全 文 ：植物学报 Chinese Bulletin of Botany 2016, 51 (1): 89–97, www.chinbullbotany.com
doi: 10.11983/CBB14207
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收稿日期: 2014-12-08; 接受日期: 2015-05-30
基金项目: 国家自然科学基金(No.31260077)和云南省高校重点实验室项目
* 通讯作者。E-mail: hhyhhy96@163.com
地皮消愈伤组织诱导及植株高效再生体系的建立
吕美萍1, 王元忠2, 黄衡宇1*
1云南中医学院中药材优良种苗繁育工程研究中心, 昆明 650500
2云南省农业科学院药用植物研究所, 昆明 650200
摘要 以地皮消(Pararuellia delavayana)无菌实生苗带叶茎尖和带节茎段为外植体, 探讨不同植物激素种类及组合对愈伤
组织诱导、芽丛发生及植株再生的影响。结果表明, 地皮消组织培养和植株再生的适宜外植体为带节茎段, 其在MS+1.0
mg·L–1 6-BA+0.5 mg·L–1 NAA+0.1 mg·L–1 KT培养基中培养17天后, 约85.38%的外植体产生出分化能力较强的愈伤组织;
25天后约97.55%的愈伤组织开始分化出绿色芽丛; 30天后不定芽分化系数可达15.38。不定芽增殖继代6次后出现玻璃化现
象, 且随着继代次数的增加, 玻璃化现象加重, 增殖率明显下降; 采用MS和B5培养基交替使用可改善试管苗玻璃化现象并
保持较高的增殖率。不定芽生根的适宜培养基为MS+0.5 mg·L–1 NAA, 生根率可达100%。再生苗移栽成活率达95%以上。
该研究建立了地皮消无性快速繁殖体系, 为保护地皮消野生资源及种苗繁育提供了有效途径, 也为其遗传转化研究奠定了
基础。
关键词 地皮消, 带节茎段, 愈伤组织, 玻璃化, 优化培养
吕美萍, 王元忠, 黄衡宇 (2016). 地皮消愈伤组织诱导及植株高效再生体系的建立. 植物学报 51, 89–97.
地皮消 (Pararuellia delavayana)隶属爵床科
(Acanthaceae)地皮消属(Pararuellia), 为多年生草本
植物, 别名地皮胶、刀口药、蛆药, 是我国特有的药
用植物, 产地位于四川南部、云南中北部及贵州, 生
于海拔750–3 000 m的山地草坡和疏林下(吴征镒和
李锡文, 2010)。地皮消全草入药, 具有清热解毒、拔
毒生肌、散瘀生新和杀虫等功效, 主治肺炎、扁桃体
炎、腮腺炎、瘰疬、脓肿疮毒和骨折等(江苏新医学院,
1977; 国家中药管理局, 1998)。在云南寻甸、石林和
弥勒等原生地, 当地人称地皮消为“小奇药”。水煎
服用于治疗感冒发热; 治跌打损伤时, 用白酒浸泡成
为药酒温热外擦; 治腰膝酸痛, 则直接服用药酒。
目前, 对爵床科植物的研究相对较少, 且集中在
栽培管理(李红和李永文, 2007)、药用成分分析(张爱
莲, 2005)和药理研究(姜北, 2001)等方面, 尚未见有
关地皮消组织培养快速繁殖的研究报道。本研究以地
皮消无菌实生苗的不同器官为外植体, 建立地皮消愈
伤组织诱导及植株高效再生技术体系, 为保护其野生
资源和发展人工栽培技术奠定基础, 同时为地皮消同
科属植物的组培快繁研究提供参考。
1 材料
地皮消(Pararuellia delavayana (Baill.) E. Hossain)
蒴果于2013年10月采自云南省弥勒县小苍窝(24°15′
N, 103°29′E, Alt: 1 630 m)及附近, 标本经云南中医
学院钱子刚教授鉴定为地皮消。
2 培养基成分与培养条件
2.1 外植体的获得
选取成熟的地皮消蒴果, 于超净工作台上用75%乙醇
(V/V)消毒60秒, 0.1% HgCl2 (V/V)灭菌10分钟, 无菌
水冲洗多次后, 取出其种子置于不添加植物激素的基
本MS培养基上。在温度(22±1)°C、光照度1 500–2
000 lx, 光照时间8小时/天的培养室内萌发。培养40
天, 待无菌种苗长至4–5 cm时, 分别取其带叶茎尖
和带节茎段作为外植体。
2.2 培养基
不同实验阶段使用的基本培养基包括MS、B5和N6,
·技术方法·
90 植物学报 51(1) 2016

其中B5培养基蔗糖浓度为2% (M/V), MS培养基蔗糖
浓度为3% (M/V), N6培养基蔗糖浓度为5% (M/V), 琼
脂用量均为0.48% (M/V), pH5.4–5.8; 于121°C灭菌
22分钟后备用。
启动培养基: 采用添加不同种类和不同质量浓度
植物激素的MS培养基进行单因素预实验 , 其中2,
4-D和KT质量浓度各为0.01、0.05、0.1和0.5 mg·L–1;
而NAA、IBA和6-BA质量浓度各为0.1、0.5、1.0和1.5
mg·L–1。
愈伤组织诱导和芽丛发生培养基: 根据启动培养
结果, 以带节茎段为材料, MS为基本培养基, 采用
L9 (34)正交实验, 正交因素为植物激素6-BA、NAA和
KT, 其组合见表1。培养40天后, 统计外植体的愈伤
组织诱导率和芽丛发生率。
芽增殖培养基: 以愈伤组织诱导和芽丛发生正交
实验为基础, 选取芽丛发生率最高组为增殖培养基;
将诱导出的丛生芽切割成每3–5株为一丛, 转接至增
殖培养基中, 30天后统计不定芽的发生系数。
优化培养基: 针对继代6次后出现的玻璃化现象,
不改变激素配比, 分别以B5、N6和MS (NH4NO3减半)
为基本培养基。40天后统计增殖系数并观察玻璃化现
象。
生根培养基: 选取长约3 cm、长势基本一致的不
定芽, 接种于分别添加0、0.1、0.5和1.0 mg·L–1 NAA
的MS和1/2MS培养基中进行生根诱导。45天后统计
生根率和根粗壮度。
2.3 培养条件
培养室温度控制在(22±1) °C, 光照度1 500–2 000 lx,
光照时间为12小时/天。
2.4 炼苗与移栽
待幼苗长至约6–8 cm高时, 将生根瓶置于室温下炼
苗3天后, 从培养基中取出幼苗, 将残留的培养基清
洗干净, 移栽至消毒后的腐殖质中保温保湿培养。
30天后统计幼苗成活率及生长状况。
2.5 统计指标
数据采用Excel和SPSS (18.0)软件处理分析。
愈伤组织诱导率=(产生愈伤组织的外植体数/接
种外植体总数)×100%;
表1 地皮消愈伤组织诱导与芽丛发生L9 (34)正交设计
Table 1 L9 (34) orthogonal design for callus induction and
bud induction of Pararuellia delavayana
Factor Level
A (6-BA, mg·L –1) B (NAA, mg·L –1) C (KT, mg·L –1)
1 0.5 0.1 0.01
2 1.0 0.5 0.05
3 1.5 1.0 0.10


芽丛发生率=(产生芽丛愈伤组织数/愈伤组织总
数)×100%;
不定芽丛发生系数=增殖后的有效芽丛总数/起
始接种总数;
生根率=(产生不定根的单苗数/接种单苗总数)
×100%。
3 结果与讨论
3.1 愈伤组织诱导和芽丛发生
实验结果表明, 6-BA、KT和NAA均能促进2种外植体
的生长, 但带叶茎尖基本无愈伤组织产生; 带节茎段
在腋芽萌发10天后, 其基部产生再分化能力极强的
愈伤组织, 尤以1.0 mg·L–1 6-BA和0.1 mg·L–1 KT为
好。选择带节茎段为材料, 进一步以6-BA、KT和NAA
为因素, 进行L9 (34)正交实验, 40天后其愈伤组织诱
导率和芽丛发生率的极差分析结果如表2所示。
带节茎段外植体在正交的9组实验中均能诱导出
愈伤组织, 各组愈伤组织亦能以不同频率分化出丛生
芽, 但愈伤组织诱导率和丛生芽分化率在各组间存在
明显差异(表2)。其中, 外植体在C5号培养基上培养7
天后从叶腋处萌发腋芽(图1A), 17天后从基部分化出
质地紧密的绿色愈伤组织(图1B), 其愈伤组织诱导率
达85.38%; 25天开始分化出绿色小芽点(图1C); 35天
可见致密的芽丛(图1D), 发生率可达97.55%。
愈伤组织诱导率极差分析结果(表2)显示, R6-BA>
RKT>RNAA, 说明6-BA是地皮消愈伤组织诱导最主要
的影响因子; 1.0 mg·L–1 6-BA为最适宜的诱导愈伤组
织的激素水平(表3, 表4); 而激素KT均值(k值), C3>
C1>C2, 说明水平3 (0.1 mg·L–1)较水平1 (0.01
mg·L–1)和2 (0.05 mg·L–1)好(表2); 对于激素NAA均
值(k值), B2>B3>B1, 但K2和K3差值很小(表2), 说明水
平2和水平3对地皮消愈伤组织诱导效应无明显差异。
吕美萍等: 地皮消愈伤组织诱导及植株高效再生体系的建立 91

表2 地皮消愈伤组织诱导和芽丛发生L9 (34)正交实验设计与结果
Table 2 Results of callus induction and bud induction by L9 (34) orthogonal test in Pararuellia delavayana
C1–C9: 愈伤诱导和芽丛发生培养基编号。K为均值; R为极差值。
C1–C9: Number of callus induction and bud induction media. K for mean; R for range.


平均值分析显示, 地皮消诱导愈伤组织的最佳激素组
合与观察结果一致 , 为A2B2C3, 配方为 : MS+1.0
mg·L–1 6-BA+0.5 mg·L–1 NAA+0.1 mg·L–1 KT。
芽丛发生率极差分析(表2)表明, 6-BA亦为芽丛
发生最主要的影响因子 , 在MS培养基中分别添加
6-BA、NAA和KT 3种植物激素, 对芽丛发生率影响从
大到小(R2)依次为6-BA>KT>NAA。从K值大小可以看
出, 各因素不同水平对芽丛发生率影响从大到小的顺
序分别为A2>A3>A1, B2>B3>B1, C3>C1>C2; 芽丛发生
方差分析结果(表5)显示, 6-BA、NAA和KT 3种植物激
素对芽丛发生的协同效应较好, 没有显著差异。平均
值分析可知(表2), 与诱导愈伤组织的最佳激素一样,
地皮消愈伤组织芽丛发生的最佳激素组合也为A2B2
C3。
3.2 芽增殖培养
将丛生芽切割成3–5株一丛, 转接至新鲜的A2B2C3培
养基中, 在愈伤组织增殖的同时, 新的芽点不断出现
(图2A); 培养20天后, 芽丛大量繁殖(图2B); 30天后
不定芽发生系数可达15.38 (图2C); 培养40天后可获
得生长健壮的主苗(图2D)。
3.3 优化培养
地皮消瓶苗长势与继代增殖次数有关, 从第4代开始,
不定芽基部出现部分不定根(图3A, B), 第5代苗变得
瘦弱且发黄(图3C), 增殖培养6代后出现易断、畸形、
透明状及叶片易脱落等玻璃化现象(图3D), 严重影响
不定芽的质量及其发生率。为了获得发生率适中、 玻
璃化程度低且生长良好的不定芽, 本研究对基本培养
基进行改良。培养结果见表6。
由表6可知, 采用B5作为基本培养基, 玻璃化现
象得到明显改善(图3E), 但不定芽发生率下降且生长
缓慢; MS (NH4NO3减半)总N减少, 玻璃化也得到明
显改善, 但不利于增殖, 且不定芽瘦弱(图3F); 而N6
培养基虽然总N水平降低, 玻璃化也得到改善, 但不
适宜地皮消生长, 无愈伤组织产生, 植株颜色偏红,
生长受抑制(图3G)。为了既解决玻璃化问题, 又可高
效快速繁殖地皮消, 经过反复实验, 本研究采取先用
MS为基本培养基, 培养1代后再用B5为基本培养基,
2种培养基轮流交替使用的方法进行继代增殖培养,
Hormone (mg·L–1) No.
A (6-BA) B (NAA) C (KT) D (Error)
Rate of callus
induced (%)
Rate of buds
induced (%)
C1 0.5 0.1 0.01 (1) 25.12 53.03
C2 0.5 0.5 0.05 (2) 40.67 60.31
C3 0.5 1.0 0.10 (3) 49.23 64.80
C4 1.0 0.1 0.05 (3) 55.35 66.31
C5 1.0 0.5 0.10 (1) 85.38 97.55
C6 1.0 1.0 0.01 (2) 82.89 93.70
C7 1.5 0.1 0.10 (2) 58.51 89.51
C8 1.5 0.5 0.01 (3) 57.95 89.78
C9 1.5 1.0 0.05 (1) 50.97 63.62
K1 38.34 46.33 55.32 53.82
K2 75.54 61.33 49.00 60.69
K3 55.81 61.03 64.37 54.18
Callus induced
R1 37.20 15.00 15.38 6.87
K1 59.38 69.62 78.84 71.40
K2 85.85 82.55 63.41 81.17
K3 80.97 74.04 83.95 73.63
Buds induced
R2 26.47 12.93 20.54 9.77
92 植物学报 51(1) 2016



图1 地皮消愈伤组织诱导与芽丛发生
(A) 培养7天后腋芽迅速生长; (B) 培养17天, 接触培养基的外
植体基部出现绿色愈伤组织; (C) 培养25天, 愈伤组织上出现
绿色芽点; (D) 培养35天, 产生致密的芽丛

Figure 1 Callus induction and bud induction in Pararuellia
delavayana
(A) Axillary buds spring up quickly after 7 days; (B) Green
callus deriving from the base of explants after 17 days; (C)
Green buds from callus after 25 days; (D) Cluster buds from
callus after 35 days


在保持不定芽发生系数(13.65)的同时又有效抑制了
玻璃化现象的发生(图3H)。
3.4 生根培养及炼苗移栽
瓶内生根结果显示, MS优于1/2MS, 即生根系数高、
根粗壮且韧性好, 再生苗更健壮, 在后期的移栽过程
中更容易成活(图4A,B)。在MS基本培养基中添加
NAA有利于地皮消生根苗的生长, 但浓度不宜过高;
在0.1–0.5 mg·L–1 NAA范围内, 随着NAA浓度的增
加, 根和苗的粗壮度呈现正比增长; 当NAA浓度达到
1.0 mg·L–1时, 根变细, 叶片两端向中部卷曲, 且根
表3 地皮消愈伤组织诱导方差分析结果
Table 3 Variance analysis of callus induction in Pararuellia
delavayana
Source Type III sum
of square
df Mean
square
F Signifi-
cance
A (6-BA) 1966.454 2 983.227 21.923 P<0.05
B (NAA) 441.480 2 220.740 4.922 P>0.05
C (KT) 358.389 2 179.195 3.995 P>0.05
Error 89.699 2 44.850


表4 6-BA 3水平Duncan检验
Table 4 Duncan’s test in three levels of 6-BA
Levels Mean 0.05 level
2 75.54 a
3 55.81 ab
1 38.34 b
同列不同小写字母表示差异显著(P<0.05)
Different lowercase letters in the same column indicated the
significant difference at P<0.05


表5 地皮消芽丛发生方差分析结果
Table 5 Variance analysis of bud induction in Pararuellia
delavayana
Source Type III sum
of square
df Mean
square
F Signifi-
cance
A (6-BA) 1190.812 2 595.406 7.566 P>0.05
B (NAA) 259.114 2 129.557 1.646 P>0.05
C (KT) 685.951 2 342.976 4.358 P>0.05
Error 157.393 2 78.696


的韧性下降。本研究结果表明, 适宜生根的培养基为
MS+0.5 mg·L–1 NAA, 在此培养基中, 45天可获得根
相对较粗且生长健壮的生根苗, 炼苗后移栽至腐殖质
土壤中, 30天后即有新叶长出(图4C), 成活率达95%
以上。
3.5 讨论
3.5.1 外植体类型对地皮消愈伤组织诱导的影响
采用组织培养技术快速繁殖亲本材料, 是保存植物种
质资源的一个有效途径。外植体的选取、植物激素的
使用和适当的繁殖方式是实现高效快速繁殖的重要
因素。本研究在前期实验中曾以无菌实生苗子叶和真
叶为外植体, 按实生苗生长天数取材, 通过2因素完
全组合实验诱导愈伤组织。与前人在爵床科其它物种
吕美萍等: 地皮消愈伤组织诱导及植株高效再生体系的建立 93



图2 地皮消芽的增殖与生长
(A) 转接10天后分化出小芽点; (B) 20天后芽丛大量繁殖; (C) 培养30天的芽丛情况; (D) 培养40天丛生苗的生长情况

Figure 2 Proliferation and growth of adventitious shoots in Pararuellia delavayana
(A) Small buds differentiation after 10 days; (B) Calluses blooming after 20 days; (C) Adventitious shoots after 30 days; (D) Ad-
ventitious seedlings after 40 days


表6 地皮消在不同基本培养基中的增殖及生长情况
Table 6 Results of proliferation and growth in Pararuellia delavayana in different basic medium
Media Regeneration
coefficient (%)
Growth condition
B5 11.05 Adventitious shoots with lower induction rate were stronger, the vitrification was reduced
obviously
N6 1.65 Plantlets with no callus induction turned reddish, the vitrification was reduced obviously but
the growth slowed
MS (1/2NH4NO3) 7.93 Weak adventitious shoots, the vitrification was reduced obviously


中的研究不同(吕春, 2009; 黄格, 2010), 地皮消实生
苗生长25–30天的子叶和真叶均可诱导出愈伤组织,
但出愈率较低, 仅为46.31%, 芽丛发生率为20.5%;
而25天以下和30天以上的材料尽管也能以一定比例
诱导出愈伤组织, 但无再分化能力, 这可能与不同物
种间遗传和生理背景的差异有关。在单因素实验中,
与一些木本植物相似(陈雪等, 2011; 胡峰等, 2014),
在所有添加不同激素种类及浓度的培养基中, 带叶茎
尖均未诱导出愈伤组织, 只能靠茎和腋芽的生长以
“微扦插”的方式进行繁殖, 繁殖系数较低; 以带节
茎段为外植体 , 发现愈伤组织均为节上腋芽萌发
10–13天后从茎段基部产生, 这样的愈伤组织质地紧
密并呈浅绿色, 产生10天后迅速分化出绿色锥形小
丛芽, 具较高的再分化能力。这种现象说明, 地皮消
愈伤组织的诱导与节上腋芽的萌发关系密切。据此推
测, 地皮消幼嫩腋芽尖可以合成愈伤组织发生所需的
激素, 如内源生长素或其它生长调节物质, 由于形态
学上的向基性而比器官培养(如茎尖培养)更易于产生
愈伤组织。本研究后期实验中, 在愈伤组织出现以前,
将带节茎段上萌发的腋芽剪去后继续培养, 结果愈伤
组织出愈率大幅下降, 仅有极少数能产生愈伤组织,
可能是由于在有外源生长调节物质的培养基中培养
代数过多, 造成外源生长调节物质的过多积累, 或者
是材料本身的生理状态所致。这一结果初步证实了地
皮消带节茎段腋芽萌发是其产生愈伤组织的重要前
提。

3.5.2 激素种类对地皮消体外快繁的影响
已有研究表明, 多种生长调节物质之间的协同作用效
果要远大于单独使用的效果(苏钛等, 2009; 李林轩
等, 2013; 冯欢等, 2014; 张庆红等, 2014)。本研究也
表明, 多种生长调节物质组合可能产生更利于地皮消
94 植物学报 51(1) 2016



图3 地皮消玻璃化现象及改善情况
(A) 增殖第4代培养40天的试管苗; (B) 第4代试管苗; (C) 第5代试管苗; (D) 第6代玻璃化苗; (E) B5培养基中生长40天的试管苗; (F)
MS (NH4NO3减半)培养基中生长40天后的试管苗; (G) N6培养基中培养30天的生长情况; (H) B5和MS交替使用2次后培养40天的试
管苗

Figure 3 Phenomenon and improving results of vitrification in Pararuellia delavayana
(A) Plantlets of the fourth generation after 40 days; (B) Plantlets of the fourth generation; (C) Plantlets of the fifth generation; (D)
Vitrification plantlets of the sixth generation; (E) Proliferous plantlets in B5 medium after 40 days; (F) Proliferous plantlets in MS
(NH4NO3 halved) medium after 40 days; (G) Proliferous plantlets in N6 medium after 30 days; (H) Proliferous plantlets of B5 and
MS medium used interchangeably twice after 40 days




图4 地皮消生根培养及移栽
(A) MS培养基中培养45天时的生根苗; (B) MS培养基中培养45天时的根系; (C) 移栽苗

Figure 4 Rooting culture and transplanting of Pararuellia delavayana
(A) Rooting plantlets in MS medium after 45 days; (B) Root system in MS medium after 45 days; (C) Transplanting plantlets
吕美萍等: 地皮消愈伤组织诱导及植株高效再生体系的建立 95

在愈伤组织和芽丛发生率上的交互协同效果, 6-BA、
NAA和KT配合使用的效果均显著优于单独使用。其
中6-BA对愈伤组织诱导和芽丛发生有显著影响, 愈
伤组织诱导率和芽丛发生率与6-BA浓度在0.5–1.0
mg·L–1范围内呈正相关。在添加1.0 mg·L–1 6-BA的培
养基中, 芽丛生长速度较快, 形成大量的丛生小芽。
当6-BA浓度达到1.5 mg·L–1时, 愈伤组织诱导率明显
下降, 说明6-BA浓度过高不利于愈伤组织的诱导; 而
适当的NAA与KT配比对地皮消的生长具有非常理想
的协同促进效果。研究表明, 地皮消愈伤组织诱导和
丛芽发生均可在相同配方的培养基中进行, 适宜的激
素配比为 1.0 mg·L–1 6-BA+0.5 mg·L–1 NAA+0.1
mg·L–1 KT, 三者合一大大提高了繁殖效率。研究还
发现, 地皮消的离体繁殖方式除了芽丛以外, 芽丛中
的主苗也可通过其带节茎段重复经愈伤组织分化为
芽丛。如此繁殖系数进一步增大, 实现了高效快速繁
殖的目的。

3.5.3 玻璃化现象及改善措施
地皮消继代增殖培养第4代开始出现玻璃化迹象, 且
随着代数的增加, 玻璃化现象愈加明显。如何预防或
克服玻璃化现象, 是确保地皮消试管苗生产质量和效
益的前提。迄今为止, 已有相当多的学者对试管苗玻
璃化的发生原因、预防和克服措施等进行了研究, 发
现导致组培苗玻璃化的主要因素包括外植体类型、植
物激素种类及浓度、基本培养基类型、凝固剂强度、
透气性和光照等 (Piqueras et al., 2002; 蔡能等 ,
2003; Mayor et al., 2003; Kevers et al., 2004; Saher
et al., 2004; 蔡祖国等, 2005; Wang et al., 2007;
Ivanova and Van, 2008; Wu et al., 2009)。其中, 长
期继代增殖培养导致试管苗体内外源激素积累是产
生玻璃化的主要原因, 而细胞分裂素的积累比生长素
更容易引起玻璃化(李胜等, 2003; Chakrabarty et al.,
2006; Sreedhar et al., 2009; 陈兵先等, 2011); 此
外, 培养基中NH4+过多也是导致试管苗玻璃化发生
的重要原因(周菊花等, 1990; 张翠玉和廖晴, 1991)。
为了降低或克服地皮消试管苗的玻璃化现象,本研究
发现, 降低培养基中6-BA的浓度未能明显改善试管
苗玻璃化现象, 但改变基本培养基类型, 如采用NH4+
较低的B5、MS (NH4NO3减半)和N6为基本培养基来进
行增殖培养, 则可使试管苗的玻璃化现象大大降低。
这表明通过基本培养基交替培养和降低NH4+用量可
改善地皮消的试管苗玻璃化现象, 说明NH4+过高是
引起地皮消玻璃化现象的主要原因。这种现象在酸枣
(Ziziphus jujuba) (孙清荣等 , 2010)和新疆紫草
(Arnebia euchroma) (郗浩江等, 2013)的玻璃化研究
中也有过报道。

3.5.4 地皮消的培养周期
本研究还发现, 地皮消瓶苗培养周期约为40–55天,
在此时间段进行继代或生根转接, 苗生长速度快, 且
长势健壮, 根粗壮; 超过55天, 培养物逐渐产生褐化
现象, 且在茎段表面出现白色附属物, 叶片逐渐卷曲
变褐色枯萎; 超过70天, 培养物彻底失去活力, 转接
后不再生长, 逐渐褐化死亡, 表明培养周期也是影响
地皮消体外快繁的重要因素之一。
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吕美萍等: 地皮消愈伤组织诱导及植株高效再生体系的建立 97

Callus Induction and High Efficiency Plant Regeneration System
Establishment of Pararuellia delavayana
Meiping Lü1, Yuanzhong Wang2, Hengyu Huang1*
1Engineering Research Center for Reproducing Fine Varieties of Chinese Medicinal Plants, Yunnan University of Chinese
Traditional Medicine, Kunming 650500, China; 2Institute of Medicinal Plants, Yunnan Academy of
Agricultural Sciences, Kunming 650200, China
Abstract The effectiveness of different combinations of growth regulators and concentrations on callus induction, bud
induction and plant regeneration were studied using explants excised from seedlings of Pararuellia delavayana. The op-
timum explants for callus induction and plant regeneration were stem explants with nodes. The percentage of callus in-
duction was up to 85.38% when stem explants with nodes were cultured on MS medium containing 1.0 mg·L–1 6-BA, 0.5
mg·L–1 NAA and 0.1 mg·L–1 KT after 17 days, The percentage of bud formation from callus was up to 97.55% after 25
days, and the frequency of adventitious bud formation was 15.38 after 30 days. Vitrification emerged after 6 subculture
cycles, and the phenomenon was aggravated with increasing generation, but the proliferation rate decreased. MS and B5
media were used interchangeably to solve the problem. The optimal medium for rooting was MS+0.5 mg·L–1 NAA; the
rooting rate was 100% and the survival rate of transplants was >95%. We established a rapid propagation system and
provided an effective solution for protecting wild resources and sprout multiplication of P. delavayana, while providing an
experimental base for research in genetic transformation.
Key words Pararuellia delavayana, stem with nodes, callus, vitrification, optimal culture
Lü MP, Wang YZ, Huang HY (2016). Callus induction and high efficiency plant regeneration system establishment of
Pararuellia delavayana. Chin Bull Bot 51, 89–97.
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* Author for correspondence. E-mail: hhyhhy96@163.com
(责任编辑: 朱亚娜)