)。 W icker-Planquart发现, NtMAP65-1b体外使
微管成束时明显结合到微管的C端(Wicker-Planquart
et al., 2004)。NtMAP65-1c与 NtMAP65-1b序列相似
性高达96%(Smertenko et al., 2000), 但NtMAP65-1c
的功能及定位尚未见报道。
2.2 胡萝卜MAP65
用去垢剂对胡萝卜悬浮细胞进行抽提, 纯化得到一系列
微管结合蛋白(Chan et al. , 1996), 它们的分子量分别
为 60、62、68、78、105和 120 kDa (Hussey et
al. , 2002)。其中 60、62 和 68 kDa的微管结合蛋白
是烟草MAP65的免疫学等价物(Chan et al. , 1996)。
对MAP60的纯化和鉴定显示MAP60能增强微管蛋白
的聚合, 赋予脑组织微管的冷稳定性, 但不能使微管成束
(Rut ten et al., 1997)。Chan等发现胡萝卜MAP65能
在体外与微管结合, 且使微管成束, 电镜下观察发现微管
之间形成了 25-30 nm的丝状横桥; 它结合整个细胞周
期的 4种不同的微管列阵, 如: 周质微管、早前期带微
管、有丝分裂的纺锤体微管和成膜体微管, 并能够稳定
由微管组成的结构(Chan et al., 1996, 1999)。
2.3 拟南芥MAP65(AtMAP65)
拟南芥MAP65家族有9个成员, 分子量为54-80 kDa,
氨基酸序列相似性为28%-79%(Hussey et al. , 2002)。
AtMAP65-1与烟草NtMAP65-1序列相似性为 86%
(Smertenko et al., 2000)。AtMAP65-1编码一种包含
587个氨基酸残基的蛋白, 分子量为 65.8 kDa, pI为
4.72(Smertenko et al. , 2004)。根据 9种 AtMAP65的
序列比对, 将 AtMAP65-1的序列从 N端到 C端划分为
4个片段: 片段1, 1-150位氨基酸; 片段2, 151-339位
氨基酸; 片段 3, 340-494位氨基酸; 片段 4, 495-587
位氨基酸(Smertenko et al. , 2004)。其中, 片段 3包
含不同植物MAP65进化上最为保守的部分, 而且它是
与脊椎动物的PRC1(protein regulating cytokines is 1)
和酵母的 Ase1p(anaphase spindle elongat ion)相似性
最高的区域(Schuy ler et al., 2003)。片段 3和片段 4
能与紫杉酚稳定的微管共沉淀, 但片段 1和片段 2却不
能, 而且片段 3和 4又位于 C端, 由此证明AtMAP65-1
的微管结合区位于 C端, 但单独的微管结合区不足以引
起微管成束和形成 25 nm 的横桥(Smertenko et al. ,
2004)。AtMAP65-1片段 3中第 420位的丙氨酸(Ala)
在 9种 AtMAP65中是保守的, 它相当于拟南芥中PLE
基因编码的MAP65-3的Ala421, Ala421替换成缬氨酸
(V al )后导致胞质分裂缺陷(M e i e r e t a l . , 2002 ;
S mert enko e t al . , 2004)。因此 S mert enko 对
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AtMAP65-1的Ala420和Ala409进行定点突变, 发现突
变体体外均不能结合微管和诱导微管成束, 这表明
Ala420和Ala409在与微管结合和诱导微管成束方面起
关键作用, 并进一步发现AtMAP65-1与微管的结合依赖
于保守的三级结构(Smertenko et al., 2004)。用 1-(3-
二甲氨基丙基)-3-乙基碳二亚胺盐酸盐(1-ethy l-3-(3-
dimethylaminopropy l)-carbodiimide, EDC)化学法交联
AtMAP65-1时, 在单向 SDS-PAGE 上产生了一条约
130 kDa的条带, 而单独的 AtMAP65-1在SDS-PAGE
上位于 120-140 kDa条带处, 由此证明 AtMAP65-1自
身能形成同源二聚体; 利用亲和层析及免疫印迹法判断
其二聚化区域位于 N端(Smertenko et al . , 2004)。
AtMAP65-1能增强微管的聚合, 在低温下(10°C)能稳定
微管, 防止微管解聚。体外实验也能使微管成束, 并形
成25 nm的横桥, 且能被MAPK磷酸化(Damme et al.,
2004a, 2004b; Mao et al., 2005a, 2005b)。同步化实
验发现AtMAP65-1在整个细胞周期都有表达, 在除花瓣
和花粉囊之外的所有器官和组织中均表达, 但仅在细胞
周期的特定阶段与微管结合(Smertenko et al., 2004)。
如间期, AtMAP65-1与周质微管结合; M期, AtMAP65-
1定位于早前期带; 后期, AtMAP65-1定位于 2个半纺
锤体的微管重叠区内。在成膜体中, AtMAP65-1集中
在中间带(midzone)上, 即定位于微管引导膜泡相互融合
形成细胞板处(Smertenko et al., 2004; Damme et al.,
2004a, 2004b; Mao et al., 2005a, 2005b)。
研究发现间期AtMAP65-3定位于周质微管, 分裂中
期前定位于早前期带, 胞质分裂时位于成膜体中间区
(midzone)(Chan et al., 2003b; Muller et al., 2004)。
PLE基因编码AtMAP65-3蛋白, ple是单一位点的隐性
突变体(Muller et al. , 2004), 而且 ple突变体在根形态
发生中有缺陷, 由此在遗传图谱上分离到PLE的等位基
因(Meier et al., 2002)。其突变体的根表现出短而粗壮
的表型, 由具不完整细胞壁的增大的多核细胞组成, 这表
明胞质分裂存在缺陷。进一步研究发现, 这些突变引起
PLE蛋白 C末端截短, 并失去微管结合活性。在 ple突
变体中, 后期纺锤体是正常的, 胞质分裂的成膜体虽然能
够形成,但是已经变形,中间线异常变宽, 表明AtMAP65-3
/ P L E 对于胞质分裂中成膜体的功能具有重要作用
(Muller et al. , 2004)。
利用AtMAP65-4-GFP转基因标记发现, AtMAP65-4
不能与周质微管结合, 也较少与早前期带结合, 但能与纺
锤体微管结合, 并优先定位于纺锤体两极上, 随着有丝分
裂后期染色体分向两极, 纺锤体两极上的荧光更加明显;
另外, AtMAP65-4不能与极微管结合。后期末, 随着纺
锤体的解散, A t M A P 6 5 - 4 与纺锤体分离。因此
AtMAP65-4主要与有丝分裂(尤其是纺锤体的形成)相关
(Damme et al. , 2004a)。AtMAP65-4序列 N端存在
一个与周期蛋白( c y c l i n ) 类似的保守的破坏框
(destruction box), 这暗示在细胞周期进程中该蛋白的丰
度(protein abundance)存在着周期性调节。进一步研究
发现 AtMAP65-4的转录在有丝分裂时被激活(Damme
et al. , 2004a)。
AtMAP65-5定位于周质微管、早期的成膜体和细
胞板上, 与胞间连丝的形成有关(Damme et al. , 2004a,
2004b)。AtMAP65-5在整个细胞周期中均表达, 但它
的表达量从 S期到M期下降, 由此推测蛋白丰度也存在
周期性调节。在与 A t M A P 65 -4 相似的位置, 发现
AtMAP65-5也有一个保守的破坏框(Damme et al. ,
2004a)。
AtMAP65-6与 AtMAP 65-1的序列差异为 44%
(Hussey et al., 2002), 由于 AtMAP65-6与 AtMAP
65-1在N端和C端均表现出很大的序列差异, 推测这种
差异可能赋予它们不同的活性(M ao et al. , 2005a,
2005b)。AtMAP65-6与 AtMAP65-1在体外均能与微
管结合, 且能使微管成束(Smert enko et al. , 2004;
Damme et al., 2004a, 2004b; Mao et al., 2005a,
2005b) , 但它们的亚细胞定位和功能却有很大差异。
AtMAP65-1结合整个细胞周期的 4种不同的微管列阵,
如周质微管、早前期带微管、有丝分裂的纺锤体微管
和成膜体微管; 而AtMAP65-6却显示了与线粒体特殊的
共定位。在微管聚合方面, AtMAP65-1能增强微管的
聚合; AtMAP65-6不能增强微管的聚合。在微管组装
方面, AtMAP65-1诱导微管成束; 而 AtMAP65-6诱导
微管形成致密的网状, 而且现已证实在对抗高盐胁迫时,
357黄聪聪等: 植物微管结合蛋白的研究进展
AtMAP65-6诱导的微管网络比AtMAP65-1诱导的微管
束更稳定。例如当NaCl 溶液的浓度达到 300 mmo l·
L-1或更高时, 所有的微管束均解离为单个状态, 但是微
管网络却能抵抗NaCl 溶液的浓度高达 500 m mol·L-1
(Mao et al., 2005a, 2005b)。AtMAP65-1的作用是稳
定由微管组成的结构; 而AtMAP65-6的作用是锚定细胞
器(Smertenko et al., 2004; Wicker-Planquart et al.,
2004; Damme et al., 2004a, 2004b; Mao et al., 2005a,
2005b)。
间期 AtMAP65-8以一种点 -线(dotted-l ine)的方式
与周质微管结合, 中期位于纺锤体两极上, 少量定位于有
丝分裂的纺锤体上; 成膜体形成之后, 定位于成膜体微管
的负端,并能与微管负端相互作用(Dam m e e t a l . ,
2004a)。
AtMAP65-2、AtMAP65-7和 AtMAP65-9的亚细
胞定位还未见报道。
3 EB1
EB1是脊椎动物细胞中另一种能够调节微管动力学不稳
定性的蛋白, EB1优先结合到正在生长的微管的正端,
在微管解聚时脱落下来(Tirnauer et al., 2002)。EB1家
族在真核生物中是保守的, 拟南芥的 3 种同源物
At3g47690、At5g62500和 At5g67270分别命名为
AtEB1a/AtEB1-同源物2、AtEB1b/ AtEB1和AtEB1c/
At EB1-同源物 1 , 它们的氨基酸序列相似性达 67%
(Chan et al., 2003a; Mathur et al. , 2003)。现已研究
了所有的AtEB1的定位(Chan et al. , 2003a; Mathur et
al., 2003; Damme et al., 2004b)。Chan等(2003a)和
Mathur等(2003)分别报道了AtEB1a和AtEB1b的定位
和动力学特性, 但 2个实验室得到的结果却明显不同。
Chan等(2003a)在拟南芥悬浮细胞中发现GFP 标记的
AtEB1a和 AtEB1b定位于成膜体微管、纺锤体微管和
间期的周质微管。在纺锤体微管列阵中, 它集中分布在
微管的负端, 而在周质微管列阵中, 它通常集中分布在微
管的正端或呈点状分布在微管生长的初始端或缩短的末
端方向。Chan等认为这种点状结构可能标记着微管的
成核位置, 并且这些位置是变动的。Mathur等(2003)在
GFP-AtEB1b转基因拟南芥植株中发现AtEB1以 2种
主要方式标记微管正端, 一种是标记微管正端 3-5 µm
处, 这种方式仅限于活跃生长的细胞中; 另一种是标记微
管正端5-20 µm处, 这种方式在较不活跃的成熟细胞或
间期细胞中可以观察到; 目前尚未发现EB1标记微管负
端, 但发现 EB1能结合到大的细胞器如叶绿体、线粒
体和细胞核的内膜上, 并随机与内质网融合。此外, 他
们还报道了EB1能与膜微管(membrane microtubule)
结合, 并拉伸膜微管, 由此重组内膜系统, 这种与微管相
联系的内膜系统的重组可能对微管的极性生长是必要的;
并且他们还认为, EB1的作用并不是稳定微管, 只是优
先与已经稳定的微管结合。 2个实验室研究结果的不同
可能是由于他们所使用的表达体系不同。在烟草 BY-2
细胞中表达的 AtEB1c-GFP的定位不同于其它 EB1同
源物, AtEB1c间期大部分定位于核上, 一小部分定位于
细胞两端(cell pole)。随着核膜解体, AtEB1c 被释放,
之后迅速与纺锤体微管和接下来的成膜体微管结合。
在即将形成的细胞板的中央, 微管解聚, 一些AtEB1c仍
存在于核表面。当核膜重建时, AtEB1c-GFP部分又回
到核内, 部分转移到细胞板和母细胞壁的连接处, 部分转
移到细胞两端(c el l t i p) (Damm e et al . , 2004b )。
AtEB 1c 的功能仍不清楚。
4 MOR1
MOR1是从烟草悬浮细胞中分离到的 1个分子量为 200
kDa的蛋白, 在体外能使微管成束, 并形成 20 nm 的横
桥(Yasuhara et al., 2002)。MOR1是 XMAP215在拟
南芥中的同源物(Hussey et al. , 2002), 它有10个Heat
重复序列。2个mor1突变体的等位基因在 N端的Heat
重复序列发生单个氨基酸替换, mor1突变体是第174位
的 Leu替换为Phe, mor2突变体是第195位的Glu替换
为 Lys(Hussey and Hawkins , 2001)。微管组装突变
体mor1是温度敏感型突变体(W hi t t ing ton e t al . ,
2001)。如果植物在临界温度(29°C)下发芽, 它的生长
将会受到严重阻碍, 器官表现出短小和辐射状膨胀, 不能
358 植物学通报 25(3) 2008
开花。如果在临界温度进入后期生长, 植物能开花但不
能产生种子。进一步研究揭示器官呈左手螺旋生长、
细胞伸长表现为各向同性以及根毛极性生长受损坏。
用微管蛋白 -GFP转基因拟南芥观察从允许温度(21°C)
到临界温度(29°C)表皮细胞中的微管变化, 在临界温度
下, 微管变得无组织且长度缩短, 微管变短是微管解聚为
微管蛋白的结果, 而不是微管被切断, 因为游离的微管蛋
白 -GFP荧光不断增加(Hussey and Hawkins , 2001)。
Whit tington等(2001)应用生物信息学的方法寻找
M O R 1 序列中可能的功能基序。二级结构预测显示
MO R1 蛋白的 a - 螺旋比例高, 进一步研究发现存在
1-2 个可能的跨膜螺旋结构(33 4-357 aa 和 91 7-
936aa), 1个由 2部分组成的核定位信号(317-334aa),
1个卷曲螺旋结构域(1 268-1 295aa, coi led -co il
domain)和 10个 Heat重复序列(Hussey et al. , 2002)。
Spencer等(2000)发现 1个MURF蛋白(muscle RING-
finger protein)的卷曲螺旋基序能调节蛋白与蛋白之间的
相互作用, 因此他们推测以上的卷曲螺旋结构对于
M O R1 和微管的相互作用及与微管的结合是必要的。
Heat重复序列是1个由37-47个氨基酸残基组成的踏车
重复序列(Hussey and Hawkins, 2001), 通常包含3-36
个单元, 产生杆状的螺旋结构, 作为蛋白 -蛋白相互作用
的表面(Andrade and Bork, 1995; Furutani et al. , 1999)。
MOR1定位于细胞周期不同时期的微管上, MOR1
的突变使周质微管变短且不规则(Whit t ington et al. ,
2001), 这可能是由于MOR1的突变丧失了MOR1蛋白
与Kin1驱动蛋白之间的相互作用, 或者阻止了MOR1蛋
白结合到微管上, 而允许Kin1驱动蛋白有机会接近微管
并发挥解聚微管活性(catastrophic activity)(Hussey and
Hawkins , 2001)。MOR1的突变能否引起纺锤体和成
膜体的去装配还存在争议。Park 等(1998)报道MOR1
的突变能引起纺锤体和成膜体的去装配, 从而使染色体
的分离和胞质分裂延迟(K awamura et al . , 2006 )。
Hussey和 Hawkins(2001)报道MOR1的突变对有丝分
裂和胞质分裂没有影响。这两种结果截然相反, 有待于
进一步研究。
5 SPR蛋白
5.1 SPR1
SPR1是植物特有的, 能与微管正端相互作用的蛋白, 但
SPR1可能不是传统意义上的微管结合蛋白, 因为它在
体外不能与紫杉酚稳定的微管共纯化(Sedbrook et al.,
2004; Nakajima et al., 2004)。从拟南芥中鉴定出 5
种SPR1的同源物, 命名为SP1L1-SP1L5,它们在不同
的器官中以不同的水平表达。SP1L2和 SP1L4在所有
器官中均表达; SP1L3优先在地上器官中表达, 但根中
的表达量也较高; SP1L5在除茎和花之外的器官中均表
达; SP1L1则仅在成熟花的花粉中检测到; 在所有SP1L
基因中 S P1L3 的表达水平最高(Naka ji ma et a l. ,
2006)。Furutani 等(2000)发现 SPR1突变能引起根轴
旋转、下胚轴变白、内胚层和皮层细胞各向异性生长
降低。6种同源物中的任何一种都可恢复这些表型, 这
暗示它们有相似的功能。12 kDa的 SPR1蛋白每个末
端都有几乎相同的重复序列, 这些序列被杆状结构域分
开, 这表明 SPR1可能是一个起联结作用的结构蛋白
(Sedbrook et al., 2004; Nakajima et al., 2004)。关
于SPR1的定位存在不同的看法, Sedbrook等(2004)发
现 SPR1与周质微管正端结合, 但在间期一些特殊细胞
中 SPR1沿微管分布, 这些细胞多位于受伤的伸长组
织。Nakajima等(2004)报道GFP-SPR1转基因拟南
芥, 大多数细胞中SPR1都沿整条微管分布, 仅在少数
细胞中观察到 SPR1位于微管正端。关于 SPR1的精
确定位还有待于进一步研究。SPR1在体外不能直接与
微管结合(Nakajima et al., 2004; Sedbrook et al. ,
2004), 这说明SPR1需要其它的微管结合蛋白协助才能
结合到微管上, 可能 SPR1的定位由与其结合的微管结
合蛋白决定。
周质微管能调节细胞延伸的方向, SPR1与周质微
管共定位, 并且快速伸长的细胞中SPR1的表达水平上
升(Nakajima et al., 2004)。spr1突变体中的周质微管
排列表现异常(Furutani et al. , 2000)。这些结果表明
SPR1通过调节周质微管, 进而调节细胞延伸的方向
359黄聪聪等: 植物微管结合蛋白的研究进展
(Nakajima et al. , 2004; Ishida et al., 2007)。
5.2 SPR2
SPR2是一种植物特有的微管结合蛋白, 包含 864个氨
基酸残基, 分子量约为 94 kDa, pI为 5.47。用 Blast 软
件分析发现拟南芥、马铃薯和水稻中均存在功能未知
的 SPR2同源蛋白, 但非植物生物体中不存在其同源蛋
白。拟南芥的At1g5089和马铃薯的HIP2与 SPR2的
序列相似性分别为 48%和 50%(Shoji et al., 2004), 马
铃薯的HIP2已通过酵母双杂交图谱被鉴定出来(Guo et
al. , 2003)。用重复查找(repeat-finding)法进行序列分
析发现 S P R2 和其同源物中存在重复基序( r ep ea t
mot ifs)(Andrade et al. , 2000)。Shoji 等(2004)预测
SPR2、At1g5089和 HIP2中存在 9个重复基序, 且这
些基序之间的序列是高度保守的, 其中 7个重复基序聚
集在 N端。重复单元包含 38-41 个氨基酸残基, 由被
铰链区分开的 2个 a-螺旋结构组成。对 SPR2重复基
序的比对表明它是 Heat重复基序。Canonical Heat重
复基序在 2个 a-螺旋中有 7个保守的疏水残基, 其中 4
个通常为亮氨酸(Leu), 1个通常为缬氨酸(Val)(Andrade
et al. , 2001)。Heat 重复基序的特征残基是第 1个 a-
螺旋之后的天冬氨酸(Asp)和第 2个 a-螺旋 N端的精氨
酸 /赖氨酸(Arg/Lys), 它们在 SPR2重复基序中是保守
的(Shoji et al. , 2004)。SPR2的 N端区域富含丝氨酸
(Ser)和苏氨酸(Thr), 该特征也存在于At1g5089和HIP2
中, 但在其它同源物中并未发现。用 PSORT程序对基
序进行搜索预测发现其N端区域是一个定位于质粒的信
号, 但细胞定位研究显示 SPR2不能定位到质粒上, 而
是定位于周质微管(Shoji et al., 2004)。
Sho ji 等(2004 )研究发现 SPR2的表达水平在花
芽、叶(cauline leaf)、玫瑰花形叶(rosette leaf)、花
序茎、根和子叶中是相似的, 表明 SPR2的表达不是限
定在特异的器官中。 SPR2在野生型植株中表达水平较
低, 但研究发现 SPR2过量表达并不能诱导螺旋生长或
其它形态学方面的异常。GFP-SPR2在拟南芥的叶表
皮细胞中定位于周质微管, 在根的分裂细胞中定位于有
丝分裂纺锤体和成膜体。在转基因烟草 BY-2细胞中,
SPR2定位于周质微管、早前期带以及有丝分裂的纺锤
体和成膜体。体外微管共沉淀分析显示 SP R2 能直接
结合到紫杉酚稳定的微管上(Shoji et al. , 2004)。
SPR2对植物的各向异性生长非常关键。拟南芥
spr2突变体在细胞伸长的方向上表现异常, 纵向生长的
器官如根、下胚轴和茎表现出右手螺旋生长。spr2突
变体的根比野生型的根对微管作用药物更加敏感, 例如
在紫杉酚存在时, 野生型植株主根的长度被抑制 25%,
sp r2 突变体的主根则被抑制约 50% (S hoj i e t a l. ,
2004)。遗传研究显示 SPR1和 SPR2虽然均控制细
胞伸长的方向, 但作用的途径不同(F uru tani et al . ,
2000 )。
6 WVD2
拟南芥WVD2基因也是最近被鉴定出来的, 它是拟南芥
中一个由 8个成员组成的基因家族, 编码一种植物特有
的 23 k Da的高度亲水的蛋白(Yuen et a l. , 2003)。
WVD2在细胞极性伸长中起重要作用。它的过量表达
使突变体幼苗的根和下胚轴表现出右手螺旋生长, 但玫
瑰花形叶为左手螺旋生长。此外细胞伸长的各向异性
被破坏, 导致产生短小粗壮的器官。此外, 这些突变体
根表皮细胞中的周质微管的排布也发生改变(Yuen et al.,
2003)。WVD2没有明显与微管相互作用的结构域, 但
体外实验显示它直接结合到微管上, 并使微管成束。前
文已提到, MAP65-1能使微管成束, 并形成 25-30 nm
的横桥; 由于WVD2的分子量较小, 可能它的成束方式
或连接微管的方式与AtMAP 65-1不同。
7 展望
随着植物基因组计划的完成, 在植物中已鉴定出许多动
物和酵母微管结合蛋白的同源物, 但也有许多对微管组
装起重要作用的微管结合蛋白在植物中并未发现其同源
物。我们相信随着研究的进一步深入, 将会有更多的植
物特有的微管结合蛋白被发现, 为阐明植物微管的组装
机制提供理论依据。
360 植物学通报 25(3) 2008
参考文献
Andrade MA, Bork P (1995). HEAT repeats in the Huntingtons-
disease protein. Nat Genet 11, 115-116.
Andrade MA, Ponting CP, Gibson TJ, Bork P (2000). Homol-
ogy -based method for identif ication of protein repeats us ing
statistical signif icance estimates. J Mol Biol 298, 521-537.
Andrade MA, Pe tosa CO, Donoghue SI, Muller CW, Bork P
(2001). Compar ison of ARM and HEAT protein repeats. J Mol
Biol 309, 1-18.
Bouquin T, Mattsson O, Naested H, Foster R, Mundy J (2003).
The Arabidopsis lue1 mutant defines a katanin p60 ortholog
involved in hormonal control of mic rotubule orientation during
cell grow th. J Cell Sci 116, 791-801.
Burk DH, L iu B, Zhong R, Mor rison WH, Ye ZH (2001) . A
katanin-like protein regulates normal cell w all biosynthesis and
cell elongation. Plant Cell 13, 807-827.
Burk DH, Ye ZH (2002). Alteration of oriented deposit ion of cellu-
lose microfibrils by mutation of a katanin-like microtubule-sev-
ering protein. Plant Cell 14, 2145-2160.
Chan J, Rutten T, Lloyd CW (1996). Isolation of microtubule
associated proteins from carrot cytoskeletons: a 120 kDa MAP
decorates all four microtubule arrays and the nucleus. Plant J
10, 251-259.
Chan J, Jensen CG, Jense n LC, Bus h M, Lloyd CW (1999).
The 65 kDa carrot microtubule-associated protein forms regu-
lar ly ar ranged f ilamento us c ross -br idges betw een
microtubules. Proc Natl Acad Sc i USA 96, 14931-14936.
Chan J, Calder GM, Doonan JH, Lloyd CW (2003a). EB1 re-
veals mobile microtubule nucleation s ites in Arabidopsis. Nat
Cell Biol 5, 967-971.
Chan J, Mao G, Smertenko A, Hussey PJ, Naldrett M, Bottrill
A, L loyd CW (2003b) . Identif ication of a MAP65 isof orm in-
volved in directional expansion of plant cells. FEBS Lett 534,
161-163.
Damme DV, Van PK, Boutant E, Ritzenthaler C, Inze D, Geelen
D (2004a). In vivo dynamics and differential microtubule bind-
ing ac tivities of MAP65 proteins. Pl ant Phys iol 136, 3956-
3967.
Damme DV, Bouget DY, Poucke KV, Inze D, Geelen D (2004b).
Molecular dissection of plant cytokines is and phragmoplast
struc ture: a survey of GFP-tagged proteins. Plant J 40, 386-
398.
Ehrhardt DW, Shaw SL (2006). Microtubule dynamics and orga-
nization in plant cortical array. Annu Rev Plant Biol 57, 859-
875.
Fur utani I, Watanabe Y, Prie to R, Mas ukawa M, Suzuki K,
Naoi K, Thitamadee S, Gr oves MR (1999). The structure of
the protein phosphatase 2A PR65/A subunit reveals the con-
formation of its 15 tandemly repeated HEAT motifs . Cell 96,
99-110.
Fur utani I, Watanabe Y, Prie to R, Mas ukawa M, Suzuki K,
Naoi K, Thitamade e S, Shikanai T, Hashimoto T (2000).
The SPIRAL genes are required for directional control of cell
elongation in Arabi dopsis thaliana. Development 127, 4443-
4453.
Guo D, Spe tz C, Saarma M, Valkonnen JP (2003). Tw o potato
proteins, including a novel RING finger protein (HIP1), interact
w ith the potyviral multifunctional protein HCpro. Mol Plant Mi-
crobe Interact 16, 405-410.
Hamada T (2007) . Microtubule-assoc iated proteins in higher
plants. J Plant Res 120, 79-98.
Hartman JJ, Mahr J, McNally K, Okawa K, Iwamatsu A, Tho-
mas S, Chee sm an S, Heus er J, V ale RD, M cNally FJ
(1998). Katanin, a microtubule-severing protein, is a novel AAA
ATPase that targets to the centrosome using a WD40-contain-
ing subunit. Cell 93, 277-287.
Hartman JJ, Vale RD (1999). Microtubule disassembly by ATP
dependent oligomerization of the AA A enzyme katanin. Sc i-
ence 286, 782-785.
Huss ey PJ, Hawkins TJ (2001). Plant microtubule-associated
proteins: the HEAT is off in temperature-sensitive mor1. Trends
Plant Sci 6, 389-392.
Huss ey PJ, Hawkins TJ, Igarashi H, Kaloriti D, Smertenko
A (2002). The plant cytoskeleton: recent advances in the study
of the plant microtubule-assoc iated proteins MAP-65, MAP-
190 and the Xenopus MAP215-like protein, MOR1. Pl ant Mol
Biol 50, 915-924.
Ishida T, Thitamadee S, Has himoto T (2007). Tw isted grow th
and organization of cortical microtubules. J Plant Res 120,
61-70.
Jiang CJ, Sonobe S ( 1993). Identif ication and preliminary char-
ac terization of 65 kDa higher -plant mic rotubule-associated
protein. J Cell Sci 105, 891-901.
361黄聪聪等: 植物微管结合蛋白的研究进展
John C (2004). MAPs in plant cells: delineating microtubule grow th
dynamics and organization. Curr Opin Plant Biol 7, 632-640.
Kawamura E, Himmelspach R, Rashbrooke MC, Whittington
AT, Gale KR, Collings DA, Wasteneys GO (2006). MICRO-
TUBULE ORGANIZA TION 1 regulates structure and function of
mic rotubule arrays during mitos is and cytokines is in the
Arabidopsis root. Plant Physi ol 140, 102-114.
Lloyd C, Huss ey P (2001). Microtubule-associated proteins in
plants—w hy w e need a MAP. Nat Rev Mol Cell Biol 2, 40-47.
Lloyd C, Chan J (2004). Mic rotubules and the shape of plants to
come. Nat Rev Mol Cell Biol 5, 13-22.
Mao G, Chan J, Calde r G, Doonan JH, L loyd CW (2005a).
Modulate targeting of GFP-AtMAP65-1 to central spindle mi-
crotubules during division. Plant J 43, 469-478.
Mao T, Jin L , Li H, Liu B, Yuan M (2005b). Tw o microtubule-
associated proteins of the Arabidopsis MAP65 family function
differently on microtubules. Plant Physiol 138, 654-662.
Mathur J, Mathur N, Kernebeck B, Srinivas BP, Hüls kamp
M (2003). A novel localization pattern for an EB1- like protein
links microtubule dynamics endomembrane organization. Curr
Biol 13, 1991-1997.
McNally FJ, Vale RD (1993). Identif ication of katanin, an ATPase
that severs and disassembles s table mic rotubules . Cel l 75,
419-429.
McNally KP, Bazirgan OA, McNally FJ (2000) . Tw o domains of
p80 katanin regulate mic rotubule sever ing and spindle pole
targeting by p60 katanin. J Cell Sci 113, 1623-1633.
Meie r C, Bouquin T, Nielsen ME, Raventos D, Mattsson O,
Rocher A, Schomburg F, Muller S, Fuchs E, Oveck a M,
Wysocka-Diller J, Benfey PN, Hauser MT (2002). Tw o new
loci, PLEIADE and HYADE, implicate organ-specif ic regula-
tion of cy tokines is in A rabidopsis. Plant Physi ol 130, 312-
324.
Muller S, Smertenko A, Wagne r V, Heinr ich M, Huss ey PJ,
Hauser MT (2004). The plant mic rotubule associated protein,
AtMA P65-3/PLE, is essential for cytokinetic phragmoplast
function. Curr Biol 14, 412-417.
Nakajim a K, Furutani I, Tachim oto H, M ats ubara H,
Hashim oto T (2004). SPIRAL1 encodes a plant-specif ic mi-
crotubule localized protein required for directional control of
rapidly expanding Arabidopsis cells. Plant Cell 16, 1178-1190.
Nak ajim a K, Kawamura T, Hashimoto T (2006). Role of the
SPIRAL1 gene family in anisotropic grow th of Arabidops is
thali ana. Plant Cell Physiol 47, 513-522.
Park SK, Howde n R, Twell D (1998). The Arabidopsi s thaliana
gametophytic mutation gemini pollen1 dis rupts mic rospore
polarity, division asymmetry and pollen cell f ate. Development
125, 3789-3799.
Rutten T, Chan J, Lloyd CW (1997). A 60 kDa plant microtubule-
associated protein promotes the grow th and stabilization of
nurotubules in vitro. Proc Natl Acad Sc i USA 94, 4469-
4474.
Sas abe M, Soyano T, Takahashi Y, Sonobe S, Igar ashi H,
Itoh TJ, Hidaka M , Machida Y (2006). Phosphorylation of
NtMAP65-1 by a MA P kinase dow n- regulates its ac tivity of
microtubule bundling and stimulates progression of cytokine-
sis of tobacco cells. Genes Dev 20, 1004-1014.
Schuyler SC, Liu JY, Pellman DJ (2003). The molecular f unc-
tion of Ase1p: evidence f or a MAP-dependent midzone-spe-
cif ic spindle matrix. J Cell Biol 160, 517-528.
Sedbrook JC, Ehr har dt DW, Fishe r SE, Scheible WR,
Somerville CR (2004). The A rabidopsis SKU6/SPIRAL1 gene
encodes a plus end- localized microtubule-interacting protein
involved in directional cell expansion. Plant Cell 16, 1506-
1520.
Shoji T, Narita NN, Hayashi K, Asada J, Hamada T, Sonobe S,
Nakajima K, Hashim oto T (2004). Plant-specif ic microtu-
bule-associated protein SPIRAL2 is required f or anisotropic
grow th in Arabidopsis. Plant Physi ol 136, 3933-3944.
Sme rtenko A, Saleh N, Igarashi H, Mori H, Hause r-Hahn I,
Jiang CJ, Sonobe S, Lloyd CW, Hus sey PJ (2000). A new
class of mic rotubule-associated proteins in plants . Nat Cell
Biol 2, 750-753.
Sme rtenk o AP, Chang HY, Wagner V , Kalorit i D, Fenyk S,
Sonobe S, Lloyd C, Haus er MT, Hus sey PJ (2004) . The
Arabidopsis microtubule-associated protein AtMA P65-1: mo-
lecular analysis of its microtubule bundling activ ity. Plant Cell
16, 2035-2047.
Spe ncer JA, Eliaze r S, Ilaria RL, Richardson JA, Olson EN
(2000) . Regulation of microtubule dynamics and myogenic dif-
ferentiation by MURF, a striated muscle RING-finger protein. J
Cell Biol 150, 771-784.
Stoppin-Me llet V, Gaillard J, Vantard M (2002). Func tional
evidence for in vi tro microtubule severing by the plant katanin
362 植物学通报 25(3) 2008
homologue. Biochem J 365, 337-342.
Tirnauer JS, Grego S, Salmon ED, Mitchison TJ (2002). EB1-
microtubule interactions in Xenopus egg extracts : role of EB1
in mic rotubule s tabilization and mechanisms of targeting to
microtubules. Mol Biol Cell 13, 3614-3626.
Whittington AT, Vugrek O, Wei KJ, Hasenbein NG, Sugimoto
K, Rashbrooke MC, Waste neys GO (2001). MOR1 is es-
sential for organizing cortical microtubules in plants . Nature
411, 610-613.
Wicker-Planquart C, Stoppin-Mellet V, Blanchoin L, Vantard
* Author for correspondence. E-mail: yurong@mail.cnu.edu.cn
(责任编辑: 孙冬花)
Progress in the Study of Plant Microtubule-associated Proteins
Congcong Huang1, Zhongy i Wu2, Jie Chen1, Rong Yu1*
1Co lle ge of L ife Scien ces, Capital Normal Un iversit y, Bei jin g 1 0003 7, Chi na
2 Be iji ng Agro -Bi ote chn olog y Rese arch Cente r, Bei jin g Acade my of Agricul tural and Forest ry Sci ences, Bei jin g 1 000 90, Chi na
Abstr act Microtubule-associated proteins (MAPs) bind to microtubules specif ically and are involved in the regulation of microtu-
bule dynamics and its related func tions. In recent years, more plant MAPs have been identif ied, and their s tructures and functions
have been further investigated intensively . In this review , w e focus on the recent progress in s tudy of the MAPs katanin, MAP65,
MA PEB1, MOR1, SPR and WVD2.
Ke y w ords katan in, MAP65 , MAPEB1, MOR1, SPR, WVD2
Huang CC, Wu ZY , Chen J, Yu R (200 8). Pro gre ss in the study of pla nt microtu bul e-a sso cia ted pro tei ns. Ch in Bull Bo t 25 , 35 4-36 2.
M (2004). Interac tions of tobacco microtubule-associated pro-
tein MAP65-1b w ith microtubules. Plant J 39, 126-134.
Yasuhara H, Muraoka M, Shogaki H, Mori H, Sonobe S (2002).
TMBP200, a microtubule bundling polypeptide isolated from
telophase tobacco BY-2 cells is a MOR1 homologue. Plant
Cell Physiol 43, 595-603.
Yuen CY, Pe arlman RS, Silo-Suh L, Hils on P, Car roll KL,
Masson PH (2003) . WVD2 and WDL1 modulate helical organ
grow th and anisotropic cell expansion in A rabidopsis . Plant
Phys iol 131, 493-506.