全 文 ：植物学报 Chinese Bulletin of Botany 2014, 49 (3): 254–261, www.chinbullbotany.com
doi: 10.3724/SP.J.1259.2014.00254
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收稿日期: 2013-03-29; 接受日期: 2013-09-29
基金项目: 国家自然科学基金(No.31170271, No.31101023)
* 通讯作者。E-mail: xzhang@henu.edu.cn
PHOT2介导拟南芥下胚轴向光弯曲调节子的筛选与鉴定
赵翔, 王琳丹, 李园园, 赵青平, 张骁*
棉花生物学国家重点实验室/植物逆境生物学重点实验室/河南大学生命科学学院, 开封 475004
摘要 向光素(PHOT1和PHOT2)功能冗余调节单侧强蓝光诱导的拟南芥(Arabidopsis thaliana)黄化苗下胚轴向光弯曲表
现功能冗余, 限制了人们对PHOT2信号转导机制的深入研究。通过化学诱变剂甲基磺酸乙酯(EMS)诱变拟南芥phot1突变
体, 避开PHOT1基因的干扰, 寻找PHOT2下游信号分子。研究结果表明, 已成功筛选到1株遗传稳定的下胚轴向蓝光不弯
曲突变体。遗传分析结果显示, 该突变体可能是PHOT2下游信号分子突变, 将其命名为p2sa1(phototropin2 signaling
associated1)。用100 μmol·m–2·s–1强蓝光单侧照射, phot1p2sa1下胚轴向光弯曲缺失, 呈现phot1phot2双突变的表型, 然
而phot1p2sa1在强蓝光下叶绿体避光正常, 明显不同于phot1phot2。实验证实P2SA1可能位于PHOT2的下游, 参与调节
PHOT2介导的拟南芥下胚轴向光弯曲反应。
关键词 拟南芥, 蓝光, 下胚轴向光弯曲, 突变体筛选
赵翔, 王琳丹, 李园园, 赵青平, 张骁 (2014). PHOT2介导拟南芥下胚轴向光弯曲调节子的筛选与鉴定. 植物学报 49,
254–261.
光是一个重要的环境因子, 其对固生植物调控主
要体现在作为能量源参与植物光合作用和作为信号
被植物所感受以调控植物的生长周期和优化光捕获
等(de Carbonnel et al., 2010)。其中, 单侧蓝光诱导
的向光弯曲可优化植物茎叶的最佳生长取向, 捕获合
适的光源 , 这一现象已引起植物学家的广泛关注
(Takemiya et al., 2005) 。 蓝 光 受 体 向 光 素
(phototropin)的发现为深入认识蓝光依赖向光弯曲的
信号转导机制提供了新的途径。该受体蛋白(PHOT1
和PHOT2)的C末端含有Ser/Thr蛋白激酶区域(Huala
et al., 1997), N端含有与FMN结合且对光照、氧气及
电压差敏感的2个LOV (light, oxygen, voltage)区(调
节激酶活性 )(Demarsy and Fankhauser, 2009)。
PHOT1和PHOT2不仅调节植物的向光弯曲(Sakai et
al., 2001), 而且调节气孔运动 (Kinoshita et al.,
2001)、叶绿体移动反应(Kagawa et al., 2001)以及叶
片伸展(de Carbonnel et al., 2010)等诸多生理过程,
以增加光捕获或降低光伤害, 优化植物在极弱或极强
光逆境下的生长(Kasahara et al., 2002; Takemiya et
al., 2005)。但其调控作用的分子机制并不清楚。
遗传分析显示, PHOT1和PHOT2对蓝光诱导的
植物诸多生理反应的调节表现出功能冗余的特性
(Inoue et al., 2010), 但有些生理反应仅受PHOT1或
PHOT2单独调节。如PHOT1对高光下LHCB和RBCL
等基因转录的特异性调节 (Folta and Kaufman,
2003); PHOT2对叶绿体避光运动的调节(Kagawa et
al., 2001)。目前, 关于PHOT1和PHOT2共同或专一
介导蓝光诱导的植物诸多生理反应的机制并不清楚。
蓝光引起PHOT1或PHOT2丝氨酸残基自磷酸化是开
启植物蓝光反应的普遍步骤(Inoue et al., 2008; Sul-
livan et al., 2008)。推测植物可能通过不同组织或细
胞表达不同向光素激酶底物或存在与向光素互作蛋
白, 以实现其对不同生理反应的差异调控。然而, 目
前仅有 2个向光素激酶底物、生长素转运蛋白
(ATP-BINDING CAS-SETTE B19, ABCB19)和光敏
色素作用激酶底物 (PHYTOCHROME KINASE
SUBSTRATE, PKS4)被鉴定。磷酸化已被证实可导
致底物ABCB19和PKS4钝化(Christie et al., 2011;
Demarsy et al., 2012)。
PHOT1和PHOT2调节植物向光弯曲 , 其中
·研究报告·
赵翔等: PHOT2介导拟南芥下胚轴向光弯曲调节子的筛选与鉴定 255
PHOT1可调节较宽范围的蓝光引起的拟南芥
(Arabidopsis thaliana)下胚轴向光弯曲; 而PHOT2仅
介导强蓝光诱导的下胚轴向光弯曲 (Sakai et al.,
2001)。该现象既体现PHOT1和PHOT2功能冗余性,
又表现其作用的特异性。目前, 关于PHOT1介导弱蓝
光引起的下胚轴弯曲较为明确, 即PHOT1感受弱蓝
光后, 与其下游的信号蛋白NPH3(Motchoulski and
Liscum, 1999)、RPT2(Inada et al., 2004)和PKS1
(Lariguet et al., 2006)相互作用, 调控生长素输入载
体PIN1和输出载体AUX1(Blakeslee et al., 2004;
Stone et al., 2008)的活性及定位, 引起生长素在下
胚轴中不对称分布, 导致植物向光弯曲。虽已证明
NPH3和RPT2也参与PHOT2介导强蓝光诱导的下胚
轴向光弯曲调节(Sakai et al., 2000; Inada et al.,
2004), 但并未检测到NPH3和RPT2与PHOT2发生
体内互作(Inada et al., 2004; Lariguet et al., 2006)。
Tseng和Briggs(2010)发现RCN1(蛋白磷酸酶2A的
A1亚基)可与PHOT2蛋白特异互作, 负调节PHOT2
介导的向光弯曲, 但并不与PHOT1互作。由此推测,
PHOT1和PHOT2可能采用不同的信号传递载体实现
其功能互补。由于这种功能互补性, 限制了人们对
PHOT2信号转导的研究。Ohgishi等(2004)采用基因
芯片技术分析发现PHOT2蛋白引起6个基因表达上
调。因此, 进行强蓝光下PHOT2下游基因的筛选与功
能鉴定, 将为揭示PHOT2调节强蓝光诱导的下胚轴
弯曲机理提供有价值的信息。
1 材料与方法
1.1 植物材料的诱变和培养
拟南芥(Arabidopsis thaliana L.)生态型除用于图位克
隆的Landsberg(Ler)野生型外, 其余均为Columbia-0
生态型(gl1), 作为野生型对照。拟南芥突变体(phot1
(phot1-5)、phot2(phot2-1)和phot1phot2 (phot1-5ph-
ot2-1))种子由 Shimazaki(日本九州大学 )惠赠
(Kagawa et al., 2001; Doi et al., 2004)。
以拟南芥phot1突变体为材料进行诱变。称取1.5
g (约70 000粒)phot1种子, 用双蒸水浸泡6–8小时,
放入含0.4%(v/v)甲基磺酸乙酯(EMS)的100 mmol·L–1
磷酸缓冲液(pH7.5)中, 封口后在水浴(25 °C)振荡器
上振荡8小时。用双蒸水漂洗种子10–15次, 每次10
分钟。将洗净的拟南芥种子(M1)放在滤纸上进行干燥
处理 , 然后点种于0.6%MS培养基 , 置于4°C春化3
天, 在22°C、光暗周期为16小时光照/8小时黑暗、光
照强度为90 μmol·m–2·s–1的温室中培养2周, 再均匀
移种于混有蛭石的营养土中(蛭石与营养土的体积比
为3:1)。每株周缘间隔大约1 cm。在温室(18–22°C,
光照强度为100 μmol·m–2·s–1, 光暗周期为16小时光
照/8小时黑暗, 相对湿度为65%)中继续培养。大约8
周后 , 用直径为0.5 mm的小孔筛子对成熟的种子
(M2)进行采收, 干燥2周后备用。
1.2 突变体的筛选及遗传分析
将拟南芥M2种子点种于0.6%MS培养基, 4°C春化3天,
进行暗处理黄化4天。将拟南芥黄化幼苗移入0.8% MS
培养基中, 使其下胚轴与根都紧贴在培养基的表面,
排成2行, 进行强蓝光(100 μmol·m–2·s–1)单侧处理。通
过观察处理后的M2幼苗下胚轴向光弯曲情况, 筛选出
下胚轴向光不弯曲的疑似突变体, 将其移出并继续培
养, 待单株收获种子后进行遗传和生理分析。
突变体遗传分析参照赵孝亮等(2011)的方法。以
phot1p2sa1突变体为母本 , 分别与phot1父本和
WT(Landsberg生态型)父本进行回交和杂交得到F1
代, F1代自交后产生群体F2。将F2点种在含有0.6%琼
脂的MS培养基上, 4°C春化3天后暗处理黄化4天, 将
其移入0.8%MS培养基中, 进行强蓝光(100 μmol·
m–2·s–1)单侧处理。观察下胚轴向光弯曲与不弯曲的
比例, 以确定其遗传特性。
1.3 下胚轴向光弯曲度测量
下胚轴向光弯曲度的测量参照Zhao等(2013)的方法。
取黄化4天、长约5–8 mm的拟南芥幼苗, 用镊子小心
移入0.8%MS培养基中, 排成2行, 使下胚轴与根部
都紧贴在培养基表面, 垂直放于23°C暗室, 水平单侧
蓝光或红光处理12小时。用数码相机照相。用电子软
件E-尺测量弯曲度数。实验重复3–5次, 统计数据的
平均值。实验数据用t-检验进行差异显著性分析。
1.4 远红外成像分析
远红外成像分析参照刘浩等(2010)的方法。远红外热
成像仪(Therma CAM SC3000, 美国)配备320×240
PtSi探测器, 在室温下温度分辨率小于0.03°C, 安装
256 植物学报 49(3) 2014
在距叶片35–45 cm的高度, 同时与监视器连接, 以
获得可视的植物热成像。用远红外热成像仪对生长2
周的拟南芥gl1、phot1、phot1p2sa1和phot1phot2
幼苗进行叶面温度检测。拍摄的热成像图保存在
PMCIA存储卡中。通过计算机用仪器所配热成像处
理程序对热成像、面积和温度频度分布直方图进行分
析处理。
1.5 叶绿体避光运动测定
取生长3–4周的gl1、phot1、phot1p2sa1和phot1
phot2未抽薹的幼苗, 进行充分暗处理12小时。取叶
片放入装有缓冲液的小盘中。以黑暗处理为对照, 用
800 μmol·m–2·s–1强光照射叶片30分钟后, 放入装有3
mL蒸馏水的注射器, 反复抽真空, 以除去叶肉细胞间
隙的空气, 直至叶片呈半透明状态(Doi et al., 2004)。
将撕去下表皮后的叶片制成临时装片, 在10×40倍倒
置显微镜下观察、拍照叶肉细胞中的叶绿体。
2 结果与讨论
2.1 PHOT2介导拟南芥下胚轴向光弯曲下游调节
子筛选条件的确立
用不同强度的单侧蓝光照射12小时 , 野生型gl1和
phot1、phot2、phot1phot2突变体下胚轴弯曲度变化
如图1所示。结果显示, 随着光照强度的增加, 野生型
gl1和phot2弯曲度无明显差异。而在10 μmol·m–2·s–1
单侧蓝光照射下, phot1下胚轴的弯曲度仅为18°, 几
乎不弯曲, 但随光照强度的增加, 弯曲度逐渐增加,
在100 μmol·m–2·s–1蓝光照射时, 达到最大值, 此时,
phot1弯曲度明显大于野生型 gl1和 phot2突变体
(P<0.01)。phot1phot2双突变体表现为对蓝光不敏感。
除光照强度对下胚轴向光弯曲有影响外, 实验结
果显示, 随着蓝光照射时间的延长, phot1突变体向
光弯曲角度也随之增大(图2)。用单侧100 μmol·m–2·
s–1蓝光照射4小时, phot1黄化苗下胚轴向光弯曲度
并无明显变化 ; 持续照射8小时 , 其平均弯曲度为
72.11°。而当用单侧蓝光持续照射phot1黄化苗12小
时后, 其下胚轴向光弯曲度最为明显, 平均弯曲度为
87.48°。继续增加光照时间, 黄化苗下胚轴向光弯曲
度不再增加。


图1 单侧蓝光照射下拟南芥gl1、phot1、phot2和phot1
phot2下胚轴向光弯曲度

Figure 1 Analysis of hypocotyl phototropic curvature of
Arabidopsis gl1, phot1, phot2, and phot1phot2 in re-
sponse to unilateral blue light at the indicated fluence
rates



图2 单侧蓝光(100 μmol·m–2·s–1)照射拟南芥gl1、phot1、
phot2和phot1phot2下胚轴向光弯曲度的时间依赖性

Figure 2 Analysis of hypocotyl phototropic curvature of
Arabidopsis gl1, phot1, phot2, and phot1phot2 exposed to
unilateral 100 μmol·m–2·s–1 blue light in different time


基于此, 我们以光照强度为100 μmol·m–2·s–1的单侧
蓝光、持续照射12小时为拟南芥黄化苗下胚轴向光弯
曲缺失突变体的筛选条件。

赵翔等: PHOT2介导拟南芥下胚轴向光弯曲调节子的筛选与鉴定 257
2.2 PHOT2介导拟南芥下胚轴向光弯曲下游调节
子的筛选与鉴定
筛选条件确立后, 考虑到PHOT1和PHOT2功能冗余
调节拟南芥下胚轴向光弯曲生长, 为避开PHOT1基
因的干扰, 寻找PHOT2下游信号分子, 我们以phot1
突变体(遗传背景为Columbia生态型)为材料, 利用
0.3%EMS(甲基磺酸乙酯)诱变种子, 种下自交一代
后得到M2代。从约80 000粒M2代种子中初步筛选出
在100 μmol·m–2·s–1单侧蓝光照射12小时下弯曲情况
与phot1存在明显不同的突变体1株(图3A)。随后将其
单株收种, 再次进行表型验证, 依然表现出对强蓝光
刺激黄化苗下胚轴向光不弯曲的表型(图3B)。
将疑似突变体与phot1回交, F2出现下胚轴弯曲
和不弯曲表型分离比为 3.04:1(接近 3:1)。而与
WT(Landsberg生态型)杂交 , F2出现表型分离比为
8.65:1(接近9:1)(表1)。暗示该突变体向强蓝光不弯
曲, 可能是除PHOT1基因突变外, 由单基因隐性突
变引起。该基因可能位于PHOT2下游参与调节拟南
芥下胚轴向光弯曲反应。该突变体被命名为
p2sa1(phototropin2 signaling associated1)。鉴于该
突变体是在phot1突变体背景下筛选获得, 因此更名
为phot1p2sa1。
2.3 突变体phot1p2sa1下胚轴向光弯曲验证及
叶绿体运动表型分析
强蓝光(100 μmol·m–2·s–1)单侧照射下胚轴向光弯曲
度比较结果显示, phot1黄化苗下胚轴向光弯曲正常,
phot1p2sa1双突变体下胚轴向光不弯曲 , 呈现
phot1phot2双突变的表型(图4)。然而phot1p2sa1强
蓝光刺激叶绿体避光正常(图5C), 类似于野生型和
phot1(图5A, B), 明显不同于phot1phot2(图5D)。以
上结果暗示突变基因并非PHOT2基因 , 可能位于
PHOT2的下游调节子, 特异调节拟南芥黄化苗下胚
轴向光弯曲反应。
2.4 突变体phot1p2sa1远红外叶温成像分析
将突变体phot1、phot1p2sa1、phot1phot2与野生型
(gl1)一同播种于正常的MS培养基上。待幼苗长出4–6
片真叶时, 将二者移栽到同一个盘中, 待生长2周后
进行远红外成像观察(图6)。远红外成像(图6B)显示,


图3 PHOT2介导拟南芥下胚轴向光弯曲下游调节子的筛选
(A) 初步筛选; (B) 遗传分析

Figure 3 Isolation of regulator involved in PHOT2-
mediated phototropism of hypocotyls in Arabidopsis
(A) Preliminary isolation; (B) Genetic analysis


突变体phot1p2sa1的叶面温度明显低于phot1、
phot1phot2与gl1, 比phot1和phot1phot2低1°C。
2.5 讨论
植物向光弯曲反应可保证植物以最佳方式获得光源,
而向光素所介导的蓝光反应起重要作用, 但其信号转
导机制及新的信号成分的确定亟待破解。特别是向光
素(PHOT1和PHOT2)调节蓝光诱导的拟南芥下胚轴
向光弯曲、气孔运动和抑制胚轴生长等生理过程表现
功能冗余, PHOT1可能促进了PHOT2调节的PLC途
径, 引起叶肉细胞内Ca2+浓度增加(Harada and Shi-
mazaki, 2007), 而PHOT2部分地抑制PHOT1介导的
拟南芥叶片延展生长(Carbonnel et al., 2010)。目前,
虽已证明向光素PHOT1可能通过桥联蛋白NPH3、
RPT2与PKS1(Lariguet et al., 2006)相互作用, 影响

258 植物学报 49(3) 2014
表1 突变体杂交遗传分析
Table 1 Genetic analysis of mutant
F1 F2 Cross
WT Mutant WT Mutant
Total X2
phot1 × mutant 443 0 663 218 881 0.06
WT × mutant 379 0 925 107 1 032 0.15





图4 拟南芥phot1、phot1p2sa1和phot1phot2突变体下胚
轴的向光弯曲性
(A) 生长3天的phot1、phot1p2sa1和phot1phot2黄化苗, 用
强蓝光(100 μmol·m–2·s–1)照射12小时的弯曲生长表型; (B)
弯曲度的测量统计结果 , 数据来自3次独立实验 , 统计
30–50个苗

Figure 4 Analysis of hypocotyl phototropic curvature in
phot1, phot1p2sa1, and phot1phot2 mutants of Arabidop-
sis
(A) Pictures were taken from 3-day-old etiolated seedlings
of phot1, phot1p2sa1 and phot1phot2 grown on same
vertical plates and exposed to blue light (BL) illumination
at a fluence rate of 100 μmol·m–2·s–1 for 12 h; (B) Photo-
tropic curvature was measured as a change in hypocotyl
angle as determined from analysis of stacked images
captured. The values are the average of three indepen-
dent experiments (30–50 measurements each) with SDs.

生长素输入载体PIN1和输出载体AUX1的再定位, 促
使生长素不对称分布(Liscum and Reed, 2002; Ta-
tematsu et al., 2004; Esmon et al., 2006), 但其具体
作用机制并不清楚。ABCB19(生长素外流转运子)基
因的发现, 可能搭起了联系向光素与生长素之间的桥
梁(Christie et al., 2011)。但遗憾的是, 该蛋白作为向
光素的作用底物仅受PHOT1磷酸化调节, 不能解释
PHOT2调节下胚轴向光弯曲的机制。虽已证明在强
蓝光下NPH3、RCN1参与PHOT2介导的下胚轴向光
弯曲调节, 但是由于PHOT1和PHOT2功能存在互补
性, 限制了人们对PHOT2下游信号分子及其转导途
径的认识。
为此, 我们以拟南芥phot1突变体为材料, 通过
EMS诱变筛选PHOT2下游调节因子, 避开PHOT1基
因的干扰。在phot1突变体的背景下, 我们成功筛选到
1个下胚轴对强蓝光单侧刺激不敏感突变体(图3A),
通过连续多代种植确定其能够稳定遗传(图3B)。该突
变体在强蓝光(100 μmol·m–2·s–1)单侧照射下, 其黄
化苗下胚轴向光不弯曲, 呈现phot1phot2双突变的表
型(图4), 然而其强蓝光刺激诱导的叶绿体避光运动
正常(图5C), 类似于野生型和phot1(图5A, B), 明显
不同于phot1phot2(图5D)。暗示该突变体并非PHOT2
基因突变, 可能是位于PHOT2的下游调节子发生突
变, 该调节子参与调节拟南芥黄化苗下胚轴向光弯曲
反应, 被命名为p2sa1(phototropin2 signaling asso-
ciated1)。鉴于该突变体是在phot1突变体的背景下获
得, 因此更名为phot1p2sa1。随后, 利用远红外成像
技术, 分析不同突变体叶面温度以衡量其蒸腾速率,
发现突变体phot1p2sa1的叶面温度明显低于phot1、
phot1phot2与gl1, 比phot1和phot1phot2低1°C(图
6B)。暗示基因P2SA1除参与拟南芥下胚轴向光弯曲
生长调节外, 可能也参与对气孔运动的调节。
本研究成功克隆P2SA基因, 并鉴定了该基因和
蛋白的结构与功能 , 进一步探讨其响应PHOT1和
赵翔等: PHOT2介导拟南芥下胚轴向光弯曲调节子的筛选与鉴定 259

图5 向光素介导的拟南芥叶绿体运动
(A)、(B)、(C)和(D)分别显示野生型(gl1)及phot1、phot1p2sa1和phot1phot2突变体叶绿体在叶肉细胞的分布情况

Figure 5 Distribution of chloroplasts in mesophyll cells mediated by phototropins
(A), (B), (C) and (D) showed the distribution of chloroplasts in mesophyll cells of wild type (gl1), phot1, phot1p2sa1, and
phot1phot2 leaves, respectively



图6 拟南芥突变体phot1p2sa1的红外成像
(A) 突变体phot1、phot1p2sa1、phot1phot2与野生型(gl1)幼苗的生长状况; (B) 远红外热图显示突变体phot1p2sa1叶面温
度低于phot1、phot1phot2与gl1, 比phot1和phot1phot2低1°C

Figure 6 Analysis of thermal picture in Arabidopsis phot1p2sa1 mutant
(A) Growing state of phot1, phot1p2sa1, phot1phot2, and wild type (gl1); (B) Thermal picture showed phot1p2sa1 had
lower leaf temperature than phot1, phot1phot2, and gl1, about 1°C lower than that of phot1 and phot1phot2


PHOT2差异机制, 构建PHOT2调节拟南芥下胚轴向
光弯曲信号转导模式。这将为揭示植物适应高光环境
的分子机制提供重要的理论基础。
参考文献
刘浩, 王棚涛, 安国勇, 周云, 樊丽娜 (2010). 拟南芥干旱相
关突变体的远红外筛选及基因克隆. 植物学报 45, 220–
225.
赵孝亮, 安国勇, 王鹏程, 白玲, 宋纯鹏 (2011). 拟南芥根生
长缺陷突变体rei1的分离和鉴定. 植物学报 46, 498–505.
Blakeslee JJ, Bandyopadhyay A, Peer WA, Makam SN,
Murphy AS (2004). Relocalization of the PIN1 auxin ef-
flux facilitator plays a role in phototropic responses. Plant
Physiol 134, 28–31.
Christie JM, Yang HB, Richter GL, Sullivan S, Thomson
CE, Lin JS, Titapiwatanakun B, Ennis M, Kaiserli E,
Lee OR, Adamec J, Peer WA, Murphy AS (2011). phot1
inhibition of ABCB19 primes lateral auxin fluxes in the
shoot apex required for phototropism. PLoS Biol 9,
e1001076.
de Carbonnel M, Davis P, Roelfsema MRG, Inoue S,
Schepens I, Lariguet P, Geisler M, Shimazaki K, Han-
garter R, Fankhauser C (2010). The Arabidopsis
PHYTOCHROME KINASE SUBSTRATE2 protein is a
phototropin signaling element that regulates leaf flattening
and leaf positioning. Plant Physiol 152, 1391–1405.
Demarsy E, Fankhauser C (2009). Higher plants use LOV
to perceive blue light. Curr Opin Plant Biol 12, 69–74.
260 植物学报 49(3) 2014
Demarsy E, Schepens I, Okajima K, Hersch M, Bergmann
S, Christie J, Shimazaki K, Tokutomi S, Fankhauser C
(2012). Phytochrome kinase substrate 4 is phosphory-
lated by the phototropin 1 photoreceptor. EMBO J 31,
3457–3467.
Doi M, Shigenaga A, Emi T, Kinoshita T, Shimazaki K
(2004). A transgene encoding a blue-light receptor, phot1,
restores blue-light responses in the Arabidopsis phot1
phot2 double mutant. J Exp Bot 55, 517–523.
Esmon CA, Tinsley AG, Ljung K, Sandberg G, Hearne
LB, Liscum E (2006). A gradient of auxin and auxin-
dependent transcription precedes tropic growth re-
sponses. Proc Natl Acad Sci USA 103, 236–241.
Folta KM, Kaufman LS (2003). Phototropin 1 is required for
high-fluence blue light-mediated mRNA destabilization.
Plant Mol Biol 51, 609–618.
Harada A, Shimazaki K (2007). Phototropins and blue
light-dependent calcium signaling in higher plants. Photo-
chem Photobiol 83, 102–111.
Huala E, Oeller PW, Liscum E, Han IS, Larsen E, Briggs
WR (1997). Arabidopsis NPH1: a protein kinase with a
putative redox-sensing domain. Science 278, 2120–2123.
Inada S, Ohgishi M, Mayama T, Okada K, Sakai T (2004).
RPT2 is a signal transducer involved in phototropic re-
sponse and stomatal opening by association with photo-
tropin 1 in Arabidopsis thaliana. Plant Cell 16, 887–896.
Inoue S, Kinoshita T, Matsumoto M, Nakayama KI, Doi M,
Shimazaki K (2008). Blue light-induced autophosphory-
lation of phototropin is a primary step for signaling. Proc
Natl Acad Sci USA 105, 5626–5631.
Inoue S, Takemiya A, Shimazaki K (2010). Phototropin
signaling and stomatal opening as a model case. Curr
Opin Plant Biol 13, 587–593.
Kagawa T, Sakai T, Suetsugu N, Oikawa K, Ishiguro S,
Kato T, Tabata S, Okada K, Wada M (2001). Arabidopsis
NPL1: a phototropin homolog controlling the chloroplast
high-light avoidance response. Science 291, 2138–2141.
Kasahara M, Kagawa T, Oikawa K, Suetsugu N, Miyao M,
Wada M (2002). Chloroplast avoidance movement re-
duces photodamage in plants. Nature 420, 829–832.
Kinoshita T, Doi M, Suetsugu N, Kagawa T, Wada M,
Shimazaki K (2001). phot1 and phot2 mediate blue light
regulation of stomatal opening. Nature 414, 656–660.
Lariguet P, Schepens I, Hodgson D, Pedmale UV, Tre-
visan M, Kami C, de Carbonnel M, Alonso JM, Ecker
JR, Liscum E, Fankhauser C (2006). PHYTOCHROME
KINASE SUBSTRATE 1 is a phototropin1 binding protein
required for phototropism. Proc Natl Acad Sci USA 103,
10134–10139.
Liscum E, Reed JW (2002). Genetics of Aux/IAA and ARF
action in plant growth and development. Plant Mol Biol 49,
387–400.
Motchoulski A, Liscum E (1999). Arabidopsis NPH3: a
NPH1 photoreceptor-interacting protein essential for
phototropism. Science 286, 961–964.
Ohgishi M, Saji K, Okada K, Sakai T (2004). Functional
analysis of each blue light receptor, cry1, cry2, phot1, and
phot2, by using combinatorial multiple mutants in Ara-
bidopsis. Proc Natl Acad Sci USA 101, 2223–2228.
Sakai T, Kagawa T, Kasahara M, Swartz TE, Christie JM,
Briggs WR, Wada M, Okada K (2001). Arabidopsis nph1
and npl1: blue light receptors that mediate both phototro-
pism and chloroplast relocation. Proc Natl Acad Sci USA
98, 6969–6974.
Sakai T, Wada T, Ishiguro S, Okada K (2000). RPT2: a
signal transducer of the phototropic response in Ara-
bidopsis. Plant Cell 12, 225–236.
Stone BB, Stowe-Evans EL, Harper RM, Celaya RB,
Ljung K, Sandberg G, Liscum E (2008). Disruptions in
AUX1-dependent auxin influx alter hypocotyl phototro-
pism in Arabidopsis. Mol Plant 1, 129–144.
Sullivan S, Thomson CE, Lamont DJ, Jones MA, Christie
JM (2008). In vivo phosphorylation site mapping and
functional characterization of Arabidopsis phototropin 1.
Mol Plant 1, 178–194.
Takemiya A, Inoue S, Doi M, Kinoshita T, Shimazaki K
(2005). Phototropins promote plant growth in response to
blue light in low light environments. Plant Cell 17, 1120–
1127.
Tatematsu K, Kumagai S, Muto H, Sato A, Watahiki MK,
Harper RM, Liscum E, Yamamoto KT (2004). MAS-
SUGU2 encodes Aux/IAA19, an auxin-regulated protein
that functions together with the transcriptional activator
NPH4/ARF7 to regulate differential growth responses of
hypocotyl and formation of lateral roots in Arabidopsis
thaliana. Plant Cell 16, 379–393.
Tseng TS, Briggs WR (2010). The Arabidopsis rcn1-1 mu-
tation impairs dephosphorylation of phot2, resulting in
enhanced blue light responses. Plant Cell 22, 392–402.
Zhao X, Wang YL, Qiao XR, Wang J, Wang LD, Xu CS,
Zhang X (2013). Phototropins function in high-intensity
blue light-induced hypocotyl phototropism in Arabidopsis
by altering cytosolic calcium. Plant Physiol 162, 1539–
1551.
赵翔等: PHOT2介导拟南芥下胚轴向光弯曲调节子的筛选与鉴定 261

Isolation and Characterization of Regulators Involved in PHOT2-
mediated Phototropism of Hypocotyls in Arabidopsis
Xiang Zhao, Lindan Wang, Yuanyuan Li, Qingping Zhao, Xiao Zhang*
State Key Laboratory of Cotton Biology, Key Laboratory of Plant Stress Biology, College of Life Sciences, Henan University,
Kaifeng 475004, China
Abstract Previous research suggested that phototropins (PHOT1 and PHOT2) contribute redundantly to high-intensity
blue light (HBL)-induced phototropic curvature of hypocotyls in Arabidopsis thaliana, which restricts our understanding of
the mechanism of PHOT2 signal transduction. We used the phot1 mutant of A. thaliana with an ethylmethane sulphonate
mutation to screen HBL-insensitive mutants, avoiding the disruption of PHOT1 activity, and successfully isolated the
mutant p2sa1 (phototropin2 signaling associated1). Genetic analysis revealed that the mutant is controlled by a single
recessive nuclear gene. Compared with phot1, the phot1p2sa1 mutant lost phototropism on irradiation with 100
μmol·m–2·s–1 unilateral blue light, which was consistent with phot1phot2. However, phot1p2sa1 showed chloroplast
avoidance of HBL, which was not consistent with phot1phot2. P2SA1 may be located downstream of PHOT2 and involved
in the regulation of the hypocotyl bending response to HBL.
Key words Arabidopsis thaliana, blue light, phototropism of hypocotyls, mutant screening
Zhao X, Wang LD, Li YY, Zhao QP, Zhang X (2014). Isolation and characterization of regulators involved in PHOT2-
mediated phototropism of hypocotyls in Arabidopsis. Chin Bull Bot 49, 254–261.
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* Author for correspondence. E-mail: xzhang@henu.edu.cn
(责任编辑: 白羽红)