全 文 ：植物学通报Chinese Bulletin of Botany 2007, 24 (3): 293-301, www.chinbullbotany.com
收稿日期: 2006-12-13; 接受日期: 2007-01-10
基金项目: 国家自然科学基金(No. 30530060)
* 通讯作者。E-mail: yede@cau.edu.cn
.综述.
植物雄配子体发生和发育的遗传调控
杨克珍, 叶德 *
中国农业大学生物学院植物生理学与生物化学国家重点实验室, 北京 100094
摘要 植物雄配子体发生和发育是有性生殖的关键步骤之一, 是高等植物通过有性生殖进行世代交替所必需的。近几年来,
随着分离和鉴定配子体型突变体技术的发展, 雄配子体遗传机制研究取得了很大进展, 发现了一些调控雄配子体发生和发育
过程中细胞分化和互作的重要基因。本文着重概述和讨论植物雄性生殖细胞和雄配子体发生及其与周边细胞互作遗传机制研
究的最新进展。
关键词 花药, 拟南芥, 配子体, 花粉
杨克珍, 叶德 (2007). 植物雄配子体发生和发育的遗传调控. 植物学通报 24, 293-301.
高等植物的生活周期经历从二倍体孢子体世代到单
倍体配子体世代的交替循环。这种世代交替过程是通
过配子体发生和受精作用实现的。配子体发生过程产
生单倍体雌、雄配子, 而受精作用使得单倍体的雌、雄
配子体结合形成新二倍体世代。因此, 雄配子体发生和
发育对高等植物通过有性生殖进行世代交替至关重要。
植物配子体的发生是一个重新起始(de novo)的过程, 不
同于动物的配子体发生过程。雄配子体的发生包括雄
性生殖细胞的分化发育、小孢子的形成(包括减数分
裂)、雄配子体(花粉粒)的形成和花粉管的生长, 一直到
雄配子(精子)与雌配子体结合。在这个过程中, 经历了
一系列的细胞分化发育作用。因此, 雄配子体不仅对
植物有性生殖有重要意义, 也是一个研究细胞分化发育
机制的好材料。近几年来, 雄配子体遗传机制已经成
为一个研究热点, 利用不同的分子遗传技术, 已发现一
些调控雄配子体形成和花粉管生长的重要基因。本文
着重总结和讨论雄配子体发生和发育遗传机制研究的
最新进展, 主要包括雄配子体形成的细胞学机制、雄
性生殖细胞分化发育、雄配子发育和花粉管生长等的
遗传机制。
1 雄配子体发生的细胞学机制
雄配子体发生包括 2个发育步骤(图 1), 即小孢子发生
( m i c r o s p o r o g e n e s i s )和雄配子体发生( m a l e
gametogenesis)。小孢子发生是由孢原细胞分化发育
成小孢子母细胞, 又叫花粉母细胞(pollen mother cell),
经减数分裂产生小孢子; 而雄配子体发生是由小孢子进
一步发育为成熟的花粉粒, 包括雄配子, 即精细胞。
1.1 雄性生殖细胞分化与小孢子发生
植物雄性配子体的发生起始于花药原基的分化发育时
期。在模式植物拟南芥中, 花药原基是一个3层细胞的
结构(Sanders et al., 1999)。最外面的 L1层细胞为外
表皮, 最内侧的L3层细胞进一步发育成维管束和支撑组
织, 中间的L2层细胞分化发育形成花粉粒和其它花药壁
细胞。首先, 在花药原基 4个角落的L2层细胞长大, 发
育成孢原细胞 (archesporial cells, AC)。孢原细胞进
行平周分裂, 产生内外 2层细胞, 内侧为初生造孢细胞
(primary sporogenous cells, PSC), 外侧为初生周缘细
胞 (primary parietal cells,PPC)。初生造孢细胞发育
294 植物学通报 24(3) 2007
成小孢子母细胞(microsporocyte,Msc)。初生周缘细
胞再进行平周分裂产生内外 2 层次生周缘细胞
(secondary parietal cells,SPC)。外层次生周缘细胞
直接发育成药室内壁(endothecium,En), 而内层的次生
周缘细胞再次平周分裂产生2层细胞, 内层的细胞形成
初生绒毡层 (primary tapetum, PT), 然后进一步发育为
成熟的绒毡层, 外层细胞形成中间层(middle layer)。拟
南芥花药发育可分为 14个发育时期(Sanders et al.,
1999)。在第4期完成前, 由于细胞分裂的不同步, 细胞
排列没有明显的分层。而当第 4期完成后, 进入第 5期
时, 拟南芥花药具有排列整齐的5层细胞, 由外向内分别
是表皮层、花药内壁、中间层、绒毡层和小孢子母细
胞。此后, 第5层的小孢子母细胞经过减数分裂产生单
倍体的小孢子(microspores), 小孢子进一步发育为成熟
的花粉粒, 其中包含精细胞。在花药发育的过程中, 除
了出现活跃的细胞分化发育作用, 也出现细胞的程序性
死亡(programmed cell death)。首先是第 3层的中间
层细胞退化消亡, 然后第4层的绒毡层成熟后为花粉粒
的形成提供物质, 最后在花粉粒成熟前退化消亡。最终,
成熟的花药共有 4个充满花粉粒的药室。
1.2 雄配子体发生和花粉管萌发生长
小孢子母细胞减数分裂产生的初始产物是由4个单倍体
小孢子组成的四分体, 其中小孢子由胼胝质壁(callose)
包裹连在一起。接着在来自绒毡层胼胝质酶(callase)
的作用下, 胼胝质壁分解, 释放出单核小孢子。单核小
孢子进行一次不均等有丝分裂(又叫第 1次花粉有丝分
裂)(pollen meiosis I, PM I), 形成由1个比较大的营养
细胞和1个比较小的生殖细胞组成的双细胞花粉粒。生
殖细胞包含在营养细胞中。此后, 在一部分物种中, 生
殖细胞暂停分裂, 保持为双细胞花粉粒一直到花粉萌发;
生殖核在生长的花粉管中进行一次均等有丝分裂(也叫第
2次花粉有丝分裂)(pollen meiosis II,PMII), 形成2个精
细胞 (sperm cells)。而在另一部分植物种中, 如模式
植物拟南芥, 生殖细胞的第2次有丝分裂发生在成熟花
粉离开花药之前。因此, 在这些植物种中, 成熟的花粉
粒为 1个三细胞的生命单元, 包括 2个精细胞和 1个营
养细胞。成熟的花粉粒处于脱水状态, 不同植物种的花
粉粒具有不同的外观性状(有关花粉粒的超微结构, 请参
阅本期张大兵等的文章)。开花时, 花粉粒从花药中释
放出来, 并被传递到雌蕊的花柱头上。花粉粒吸水萌发
出花粉管, 花粉管在花柱导管中极性生长, 把精细胞运送
到胚囊中, 完成雄配子体整个发育历程。
2 植物雄性生殖细胞发育的遗传调控
在过去的10年中, 花器官分化发育遗传研究取得了重大
成果, 建立了调控花器官发育遗传模型, 即 ABC模型。
根据 ABC模型, 雄蕊原基分化发育是由 B和 C型基因
调控。每年都有很多综述文章讨论这方面的研究进
展。近几年, 由于如 T-DNA和 Ds等 DNA插入突变技
术的建立和应用, 花药原基进一步发育产生雄配子体过
程的研究也取得了比较大的进展, 已发现多个重要基
因。Scott等在 2004年作了比较详细的概述(Scott et
图 1 植物雄性生殖细胞分化发育过程
Figure 1 Developmental process of plant male reproductive cells
295杨克珍等: 植物雄配子体发生和发育的遗传调控
al., 2004)。最近, Ma(2005)也曾全面总结了花药发生
和发育的遗传调控机制。这里着重概述雄性生殖细胞
发生和分化的遗传调控机制, 并讨论雄性生殖细胞在分
化发育过程中与其周边细胞相互作用的机制。
2.1 雄性生殖细胞分化遗传调控
拟南芥的 SPOROCYTELESS(SPL, 也叫 NOZZLE,
NZZ)是目前发现参与调控花药早期发育和雄性生殖细胞
分化发育的基因之一(Yang et al., 1999; Schiefthaler
et al., 1999)。spl突变体的花药不能产生雄性孢原细
胞, 表明 SPL基因是一个启动生殖细胞分化的关键基
因。研究发现 , 调控花器官分化发育的转录因子
AGAMOUS(AG)基因能通过与位于SPL 3-端的CArG-
box结合激活SPL基因的表达(Ito et al., 2004)。通过
AG基因激活SPL基因异位表达也可以在花瓣中诱导小
孢子的形成。这说明在拟南芥中, SPL基因足以启动生
殖细胞的分化作用。SPL 编码一个新的核蛋白, 其氨
基酸序列与MADS蛋白质的MADS功能域有一定的同
源性, 暗示SPL蛋白可能是一个转录因子(Schiefthaler
et al., 1999; Yang et al., 1999)。也就是说, SPL基因
可能编码一个MADS-box类型的转录因子, 在调控雄性
生殖细胞的发生与分化过程中发挥非常重要的作用。
最近的研究还发现了几个在花药发育早期调控生殖细胞
数量的基因。在玉米中, MUTLTIPLE ARCHESPO-
RIAL CELLS 1 (MAC1)突变引起突变体花药产生过量
的孢原细胞(Sheridan et al., 1996, 1999)。在水稻中,
multiple sporocyte 1 (msp1) 突变体也具有比野生型多
的小孢子母细胞(Nonomura et al., 2003)。在拟南芥
中, bam1 bam2(barely any meristem)双突变体的花药
产生额外类似于小孢子母细胞的细胞, 但缺少绒毡层、
中间层和内壁层(Hord e t a l . , 2006)。玉米中的
MAC1、水稻中的MSP1 和拟南芥中的 BAM1/BAM2
基因在花药发育早期生殖细胞周边的细胞内表达, 表明
这些基因的作用是控制周边细胞发育为生殖细胞。此
外, tpd1(tapetum determinant 1)、ems1(extra mi-
crosporocyte 1, 也叫extra sporogenous cells, exs)和
serk1 serk2(somatic embryogenesis receptor-like
kinase)突变体花药产生额外的小孢子母细胞, 但缺少绒
毡层(Zhao et al., 2002; Yang et al., 2003; Albrecht
et al., 2005; Colcombet et al., 2005)。细胞生物学分
析表明, 这些额外的小孢子母细胞是由绒毡层的前体细
胞发育而来的, 说明小孢子母细胞的发育是由一个特定
的途径调控, 而绒毡层的发育需要TPD1、EMS1/EXS
和 SERK1/SERK2基因参与。总而言之, 以上研究结
果表明, SPL 与 AG 互作启动雄性生殖细胞的发生,
MAC1、BAM1/BAM2和MSP1在花药发育早期控制周
边细胞发育成生殖细胞, 保证花药壁细胞的分化, 而
TPD1、EMS1和SERK1/SERK2则控制花药发育中期
生殖细胞(即小孢子母细胞)周边的花药壁细胞(即绒毡层
细胞)发育成为小孢子母细胞, 保证绒毡层的正常发育。
遗传研究发现生殖细胞与其周边的绒毡层细胞相互作用
对花粉的形成非常重要 (Yang and Sundaresan,
2000)。无论是通过遗传突变引起绒毡层发育异常, 或
是选择性地破坏绒毡层细胞都会影响小孢子的形成与发
育。在mac1、msp1、tpd1、ems1、serk1/serk2
和 bam1/bam2等突变体花药中, 可能就是由于缺少绒
毡层, 使小孢子的形成过程受阻, 没有花粉形成, 最终导
致雄性败育。
2.2 雄性生殖细胞与其周边细胞互作的遗传调
控
在早期花药中, SPL只在生殖细胞里表达。但该基因突
变不仅影响小孢子的形成, 而且也影响花药壁细胞的分
化发育。这表明正常的生殖细胞是花药壁细胞分化发
育不可缺少的, 生殖细胞与其周边细胞间有相互作用可
能对调控相关细胞的发育命运非常重要。水稻的
MSP1和拟南芥的BAM1/BAM2都是编码 LRR型的受
体蛋白激酶(receptor protein kinase)(Nonomura et al.,
2003; Hord et al., 2006), 可能参与花药发育早期生殖
细胞周边的细胞分化信号转导作用, 但目前还不清楚它
们是否参与生殖细胞(即孢原细胞)与其周边细胞的相互
作用。拟南芥EMS1编码一个 LRR型的受体蛋白激酶
(Zhao et al., 2002)。在绒毡层发育时期, EMS1 在绒
毡层里表达最强, 可能参与调控绒毡层前体细胞发育命
296 植物学通报 24(3) 2007
运的信号转导作用。tpd1的表型与 ems1的表型是一
致的, tpd1 ems1 双突变体的表型也与其各自单一突变
体的表型一致(Yang et al., 2003)。因此, TPD1与
EMS 1 可能在同一个发育过程中起作用。过量表达
TPD1, 在角果中出现一种新的宽角果性状, 但这种性状
在ems1突变体中受到抑制, 间接说明了TPD1与EMS1
之间有遗传互作(Yang et al., 2005)。TPD1在绒毡层
发育时期主要是在生殖细胞中表达, 但它的突变也影响
绒毡层细胞的分化发育, TPD1可能参与生殖细胞与绒毡
层细胞的相互作用。由于 TPD 1 的遗传功能依赖于
EMS1, 所以TPD1应该处在EMS1的上游, 很可能是负
责传递 EMS1蛋白激酶所接受到的信号。换句话说,
EMS1信号转导途径的初始信号很可能是来自正在发育
的生殖细胞。TPD1编码一个只有176个氨基酸的小型
蛋白质(Yang et al., 2003)。蛋白质功能分析显示, 在
它的N端预测到一个潜在的分泌信号肽, TPD1蛋白质
很可能是被分泌出细胞外才发挥功能的。分泌型的小
蛋白质有可能是多肽信号分子的前体。不过, 目前还不
清楚 TPD1基因是否会编码一个多肽信号分子。进一
步鉴定 T PD1 产物的生化功能及其是否直接与受体
EMS1作用, 将有助于我们深入了解花药发育过程中细
胞分化的分子调控机制。最近发现 serk1serk2双突变
体花药的表型与 ems1和 tpd1的表型很相似(Albrecht
et al., 2005; Colcombet et al., 2005), 说明 SERK1/
SERK2可能与 EMS1和 TPD1在同一个调控途径上。
SERK1/SERK2 基因也编码 LRR-受体蛋白激酶且主要
在正在发育的绒毡层中表达(Albrecht et al., 2005;
Colcombet et al., 2005), 这个表达模式与EMS1的重
叠。受体蛋白激酶异体配对已在植物信号转导体系中
发现(Li et al., 2002; Nam and Li, 2002)。例如, 植物
激素brassinosteroid的受体BRASSINOSTEROID-IN-
SENSITIVE 1 (BRI1)和它的副受体 BRI1-ASSOCI-
ATED RECEPTOR KINASE 1 (BAK1, 也叫 SERK3),
在与 brassinosteroid结合时就是形成异体二聚体(Li et
al., 2002; Nam and Li, 2002)。EMS1与 BRI1的蛋
白质结构很相似, 而SERK1和SERK2 与BAK1的蛋白
结构也相似(Canales et al., 2002; Zhou et al., 2004;
Albrecht et al., 2005)。既然 EMS1 和 SERK1/
SERK2 在绒毡层发育方面具有相同的遗传功能(Zhao et
al., 2002; Canales et al., 2002; Colcombet et al.,
2005; Albrecht et al., 2005), 那么它们也可能具有相
似的作用机理。目前推测 EMS1和 SERK形成异体二
聚体, 接收由 TPD1传递过来的信号(Karlova et al.,
2006)。总而言之, TPD1 可能通过与 EMS1和 SERK
合作参与生殖细胞与其周边细胞的相互作用, 限制绒毡
层细胞发育成小孢子母细胞, 保证雄配子体的正常发生
和发育。
3 雄配子体发育的遗传调控
小孢子母细胞减数分裂形成4个小孢子, 这4个小孢子
都能发育成花粉粒。减数分裂后, 单倍体的小孢子进行
2次有丝分裂才完成雄配子体的形成过程。第1次是一
个不均等的分裂, 产生1个比较大的营养细胞和1个比
较小的生殖细胞。营养细胞不再分裂, 而被包含在其中
的生殖细胞再进行一次均等的有丝分裂产生2个精细胞
(McCormick, 2004)。这2个精细胞在形态上看起来一
样, 但目前还不清楚它们之间有没有生理学上的差异。
在拟南芥中, 已发现几个基因在该过程中起重要作用
(Ma, 2005), 例如 DUO POLLEN1 (DUO1) 和 DUO
POLLEN 2 (DUO2) (Durbarry et al., 2005)。 在duo1
和duo2 突变体中, 第1次有丝分裂能顺利地进行, 但所
产生的生殖细胞不能进一步分裂, 导致形成只有1个精
细胞的花粉粒, 而不是正常的含有2个精细胞的三细胞
花粉粒。在 duo1突变体中, 生殖细胞不能进入第 2次
有丝分裂, 分裂停止在G2-M 过渡时期; 而在duo2突变
体中, 生殖细胞能进入第2次有丝分裂, 但停止在前中期
(prometaphase), 不能形成有功能的精细胞。 DUO1 编
码一个新的属于R2R3-MYB家族的转录因子, 特异地在
生殖细胞中表达(Rotman et al., 2005)。 DUO1 蛋白质
在精细胞核中表达, 从进化上来说, 它在不同的植物种中
具有保守性, 暗示该基因在高等植物精细胞形成过程中
具有非常保守的功能。最近, N owac k 研究组和
Iwakawa研究组几乎同时(Nowack et al. , 2006;
297杨克珍等: 植物雄配子体发生和发育的遗传调控
Iwakawa et al., 2006)报道 A-型 cyclin- dependent
kinase;1 (CDKA;1)功能缺失终止花粉的第2次有丝分
裂。在 cdka;1突变体中, 生殖细胞不能进行第 2次有
丝分裂, 导致 cdka1突变体的花粉粒含有一个类精细
胞。有趣的是, 这种类精细胞可以使卵细胞受精。受
精形成的合子能启动胚胎发生作用, 表明这种类精细胞
是有功能的。不过, 由于只有一个精细胞, 只能进行单
受精, 没有胚乳, 无法形成正常的胚胎。这些研究结果
也说明决定精细胞的发育命运不需要第2次有丝分裂。
精细胞的发育命运很有可能是一个预设定的调控途径,
第2次有丝分裂需要一个附加的依赖于CDKA;1功能的
调控机制。
4 花粉管萌发和生长的遗传调控
高等植物的雌、雄配子体分隔在雌、雄生殖器官中, 雄
配子由花粉管传送到雌性生殖器官中的雌配子体(通常叫
胚囊)(embryo sac), 并与卵子和中心细胞进行双受精
(double fertilization)。花粉管是一个管状细胞, 由花粉
粒的营养细胞发育而成。花粉管萌发后, 只向一端伸长,
花粉管的这种生长特点叫顶端极性生长。研究发现花
粉管的顶端生长是由 Rop1 信号转导途径调控(Feijo et
al., 2004; Gu et al., 2004), 该信号转导途径调控花粉
管的萌发和伸长。此外, 花粉管的萌发和生长与钙信号
途径密切相关。有关花粉管极性生长遗传机制的研究
进展, 已有多篇综述作了比较详细的总结和讨论(Hepler
et al., 2001; Feijo et al., 2004; Gu et al., 2004; Malho
et al., 2006; Samaj et al., 2006)。本文着重讨论花粉
管壁修饰对花粉管生长作用和花粉管导向的遗传机制。
4.1 花粉管壁成分修饰酶在花粉管生长中的作用
花粉管细胞壁的主要组分是果胶(pectin)。在花粉管的
生长点,刚分泌出的果胶是高度甲酯化(methylesterified)
的。随着花粉管的伸长, 必须对花粉管壁果胶去甲酯化,
才能维系花粉管的稳定和生长。研究发现, 一类叫pec-
tin demethylesterases(PME)的蛋白质在这个过程中起
非常重要的作用(Bosch and Hepler, 2005)。基因芯片
杂交结果显示, 在模式植物拟南芥中至少有15个花粉和
花粉管特异表达的PMEs(Chen and Ye, 2007)。不过
目前能证明在花粉管生长中起作用的只有2个, 一个是
VANGUARD1 (VGD1)(Jiang et al., 2005), 另一个是
AtPPME1(Tian et al., 2006)。VGD1突变降低了体外
萌发生长花粉管的稳定性和花粉管在体内生长的速度,
大大影响雄突变体植株的育性。由T-DNA插入突变导
致AtPPME1活性缺失严重影响花粉管的形状 /生长模
式和速度 (Tian et al., 2006)。此外, 在体外添加外源
的 PME可抑制花粉管的生长(Bosch et al, 2005)。这
些结果表明, PME在花粉管的生长中起非常重要的作
用。有关PME的作用机制, Chen和Ye (2007)已作了
比较详细的论述。
4.2 花粉管在雌蕊体内定向生长的遗传调控
花粉管必须经过一段很长的距离才能到达雌配子体。
花粉管在体内伸长是定向的, 一个胚珠只能接纳一条花
粉管, 也就是说只有一条花粉管被引导到一个胚珠。花
粉管被引导到胚珠分为两步: 首先花粉管被引导到胚座
(胚座导向)(funicular guidance)和被吸引到珠孔(珠孔导
向)(mircopylar guidance)。最后进入胚囊, 释放精细
胞, 精细胞进一步与卵细胞和中心细胞结合, 进行双受
精。花粉管是如何被引导到胚珠和进入胚囊的, 目前还
不甚了解。
4.2.1 雌配子体在花粉管导向过程中的作用
遗传分析显示, 花粉管的定向生长受来自雌配子体的信
号调控(Ray et al., 1997; Shimizu and Okada, 2000),
雌配子体发育缺失会消除花粉管定向生长诱导。在拟
南芥magatama (maa)突变体中, 花粉管能伸长到胚珠,
但无法找到进入胚囊的通道, 只能在胚珠的表面漫无方
向地生长(Shimizu and Okada, 2000)。胚囊是一个 7
个细胞的结构, 包括靠近珠孔处的2个助细胞。助细胞
是吸引花粉管的中心(Higashiyama et al. , 2001;
Kasahara et al., 2005)。在 Torenia fournieri 体外培
养系统中, 用激光破坏助细胞会使雌配子体丧失吸引花
粉管的能力。雌配子体的2个助细胞能协同作用, 含有
298 植物学通报 24(3) 2007
2个完整正常助细胞的雌配子体比含有1个助细胞的雌
配子体更能有效吸引花粉管(Higashiyama et a l. ,
2001)。破坏中心细胞或是卵细胞则不影响对花粉管的
吸引作用。这些结果说明, T. fournieri的中心细胞和
卵细胞对花粉管的吸引作用是非必需的。但是这些实
验结果并不能说明吸引花粉管的信号是否来自助细胞,
或是助细胞仅仅起到机械性的作用, 不能排除吸引花粉
管的信号是在其它地方产生的, 然后运输到助细胞。在
拟南芥中, 助细胞具有几个特化的结构并与受精作用密
切相关, 如丝状器(filiform apparatus)。据报道, 拟南
芥突变体myb98的雌配子体缺少这种正常的丝状器, 因
而丧失了吸引花粉管进入珠孔的能力, 这种雌配子体还
能接受其它随机到达的花粉管(Kasahara et al., 2005)。
这说明丝状器是珠孔引导花粉管所必需的, 但不是花粉
管进入胚囊所必需的。
除助细胞外, 还有其它配子体细胞在花粉管导向中
发挥重要作用。在maa突变体中, 雌配子体具有正常
的7个细胞, 只是中心细胞的两极核不能融合(Shimizu
and Okada, 2000)。雌配子体已经具备了发挥胚座导
向的能力, 但到成熟时还不能有效地发挥珠孔导向功
能。这些结果说明中心细胞在指引花粉管进入胚囊的
过程中起作用。此外, 有些物种, 如 Plumbaginaceae,
雌配子体缺少助细胞, 而其卵细胞发育成类似于助细胞
的结构, 说明助细胞的功能已被卵细胞所代替。
4.2.2 信号分子在花粉管导向中的作用
目前还未发现和证实引导花粉管定向生长的信号分子。
不过 , 已经报道了 2 个候选的信号分子。其中 g -
aminobutyric acid (GABA)参与雌花二倍体孢子体组织
的胚座导向(Palanivelu et al., 2003)。在体外培养时,
GABA浓度低时能刺激花粉管的生长,而高浓度时则抑制
花粉管生长。 免疫染色结果显示, 在胚珠和花柱组织中
GABA呈浓度梯度分布(Palanivelu et al., 2003)。对
花粉管引导异常突变体pollen-pistil interaction2 (pop2)/
pop3分析结果也支持上述观点(Wilhelmi and Preuss,
1996)。POP2 编码一个分解 GABA的氨基转移酶
(transaminase), POP2蛋白质的作用是在胚珠与柱头
之间形成一个GABA浓度梯度。 有趣的是, 野生型的花
粉管能被正确地引导到 pop2 突变体胚珠, 说明 POP2
的功能与花粉管相关, 而与雌蕊组织无关。POP2蛋白
质可能是从花粉管分泌出来, 降解通道上的GABA, 形
成指向珠孔的 GABA浓度梯度, 指引花粉管的定向生
长 。
ZmEA1也是一个候选的诱导花粉管走向的信号分
子(Marton et al., 2005)。ZmEA1 是从一个玉米卵细
胞 cDNA文库中分离得到的。ZmEA1编码一个 94个
氨基酸的小多肽, 在助细胞和卵细胞形成的卵器(egg
appara tus )中特异表达。GFP 融合蛋白分析显示,
ZmEA1-GFP首先被分泌到丝状器, 然后到珠心细胞
(nucellar cell)的细胞壁, 说明 ZmEA1是一个分泌型、
可扩散的信号分子。 利用RNAi技术降低ZmEA1表达
水平会影响花粉管的珠孔导向作用, 暗示ZmEA1可能
在这个过程中起传导信号的作用(Marton et al., 2005)。
不过, 只在单子叶植物中才能找到ZmEA1的同源基因,
如水稻、大麦和甘蔗等, 因此 ZmEA1很可能是一个单
子叶植物特有的信号分子。尽管花粉管导向作用与动
物中的轴突导向(axon guidance)具有很多相同特点
(Palanivelu and Preuss, 2000)。鉴别这些信号分子和
了解雌、雄配子体间的相互作用, 还需要做更多的工
作 。
5 总结与展望
在过去的几年中, 雄配子体发生发育遗传机制的研究进
展较快, 尤其在性细胞分化发育及其与周边细胞相互作
用分子机制研究方面, 已经弄清了几个调控生长细胞发
育命运的遗传调控途径。AG通过激活 SPL基因表达,
启动生殖细胞, 即孢原细胞的分化。BAM1/BAM2和
MSP1可能参与控制孢原细胞周边细胞发育成生殖细胞,
保证孢原细胞的正常发育。T P D 1、E MS 1 / E X S、
SERK1/SERK2参与控制小孢子母细胞周边的绒毡层前
体细胞发育成小孢子母细胞, 保证小孢子母细胞正常发
育成小孢子。上述基因在雄性生殖细胞早期发育中发
挥非常重要的作用, 它们的突变能直接中断生殖细胞的
299杨克珍等: 植物雄配子体发生和发育的遗传调控
分化发育, 导致雄性败育; 或是由于花药壁细胞发育不正
常, 间接影响生殖细胞的发育, 也导致雄性败育。AG和
SPL都编码转录因子。实验证明, AG通过与SPL基因
3’-端调控原件结合激活SPL表达, 也就是说SPL基因
位于 AG下游, 是 AG的直接靶标(target)基因。由于
SPL基因的表达足以启动生殖细胞的分化, 因此证明
SPL是一个关键的基因。但目前还不清楚 SPL如何
调控下游基因表达, 很有必要利用如基因芯片、蛋白
质组学等分子生物学、生物化学和发育遗传学技术
分离鉴定更多与SPL相互作用的基因, 尤其是被SPL
调控的基因。
BAM1/BAM2、MSP1、EMS1和SERK1/SERK2
都是编码LRR型受体蛋白激酶, 而TPD1编码一个分泌
型的小蛋白, 是一个候选的多肽信号分子, 它们代表新的
调控雄配子体发生过程中细胞分化发育的信号转导途
径。但目前人们对它们的调控机制还一无所知。
BAM1/BAM2和MSP1在花药发育的早期, 主要是在孢
原细胞的周边细胞里表达, 不过它们是否参与孢原细胞
与其周边细胞相互作用还不清楚, 需要进一步分析鉴定,
通过激活它们的信号来确认它们是否来自生殖细胞。
EMS1、SERK1/SERK2在其突变性状出现时期主要
在绒毡层中表达, 而TPD1主要在生殖细胞, 即小孢子母
细胞中表达, 它们在这个时期的表达谱具有互补性。根
据它们的遗传突变性状相同, 都引起绒毡层分化发育异
常, 推断它们可能参与生殖细胞与其周边细胞的交流作
用, 但目前还不清楚这两种细胞间信号转导的分子机
制。下一步关键是要利用生物化学技术证明 TPD1与
EMS1和SERK1/SERK2间有没有受体 -配体的关系。
小孢子母细胞减数分裂后形成小孢子, 雄配子发生
即进入单倍体时期。基因芯片和蛋白质组分析的结果
表明, 在模式植物拟南芥基因组中有超过3 000个基因
在单倍体小孢子和花粉粒中特异或高表达(Honys and
Twell, 2003; McCormick, 2004), 说明雄配子体发育遗
传调控是非常复杂的调控网络。由于这类基因突变会
引起雄配子体功能丧失, 使之杂合的突变体植株只能产
生有功能的野生型花粉, 在其后代中无法有纯合的植
株。上述情况造成分离这类突变体非常困难, 因此迄今
为止被证实与花粉发育相关的基因并不多。目前有几
个非常关键的问题还不清楚, 如调控第1次花粉有丝分
裂不均等性的机制, 花粉粒与柱头细胞的交流机制, 花粉
管萌发和生长机制, 诱导花粉管在雌蕊体内定向生长机
制等。最近, 利用T-DNA和Ds插入突变技术大规模地
分离雄配子体型突变体取得成功, 这将有助于获得大量
的雄配子体型突变体,促进认识雄配子体发育遗传调控机
制。不过, 面对大量基因间冗余和复杂互作关系的挑战,
今后应整合不同的分子生物学和生物化学技术, 进行系
统的研究, 将会对了解雄配子体发生的调控网络有推动
作用。
参考文献
Albrecht C, Russinova E, Hecht V, Baaijens E, de Vries S
(2005). The Arabidopsis thaliana SOMATIC EMBRYOGEN-
ESIS RECEPTOR-LIKE KINASES1 and 2 control male
sporogenesis. Plant Cell 17, 3337-3349.
Bosch M, Hepler PK (2005). Pectin methylesterases and pectin
dynamics in pollen tubes. Plant Cell 17, 3219-3226.
Bosch M, Cheung AY, Hepler PK (2005). Pectin methylesterase,
a regulator of pollen tube growth. Plant Physiol 138, 1334-
1346.
Canales C, Bhatt AM, Scott R, Dickinson H (2002). EXS, a
putative LRR receptor kinase, regulates male germline cell
number and tapetal identity and promotes seed development in
Arabidopsis. Curr Biol 12, 1718-1727.
Chen LQ, Ye D (2007). Roles of pectin methylesterases in pol-
len-tube growth. J Integr Plant Biol 49, 94-98.
Colcombet J, Boisson-Dernier A, Ros-Palau R, Vera CE,
Schroeder JI (2005). Arabidopsis SOMATIC EMBRYOGEN-
ESIS RECEPTOR KINASES1 and 2 are essential for tapetum
development and microspore maturation. Plant Cell 7, 3350-
3361.
Durbarry A, Vizir I, Twell D (2005). Male germ line development
in Arabidopsis. duo pollen mutants reveal gametophytic regu-
lators of generative cell cycle progression. Plant Physiol 137,
297-307.
Feijo JA, Costa SS, Prado AM, Becker JD, Certal AC (2004).
Signaling by tips. Curr Opin Plant Biol 7, 589-598.
Gu Y, Wang Z, Yang Z (2004). ROP/RAC GTPase: an old new
master regulator for plant signaling. Curr Opin Plant Biol 7,
300 植物学通报 24(3) 2007
527-536.
Hepler PK, Vidali L, Cheung AY (2001) Polarized cell growth in
higher plants. Annu Rev Cell Dev Biol 17, 159-187.
Higashiyama T, Yabe S, Sasaki N, Nishimura Y, Miyagishima
SY, Kuroiwa H, Kuroiwa T (2001). Pollen tube attraction by
the synergid cell. Science 293, 1480-1483.
Honys D, Twell D (2003). Comparative analysis of the Arabidopsis
pollen transcriptome. Plant Physiol 132, 640-652.
Hord CLH, Chen C, de Young BJ, Clark SE, Ma H (2006). The
BAM1/BAM2 receptor-like kinases are important regulators of
Arabidopsis early anther development. Plant Cell 18, 1667-1680.
Ito T, Wellmer F, Yu H, Das P, Ito N, Alves-Ferreira M,
Riechmann JL, Meyerowitz EM (2004) The homeotic pro-
tein AGAMOUS controls microsporogenesis by regulation of
SPOROCYTELESS. Nature 430, 356-360.
Iwakawa H, Shinmyo A, Sekine M (2006). Arabidopsis CDKA;
1, a cdc2 homologue, controls proliferation of generative cells
in male gametogenesis. Plant J 45, 819-831.
Jiang LX, Yang SL, Xie LF, Puah CS, Zhang XQ, Yang WC,
Sundaresan V, Ye D (2005). VANGUARD1 encodes a pec-
tin methylesterase that enhances pollen tube growth in the
Arabidopsis style and transmitting tract. Plant Cell 17, 584-
596.
Karlova R, Boeren S, Russinova E, Aker J, Vervoort J, de
Vries S (2006). The Arabidopsis SOMATICE EMBRYOGEN-
ESIS RECEPTOR-LIKE KINASE1 protein complex includes
BRASSINOSTEROID-INSENSITIVE1. Plant Cell 18, 626-638.
Kasahara RD, Portereiko MF, Sandaklie-Nikolova L, Avid
Rabiger DS, Drews GN (2005). MYB98 is required for pollen
tube guidance and synergid cell differentiation in Arabidopsis.
Plant Cell 17, 2981-2992.
Li J, Wen J, Lease KA, Doke JT, Tax FE, Walker JC (2002).
BAK1, an Arabidopsis LRR receptor-like protein kinase, inter-
acts with BRI1 and modulates brassinosteroid signaling. Cell
110, 213-222.
Ma H (2005). Molecular genetic analyses of microsporogenesis
and microgametogenesis in flowering plants. Annu Rev Plant
Biol 56, 393-434.
Malho R, Liu Q, Monteiro D, Rato C, Camacho L, Dinis A
(2006). Signaling pathways in polen germination and tube
growth. Protoplasma 228, 21-30.
Marton ML, Cordts S, Broadhvest J, Dresselhaus T (2005).
Micropylar pollen tube guidance by egg apparatus 1 of maize.
Science 307, 573-576.
McCormick S (2004). Control of male gametophyte development.
Plant Cell 16, S142-S153.
Nam KH, Li J (2002). BRI1/BAK1, a receptor kinase pair mediat-
ing brassinosteroid signaling. Cell 110, 203-212.
Nonomura KI, Miyoshi K, Eiguchi M, Suzuki T, Miyao A,
Hirochika H, Kurata N (2003). The MSP1 gene is necessary
to restrict the number of cells entering into male and female
sporogenesis and to initiate anther wall formation in rice. Plant
Cell 15, 1728-1739.
Nowack MK, Grini PE, Jakoby MJ, Lafos M, Koncz C,
Schnittger A (2006). A positive signal from the fertilization of
the egg cell sets off endosperm proliferation in angiosperm
embryogenesis. Nat Genet 38, 63-67.
Palanivelu R, Brass L, Edlund AF, Preuss D (2003). Pollen
tube growth and guidance are regulated by POP2, an
Arabidopsis gene that controls GABA levels. Cell 114, 47-59.
Palanivelu R, Preuss D (2000). Pollen tube targeting and axon
guidance: parallels in tip growth mechanisms. Trend Cell Biol
10, 517-524.
Ray SM, Park SS, Ray A (1997). Pollen tube guidance by the
female gametophyte. Development 124, 2489-2498.
Rotman N, Durbarry A, Wardle A, Yang WC, Chaboud A,
Faure JE, Berger F, Twell D (2005). A novel class of MYB
factors controls sperm-cell formation in plants. Curr Biol 15,
244-248.
Samaj J, Muller J, Beck M, Bohm N, Menzel D (2006). Ve-
sicular trafficking, cytoskeleton and signaling in root hairs and
pollen tubes. Trends Plant Sci 11, 594-600.
Sanders PM, Anhthu QB, Weterings K, McIntire KN, Hsu Y,
Lee PY, Troung MT, Beals TP, Goldberg RB (1999). An-
ther developmental defects in Arabidopsis thaliana male-sterile
mutants. Sex Plant Reprod 11, 297-322.
Schiefthaler U, Balasubramantan S, Sieber P, Chevalier D,
Wisman E, Schneitz K (1999). Molecular analysis of NOZZLE,
a gene involved in pattern formation and early sporogenesis
during sex organ development in Arabidopsis thaliana. Proc
Natl Acad Sci USA 96, 11664-11669.
Scott RJ, Spielman M, Dickinson HG (2004). Stamen structure
and function. Plant Cell 16 (Suppl), S46-S60.
Sheridan WF, Avalkina NA, Shamrov I I , Batyea TB,
Golubovskaya IN (1996). The MAC1 gene: controlling the
commitment to the meiotic pathway in maize. Genetics 142,
1009-1020.
Sheridan WF, Golubeva EA, Abrhamova LI, Golubovskaya
IN (1999). The mac1 mutation alters the developmental fate of
the hypodermal cells and their progeny in the maize anther.
301杨克珍等: 植物雄配子体发生和发育的遗传调控
Genetics 153, 933-941.
Shimizu KK, Okada K (2000). Attractive and repulsive interac-
tions between female and male gametophytes in Arabidopsis
pollen tube guidance. Development 127, 4511-4518.
Tian GW, Chen MH, Zaltsman A, Citovsky V (2006). Pollen-
specific pectin methylesterase involved in pollen tube growth.
Dev Biol 294, 83-91.
Wilhelmi LK, Preuss D (1996). Self-sterility in Arabidopsis due
to defective pollen tube guidance. Science 274, 1535-1537.
Yang SL, Jiang L, Puah CS, Xie LF, Zhang XQ, Chen LQ,
Yang WC, Ye D (2005). Overexpression of TAPETUM DE-
TERMINANT1 alters the cell fates in the Arabidopsis carpel
and tapetum via genetic interaction with EXCESS MICROSPO-
ROCYTES1/EXTRA SPOROGENOUS CELLS. Plant Physiol
139, 186-191.
Yang SL, Xie LF, Mao HZ, Puah CS, Yang WC, Jiang L,
Sundaresan V, Ye D (2003). TAPETUM DETERMINANT1 is
(责任编辑: 白羽红)
Genetics of Plant Male Gametogenesis
Kezhen Yang, De Ye*
State Key Laboratory of Plant Physiology and Biochemistry, College of Biological Sciences,
China Agricultural University, Beijing 100094, China
Abstract Male gametogenesis is one of the key steps in plant sexual reproduction and is essential for the alternation between
the diploid sporophytic phase and haploid gametophytic phase in the life cycle of higher plants. In recent years, rapid progress has
been made in identifying the genes that play key roles in this process by use of DNA insertion mutagenesis. This article reviews the
genetic and molecular mechanisms that control the formation of germline cells and male gametophytes and their interactions with
surrounding somatic cells in plant.
Key words anther, Arabidopsis, gametogenesis, pollen
Yang KZ, Ye D (2007). Genetics of plant male gametogenesis. Chin Bull Bot 24, 293-301.
* Author for correspondence. E-mail: yede@cau.edu.cn
required for cell specialization in the Arabidopsis anther. Plant
Cell 15, 2792-2804.
Yang WC, Sundaresan V (2000). Genetics of gametophyte bio-
genesis in Arabidopsis. Curr Opin Plant Biol 3, 53-57.
Yang WC, Ye D, Xu J, Sundaresan V (1999) . The
SPOROCYTELESS gene of Arabidopsis is required for initia-
tion of sporogenesis and encodes a novel nuclear protein.
Genes Dev 13, 2108-2117.
Zhao DZ, Wang GF, Speal B, Ma H (2002). The EXCESS MI-
CROSPOROCYTE1 gene encodes a putative leucine-rich
repeat receptor protein kinase that controls somatic and re-
productive cell fates in the Arabidopsis anther. Genes Dev 16,
2021-2031.
Zhou A, Wang H, Walker JC, Li J (2004). BRL1, a leucine rich
repeat receptor-like protein kinase, is functionally redundant
with BRI1 in regulating Arabidopsis brassinosteroid signaling.
Plant J 40, 399-409.