全 文 ：第 １２卷第 １期
２０１４年 １月
生　 物　 加　 工　 过　 程
Ｃｈｉｎｅｓｅ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｂｉｏｐｒｏｃｅｓｓ Ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ
Ｖｏｌ􀆰 １２ Ｎｏ􀆰 １
Ｊａｎ􀆰 ２０１４
ｄｏｉ：１０􀆰 ３９６９ ／ ｊ􀆰 ｉｓｓｎ􀆰 １６７２－３６７８􀆰 ２０１４􀆰 ０１􀆰 ０１４
收稿日期：２０１３－１２－０１
基金项目：国家重点基础研究发展计划（９７３计划）（２０１１ＣＢ７０７４０５）；国家自然科学基金（３０９７００９１，３１０７００９６，３１２７０１５１）
作者简介：汤红婷（ １９８８—），女，江苏连云港人，博士研究生，研究方向：酿酒酵母人造纤维小体；鲍晓明 （联系人），教授，Ｅ⁃ｍａｉｌ： ｂｘｍ
＠ ｓｄｕ􀆰 ｅｄｕ􀆰 ｃｎ
酿酒酵母人造纤维小体的研究进展
汤红婷，侯　 进，沈　 煜，鲍晓明
（山东大学 微生物技术国家重点实验室，济南 ２５０１００）
摘　 要：纤维素乙醇的统合生物加工过程（ｃｏｎｓｏｌｉｄａｔｅｄ ｂｉｏｐｒｏｃｅｓｓｉｎｇ，ＣＢＰ）是将（半）纤维素酶生产、纤维素水解和
乙醇发酵过程组合，通过一种微生物完成的生物加工过程。 ＣＢＰ 有利于降低生物转化过程的成本，受到研究者的
普遍关注。 酿酒酵母（Ｓａｃｃｈａｒｏｍｙｃｅｓ ｃｅｒｅｖｉｓｉａｅ）作为传统的乙醇生产菌株，是极具潜力的 ＣＢＰ 底盘细胞。 纤维小体
是某些厌氧微生物细胞表面由纤维素酶系与支架蛋白组成的大分子复合物，它能高效降解木质纤维，在酿酒酵母
表面展示纤维小体已成为构建 ＣＢＰ 细胞的研究热点。 笔者综述了人造纤维小体在酿酒酵母细胞表面展示组装的
研究进展，重点阐述了纤维小体各元件的设计和改造，并针对酿酒酵母分泌途径的改造，提出提高人造纤维小体分
泌组装的可能性策略。
关键词：纤维小体嵌合体；对接模块；粘连模块；纤维素酶；酿酒酵母；乙醇
中图分类号：Ｑ８１４􀆰 ９　 　 　 　 文献标志码：Ａ　 　 　 　 文章编号：１６７２－３６７８（２０１４）０１－００９４－０８
Ｒｅｓｅａｒｃｈ Ａｄｖａｎｃｅｓ ｏｎ ｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍｅ ｃｈｉｍｅｒａｓ ｉｎ Ｓａｃｃｈａｒｏｍｙｃｅｓ ｃｅｒｅｖｉｓｉａｅ
ＴＡＮＧ Ｈｏｎｇｔｉｎｇ，ＨＯＵ Ｊｉｎ，ＳＨＥＮ Ｙｕ，ＢＡＯ Ｘｉａｏｍｉｎｇ
（Ｓｔａｔｅ Ｋｅｙ Ｌａｂｏｒａｔｏｒｙ ｏｆ Ｍｉｃｒｏｂｉａｌ Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ，Ｓｈａｎｄｏｎｇ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ，Ｊｉｎａｎ ２５０１００，Ｃｈｉｎａ）
Ａｂｓｔｒａｃｔ：Ｃｏｎｓｏｌｉｄａｔｅｄ ｂｉｏｐｒｏｃｅｓｓｉｎｇ （ＣＢＰ） ｏｆ ｌｉｇｎｏｃｅｌｌｕｌｏｓｅ ｅｔｈａｎｏｌ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ｃａｎ ｃｏｍｂｉｎｅ ｅｎｚｙｍｅ
ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ，ｃｅｌｌｕｌｏｓｅ ｈｙｄｒｏｌｙｓｉｓ，ａｎｄ ｆｅｒｍｅｎｔａｔｉｏｎ ｉｎｔｏ ａ ｓｉｎｇｌｅ ｐｒｏｃｅｓｓ ｂｙ ｏｎｅ ｍｉｃｒｏｏｒｇａｎｉｓｍ􀆰 ＣＢＰ ｐｒｏｃｅｓｓ
ｈａｓ ｇａｉｎｅｄ ｍｏｒｅ ａｔｔｅｎｔｉｏｎ ｂｅｃａｕｓｅ ｉｔ ｃａｎ ｒｅｄｕｃｅ ｔｈｅ ｃｏｓｔｓ ｏｆ ｂｉｏｔｒａｎｓｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｐｒｏｃｅｓｓｅｓ􀆰 Ａｓ ａ ｔｒａｄｉｔｉｏｎａｌ
ｅｔｈａｎｏｌ ｐｒｏｄｕｃｅｒ，Ｓａｃｃｈａｒｏｍｙｃｅｓ ｃｅｒｅｖｉｓｉａｅ ｉｓ ａ ｐｒｏｍｉｓｉｎｇ ＣＢＰ ｃａｎｄｉｄａｔｅ􀆰 Ｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍｅ， ａ ｍｕｌｔｉ⁃ｅｎｚｙｍｅ
ｃｏｍｐｌｅｘ，ｉｓ ａｓｓｅｍｂｌｅｄ ｏｎ ｔｈｅ ｃｅｌｌ ｓｕｒｆａｃｅ ｏｆ ｓｏｍｅ ａｎａｅｒｏｂｉｃ ｍｉｃｒｏｏｒｇａｎｉｓｍｓ ｂｙ ｖａｒｉｏｕｓ ｃｅｌｌｕｌａｓｅｓ ａｎｄ
ｓｃａｆｆｏｌｄｉｎｓ􀆰 Ｔｈｅ ａｓｓｅｍｂｌｙ ｏｆ ｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍｅ ｏｎ Ｓ􀆰 ｃｅｒｅｖｉｓｉａｅ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｂｅｃｏｍｉｎｇ ａ ｎｅｗ ｈｏｔ ｓｐｏｔ ｉｎ ＣＢＰ
ｏｒｇａｎｉｓｍ ｃｏｎｓｔｒｕｃｔｉｎｇ ｒｅｓｅａｒｃｈ ｄｕｅ ｔｏ ｉｔｓ ｈｉｇｈ ｃｅｌｌｕｌｏｓｅ ｈｙｄｒｏｌｙｔｉｃ ａｃｔｉｖｉｔｙ􀆰 Ｔｈｅ ｐｒｏｇｒｅｓｓｅｓ ｏｆ ｔｈｅ ａｓｓｅｍｂｌｙ
ｏｆ ｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍｅ ｏｎ ｔｈｅ ｓｕｒｆａｃｅ ｏｆ Ｓ􀆰 ｃｅｒｅｖｉｓｉａｅ ａｒｅ ｉｎｔｒｏｄｕｃｅｄ，ｔｈｅ ｄｅｓｉｇｎ ａｎｄ ｉｍｐｒｏｖｅｍｅｎｔ ｏｆ ｉｔｓ ｃｏｍｐｏｎｅｎｔｓ
ａｒｅ ｍａｉｎｌｙ ｓｕｍｍａｒｉｚｅｄ，ａｎｄ ｔｈｅ ｐｏｓｓｉｂｌｅ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ ａｒｅ ａｎａｌｙｚｅｄ ｔｏ ｅｎｈａｃｅ ｔｈｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ａｎｄ ａｓｓｅｍｂｌｙ
ｔｈｒｏｕｇｈ ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ ｓｅｃｒｅｔｏｒｙ ｐａｔｈｗａｙ􀆰
Ｋｅｙ ｗｏｒｄｓ：ｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍｅ；ｄｏｒｋｅｒｉｎ；ｃｏｈｅｎｓｉｎ；ｃｅｌｌｕｌａｓｅ；Ｓａｃｃｈａｒｏｍｙｃｅｓ ｃｅｒｅｖｉｓｉａｅ；ｅｔｈａｎｏｌ
　 　 木质纤维素是地球上含量最为丰富的可再生
资源之一［１］。 高效、廉价地把木质纤维素资源转化
为人类所需要的能源和化工原料，对于缓解目前存
在的能源、资源等危机具有重要意义。 燃料乙醇是
在生物质能源中最先商业化的产品之一，按一定比
例将其掺入汽油中，可以部分替代石油资源，降低
油耗量，还可以促进汽油的充分燃烧，减少 ＣＯ２的排
放。 与第一代以粮食类淀粉为原料生产的燃料乙
醇相比，第二代燃料乙醇的生产是利用统合生物加
工过程（ｃｏｎｓｏｌｉｄａｔｅｄ ｂｉｏｐｒｏｃｅｓｓｉｎｇ，ＣＢＰ）将纤维素酶
和半纤维素酶产生、纤维素水解和乙醇发酵组合在
一起，以木质纤维素为原料来高效生产燃料乙醇，
这是实现木质纤维素转化生物乙醇的有效途径之
一。 ＣＢＰ 有利于降低生物转化过程的成本，简化生产
工艺，因此受到研究者的普遍关注［２－４］。 酿酒酵母
（Ｓａｃｃｈａｒｏｍｙｃｅｓ ｃｅｒｅｖｉｓｉａｅ）作为传统的乙醇生产菌株
及重要的真核模式生物，是实现统合生物加工过程
（ＣＢＰ）极具潜力的底盘细胞。 它的基因组简单，遗传
操作体系完善，可根据细胞功能实现多种方面的设计
和改造。 同时，酿酒酵母也具有生长速率快、对抑制
物耐受性强、食品级安全等优良生产特征［５－６］。
木质纤维素的高效降解是实现生物转化的关
键点，降解木质纤维素的最基本酶有 ３种：断裂纤维
素内部糖苷键的内切葡聚糖酶 （ ｅｎｄｏｇｌｕｃａｎａｓｅｓ，
ＥＧ）、从一端水解产生纤维二糖的纤维二糖水解酶
（ｃｅｌｌｏｂｉｏｈｙｄｒｏｌａｓｅｓ，ＣＢＨ）和催化纤维二糖为葡萄糖
的 β 葡萄糖苷酶（β⁃ｇｌｕｃｏｓｉｄａｓｅｓ，ＢＧＬ）。 在自然界
中，能够生产纤维素酶的真菌和细菌是降解木质纤
维素的主要力量。 其中，某些厌氧菌利用细胞表面
形成的纤维小体（ｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍｅ）实现纤维素的高效降
解。 纤维小体是由纤维素酶组装到细胞表面的支
架蛋白（ｓｃａｆｆｏｌｄｉｎ）上而形成的大分子纤维素酶复合
物，支架蛋白的柔韧性保证了它与纤维素底物充分
而紧密的结合，并且多种纤维素酶组分之间的协同
作用和邻近效应增强了各种纤维素酶的水解功能，
从而赋予了纤维小体高效水解纤维素的功能。 另
外，多个支架蛋白的嵌合和多样化的纤维素酶构成
的纤维小体结构，这种复杂性也与其高效降解效率
正相关［７］。 与具有较高滤纸酶活的瑞氏木霉纤维
素酶系相比，纤维小体对结晶纤维素（如微晶纤维
素、棉花等）具有更高效的降解能力，纤维小体的比
酶活大约是瑞氏木霉纤维素酶系的 ５０ 倍［８－９］。 目
前，纤维小体被认为是所有微生物纤维素酶系中最
为有效的纤维素降解系。 因此，将纤维小体高效降
解纤维素过程与酿酒酵母生产乙醇的特性有机地
结合起来，是实现 ＣＢＰ 途径构建的有效方式之一。
近年来，纤维小体在酿酒酵母细胞表面的展示已成
为 ＣＢＰ 酵母新的研究热点。 笔者主要综述纤维小
体在酿酒酵母表面展示的研究进展，其中重点阐述
纤维小体各元件的设计和改造，并针对酿酒酵母分
泌途径的改造提出提高人造纤维小体分泌组装的
可能性策略。
１　 纤维小体的结构和功能
厌氧菌的纤维小体结构复杂（图 １），具有催化
活性结构域的纤维素酶系各组分上的对接模块
（ｄｏｃｋｅｒｉｎｓ），分别与初级支架蛋白上串联的粘连模
块（ｃｏｈｅｎｓｉｎｓ）相互作用，形成纤维小体基本结构单
元。 这种基本结构单元通过粘连模块 对接模块的
相互作用固定在锚定支架蛋白上，再由锚定支架蛋
白自身表层同源模块 （ Ｓ⁃ｌａｙｅｒ ｈｏｍｏｌｏｇｙ ｍｏｄｕｌｅ，
ＳＬＨ）或者分选酶基序（ｓｏｒｔａｓｅ）结合至细胞表面组
装成纤维小体。
与游离的纤维素酶不同，纤维小体的酶组分都
含有对接模块结构域。 对接模块由 ２ 条约含有 ２２
个氨基酸残基的重复序列通过一个连接片段
（ｌｉｎｋｅｒ）连接组成［１０－１１］。 目前，根据系统发生关系
分类，对接模块也至少包括Ⅰ、Ⅱ和Ⅲ型这 ３ 种类
型［１２］。 纤维小体的催化模块种类极其繁多，如热线
梭菌纤维小体组分中包含超过 ３０ 种内切葡聚糖酶
（ｅｎｄｏｇｌｕｃａｎａｓｅ），如 Ｃｅｌ８Ａ、Ｃｅｌ９Ｒ、Ｃｅｌ５Ｇ 和 Ｃｅｌ９Ｄ
等；４ 种外切葡聚糖酶 （ ｅｘｏｇｌｕｃａｎａｓｅ），如 Ｃｅｌ４８Ｓ、
ＣｅｌＯ 和 ＣｂｈＡ 等； ２ 种 β 葡 萄 糖 苷 酶 （ β⁃
ｇｌｕｃｏｓｉｄａｓｅ），如 ＢｇｌＡ；６ 种木聚糖酶（ ｘｙｌｏｓｉｄａｓｅ）及
几丁质酶（ｌｉｃｈｅｎａｓｅｓ）、甘露糖苷酶（ｍａｎｎｏｓｉｄａｓｅ）和
果胶酶（ｐｅｃｔａｔｅ ｌｙａｓｅ）等［９］。
粘连模块串联而成的支架蛋白是纤维小体组
装过程中关键的非催化亚基。 根据粘连模块 对接
模块间的作用特性，对接模块的系统发生图谱在很
大程度上反映了粘连模块的对应图谱，所以粘连模
块至少也包括Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ这 ３种类型。 某些嗜温梭菌
仅含有 ６～９个Ⅰ型粘连模块的初级支架蛋白（图 １
（ａ）），如解纤维梭菌（Ｃｌｏｓｔｒｉｄｉｕｍ ｃｅｌｌｕｌｏｌｙｔｉｃｕｍ）、嗜
纤维梭菌 （ Ｃｌｏｓｔｒｉｄｉｕｍ ｃｅｌｌｕｌｏｖｏｒａｎｓ ）、 约氏梭菌
（Ｃｌｏｓｔｒｉｄｉｕｍ ｊｏｓｕｉ） 和丙酮丁醇梭菌 （ Ｃｌｏｓｔｒｉｄｉｕｍ
ａｃｅｔｏｂｕｔｙｌｉｃｕｍ）等［１３－１６］，与纤维素酶组装成相对简
单的纤维小体。 而另一些细菌则含有多种类型的
支架蛋白，复杂程度高（图 １ （ｂ）、１ （ｃ））。 如热纤
梭菌（Ｃｌｏｓｔｒｉｄｉｕｍ ｔｈｅｒｍｏｃｅｌｌｕｍ）纤维小体具有Ⅰ和
Ⅱ型 ２类支架蛋白，Ⅰ型支架蛋白有只含有 １ 个Ⅰ
型粘连模块的 ＯｌｐＡ和含有 ９ 个同源性极高的Ⅰ型
粘连模块的 ＣｉｐＡ，其中两两之间的最高相似度可达
５９　 第 １期 汤红婷等：酿酒酵母人造纤维小体的研究进展
到 １００％［１７］。 Ⅱ型支架蛋白含有 １、２、４个Ⅱ型粘连
模块的 ＳｄｂＡ、Ｏｒｆ２和 ＯｌｐＢ这 ３种锚定支架蛋白［９］。
大部分的初级支架蛋白都含有与底物结合的碳水
化合物结合结构域（ｃａｒｂｏｈｙｄｒａｔｅ⁃ｂｉｎｄｉｎｇｉｎｇ ｄｏｍａｉｎ，
ＣＢＤ）。 根据文献报道，支架蛋白上存在的 ＣＢＤ 能
够促进热纤梭菌 ＣｅｌＳ、ＣｅｌＤ对微晶纤维素的降解能
力［１８－１９］。 Ⅰ和Ⅱ型支架蛋白的嵌合组装，不仅增加
了纤维小体结构的复杂性，也增加了纤维小体中酶
组分的种类和数量。 黄色瘤胃球菌（Ｒｕｍｉｎｏｃｏｃｃｕｓ
flａｖｅｆａｃｉｅｎｓ）、解纤维醋弧菌（Ａｃｅｔｉｖｉｂｒｉｏ ｃｅｌｌｕｌｏｌｙｔｉｃｕｓ）
的纤维小体结构更加复杂［２０－２１］，如黄色瘤胃球菌 １７
具有 ４ 种类型的支架蛋白 ＳｃａＡ、 ＳｃａＢ、 ＳｃａＣ 和
ＳｃａＥ。 此外，黄色瘤胃球菌 １７ 还具有 ２个可能结合
底物结晶纤维素的蛋白 ＣｔｔＡ，该蛋白质的对接模块
能与 ＳｃａＥ 的粘连模块相互作用［２２］。 这样高度集成
的超分子纤维小体，可以很好地组织、协调多种酶
组分发挥协同作用，从而达到木质纤维素的高效
降解。
（ａ）—嗜纤维梭菌；（ｂ）—热纤维梭菌；（ｃ）—黄色瘤胃球菌
图 １　 厌氧细菌纤维小体基本结构示意
Ｆｉｇ􀆰 １　 Ｂａｓｉｃ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ｏｆ ｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍｅ
ｉｎ ａｎａｅｒｏｂｉｃ ｂａｃｔｅｒｉａ
天然纤维小体自组装是由细胞表面支架蛋白
上的粘连模块与分泌到胞外的纤维素酶上的对接
模块间通过疏水作用，并辅以较少的分子间氢键
在胞外结合形成纤维小体结构的过程。 同种类型
的对接模块 粘连模块之间的相互作用具有非特
异性，因此，不同纤维小体酶组分能与支架蛋白上
的粘连模块随机结合，使形成的纤维小体的结构
复杂多样化。 同时，酶与酶之间的协同作用和邻
近作用使纤维小体对微晶纤维素底物具有很高的
降解活性［９］ 。 不同来源厌氧微生物的同类型粘连
模块序列相差很大，具有种间专一性；而不同类型
的粘连模块间的序列同源性更低。 根据种间专一
性，不同来源的对接模块 粘连模块的杂合使用，
纤维素酶的定位组装，使人工设计获得特定纤维
小体成为可能。
２　 酿酒酵母人造纤维小体的表面展示
人造纤维小体是根据天然纤维小体的结构，经
过人工设计在异源细胞表面展示出的微型结构（图
１）。 展示于细胞表面至少有 ２ 个粘连模块的微型
支架蛋白，与分泌表达带有对接模块的纤维素酶组
分进行胞外自组装，形成细胞表面的微型复合物，
即为人造纤维小体，也称为纤维小体嵌合体
（ｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍｅ ｃｈｉｍｅｒａｓ） ［２３］。 随着对纤维小体认识的
不断深入，纤维小体在木质纤维素资源转化中的巨
大价值也越来越受人们的关注，更为细致复杂的人
造纤维小体逐渐被设计研究，以期拓展其应用价值
与研究领域。
２􀆰 １　 纤维素酶的来源
纤维素酶在酿酒酵母细胞中表达构建人造纤
维小体时，其来源并不一定局限于天然纤维小体本
身的纤维素酶，真菌来源的纤维素酶与特异的对接
模块融合，也可以实现纤维小体的组装。 最初，分
别通过厌氧细菌的部分支架蛋白，将 １～２ 个纤维素
酶在酿酒酵母细胞表面组装，构建了简单的人造纤
维小体，进而根据纤维素酶系的复杂性，逐步展开
多功能纤维小体在酿酒酵母表面展示的研究。
目前，大部分研究者都选择了全部或部分使用
天然纤维小体纤维素酶［２４－２７］，根据酶与酶之间的协
同作用来优化纤维小体。 Ｔｓａｉ 等［２４］比较了热纤梭
菌的内切葡聚糖酶 ＣｅｌＡ、解纤维梭菌的外切葡聚糖
酶 ＣｅｌＥ以及解纤维梭菌内切葡聚糖酶 ＣｅｌＧ组装单
功能纤维小体，发现纤维素降解效率最高的是
ＣｅｌＡ，最低的是 ＣｅｌＧ，说明纤维小体酶降解纤维素
能力具有一定的差异。 同时，三功能纤维小体
（ＣｅｌＡ、ＣｅｌＥ、ＣｅｌＧ）酶之间的协同作用是游离酶的
２􀆰 ４４倍，是两功能（ＣｅｌＡ、ＣｅｌＥ）的 １􀆰 ６５ 倍。 因此，
增加酶组分的种类是优化纤维小体性能的有效途
径。 但是该纤维小体的降解产物积累了较高的寡
聚糖，以热纤梭菌的 β 葡萄糖苷酶 ＢｇｌＡ 代替 ＣｅｌＧ
时，促进了葡萄糖的产生，这说明了外切葡聚糖酶、
内切葡聚糖酶和 β 葡萄糖苷酶是纤维素彻底水解
的 ３种基本酶。 在基本酶的基础上，进一步增加酶
６９ 生　 物　 加　 工　 过　 程　 　 第 １２卷　
组分种类，可能会在很大程度上提高纤维小体的降
解能力。
除此之外，来源于真菌的游离纤维素酶融合相应
的对接模块后，也能参与纤维小体的构建。 Ｗｅｎ
等［２８］则将来源于瑞氏木霉（Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ ｒｅｅｓｅｉ）的内
切葡聚糖酶 ＥＧⅡ和纤维二糖水解酶 ＣＢＨⅡ以及棘孢
曲霉（Ａｓｐｅｒｇｉｌｌｕｓ ａｃｕｌｅａｔｕｓ）的 β 葡萄糖苷酶 ＢＧＬ１与
热纤维梭菌的外切葡聚糖酶 ＣｅｌＳ 和内切葡聚糖酶
ＣｅｌＡ的对接模块融合后，通过 ＥＧⅡ和ＣＢＨⅡ对磷酸
膨胀纤维素（ＰＡＳＣ）降解产糖及 ＢＧＬ１水解纤维二糖
测定，３种酶都能组装到支架蛋白上。 真菌源的纤维
素酶经过人为设计后，也可参与人造纤维小体的组
装，这就大大丰富了纤维素酶的选择。 游离酶一般都
具有 ＣＢＤ结构域，不同的 ＣＢＤ对微晶纤维素的结合
位点也不相同［２９］。 因此，游离酶的使用也能增加纤
维小体对底物的结合能力。 厌氧细菌本身也分泌一
些游离酶，但是目前还没有研究使用此类酶进行纤维
小体的组装。
２􀆰 ２　 人造纤维小体的自组装与支架蛋白的设计
纤维小体中的酶组分分泌到胞外后，与展示于
细胞表面的支架蛋白匹配结合是人造纤维小体的
自组装过程，２ 种组分在酿酒酵母表面形成这种匹
配结合的来源方式有 ２种。 一是纤维小体各元件在
不同的细胞中甚至在不同物种的细胞中分别表达，
再通过人工配比混合使纤维素酶结合到酿酒酵母
细胞表面的支架蛋白上，形成纤维小体［２４－２５，３０］。 如
Ｔｓａｉ等［２４］将在大肠杆菌表达含对接模块的纤维素
酶与表面展示有支架蛋白的酿酒酵母混合于缓冲
液（５０ ｍｍｏｌ ／ Ｌ Ｔｒｉｓ⁃ＨＣｌ ｐＨ ８􀆰 ０、１００ ｍｍｏｌ ／ Ｌ ＮａＣｌ、
１０ ｍｍｏｌ ／ Ｌ ＣａＣｌ２）中，４ ℃孵育 １ ｈ，使纤维素酶充分
结合到支架蛋白上，结果显示：该酿酒酵母与单一
纤维素酶组分混合，纤维素酶能够正确组合到支架
蛋白上，且能不同程度地降解磷酸膨胀纤维素
（ＰＡＳＣ）。 但该酿酒酵母与多个纤维素酶组分混
合，各酶组分是否参与形成纤维小体并没有被证
实。 另一种则是与天然纤维小体的形成方式类似，
将纤维小体各单元在同一个细胞表达［２６－２８］，然后在
胞外实现自组装。 如 Ｈｙｅｏｎ 等［２６］在酿酒酵母中共
表达了支架蛋白和 ２ 种内切葡聚糖酶，非变性
ＰＡＧＥ电泳和内切葡聚糖酶的羧甲基纤维素（ＣＭＣ）
酶谱分析结果表明：酿酒酵母表面形成了微型纤维
小体，同时补加 β 葡萄糖酶共同作用于非晶态纤维
素 ＣＭＣ，乙醇产量在 １６ ｈ 能达到 ３􀆰 ５ ｇ ／ Ｌ。 这种方
式的优点是简化了纤维素酶的分离纯化和控制细
胞培养比例的过程，且单个细胞的多功能构建也是
ＣＢＰ 菌株的最终目的。
粘连模块与对接模块间的相互作用是自组装
形成人造纤维小体的前提［３１－３２］。 支架蛋白的人工
设计是人造纤维小体复杂性的因素之一，目前人工
设计支架蛋白的基本策略有 ２种：其一，串联同一来
源的粘连模块形成纯合支架蛋白，不同纤维素酶组
分则融合同样来源的对接模块，使纤维素酶随机在
支架蛋白上自组装，可形成多样性的纤维小体；其
二，串联不同来源的粘连模块组形成杂合支架，而
不同纤维素酶组分也融合上对应来源的对接模块，
根据对接模块与粘连模块的专一性结合特点，使纤
维素酶定量定位地组装到纤维小体上。
直接选择同一来源同型粘连模块组成的支架
蛋白，人造纤维小体能像天然纤维小体组装过程一
样，纤维素酶的结合具有随机性。 Ｗｅｎ 等［２８］将热纤
梭菌带有 ＣＢＤ 区域的前 ３ 个 Ｉ 型粘连模块作为支
架蛋白，再把 ＥＧ ＩＩ、ＣＢＨ ＩＩ 及 ＢＧＬ１ 与热纤梭菌纤
维小体酶组分的对接模块融合，在酿酒酵母中共表
达，赋予了酿酒酵母降解 ＰＡＳＣ的功能，但乙醇产量
也只达到 １􀆰 ８７ ｇ ／ Ｌ。 其中，三功能纤维小体构建过
程中，３种纤维素酶的结合率都下降了，尤其是 ＣＢＨ
ＩＩ，荧光单位下降了 １６０ 倍。 原因可能是由于 ４ 种
组分共表达给细胞带来了一定的代谢负担，导致支
架蛋白的展示量和纤维素酶的分泌量下降；或者由
于粘连模块 对接模块相互之间的亲和性不同，导致
具有较弱亲和性的对接模块的纤维素酶处于组装
弱势，形成纤维素酶种类不完全的纤维小体。 人造
纤维小体表达的纤维素酶种类单一，即使使用同一
来源的同型支架蛋白，目前也不能实现人造纤维小
体的多样化。
使用不同来源纤维小体的粘连模块串联的杂
合支架蛋白，能使纤维小体酶的组装仅依赖粘连模
块 对接模块作用特异性，不需要考虑亲和性的强
弱。 目前，多数人造纤维小体的设计，主要是依赖
于粘连模块 对接模块间的相互作用。 Ｔｓａｉ 等［２４］将
来源于热纤梭菌、解纤维梭菌和黄色瘤胃球菌的粘
连模块串联，各个纤维素酶则融合上相对应来源的
对接模块。 在酿酒酵母中表达这个杂合支架蛋白，
纤维素酶能特异性地结合于支架蛋白上，如热纤梭
菌纤维小体酶组分只能与热纤梭菌源的粘连模块
组装，而不能与其他 ２ 种来源的粘连模块结合。 重
７９　 第 １期 汤红婷等：酿酒酵母人造纤维小体的研究进展
组酿酒酵母降解 ＰＡＳＣ 可产生 ３􀆰 ５ ｇ ／ Ｌ 的乙醇。 杂
合支架蛋白本身能控制纤维素酶的比例，而组装过
程中纤维素酶的添加比例并没有得到控制，可能会
导致某些纤维素酶的过剩。 因此，Ｔｓａｉ 等［２５］在酿酒
酵母中分别单独表达了纤维小体组成单元，通过对
发挥不同功能的酿酒酵母共培养，并对共培养的细
胞比例进行了优化，结果表明：当骨架蛋白、ＥＧ、
ＣＢＨ、ＢＧＬ的比例为 ７ ∶２ ∶４ ∶２时，发酵 ＰＡＳＣ 生产乙
醇的得率比等比例共培养时提高了 ２倍。 除通过粘
连模块与对接模块之间的相互作用外，Ｉｔｏ 等［３３］利
用抗原抗体反应的原理，将金黄色葡萄球菌
（Ｓｔａｐｈｙｌｏｃｏｃｃｕｓ ａｕｒｅｕｓ）的表面抗原 Ａ的结合结构域
Ｚ区作为粘连模块与 ＥＧ融合的免疫球蛋白 Ａ的 Ｆｃ
区对接，同时，噬纤维梭菌的粘连模块则与 ＢＧＬ 融
合的对接模块相互作用，将酶特异地组装在酿酒酵
母表面。 虽然，杂合支架蛋白的设计优化了纤维小
体本身的纤维素酶组装比例，但纤维小体各组分在
酿酒酵母中表达时，由于其天然结构发生了改变或
其分泌量低，导致了人造纤维小体在酿酒酵母表面
的组装效率很低。
２􀆰 ３　 人造纤维小体复杂化的设计
虽然人造纤维小体已经在酿酒酵母表面成功
地自组装，但是其降解纤维素的能力仍然很低。 与
天然纤维小体相比，人造纤维小体的结构简单、酶
组分单一，而纤维小体的复杂性是其降解高效性的
重要影响因素之一。 要实现高效 ＣＢＰ 酵母的构建，
还需要对酿酒酵母纤维小体进行进一步的复杂化
和优化。 首先，复杂化纤维素酶是较为直接简单的
方式，可以通过在酿酒酵母中高效表达纤维素酶，
优化酶与酶之间的协同作用来实现。 Ｔｓａｉ 等［２４］比
较热纤梭菌的内切葡聚糖酶 ＣｅｌＡ 和解纤维梭菌的
内切葡聚糖酶 ＣｅｌＧ发现，ＣｅｌＡ 水解 ＣＭＣ 的能力高
于 ＣｅｌＧ。 Ｉｌｍéｎ 等［６］则在酿酒酵母中表达了 １４ 个
来源的 ＣＢＨ Ｉ 与 １１ 个 ＣＢＨ ＩＩ，发现不同来源的
ＣＢＨ在酿酒酵母中表达活性相差很大，其中埃默森
篮状菌（ Ｔａｌａｒｏｍｙｃｅｓ ｅｍｅｒｓｏｎｉｉ） ＣＢＨⅠ具有最高酶
活，在其 Ｃ 端加上碳水化合物结合模块后，促进了
其对微晶纤维素（Ａｖｉｃｅｌ）的水解能力以及其与具有
高活性的 Ｃｈｒｙｓｏｓｐｏｒｉｕｍ ｌｕｃｋｎｏｗｅｎｓｅ 的 ＣＢＨ ＩＩ 协同
作用后，大幅度地增加了 Ａｖｉｃｅｌ的降解作用。 虽然，
纤维素酶的来源和酶与酶之间的协同作用已经开
始被研究，但是目前纤维小体的酶组分表达种类却
不超过 ３种。 另外，增加纤维小体支架蛋白的复杂
度也是一种有效的方式，可以通过增加支架蛋白的
长度和支架蛋白之间的嵌合使用来实现。 Ｆａｎ
等［２７］模拟热纤梭菌天然纤维小体的结构 （图 １
（ｂ）），构建了初级支架蛋白和锚定支架蛋白的两层
支架蛋白。 锚定支架蛋白（含有至少 ２ 个Ⅱ粘连模
块结构域）由细胞壁蛋白展示于酵母细胞表面，分
泌到胞外的初级支架蛋白通过其 Ｃ 端的Ⅱ型对接
模块对接到锚定支架蛋白的Ⅱ型粘连模块上，纤维
素酶则由Ⅰ型对接模块 粘连模块组装到初级支架
上。 初级支架蛋白和锚定支架蛋白嵌合使用，不仅
复杂化了纤维小体的结构，还增加了每个纤维小体
中纤维素酶的数量。 但重组菌株虽然能利用
Ａｖｉｃｅｌ，但也只能产生 １􀆰 ４ ｇ ／ Ｌ的乙醇。
２􀆰 ４　 酿酒酵母展示系统及分泌途径的优化
纤维素酶和支架蛋白的高效表达是实现人造
纤维小体高效表达最基本的要求。 影响异源蛋白
分泌量的因素包括靶蛋白的特性、宿主细胞及其培
养条件、表达载体、启动子选择、密码子偏好性、信
号肽以及蛋白的加工分泌途径［３４］。 其中，蛋白的加
工分泌途径是极其复杂且重要的影响因素。 在胞
质中翻译完成的多肽进入内质网（ＥＲ），经过 ＥＲ 中
的分子伴侣、氧化还原酶和糖基化酶等折叠修饰后
通过膜泡运输至高尔基体，而错误折叠的蛋白则被
识别，或重新进行折叠或运回细胞质并通过内质网
介导的降解体系（ＥＲ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｄｅｇｒａｄａｔｉｏｎ，ＥＲＡＤ）
降解。 运至高尔基体（Ｇｏｌｇｉ）中的蛋白进一步加工
修饰形成成熟蛋白再由膜泡运至胞外。 当错误折
叠蛋白大量积累时就会激活非折叠蛋白响应
（ｕｎｆｏｌｄｅｄ ｐｒｏｔｅｉｎ ｒｅｓｐｏｎｓｅ，ＵＰＲ），通过调控一系列
分泌途径相关基因 （包括分子伴侣、蛋白分泌、
ＥＲＡＤ等基因）的表达水平，促进折叠错误的蛋白正
确折叠或降解，减少细胞凋亡，促进蛋白分泌［３５］。
酿酒酵母表达不同来源的纤维素酶所引起 ＵＰＲ 程
度各不相同，且共表达多种蛋白将进一步加剧
ＵＰＲ［６］，说明大量异源蛋白的表达可能导致参与酵
母分泌途径中的重要因素如分子伴侣、膜泡运输、
糖基化的蛋白因子等的不足。
在酿酒酵母中，由于蛋白折叠在 ＥＲ 中受多种
基因的协同调控，往往是异源蛋白高效分泌表达的
主要限制因素，因此，超表达一些分子伴侣、协助蛋
白以及二硫键合成的相关酶类可能是一种提高异
源蛋白分泌的简单有效策略［３６］。 如超表达分子伴
侣 Ｈｓｐ７０家族的 ＡＴＰａｓｅ Ｋａｒ２ｐ 以及它的辅助蛋白
８９ 生　 物　 加　 工　 过　 程　 　 第 １２卷　
（如 Ｓｉｓ１ｐ ／ Ｓｉｌ１ｐ以及 Ｌｈｓ１ｐ）可提高多种异源蛋白
的分泌活性［３７－３８］ ；超表达二硫键异构酶 ＰＤＩ 使裂
殖酵母的酸性磷酸酶和人类血小板源生长因子 Ｂ
分别提高了 ４ 倍和 １０ 倍，且使瑞氏木霉外切葡聚
糖酶 ＣＢＨ Ｉ 在酿酒酵母中分泌酶活提高了
１７􀆰 ２％ ［４，３９］ ； ＵＰＲ 激活途径中的转录因子 Ｈａｃ１ｐ
超表达后，使酵母自身分泌蛋白蔗糖酶的表达量
提高了 ２ 倍，异源 α 淀粉酶表达量提高了 ２􀆰 ４
倍［４０］ 。 一般地，异源蛋白在酿酒酵母中表达都会
因为过度糖基化，导致分泌酶活的降低。 Ｓｕｚｕｋｉ
等［４１］敲除酿酒酵母分泌途径中多种糖基化修饰相
关基因后，不同程度地提高了纤维素酶与支架蛋
白的组装效率。 然而，一些蛋白在 ＥＲ 中正确折叠
了，却仍然有部分滞留在胞内，说明 ＥＲ Ｇｏｌｇｉ 或
Ｇｏｌｇｉ后期蛋白运输中的一些相关基因是限制性因
素。 超表达参与 Ｇｏｌｇｉ 形成的囊泡与质膜融合的
突出融合蛋白 Ｓｓｏ１ ／ ２ 使蔗糖酶和淀粉酶的表达分
别提高了 ６ 倍和 ３ 倍［４２］ 。 虽然对酿酒酵母的分泌
途径进行改造能在一定程度上提高蛋白的分泌
量，但分泌途径是一个完整的通路，如果要更高效
地提高异源蛋白的分泌，就需要提高分泌途径的
整体效率。
目前，酿酒酵母人造纤维小体的支架蛋白一般
由凝集素 Ａｇａ锚定于细胞表面，通过半乳糖诱导表
达，但该表达体系有一定的缺陷。 首先，支架蛋白
的半乳糖诱导表达过程不能实现真正的 ＣＢＰ 途径；
其次，凝集素 Ａｇａ蛋白由 Ａｇａ１和 Ａｇａ２双亚基组成，
所以需要与 ＥＢＹ１００ 细胞匹配使用，极大地限制了
底盘细胞的改造。 酵母细胞表面展示是把异源靶
蛋白与酿酒酵母的载体蛋白融合后，通过 ＧＰＩ 锚定
机制使靶蛋白定位于细胞表面的表达系统。 用于
酿酒酵母表面展示的锚定蛋白有 Ａｇａ１ｐ、Ｃｗｐ１ｐ、
Ｃｗｐ２ｐ、Ａｇα１ｐ、 Ｓｅｄ１ｐ、 Ｔｉｐ１ｐ、 Ｆｌｏ１ｐ、 ＹＣＲ８９ｗ 以及
Ｔｉｒ１ｐ。 以 α 半乳糖苷酶为靶蛋白，比较不同展示
系统的展示效率发现，Ｃｗｐ２ｐ、Ａｇａ１ｐ 和 Ｓｅｄ１ｐ 具有
较高的锚定效率，但是 Ａｇａ１ｐ α 半乳糖苷酶的总
酶活分别比 Ｃｗｐ２ｐ α 半乳糖苷酶和 Ｓｅｄ１ｐ α
半乳糖苷酶低 ６倍和 ８倍［４３］。 Ｇｏｙａｌ等［３０］将 Ａｇａ１ｐ
表面展示系统更换为 Ａｇα１ｐ 表面展示系统，并且将
半乳糖诱导型启动子换为酿酒酵母组成型强启动
子 ＰＧＫ后，使支架蛋白的展示效率从 ６０％增加到了
８５％。 所以，优化支架蛋白的表面展示也是提高纤
维小体展示效率的有效措施之一。
３　 人造纤维小体在其他宿主中表达的
研究
　 　 天然的纤维小体结构复杂，构建组分确定的纤
维小体嵌合体，可简化纤维小体的结构，从而推动
对天然纤维小体的研究。 最初，为了研究纤维小体
各组分的功能特性，Ｆｉｅｒｏｂｅ等［３１，４４］在大肠杆菌中成
功表达了微型纤维小体，每个酶组分能够特异性地
结合至相应粘连模块上，并且将支架蛋白和酶组分
按照化学计量数之比就可以实现完全对接。 ２００２
年 Ｆｉｅｒｏｂｅ 等［４５］研究发现支架蛋白上 ＣＢＭ 的出现
能提高纤维素酶的总活力，且复合物酶组分的邻近
效应能促进酶组分之间的协同作用。 丙酮丁醇梭
菌是生产具有重要工业价值产品———丁醇的菌株，
其基因组内含有纤维小体基因，但是利用纤维素的
能力非常弱。 所以根据其自身带有的纤维小体相
关基因进行理性设计，赋予其利用纤维素生产丁醇
的能力也越来越受关注［４６－４７］。 为了提高丙酮丁醇
梭菌的纤维素利用能力，Ｐｅｒｒｅｔ 等［４６］在丙酮丁醇梭
菌中表达了异源支架蛋白，但是还没有实现纤维素
酶与支架蛋白的组装。 此外，枯草芽胞杆菌自身能
够表达半纤维素酶，并且能利用可溶性的戊糖和己
糖（如葡萄糖、木糖以及纤维二糖），但是却不能以
纤维素原料作为唯一 Ｃ源生长。 Ｍｕｒａｓｈｉｍａ等［４８］构
建了来源于嗜纤维梭菌的微型支架蛋白 ｍｉｎｉＣｂｐＡ，
实现了内切葡聚糖酶 ＥｎｇＢ 对接到枯草芽胞杆菌表
面的支架蛋白上。 Ａｒａｉ 等［４９］ 将嗜纤维梭菌的
ＥｎｇＢ、ＸｙｎＢ 及微型支架蛋白 ｍｉｎｉＣｂｐＡ 分别在枯草
芽胞杆菌中单独表达，共表达过程自组装形成纤维
小体。
４　 展　 望
目前，酿酒酵母人造纤维小体的研究还处于初
级阶段，很多问题并未得到解决，如支架蛋白的展
示效率较低、纤维素酶组分单一、纤维小体各组分
在酿酒酵母中表达量及表达活性不足、体外组装效
率低等。 为了提高酿酒酵母纤维小体对纤维素的
降解能力，从提高酿酒酵母纤维素酶和支架蛋白的
分泌能力以及优化微型纤维小体设计等方面着手，
构建高效的纤维小体嵌合体。 例如，筛选可在酵母
中实现高活性表达的纤维素酶以及采用高效的表
面展示系统提高支架蛋白的表面展示；或者通过酿
酒酵母自身分泌途径的相关改造，提高纤维素酶和
９９　 第 １期 汤红婷等：酿酒酵母人造纤维小体的研究进展
支架蛋白的分泌。 另外，在 ３ 种纤维素酶协同作用
的基础上，增加纤维素酶的种类及数量，构建多层
支架蛋白，也可以达到优化纤维小体的设计的目
的。 高效 ＣＢＰ 酵母的构建，是提高木质纤维素资源
的转化能力的有效方式之一，因此，高效酿酒酵母
纤维小体嵌合体的构建对于推动纤维素资源的利
用有着重要意义。
参考文献：
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ｓｐｅｃｉｆｉｃａｌｌｙ ｂｉｎｄｓ ｔｈｅ ｄｏｃｋｅｒｉｎ ｄｏｍａｉｎ ｏｆ ｔｈｅ Ｃｌｏｓｔｒｉｄｉｕｍ
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ｃｏｍｐｌｅｘ （ ｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍｅ） ｐｒｏｄｕｃｅｄ ｂｙ Ｃｌｏｓｔｒｉｄｉｕｍ ｃｅｌｌｕｌｏｌｙｔｉｃｕｍ
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ｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍａｌ ＳＬ⁃ｐｒｏｔｅｉｎ ｒｅｖｅａｌｓ ａｎ ｕｎｕｓｕａｌ ｄｅｇｒｅｅ ｏｆ ｉｎｔｅｒｎａｌ
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［１８］ 　 Ｋｒｕｕｓ Ｋ，Ｌｕａ Ａ Ｃ，Ｄｅｍａｉｎ Ａ Ｌ，ｅｔ ａｌ．Ｔｈｅ ａｎｃｈｏｒａｇｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｏｆ
ＣｉｐＡ （ ＣｅｌＬ ）， ａ ｓｃａｆｆｏｌｄｉｎｇ ｐｒｏｔｅｉｎ ｏｆ ｔｈｅ Ｃｌｏｓｔｒｉｄｉｕｍ
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［２３］ 　 Ｍｉｎｇａｒｄｏｎ Ｆ， Ｃｈａｎａｌ Ａ， Ｔａｒｄｉｆ Ｃ， ｅｔ ａｌ． Ｅｘｐｌｏｒａｔｉｏｎ ｏｆｎｅｗ
ｇｅｏｍｅｔｒｉｅｓ ｉｎ ｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍｅ⁃ｌｉｋｅ ｃｈｉｍｅｒａｓ ［ Ｊ ］ ． Ａｐｐｌ Ｅｎｖｉｒｏｎ
Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ，２００７，７３：７１３８⁃７１４９．
［２４］ 　 Ｔｓａｉ Ｓ Ｌ， Ｏｈ Ｊ， Ｓｉｎｇｈ Ｓ， ｅｔ ａｌ． Ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ａｓｓｅｍｂｌｙ ｏｆ
ｍｉｎｉｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍｅｓ ｏｎ ｔｈｅ Ｓａｃｃｈａｒｏｍｙｃｅｓ ｃｅｒｅｖｉｓｉａｅ ｃｅｌｌ ｓｕｒｆａｃｅ ｆｏｒ
ｃｅｌｌｕｌｏｓｅ ｈｙｄｒｏｌｙｓｉｓ ａｎｄ ｅｔｈａｎｏｌ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ［ Ｊ］ ． Ａｐｐｌ Ｅｎｖｉｒｏｎ
Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ，２００９，７５：６０８７⁃６０９３．
［２５］ 　 Ｔｓａｉ Ｓ Ｌ， Ｇｏｙａｌ Ｇ， Ｃｈｅｎ Ｗ． Ｓｕｒｆａｃｅ ｄｉｓｐｌａｙ ｏｆ ａ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ
ｍｉｎｉｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍｅ ｂｙ ｉｎｔｒａｃｅｌｌｕｌａｒ ｃｏｍｐｌｅｍｅｎｔａｔｉｏｎ ｕｓｉｎｇ ａ
ｓｙｎｔｈｅｔｉｃ ｙｅａｓｔ ｃｏｎｓｏｒｔｉｕｍ ａｎｄ ｉｔｓ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ ｔｏ ｃｅｌｌｕｌｏｓｅ
ｈｙｄｒｏｌｙｓｉｓ ａｎｄ ｅｔｈａｎｏｌ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ［ Ｊ］ ． Ａｐｐｌ Ｅｎｖｉｒｏｎ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ，
２０１０，７６：７５１４⁃７５２０．
［２６］ 　 Ｈｙｅｏｎ Ｊ Ｅ，Ｙｕ Ｋ Ｏ，Ｓｕｈ Ｄ Ｊ，ｅｔ ａｌ．Ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ｍｉｎｉｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍｅｓ
ｆｒｏｍ Ｃｌｏｓｔｒｉｄｉｕｍ ｃｅｌｌｕｌｏｖｏｒａｎｓ ｆｏｒ ｔｈｅ ｆｅｒｍｅｎｔａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｅｌｌｕｌｏｓｉｃ
００１ 生　 物　 加　 工　 过　 程　 　 第 １２卷　
ｅｔｈａｎｏｌ ｕｓｉｎｇ ｅｎｇｉｎｅｅｒｅｄ ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ Ｓａｃｃｈａｒｏｍｙｃｅｓ ｃｅｒｅｖｉｓｉａｅ
［Ｊ］ ．ＦＥＭＳ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ Ｌｅｔｔ，２０１０，３１０：３９⁃４７．
［２７］ 　 Ｆａｎ Ｌ Ｈ， Ｚｈａｎｇ Ｚ Ｊ， Ｙｕ Ｘ Ｙ， ｅｔ ａｌ． Ｓｅｌｆ⁃ｓｕｒｆａｃｅ ａｓｓｅｍｂｌｙ ｏｆ
ｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍｅｓ ｗｉｔｈ ｔｗｏ ｍｉｎｉｓｃａｆｆｏｌｄｉｎｓ ｏｎ Ｓａｃｃｈａｒｏｍｙｃｅｓ ｃｅｒｅｖｉｓｉａｅ
ｆｏｒ ｃｅｌｌｕｌｏｓｉｃ ｅｔｈａｎｏｌ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ［Ｊ］ ． ＰＮＡＳ， ２０１２， １０９：
１３２６０⁃１３２６５．
［２８］ 　 Ｗｅｎ Ｆ， Ｓｕｎ Ｊ， Ｚｈａｏ Ｈ． Ｙｅａｓｔｓｕｒｆａｃｅ ｄｉｓｐｌａｙ ｏｆ ｔｒｉｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ
ｍｉｎｉｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍｅｓ ｆｏｒ ｓｉｍｕｌｔａｎｅｏｕｓ ｓａｃｃｈａｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ａｎｄ
ｆｅｒｍｅｎｔａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｅｌｌｕｌｏｓｅ ｔｏ ｅｔｈａｎｏｌ［ Ｊ］ ．Ａｐｐｌ Ｅｎｖｉｒｏｎ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ，
２０１０，７６：１２５１⁃１２６０．
［２９］ 　 Ｌｉｎｄｅｒ Ｍ，Ｔｅｅｒｉ Ｔ Ｔ． Ｔｈｅ ｃｅｌｌｕｌｏｓｅ⁃ｂｉｎｄｉｎｇ ｄｏｍａｉｎ ｏｆ ｔｈｅ ｍａｊｏｒ
ｃｅｌｌｏｂｉｏｈｙｄｒｏｌａｓｅ ｏｆ Ｔｒｉｃｈｏｄｅｒｍａ ｒｅｅｓｅｉ ｅｘｈｉｂｉｔｓ ｔｒｕｅ ｒｅｖｅｒｓｉｂｉｌｉｔｙ
ａｎｄ ａ ｈｉｇｈ ｅｘｃｈａｎｇｅ ｒａｔｅ ｏｎ ｃｒｙｓｔａｌｌｉｎｅ ｃｅｌｌｕｌｏｓｅ ［ Ｊ］ ． ＰＮＡＳ，
１９９６，９３：１２２５１⁃１２２５５．
［３０］ 　 Ｇｏｙａｌ Ｇ，Ｔｓａｉ Ｓ Ｌ，Ｍａｄａｎ Ｂ．Ｓｉｍｕｌｔａｎｅｏｕｓ ｃｅｌｌ ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ ｅｔｈａｎｏｌ
ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ｆｒｏｍ ｃｅｌｌｕｌｏｓｅ ｂｙ ａｎ ｅｎｇｉｎｅｅｒｅｄ ｙｅａｓｔ ｃｏｎｓｏｒｔｉｕｍ
ｄｉｓｐｌａｙｉｎｇ ａ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｍｉｎｉ⁃ｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍｅ ［ Ｊ］ ． Ｍｉｃｒｏｂ Ｃｅｌｌ Ｆａｃｔ，
２０１１，１０：８９．ｄｏｉ：１０．１１８６ ／ １４７５⁃２８５９⁃１０⁃８９．
［３１］ 　 Ｆｉｅｒｏｂｅ Ｈ Ｐ， Ｐａｇèｓ Ｓ， Ｂéｌａïｃｈ Ａ， ｅｔ ａｌ． Ｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍｅ ｆｒｏｍ
Ｃｌｏｓｔｒｉｄｉｕｍ ｃｅｌｌｕｌｏｌｙｔｉｃｕｍ： ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｓｔｕｄｙ ｏｆ ｔｈｅ ｄｏｃｋｅｒｉｎ ／
ｃｏｈｅｓｉｎ ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎ［Ｊ］ ．Ｂｉｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ，１９９９，３８：１２８２２⁃１２８３２．
［３２］ 　 Ｙａｒｏｎ Ｓ，Ｍｏｒａｇ Ｅ，Ｂａｙｅｒ Ｅ Ａ，ｅｔ ａｌ．Ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ，ｐｕｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ａｎｄ
ｓｕｂｕｎｉｔ⁃ｂｉｎｄｉｎｇ ｐｒｏｐｅｒｔｉｅｓ ｏｆ ｃｏｈｅｓｉｎｓ ２ ａｎｄ ３ ｏｆ ｔｈｅ Ｃｌｏｓｔｒｉｄｉｕｍ
ｔｈｅｒｍｏｃｅｌｌｕｍ ｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍｅ［Ｊ］ ．ＦＥＢＳ Ｌｅｔｔ，１９９５，３６０：１２１⁃１２４．
［３３］ 　 Ｉｔｏ Ｊ，Ｋｏｓｕｇｉ Ａ，Ｔａｎａｋａ Ｔ，ｅｔ ａｌ．Ｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅｄｉｓｐｌａｙ ｒａｔｉｏ ｏｆ
ｅｎｚｙｍｅｓ ｏｎ ｔｈｅ Ｓａｃｃｈａｒｏｍｙｃｅｓ ｃｅｒｅｖｉｓｉａｅ ｃｅｌｌ ｓｕｒｆａｃｅ ｂｙ ｔｈｅ
ｉｍｍｕｎｏｇｌｏｂｕｌｉｎ Ｇ ａｎｄ ｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍａｌ ｅｎｚｙｍｅ ｂｉｎｄｉｎｇ ｄｏｍａｉｎｓ［Ｊ］ ．
Ａｐｐｌ Ｅｎｖｉｒｏｎ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ，２００９，７５：４１４９⁃４１５４．
［３４］ 　 Ｌｉｕ Ｚ，Ｔｙｏ Ｋ Ｅ，Ｍａｒｔｉｎｅｚ Ｊ Ｌ，ｅｔ ａｌ．Ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｓｙｓｔｅｍｓ
ｆｏｒ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ｉｎ Ｓａｃｃｈａｒｏｍｙｃｅｓ ｃｅｒｅｖｉｓｉａｅ
［Ｊ］ ．Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌ Ｂｉｏｅｎｇ，２０１２，１０９：１２５９⁃１２６８．
［３５］ 　 Ｔｒａｖｅｒｓ Ｋ Ｊ，Ｐａｔｉｌ Ｃ Ｋ，Ｗｏｄｉｃｋａ Ｌ，ｅｔ ａｌ．Ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ａｎｄ ｇｅｎｏｍｉｃ
ａｎａｌｙｓｅｓ ｒｅｖｅａｌ ａｎ ｅｓｓｅｎｔｉａｌ ｃｏｏｒｄｉｎａｔｉｏｎ ｂｅｔｗｅｅｎ ｔｈｅ ｕｎｆｏｌｄｅｄ
ｐｒｏｔｅｉｎ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ａｎｄ ＥＲ⁃ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｄｅｇｒａｄａｔｉｏｎ［ Ｊ］ ． Ｃｅｌｌ，２０００，
１０１：２４９⁃２５８．
［３６］ 　 ＩｄｉｒｉｓＡ， Ｔｏｈｄａ Ｈ， Ｋｕｍａｇａｉ Ｈ， ｅｔ ａｌ． Ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ ｏｆ ｐｒｏｔｅｉｎ
ｓｅｃｒｅｔｉｏｎ ｉｎ ｙｅａｓｔ： ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ ａｎｄ ｉｍｐａｃｔ ｏｎ ｐｒｏｔｅｉｎ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ
［Ｊ］ ．Ａｐｐｌ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌ，２０１０，８６：４０３⁃４１７．
［３７］ 　 Ｊｉ Ｌ，Ｓｈｅｎ Ｙ，Ｘｕ Ｌ，ｅｔ ａｌ． Ｅｎｈａｎｃｅｄ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｏｆ Ｓａｃｃｈａｒｏｍｙｃｅｓ
ｃｅｒｅｖｉｓｉａｅ ｔｏ ｖａｎｉｌｌｉｎ ｂｙ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｌａｃＡ ｆｒｏｍ Ｔｒａｍｅｔｅｓ ｓｐ．
ＡＨ２８⁃２［Ｊ］ ．Ｂｉｏｒｅｓｏｕｒ Ｔｅｃｈｎｏｌ，２０１１，１０２：８１０５⁃８１０９．
［３８］ 　 Ｐａｙｎｅ Ｔ，Ｆｉｎｎｉｓ Ｃ，Ｅｖａｎｓ Ｌ Ｒ，ｅｔ ａｌ．Ｍｏｄｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｈａｐｅｒｏｎｅ ｇｅｎｅ
ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｉｎ ｍｕｔａｇｅｎｉｚｅｄ Ｓａｃｃｈａｒｏｍｙｃｅｓ ｃｅｒｅｖｉｓｉａｅ ｓｔｒａｉｎｓ
ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ ｆｏｒ ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ ｈｕｍａｎ ａｌｂｕｍｉｎ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ｒｅｓｕｌｔｓ ｉｎ
ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ｍｕｌｔｉｐｌｅ ｈｅｔｅｒｏｌｏｇｏｕｓ ｐｒｏｔｅｉｎｓ［ Ｊ］ ． Ａｐｐｌ
Ｅｎｖｉｒｏｎ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ，２００８，７４：７７５９⁃７７６６．
［３９］ 　 Ｒｏｂｉｎｓｏｎ Ａ Ｓ，Ｈｉｎｅｓ Ｖ，Ｗｉｔｔｒｕｐ Ｋ Ｄ．Ｐｒｏｔｅｉｎ ｄｉｓｕｌｆｉｄｅ ｉｓｏｍｅｒａｓｅ
ｏｖｅｒｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｉｎｃｒｅａｓｅｓ ｓｅｃｒｅｔｉｏｎ ｏｆ ｆｏｒｅｉｇｎ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ｉｎ
Ｓａｃｃｈａｒｏｍｙｃｅｓ ｃｅｒｅｖｉｓｉａｅ ［ Ｊ］ ． Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ （ Ｎ Ｙ）， １９９４， １２
（４）：３８１⁃３８４．
［４０］ 　 Ｖａｌｋｏｎｅｎ Ｍ，Ｐｅｎｔｔｉｌä Ｍ，Ｓａｌｏｈｅｉｍｏ Ｍ．Ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｉｎａｃｔｉｖａｔｉｏｎ ａｎｄ
ｃｏｎｓｔｉｔｕｔｉｖｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｕｎｆｏｌｄｅｄ⁃ｐｒｏｔｅｉｎ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｐａｔｈｗａｙ
ｏｎ ｐｒｏｔｅｉｎ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ｉｎ ｔｈｅ ｙｅａｓｔ Ｓａｃｃｈａｒｏｍｙｃｅｓ ｃｅｒｅｖｉｓｉａｅ［ Ｊ］ ．
Ａｐｐｌ Ｅｎｖｉｒｏｎ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ，２００３，６９：２０６５⁃２０７２．
［４１］ 　 Ｓｕｚｕｋｉ Ｈ， Ｉｍａｅｄａ Ｔ， Ｋｉｔａｇａｗａ Ｔ， ｅｔ ａｌ． Ｄｅｇｌｙｃｏｓｙｌａｔｉｏｎ ｏｆ
ｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍａｌ ｅｎｚｙｍｅ ｅｎｈａｎｃｅｓ ｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍｅ ａｓｓｅｍｂｌｙ ｉｎ
Ｓａｃｃｈａｒｏｍｙｃｅｓ ｃｅｒｅｖｉｓｉａｅ［Ｊ］ ．Ｊ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌ，２０１２，１５７：６４⁃７０．
［４２］ 　 Ｒｕｏｈｏｎｅｎ Ｌ，Ｔｏｉｋｋａｎｅｎ Ｊ，Ｔｉｅａｈｏ Ｖ，ｅｔ ａｌ．Ｅｎｈａｎｃｅｍｅｎｔ ｏｆ ｐｒｏｔｅｉｎ
ｓｅｃｒｅｔｉｏｎ ｉｎ Ｓａｃｃｈａｒｏｍｙｃｅｓ ｃｅｒｅｖｉｓｉａｅ ｂｙ ｏｖｅｒｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ Ｓｓｏ
ｐｒｏｔｅｉｎ，ａ ｌａｔｅ⁃ａｃｔｉｎｇ ｃｏｍｐｏｎｅｎｔ ｏｆ ｔｈｅ ｓｅｃｒｅｔｏｒｙ ｍａｃｈｉｎｅｒｙ［ Ｊ］ ．
Ｙｅａｓｔ，１９９７，１３：３３７⁃３５１．
［４３］ 　 ｖａｎ ｄｅｒ Ｖａａｒｔ Ｊ Ｍ， ｔｅ Ｂｉｅｓｅｂｅｋｅ Ｒ， Ｃｈａｐｍａｎ Ｊ Ｗ， ｅｔ ａｌ．
Ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ ｏｆ ｃｅｌｌ ｗａｌｌ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ｏｆ Ｓａｃｃｈａｒｏｍｙｃｅｓ ｃｅｒｅｖｉｓｉａｅ ａｓ
ａｎｃｈｏｒｓ ｆｏｒ ｃｅｌｌ ｓｕｒｆａｃｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｈｅｔｅｒｏｌｏｇｏｕｓ ｐｒｏｔｅｉｎｓ［ Ｊ］ ．
Ａｐｐｌ Ｅｎｖｉｒｏｎ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ，１９９７，６３：６１５⁃６２０．
［４４］ 　 Ｆｉｅｒｏｂｅ Ｈ Ｐ，Ｍｅｃｈａｌｙ Ａ，Ｔａｒｄｉｆ Ｃ，ｅｔ ａｌ．Ｄｅｓｉｇｎ ａｎｄ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ
ａｃｔｉｖｅ ｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍｅ ｃｈｉｍｅｒａｓ：ｓｅｌｅｃｔｉｖｅ ｉｎｃｏｒｐｏｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｄｏｃｋｅｒｉｎ⁃
ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ｅｎｚｙｍｅｓ ｉｎｔｏ ｄｅｆｉｎｅｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｃｏｍｐｌｅｘｅｓ［ Ｊ］ ． Ｊ Ｂｉｏｌ
Ｃｈｅｍ，２００１，２７６：２１２５７⁃２１２６１．
［４５］ 　 Ｆｉｅｒｏｂｅ Ｈ Ｐ，Ｂａｙｅｒ Ｅ Ａ，Ｔａｒｄｉｆ Ｃ，ｅｔ ａｌ．Ｄｅｇｒａｄａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｅｌｌｕｌｏｓｅ
ｓｕｂｓｔｒａｔｅｓ ｂｙ ｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍｅ ｃｈｉｍｅｒａｓ： ｓｕｂｓｔｒａｔｅ ｔａｒｇｅｔｉｎｇ ｖｅｒｓｕｓ
ｐｒｏｘｉｍｉｔｙ ｏｆ ｅｎｚｙｍｅ ｃｏｍｐｏｎｅｎｔｓ ［ Ｊ］ ． Ｊ Ｂｉｏｌ Ｃｈｅｍ，２００２，２７７：
４９６２１⁃４９６３０．
［４６］ 　 Ｐｅｒｒｅｔ Ｓ，Ｃａｓａｌｏｔ Ｌ，Ｆｉｅｒｏｂｅ Ｈ Ｐ，ｅｔ ａｌ．Ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ｈｅｔｅｒｏｌｏｇｏｕｓ
ａｎｄ ｃｈｉｍｅｒｉｃ ｓｃａｆｆｏｌｄｉｎｓ ｂｙ Ｃｌｏｓｔｒｉｄｉｕｍ ａｃｅｔｏｂｕｔｙｌｉｃｕｍ ＡＴＣＣ ８２４
［Ｊ］ ．Ｊ Ｂａｃｔｅｒｉｏｌ，２００４，１８６：２５３⁃２５７．
［４７］ 　 Ｍｉｎｇａｒｄｏｎ Ｆ，Ｐｅｒｒｅｔ Ｓ，Ｂéｌａïｃｈ Ａ，ｅｔ ａｌ．Ｈｅｔｅｒｏｌｏｇｏｕｓ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ，
ａｓｓｅｍｂｌｙ， ａｎｄ ｓｅｃｒｅｔｉｏｎ ｏｆ ａ ｍｉｎｉｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍｅ ｂｙ Ｃｌｏｓｔｒｉｄｉｕｍ
ａｃｅｔｏｂｕｔｙｌｉｃｕｍ ＡＴＣＣ ８２４［Ｊ］ ．Ａｐｐｌ Ｅｎｖｉｒｏｎｌ Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ，２００５，７１：
１２１５⁃１２２２．
［４８］ 　 Ｍｕｒａｓｈｉｍａ Ｋ，Ｃｈｅｎ Ｃ Ｌ，Ｋｏｓｕｇｉ Ａ，ｅｔ ａｌ．Ｈｅｔｅｒｏｌｏｇｏｕｓ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ
ｏｆ Ｃｌｏｓｔｒｉｄｉｕｍ ｃｅｌｌｕｌｏｖｏｒａｎｓ ｅｎｇＢ， ｕｓｉｎｇ ｐｒｏｔｅａｓｅ⁃ｄｅｆｉｃｉｅｎｔ
Ｂａｃｉｌｌｕｓ ｓｕｂｔｉｌｉｓ， ａｎｄ ｐｒｅｐａｒａｔｉｏｎ ｏｆ ａｃｔｉｖｅ ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ
ｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍｅｓ［Ｊ］ ．Ｊ Ｂａｃｔｅｒｉｏｌ，２００２，１８４：７６⁃８１．
［４９］ 　 Ａｒａｉ Ｔ， Ｍａｔｓｕｏｋａ Ｓ， Ｃｈｏ ＨＹ， ｅｔ ａｌ． Ｓｙｎｔｈｅｓｉｓ ｏｆ Ｃｌｏｓｔｒｉｄｉｕｍ
ｃｅｌｌｕｌｏｖｏｒａｎｓ ｍｉｎｉｃｅｌｌｕｌｏｓｏｍｅｓ ｂｙ ｉｎｔｅｒｃｅｌｌｕｌａｒ ｃｏｍｐｌｅｍｅｎｔａｔｉｏｎ
［Ｊ］ ．ＰＮＡＳ，２００７，１０４：１４５６⁃１４６０．
（责任编辑　 荀志金）
１０１　 第 １期 汤红婷等：酿酒酵母人造纤维小体的研究进展