全 文 ：植物学报 Chinese Bulletin of Botany 2010, 45 (5): 548–555, www.chinbullbotany.com
doi: 10.3969/j.issn.1674-3466.2010.05.004

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收稿日期: 2009-09-23; 接受日期: 2009-12-23
基金项目: 国家大学生创新性实验计划(No. 071071202)、教育部新世纪优秀人才支持计划(No. NCET-05-0856)和现代农业产业技术体
系(No.nycytx-15)
* 通讯作者。E-mail: wxshan@nwsuaf.edu.cn

拟南芥与大豆疫霉菌的非寄主互作及一个感病突变体的
遗传分析
刘秋萍1, 4, 曹华2, 4, 姚茂金3, 4, 马英3, 4, 邓斌生3, 4, 权军利4, 单卫星1, 4*
1西北农林科技大学植物保护学院, 杨凌 712100; 2西北农林科技大学生命科学学院, 杨凌 712100
3西北农林科技大学农学院, 杨凌 712100; 4西北农林科技大学陕西省农业分子生物学重点实验室, 杨凌 712100
摘要 非寄主抗病性是一种普遍的自然现象, 该文通过建立拟南芥-大豆疫霉菌(Arabidopsis thaliana-Phytophthora sojae)
非寄主互作系统, 筛选对大豆疫霉菌感病的拟南芥突变体, 为研究植物对卵菌的非寄主抗病性遗传机制奠定基础。以大豆
疫霉菌游动孢子接种拟南芥T-DNA插入突变体离体叶片, 从代表12 000个独立转化株系的40 000株T3代T-DNA插入拟南芥
突变体中获得一系列对大豆疫霉菌感病的突变体。其中突变体581-51感病性状表现稳定, 离体叶片接菌后3天内出现明显的
水渍状病斑, 4–5天后产生大量卵孢子和/或孢子囊。细胞学观察发现有典型的吸器形成。Southern杂交和遗传分析结果表
明, 581-51突变体含有4个T-DNA插入事件, 其感病性状可能由隐性单基因控制。
关键词 拟南芥, 非寄主抗病性, 卵菌, 大豆疫霉菌, T-DNA插入突变体
刘秋萍, 曹华, 姚茂金, 马英, 邓斌生, 权军利, 单卫星 (2010). 拟南芥与大豆疫霉菌的非寄主互作及一个感病突变体的
遗传分析. 植物学报 45, 548–555.
植物的非寄主抗病性是一种普遍的自然现象, 是
指一种植物的所有个体对某种病原菌所有个体都具
有的抗病性, 是一种广泛也极可能比较持久的抗病性
(Heath, 2000)。寄主植物的基因对基因抗病性一般是
指植物种内水平的主动抗病性, 是通过单个抗性(R)
基因直接或者间接识别由病原物无毒基因编码的效
应蛋白来实现的 (Flor, 1971; Jones and Dangl,
2006)。植物对病原物的这种主动抗病性也存在于种
或属的水平上(Heath, 2000), 这种寄主种或属水平
的抗病性也被归为非寄主抗病性。植物的许多非寄主
抗病性都涉及植物的主动防卫反应 (Hammond-
Kosack and Jones, 1996), 因此存在植物对病原物
的识别环节。
相对于在寄主R基因抗性方面取得的进展, 目前
对植物非寄主抗性的机制知之甚少 (Heath, 2000;
Mysore and Ryu, 2004)。植物非寄主抗病性的遗传
基础还不十分清楚, 已有的研究表明其遗传基础比较
多样。例如, 拟南芥(Arabidopsis thaliana)对假单胞
菌的丁香假单胞杆菌菜豆致病变种(Pseudomonas
syringae pv. phaseolicola)、烟草野火病菌(P. sy-
ringae pv. tabaci)和荧光假单胞菌(P. fluorescens)的
非寄主抗病基因NHO1(Lu et al., 2001)编码一个甘油
激酶(Kang et al., 2003); 拟南芥PEN1、PEN2和
PEN3等与非寄主抗病性相关的基因通过参与调控拟
南芥表皮细胞结构, 影响非寄主病原菌大麦白粉菌
(Blumeria graminis f. sp. hordei)对非寄主植物拟南
芥表皮细胞的穿透能力(Thordal-Christensen, 2003;
Collins et al., 2003; Stein et al., 2006)。此外, 非寄
主抗病性还被认为是由多个R基因同时识别多个来自
病原物的效应蛋白等激发子而产生的 (Jones and
Dangl, 2006)。
卵菌包括疫霉菌、霜霉菌和腐霉菌等, 是在进化
·研究报告·
刘秋萍等: 拟南芥与大豆疫霉菌的非寄主互作及一个感病突变体的遗传分析 549

上与真菌分属不同生物界的真核病原微生物(Kumar
and Rzhetsky, 1996; Baldauf et al., 2000), 给农业
生产造成了广泛的经济损失(Tyler et al., 2006)。其中
大豆疫霉菌(Phytophthora sojae)和致病疫霉菌(P.
infestans)由于其经济重要性, 已从遗传学、分子操
作、基因组学以及全基因组测序等方面开展了大量的
工作, 成为卵菌遗传学和生物学研究的模式种(Tyler,
2002; Tyler et al., 2006; Jiang et al., 2008; Haas et
al., 2009)。拟南芥作为模式植物, 除了早在2000年就
已完成全基因组测序外, 还积累了成熟、方便的研究
方法以及大量的遗传材料和基因组资源(Meinke et
al., 2008)。致病疫霉菌不能侵染拟南芥, 但是能诱发
主动防卫反应 , 如过敏反应和防卫基因的表达
(Vleeshouwers et al., 2000)。在疫霉菌中也分离到多
种诱发非寄主植物抗性反应的激发子(Ricci et al.,
1989; Nürnberger et al., 1994; Yu, 1995; Kamoun et
al., 1993, 1998)。因此, 拟南芥中可能存在调控对疫
霉菌非寄主抗病性的抗病基因, 以模式植物拟南芥和
卵菌模式种大豆疫霉菌为材料, 可望推动对植物与卵
菌类病原菌非寄主互作的遗传基础的认识。
本研究以大豆疫霉菌游动孢子接种离体叶片, 建
立拟南芥-大豆疫霉菌非寄主互作体系, 通过筛选一
个包含12 000个独立转化株系的化学诱导激活
(LexA-VP16-ER)的拟南芥T-DNA插入突变体库(Zuo
et al., 2000; 张建等 , 2005), 以期获得感病
突变体, 并阐明植物对卵菌的非寄主抗病性的遗传
基础。
1 材料与方法
1.1 拟南芥和疫霉菌
拟南芥(Arabidopsis thaliana L.) Columbia-0生态型
由本实验室保存, IGDB-XVE突变体由中国科学院遗
传与发育生物学研究所左建儒研究员惠赠。突变体库
由T3代种子组成, 包括12 000个独立的转化株系, 在
此研究中共筛选了近40 000个植株。大豆疫霉菌
(Phytophthora sojae)P6497菌系是其全基因组测序
用的模式菌系 (Tyler et al., 2006); 寄生疫霉菌
(P. parasitica)H1111菌系(ATCC MYA-141)分离自
烟草, 由澳大利亚国立大学Adrienne Hardham教授
惠赠。
1.2 拟南芥的种植及筛选
1.2.1 拟南芥的种植
拟南芥种子经4°C存放后, 直接播种于培养基质(含泥
炭、蛭石和珍珠岩等)中, 用保鲜膜覆盖并打孔, 置于
下述条件下培养: 23°C, 相对湿度25%, 16小时光照
/8小时黑暗和光照强度6 000 lx。3天后全部出苗, 揭
去保鲜膜。1周浇1次营养液(0.005 mol·L–1 KNO3,
0.002 5 mol·L–1 KH2PO4, 0.004 mol·L–1 MgSO4·
7H2O, 0.002 mol·L–1 Ca(NO3)2·4H2O)。大豆疫霉菌
培养基为CA培养基(胡萝卜培养基), 成分为5%(v/v)
的胡萝卜汁、0.1 g·L–1 CaCO3和20 mg·L–1 β-谷甾醇。

1.2.2 大豆疫霉菌游动孢子的制备
盐溶液配方: 1 L水中加入2 mL螯合液(10 mmol·L–1
Na2EDTA, 10 mmol·L–1 FeSO4·7H2O)、5 mL盐溶液
A(2 mol·L–1 Ca(NO3)2, 1 mol·L–1 KNO3)和5 mL盐溶
液B(0.8 mol·L–1 MgSO4)。
大豆疫霉菌P6497菌系用固体CA培养约1周, 用
刀片划成约5 mm × 5 mm的小块, 每10块左右放入1
个培养皿内, 液体培养3天, 用灭菌蒸馏水漂洗处理3
次, 然后加入盐溶液, 25°C培养。每隔3小时更换1次
盐溶液, 一天共更换4次, 然后放置过夜, 第2天换成
蒸馏水, 4°C处理30分钟, 25°C放置4–6小时, 释放游
动孢子备用。

1.2.3 大豆疫霉菌的接种
离体叶片接菌: 拟南芥播种后30–35天, 在其抽薹之
前进行大豆疫霉菌游动孢子接种鉴定。叶片背面朝上,
放于透明塑料托盘中, 用脱脂棉保湿叶柄, 托盘底部
铺上蒸馏水浸湿的滤纸。叶片背面用灭菌牙签划伤,
两道划痕对称, 分别位于主脉两侧, 长约3 mm。每个
伤口接菌10 μL、大约500个游动孢子的悬液。分别用
灭菌蒸馏水和寄生疫霉菌作为阴性和阳性对照。接菌
后将托盘用保鲜膜覆盖保湿, 于25°C、相对湿度为
60%的培养箱内黑暗培养过夜, 然后转入16小时光
照/8小时黑暗培养, 每天观察症状, 持续4–5天。
活体接菌: 对于用离体接菌方法筛选出来的突变
体, 种植其T6代植株。生长约25天时, 在整株上划伤
550 植物学报 45(5) 2010

约3–4片叶子(较小的叶子可以不划伤), 将游动孢子
悬液滴在叶片上。然后采取与上述相同的条件培养,
连续5天观察症状。

1.2.4 突变体的筛选
给每一株突变体编号, 用离体叶片接菌法筛选拟南芥
突变体。在第1次收集叶片后, 用5 μmol·L–1的17-β-
雌二醇喷施拟南芥, 6小时后第2次剪取叶子, 以同样
的方法接菌观察。共筛选了包含12 000个独立转化株
系的近40 000株拟南芥突变体。将筛选出来的可能感
病的突变体移植到较大的培养钵中, 继续培养并收取
种子。后代用同样的办法验证, 直至T6代。每一代突
变体植株选取感病较重的分单株收种。
1.3 发病叶片的细胞学观察
用大豆疫霉菌游动孢子接种候选感病突变体离体叶
片, 分别在接种后第1天和第2天将叶片进行台盼兰
染色, 显微镜下观察病菌的侵染和定殖情况。接菌
4–5天后, 病叶可直接用3%NaOH煮沸5分钟, 显微
观察卵孢子和 /或孢子囊的产生情况。具体操作方
法参考拟南芥实验手册 (Weigel and Glazebrook,
2002)。
1.4 探针设计及Southern杂交
T-DNA的长度约为4 500 bp, 根据T-DNA序列及常用
内切酶的酶切图谱选择内切酶及探针位置, 并设计引
物 (Forward, 5’-CCATGGAGCACCCGTTGTCACT-
3’; Reverse, 5’-ATCTCGTGATGGCAGGTTGGGC-
3’)。用CTAB法提取拟南芥突变体的基因组DNA, 并
作为模板扩增部分T-DNA区段。20 μL PCR反应体系中
包括13.3 μL ddH2O、2 μL 10×反应缓冲液、1.6 μL
dNTPs (2.5 mmol·L–1)、2 μL引物(Forward和Reverse
引物各1 μL) (10 μmol·L–1)、0.1 μL ExTaq-DNA聚合酶
(TaKaRa公司)(5 U·μL–1)和1 μL模板(50 ng·μL–1)。按照
以下反应程序扩增: 95°C预变性2分钟; 94°C变性30秒,
64°C退火45秒, 72°C延伸1分钟, 35个循环; 72°C延伸
10分钟。采用1.2%的琼脂糖凝胶电泳检测PCR扩增产
物, 凝胶回收扩增产物(天根公司凝胶回收试剂盒)并制
备探针。分别用BamHI和EcoRV过夜酶切基因组DNA,
然后转膜。转膜、探针制备以及杂交条件采用常规方法
(Sambrook and Russell, 2001)。
1.5 遗传杂交
按照拟南芥手册(Weigel and Glazebrook, 2002)中的
方法, 分别以筛选得到的感病突变体(581-51)为父本
和母本与野生型拟南芥进行遗传杂交, 收获、种植杂
交种子, 并进行大豆疫霉菌接菌实验, 观察F1代的抗
感病情况, 确定突变体变异性状的显隐性。收取F2代
的种子, 确定分离群体的抗感分离情况, 并根据抗感
分离比, 确定突变体变异性状是否由单基因控制。
2 结果与讨论
2.1 大豆疫霉菌与野生型拟南芥的互作
将大豆疫霉菌游动孢子(500–1 000个)划伤接种野生
型拟南芥(Columbia-0和Lansberg-0生态型)离体叶
片, 结果与阴性对照一样, 均无任何症状; 而寄生疫
霉菌却可使拟南芥叶片发病, 呈现出明显的水渍状病
斑(图1)。表明在本研究实验条件下大豆疫霉菌不能在
野生型拟南芥上侵染和定殖, 其互作关系属于非亲和
类型。
2.2 拟南芥感病突变体的筛选和鉴定
自然情况下大豆疫霉菌不能侵染野生型拟南芥, 拟南
芥是大豆疫霉菌的非寄主植物。由于疫霉菌侵染植物



图1 野生型拟南芥对大豆疫霉菌和寄生疫霉菌侵染的反应
图片显示野生型拟南芥(Columbia生态型)离体叶片接种约500
个游动孢子并保湿培养3天后的反应。1, 2: 寄生疫霉菌; 3: 大
豆疫霉菌; 4: 接水对照

Figure 1 Infection of Arabidopsis thaliana by Phytophthora
parasitica and P. sojae
The detached leaves of wild-type Arabidopsis thaliana (eco-
type Columbia) were inoculated with 500 zoospores and
incubated for 3 days. 1, 2: Phytophthora parasitica; 3: P.
sojae; 4: Inoculation of detached leaves by water control
刘秋萍等: 拟南芥与大豆疫霉菌的非寄主互作及一个感病突变体的遗传分析 551

发病很快, 一般在接菌后的48小时左右即可产生明
显的病斑, 而包括拟南芥在内的许多植物的离体叶片
在适当的保湿和光照条件下, 1周内仍可保持较高的
生理活性。
用大豆疫霉菌游动孢子划伤接种拟南芥离体叶
片 , 从包含约 12 000个T-DNA插入突变体的近
40 000个单株中, 获得一系列对大豆疫霉菌感病的
拟南芥突变体, 其中既有功能缺失型又有获得型的。
一株编号为581-51的功能缺失型突变体, 感病性状
明显, T3–T6代植株均稳定表现感病。581-51突变体离
体叶片在大豆疫霉菌游动孢子接种24小时内没有明
显的症状; 48小时后, 叶片出现轻微的发黄和水渍状
病斑, 并且集中在接菌处; 接菌72小时后, 叶片变黄,
水渍状病斑扩展到大部分或整个叶片。接菌24–48小
时内可观察到吸器的形成。接菌4–5天后, 在发病叶
片上检测到大量的卵孢子和孢子囊。在较潮湿的条件
下孢子囊产生较多。野生型拟南芥对照在培养期间始
终表现为绿色, 没有任何发病症状。对感病突变体
581-51从T3–T6连续4代接菌, 结果一致, 感病性状十
分稳定(图2)。
水渍状病斑的产生和病菌吸器的形成说明大豆
疫霉菌与拟南芥581-51突变体的互作是高度亲和的,
进一步确认了581-51突变体的感病特性。植物对病原



图2 拟南芥突变体581-51对大豆疫霉菌的感病性状表现稳定
(A)–(D)分别代表拟南芥突变体581-51的T3–T6代植株, 每组的
第1片叶为野生型拟南芥(Columbia生态型)对照, 其余4片为突
变体离体叶片。

Figure 2 Arabidopsis thaliana mutant 581-51 showed the
stable disease susceptibility to the infection of Phytophthora
sojae
(A)–(D) represent T3–T6 progeny of Arabidopsis thaliana
mutant 581-51, respectively. The first leaf in each group was
the wild-type A. thaliana (ecotype Columbia) control and the
remaining four were detached leaves of mutant.
菌的非寄主抗病性往往被认为是由多基因控制的性
状, 因此长期以来是研究的难点。对大豆疫霉菌丧失
抗性的拟南芥突变体的成功获得, 说明通过突变体筛
选寻找非寄主植物抗病性相关基因, 系统研究植物对
卵菌的非寄主抗性机制是可行的。
2.3 感病突变体581-51的活体接菌测试
为进一步验证突变体581-51的感病性状, 用大豆疫
霉菌游动孢子对其整株活体植物进行了接菌测试。结
果表明(图3), 接菌48小时后野生型拟南芥没有表现
任何感病症状, 而突变体581-51叶片发黄, 并出现明
显的水渍状病斑; 接菌72小时后, 突变体581-51整株
变黄, 变软萎蔫并最终枯死, 而野生型拟南芥只有部
分叶片发黄, 生命力仍然旺盛。
2.4 大豆疫霉菌侵染突变体581-51过程的细胞学
观察
用大豆疫霉菌游动孢子接种突变体581-51离体叶片,
1–2天后, 观察到吸器的形成(图4A), 且其有时分布
较为密集。接种3–5天后在染病组织内可见卵孢子产
生(图4B), 在染病组织表面产生孢子囊(图4C)。
2.5 突变体581-51的Southern杂交分析
根据T-DNA区段的限制性内切酶图谱和设计的探针



图3 拟南芥突变体581-51的整株大豆疫霉菌接菌测试

Figure 3 Whole plant inoculation of the Arabidopsis thaliana
mutant 581-51 by Phytophthora sojae zoospores
552 植物学报 45(5) 2010



图4 大豆疫霉菌侵染拟南芥突变体581-51过程的细胞学观察
(A) 接种大豆疫霉菌游动孢子1–2天后, 染病组织中病菌产生
吸器类结构(如箭头所示); (B) 接种大豆疫霉菌游动孢子4天后
染病组织中形成的卵孢子(箭头所示); (C) 接种大豆疫霉菌游动
孢子4天后染病组织中形成的孢子囊(箭头所示)。Bar=50 μm

Figure 4 Microscopic characterization of Arabidopsis
thaliana mutant 581-51 inoculated with Phytophthora sojae
(A) Haustoria-like structures (arrows) formed in the infested
plant tissues 1–2 d post inoculation with P. sojae zoospores;
(B) Oospore (arrow) formed in the diseased tissues 4 d post
inoculation with P. sojae zoospores; (C) Sporangium (arrow)
formed in the diseased tissues 4 d after inoculation with P.
sojae zoospores. Bar=50 μm




图5 拟南芥突变体581-51的Southern杂交分析
(A) 突变体581-51基因组DNA的杂交结果 1–4和5–8分别为
BamHI和EcoRV酶切, 基因组DNA用量分别为4、3.5、3.5和3
μg; 箭头示杂交形成的4条带; (B) 未经酶切的拟南芥基因组
DNA 1: 突变体581-51; 2: 野生型拟南芥(Columbia生态型)

Figure 5 Southern blot analysis of Arabidopsis thaliana
mutant 581-51
(A) Genomic DNA of mutant 581-51 (4, 3.5, 3.5 and 3 μg)
was digested with BamHI (lanes 1–4) and EcoRV (lanes
5–8), respectively. Arrows indicated the four hybridizing
bands; (B) Undigested Arabidopsis genomic DNA, 1: Mutant
581-51; 2: Wild type (ecotype Columbia)


序列(621 bp), 用BamHI酶切拟南芥突变体581-51的
基因组DNA, 通过Southern杂交可确定T-DNA插入
的拷贝数, 而EcoRV酶切和探针杂交组合应该是1条
带。为防止酶切不完全导致假阳性杂交条带的出现,
对不同量的突变体基因组DNA进行酶切处理。杂交结
果表明(图5), BamHI酶切与杂交探针组合呈现4条杂
交带, 而EcoRV酶切后的杂交结果都呈现1条带, 因
此判断基因组酶切彻底, 并且此突变体含有至少4个
拷贝的T-DNA插入。
2.6 突变体581-51的遗传分析
将突变体581-51与野生型拟南芥杂交, 共获得80粒
F1代种子。用大豆疫霉菌游动孢子接菌测试, 全部表
现抗病(图6A), 表明581-51属于隐性细胞核基因突
变。一共种植了4个F2代群体, 分别来自不同的F1代单
株, 抗感性状表现分离(图6B)。如果此突变确是一个



图6 拟南芥感大豆疫霉菌突变体581-51的遗传分析
(A) 野生型拟南芥与突变体581-51杂交F1代的接菌测试结果
1: 野生型拟南芥(Columbia生态型); 2, 3: 以突变体581-51为
母本的F1代; 4, 5: 以野生型拟南芥为母本的F1代; (B) 野生型
拟南芥与突变体581-51杂交F2代的接菌测试结果 1: 野生型
拟南芥(Columbia生态型); 2, 3: F2代中表现感病的植株; 4, 5:
F2代中表现抗病的植株

Figure 6 Genetic analysis of Arabidopsis thaliana mutant
581-51 susceptible to Phytophthora sojae infection
(A) The infection assay of F1 progeny derived from cross
between the wild-type A. thaliana and mutant 581-51 by in-
oculation with P. sojae zoospores. 1: Wild-type A. thaliana
(ecotype Columbia); 2, 3: F1 progeny derived from the cross
between wild-type pollen and 581-51 carpel; 4, 5: F1 progeny
derived from the cross between 581-51 pollen and wild-type
carpel; (B) The infection assay of F2 progeny derived from
cross between the wild-type A. thaliana and mutant 581-51 by
inoculation with P. sojae zoospores. 1: Wild-type A. thaliana
(ecotype Columbia); 2, 3: F2 progeny susceptible to P. sojae;
4, 5: F2 progeny resistant to P. sojae
刘秋萍等: 拟南芥与大豆疫霉菌的非寄主互作及一个感病突变体的遗传分析 553

表1 拟南芥突变体581-51与野生型杂交F2代对大豆疫霉菌的
抗感分离结果
Table 1 Segregation of resistance and susceptibility of F2
populations derived from the cross between wild-type Arabi-
dopsis thaliana and mutant 581-51 to Phytophthora sojae
infection
R: 抗病株数; S: 感病株数; x2检验显示, 在置信水平为0.05时,
x2值都小于x20.05(3.84), 4个F2代群体的抗感分离比都没有偏离
预期值(3:1)。
R: The number of resistant plants; S: The number of suscep-
tible plants; Chi-square value showed that the observed re-
sistance-to-susceptibility ratios of the four F2 populations did
not deviate significantly from the expected ratio (3:1) because
all the values were smaller than the x20.05 value (3.84).


隐性突变, 那么F2代的抗病与感病植株比例应为3:1,
结果显示抗感分离4个群体的x2值都小于x20.05, 均符
合3:1的分离比例(表1), 因此判断单个隐性突变的假
设成立, 即突变体581-51的感病性状是由单个隐性
突变基因造成的。初步的遗传分析和分子生物学鉴定
也表明此基因不同于已知的非寄主抗性相关基因。已
有研究结果表明植物对病原菌的非寄主抗病性的遗
传基础比较多样, 通过分离鉴定不同类型的非寄主抗
性相关基因, 有助于全面认识植物的非寄主抗病性。
由基因对基因这类主动抗性介导的植物抗病性
被广泛应用于主要农作物的病害防控和可持续生产
中, 然而这类抗性基因只对含有特定无毒基因的病原
菌起作用, 病原菌可以通过一系列变异途径避免被植
物识别, 因此其抗病性丧失的问题十分突出。尤其在
农业生产中, 作物对卵菌类病原菌的抗病性丧失问题
更加严重。例如马铃薯(Solanum tuberosum)中目前
已知的介导对致病疫霉菌抗性的11个R基因已全部
丧失抗性(赵志坚等, 2008)。晚疫病始终是马铃薯生
产中最主要的病害, 因此寻找新的抗病基因在诸如马
铃薯等重要作物的可持续生产中显得十分迫切。非寄
主抗病性被认为是比较持久的抗病性, 在农业上有广
泛的应用前景 (Heath, 2000; Mysore and Ryu,
2004)。然而, 有关植物对卵菌类病原菌的非寄主抗
病性遗传基础的研究十分有限, 本研究建立的拟南芥
-大豆疫霉菌互作系统可望推动植物与卵菌类病原菌
非寄主互作的研究。
致谢 拟南芥XVE诱导型标记激活突变体库由中国
科学院遗传与发育生物学研究所提供, 特此致谢。
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Beynon J, Boevink PC, Bollmann SR, Bos JI, Bulone V,
Cai G, Cakir C, Carrington JC, Chawner M, Conti L,
Costanzo S, Ewan R, Fahlgren N, Fischbach MA,
Fugelstad J, Gilroy EM, Gnerre S, Green PJ, Gren-
ville-Briggs LJ, Griffith J, Grunwald NJ, Horn K, Horner
NR, Hu CH, Huitema E, Jeong DH, Jones AM, Jones JD,
Jones RW, Karlsson EK, Kunjeti SG, Lamour K, Liu Z,
Ma L, Maclean D, Chibucos MC, McDonald H, McWal-
ters J, Meijer HJ, Morgan W, Morris PF, Munro CA,
ONeill K, Ospina-Giraldo M, Pinzon A, Pritchard L,
Ramsahoye B, Ren Q, Restrepo S, Roy S, Sadanan-
dom A, Savidor A, Schornack S, Schwartz DC, Schu-
mann UD, Schwessinger B, Seyer L, Sharpe T, Silvar C,
Song J, Studholme DJ, Sykes S, Thines M, van de
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1 78 54 24 1.384 6
2 87 64 23 0.095 8
3 84 62 22 0.063 5
4 79 57 22 0.341 8
554 植物学报 45(5) 2010

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刘秋萍等: 拟南芥与大豆疫霉菌的非寄主互作及一个感病突变体的遗传分析 555

Nonhost Interaction of Phytophthora sojae and Arabidopsis
thaliana and Genetic Analysis of a Susceptible Mutant
Qiuping Liu1, 4, Hua Cao2, 4, Maojin Yao3, 4, Ying Ma3, 4, Binsheng Deng3, 4, Junli Quan4, Weixing Shan1, 4*
1College of Plant Protection, Northwest A & F University, Yangling 712100, China; 2College of Life Sciences, Northwest A & F
University, Yangling 712100, China; 3College of Agronomy, Northwest A & F University, Yangling 712100, China; 4Shaanxi
Key Laboratory of Molecular Biology for Agriculture, Northwest A & F University, Yangling 712100, China
Abstract Phytophthora sojae and Arabidopsis thaliana were used in this study as a nonhost plant-oomycete interaction
system to investigate the genetic basis of nonhost resistance against oomycete pathogens in plants. A collection of more
than 40 000 T3 A. thaliana T-DNA mutant plants representing 12 000 independent insertion lines were screened by in-
oculating detached leaves with P. sojae zoospores, and the susceptible mutant was re-confirmed by pathogen inoculation
and cytological characterization. A number of P. sojae-susceptible A. thaliana mutants were successfully obtained, and
one of them, mutant 581-51, was shown to be stably susceptible to P. sojae infection. Water-soaked lesions formed on
the detached leaves within 3 days, as did oospores and sporangia 4–5 days after inoculation with P. sojae zoospores.
Cytological characterization revealed the formation of haustoria-like structures. Southern analysis showed the presence of
four T-DNA insertion events in the mutant. Genetic analysis indicated that the susceptibility to infection by the nonhost
pathogen P. sojae in the mutant 581-51 was likely controlled by a single recessive gene.
Key words Arabidopsis thaliana, nonhost disease resistance, oomycetes, Phytophthora sojae, T-DNA insertional mu-
tants
Liu QP, Cao H, Yao MJ, Ma Y, Deng BS, Quan JL, Shan WX (2010). Nonhost interaction of Phytophthora sojae and
Arabidopsis thaliana and genetic analysis of a susceptible mutant. Chin Bull Bot 45, 548–555.
———————————————
* Author for correspondence. E-mail: wxshan@nwsuaf.edu.cn

(责任编辑: 刘慧君)