全 文 ：植物生理学报 Plant Physiology Journal 2015, 51 (11): 1873~1879　　doi: 10.13592/j.cnki.ppj.2015.0325 1873
收稿 2015-06-16　　修定 2015-09-15
资助 国家留学基金委员会(留金发[2012]3013)。
致谢 康乃尔大学园艺系Susheng Gan教授为本研究提供指导和
研究条件, 华东师范大学生命科学学院许玲教授在文章撰
写方面给予宝贵建议。
* 通讯作者(E-mail: hyz1106@126.com; Tel: 021-54341012)。
2-氧化戊二酸依赖的双加氧酶基因F6’H1促进拟南芥叶片衰老
胡有贞1,2,*, 王雅欣2
1华东师范大学生命科学学院, 上海200241; 2美国康奈尔大学园艺系, 美国纽约州伊萨卡14853
摘要: 拟南芥2-氧化戊二酸依赖的双加氧酶基因F6’H1缺失突变体f6’h1出现叶片衰老延迟表型。利用根癌农杆菌介导的花
序浸染法转化拟南芥, 再以抗性筛选方法获得了F6’H1基因诱导过量表达拟南芥植株, 地塞米松(DEX)喷施处理24 h能显著
诱导F6’H1基因上调表达, F6’H1基因的过量表达使转基因拟南芥叶片衰老提前。结果表明, 拟南芥2-氧化戊二酸依赖的双
加氧酶基因F6’H1正向调控叶片衰老。
关键词: 拟南芥; 2-氧化戊二酸依赖的双加氧酶基因F6’H1; 叶片衰老
2-Oxoglutarate Dependent Dioxygenase Gene F6’H1 of Arabidopsis thaliana
Promote Leaf Senescence
HU You-Zhen1,2,*, WANG Ya-Xin2
1School of Life Sciences, East China Normal University, Shanghai 200241, China; 2Department of Horticulture, University Cor-
nell, Ithaca, New York 14853, USA
Abstract: 2-oxoglutarate dependent dioxygenase gene F6’H1 knockout mutant f6’h1 exhibited significantly
delayed leaf senescence in Arabidopsis thaliana. A dexamethasone (DEX, a synthetic glucocorticoid) inducible
overexpression system containing the F6’H1 gene was transformed into wild-type plants through floral dipping
method, which was mediated by Agrobacterium tumefaciens. The transgenic plants resistant to hygromycin and
kanamycin were obtained. The transcription of F6’H1 in transgenic leaves was increased after DEX spraying
whole plant. Comparing with the wild-type plants, the precocious leaf yellowing were observed 5 d after the
DEX treatment in F6’H1 inducible overexpression lines. Taken together, 2-oxoglutarate dependent dioxygenase
gene F6’H1 positively regulate leaf senescence of Arabidopsis thaliana.
Key words: Arabidopsis thaliana; 2-oxoglutarate dependent dioxygenase gene F6’H1; leaf senescence
2-氧化戊二酸依赖的双加氧酶(2-oxogluta-
rate-dependentdioxygenase, 2OGD)是一类含非血红
素铁的可溶性蛋白, 定位于细胞质(Hegg和Que
1997)。2OGD基因超家族遍布生物界 , 在微生
物、真菌、哺乳动物以及植物中都有报道, 主要
参与DNA修复、胶原蛋白的生物合成、抗生素的
生物合成和胁迫响应等(Aravind和Koonin 2001)。
植物基因组中2OGD为第二大蛋白酶家族, 在多种
生理过程中起作用, 包括DNA去甲基化、脯氨酸
羟基化、植物激素以及植物次级代谢物的生物合
成等(Grotewold 2006; Hedden和Thomas 2012)。根
据基因功能将植物2OGD分为3个亚族: DOXA、
DOXB和DOXC, 其中大多数陆生植物的2OGD基
因属于DOXC亚族。拟南芥和水稻中的2OGD基
因超过100个, 说明植物2OGD基因对植物素通过
特殊代谢进行的氧化修饰具有重要贡献, 但由于
不同物种的2OGD氨基酸序列保守性不高, 且具有
底物专一性, 因此其家族基因的具体功能相当纷
繁复杂。目前报道的DOXC亚族基因成员大多是
植物激素以及黄酮类物质的合成或分解代谢关键
酶。如拟南芥和水稻的C19-GA 2-氧化酶(C19-GA
2-oxidase)催化赤霉素的分解代谢(Thomas等1999),
1-环基丙烷羧酸氧化酶(1-aminocyclopropane car-
boxylic acid oxidase, ACCO)参与乙烯合成(Hamil-
ton等1991), 水稻2OGD双加氧酶(dioxygenase for
auxin oxidation, DAO)将IAA催化成为无生物活性
的2-氧化吲哚-3-乙酸(Zhao等2013)。
前人研究表明拟南芥中DOXC亚族的阿魏酰-
植物生理学报1874
辅酶A-6-羟化酶(F6’H1)是香豆素东莨菪内酯合
成的限速酶(Li等2010)。但该基因在拟南芥生长
中发挥的生理作用却没有明确定论。本实验室根
据拟南芥衰老叶片基因芯片数据对预测的衰老相
关基因突变体进行筛选, 发现F6’H1基因缺失突
变体f6’h1与野生型相比, 呈现出莲座叶片黄化延
迟的表型, 并且在野生型拟南芥中诱导过量表达
F6’H1基因能够加速叶片衰老。据此, 我们推测
F6’H1基因可能通过某种方式调控着拟南芥的叶
片衰老。
植株衰老是植物生长发育的最后一步, 由内
部遗传因素和外部环境共同控制, 是植物细胞程
序化死亡的一种类型。植物衰老最明显的外观标
志是叶片由绿变黄直到脱落(梁秋霞等2006)。因
此探讨F6’H1基因对拟南芥叶片衰老的影响将为
进一步解析F6’H1基因在拟南芥衰老过程的分子
机理奠定基础, 同时也为利用基因工程技术调控
植物衰老关键基因提供靶位点, 从而达到高效改
良植物性状和品质的目的。
材料与方法
1 实验材料
本研究使用的植物材料拟南芥[Arabidopsis
thaliana (L.) Heynh]野生型Columbia (Col)及拟南芥
突变体f6’h1 (SALK-005264), 种子从美国拟南芥生
物学资源中心(ABRC, Columbus, OH, USA)购得。
2 材料处理
拟南芥种子经70%乙醇(含0.01% TritonX)消
毒处理后在1/2MS培养基上4 ℃放置2~3 d, 移至光
下萌发培养7 d, 幼苗移入花盆中培养。植物培养室
温度为22 ℃, 空气湿度60%, 光源为日光灯(光照强
度为110 μmol·m-2·s-1)。培养40 d后测定各个项目。
F 6 ’ H 1的基因诱导过量表达拟南芥经3 0
μmol·L-1地塞米松(dexamethasone, DEX)溶液(含
0.01% TritonX-100)喷施处理后, 分别于0、3、6和
24 h取样检测基因转录水平, 喷施5 d后拍照。
3 实验方法
3.1 f6’h1突变体的分子鉴定
采用CTAB法(Jia等2002)分别提取野生型拟
南芥和f6’h1突变体基因组DNA, 以在线引物设计
软件T-DNA primer design (http://signal.salk.edu/td-
naprimers.2.html)设计LP、RP和BP、LB/RB引物,
扩增T-DNA插入位点附近的F6’H1基因组序列
(1 132 bp), 引物BP/RB扩增T-DNA及其后一段
F6’H1基因组序列(800 bp左右)。
采用Trizol试剂盒(Invitrogen)分别提取野生型
拟南芥和 f6 ’h1突变体植株叶片中总RNA, 用
M-MLV反转录试剂盒(TaKaRa)将RNA反转录为
cDNA, RT-PCR用F6’H1的特异上游引物Semi F和
下游引物Semi R进行PCR扩增。
3.2 叶片衰老相关的生理生化检测
叶片的离子渗透率测定参考王玉等(2014)的
抽气法测定。叶绿素(chlorophyll, Chl)含量测定参
照邹琦(1995)的方法进行, 分别测定待测样品在
649和665 nm波长下的吸光值, 以95%乙醇为空白
对照。
叶片光合速率的测定使用便携式叶绿素荧光
仪(OS1-FL; Opti-Sciences)进行, 采用其中检测模
式1 (fluorometer’s test mode 1)直接定量检测叶片
荧光, 换算后获得光合速率Fv/Fm的测定值。
叶片衰老相关生理生化检测柱状图显示平均
值±标准差, 每个数据有3个重复, 由Tukey’s HSD检
测分析。
3.3 F6’H1基因诱导表达质粒的构建及其转化拟
南芥
以CTAB法提取获得野生型拟南芥的基因组
DNA作为模板, 以引物Induced F和Induced R进行
PCR扩增SAG203基因表达框(含内含子), PCR参数
为: 94 ℃ 5 min; 94 ℃ 30 s, 52 ℃ 30 s, 72 ℃ 1 min
30 s, 30个循环; 72 ℃ 7 min。琼脂糖凝胶电泳后回
收目的片段, 依照Invitrogen公司DNA凝胶回收试
剂盒说明书进行回收。回收后的目的片段构建到
pGEM-T Easy vector (Promega)上, 通过SpeI、SbfI
双酶切和SbfI补平构建到经过SpeI、PstI双酶切且
补平PstI的pGL1152载体上。壮观霉素(Spe)抗性
筛选阳性菌落, 经PCR鉴定正确后, 进行测序。将
测序正确的重组质粒转入根癌农杆菌ABI。按照
Clough等(1998)的DIP法浸染拟南芥花序, 选取经
过抗性筛选的种子, 干燥条件保存备用。
3.4 F6’H1在DEX诱导过量表达拟南芥叶片中的
定量RT-PCR分析
以Trizol试剂盒提取的F6’H1基因诱导过量表
胡有贞等: 2-氧化戊二酸依赖的双加氧酶基因F6’H1促进拟南芥叶片衰老 1875
达拟南芥DEX处理不同时间的cDNA作为模板, 用
Actin2 F和Actin2 R作为Actin2基因检测引物, 引物
qPCR F和qPCR R作为F6’H1基因检测引物, RT-
PCR检测F6’H1在DEX诱导的F6’H1过表达拟南芥
叶片中的转录水平。定量PCR体系依照定量PCR
试剂盒(SYBR Premix, Bio-Rad)说明书进行, 实验
仪器为Bio-Rad IQ-5 thermocycler, 40个循环, 退火
温度为55 ℃, 循环阈值由IQ-5 Bio-Rad软件测定引
物效率为100%。每个样品有3个生物学重复。相
对定量采用2-ΔΔCt样法, 以Actin2基因作为内参进行
相对定量。显示结果为平均值±标准差, 每个数据
为3个重复的结果。
表1 实验引物序列
Table 1 Sequences of experimental primers
引物名称 核苷酸序列(5→3) 说明
LP CGAAGATCTTCGAATTCAACG 基因组PCR检测f6’h1突变体
RP TAGTCCTCTTGCAGAGCAAGC T-DNA插入位点
BP ATTTTGCCGATTTCGGAAC
Semi F AAGGCTGCGACTCACAAG RT-PCR检测f6’h1突变体中
Semi R TCGAATCGAGCCCATAAA F6’H1基因的表达
Induced F ACTAGTATTCCAATGGCTCCAACACTC F6’H1基因诱导表达载体的构建
Induced R CCTGCAGGATCAGATCTTGGCGTAAT
Actin2 F AGTGGTCGTACAACCGGTATTGT qPCR检测Actin2的基因转录
Actin2 R GATGGCATGAGGAAGAGAGAAAC
qPCR F CTGTTGAAGAGAAGCGCAAG q-PCR检测F6’H1基因的转录
qPCR R CTAGAAGCCTCCTCACCATC

实验结果
1 基因组PCR及RT-PCR鉴定f6’h1突变体
从美国拟南芥生物学资源中心(ABRC)购得
的f6’h1突变体(SALK-005264) T-DNA插入位点如
图1-A所示。以野生型和f6’h1突变体叶片基因组
DNA为模板, 分别以LP和RP、BP和RP为引物,
PCR扩增鉴定T-DNA的插入位点(图1-B); 以野生
型和f6’h1突变体cDNA为模板, 以引物Semi F和
Semi R扩增F6’H1基因的核心片段(图1-C)。电泳
结果显示, T-DNA正确插入F6’H1的第一个内含子,
且完全抑制了F6’H1基因的转录。
2 f6’h1突变体衰老表型延迟
相同条件下培养野生型拟南芥和经过分子鉴
定的f6’h1纯合突变体。播种40 d后, 与野生型拟南
芥相比 , f6’h1突变体呈现莲座叶衰老推迟的表
型。当野生型莲座叶片第5片叶片开始黄化时 ,
f6’h1突变体的莲座叶片仅黄化至第3片叶片(图
2-A和B)。
3 f6’h1突变体的叶片衰老相关生理生化检测
研究表明, 叶绿素含量和衰老之间存在明显
的负相关, 叶绿素分解是衰老的原发过程及衰老
的标志, 而由此带来的光合功能下降是决定衰老
症状开始的一个重要因子(陈俊毅等2014)。因此
本文对生长40 d的f6’h1突变体及野生型拟南芥叶
片第1~6片叶片进行叶绿素含量及光合速率的检
测。结果(图3)显示, f6’h1突变体第4、5片叶片的
叶绿素含量高于相同叶龄的野生型叶片, 且差异
极显著(P<0.01) (图3-A); 光合速率(Fv/Fm)也极显著
高于相同叶龄的野生型叶片(P<0.01) (图3-B)。另
外, 植物衰老劣变过程中活性氧、自由基的累积
促进膜脂质过氧化, 使胞内离子泄漏(McCord和
Fridovich 1969), 因此离子渗透率也是检测植物叶
片衰老的生理指标之一。图3-C显示f6’h1突变体
第4、5片叶片的离子渗透率低于相同叶龄的野生
型叶片, 差异极显著(P<0.001)。而f6’h1突变体其
他叶片与野生型相同叶龄叶片无显著差异, 这或
许是由于生长40 d的两个株系第1~3片叶片都已完
全衰老, 生理状态类似; 而第6片叶片还未进入衰
老阶段, 各项生理指标也比较接近。
4 F6’H1基因诱导过量表达拟南芥载体的构建
为了进一步验证F6’H1基因参与叶片衰老的过
程, 构建了F6’H1的诱导过量表达拟南芥(F6’H1in)
植物生理学报1876
图1 f6’h1突变体的分子鉴定
Fig.1 Molecular identification of f6’h1 mutant
A: T-DNA在F6’H1基因组序列中的插入位点示意图; B: 基因组PCR检测T-DNA插入位点。LP/RP和BP/RP为检测T-DNA插入F6’H1基
因组序列位置的引物, 引物位点如图A所示; C: RT-PCR检测F6’H1基因在f6’h1突变体中的转录水平。WT: 野生型拟南芥; f6’h1: F6’H1基
因缺失突变体; M: Marker DL2000。
来研究F6’H1的基因功能。本研究采用糖皮质激
素诱导表达系统在拟南芥中诱导过量表达F6’H1
基因。重组质粒的构建如图 4 - A所示 , 质粒
pTA7001含有重组转录因子GVG (GAL4 DNA结合
区、VP16激活区以及糖皮质激素受体), 而重组质
粒pGL-F6’H1中含有GAL4顺式调控元件和1 170
bp的F6’H1基因表达框。目的片段通过SpeI、SbfI
双酶切和SbfI补平构建到经过SpeI、PstI双酶切且
补平PstI的载体上。抗性筛选获得的阳性菌经过
菌落PCR鉴定, 可得到1 170 bp的目的片段(图4-B),
与预期片段大小一致, 表明构建正确。
5 F6’H1基因的诱导过量表达造成拟南芥叶片衰
老提前
生长22 d的野生型拟南芥和F6’H1基因诱导
过表达拟南芥(F6’H1in)经30 μmol·L-1 DEX喷施处
理5 d后, 野生型拟南芥表型正常, 而F6’H1基因诱
导过量表达拟南芥(F6’H1in)叶片明显变黄, 停止生
长(图5)。PCR检测F6’H1基因诱导过量表达拟南
图2 f6’h1突变体叶片衰老推迟
Fig.2 Delayed leaf senescence phenotype in f6’h1 mutant
A: 相同苗龄的野生型拟南芥和f6’h1突变体拟南芥莲座叶片衰老表型; B: 2种拟南芥莲座叶按照相同叶龄(从老到嫩依次为1~11)依次
摆开。照片拍于播种后40 d。
胡有贞等: 2-氧化戊二酸依赖的双加氧酶基因F6’H1促进拟南芥叶片衰老 1877
图3 f6’h1突变体与野生型拟南芥叶片的生理生化检测
Fig.3 Physiological analysis of leaves in wild-type and f6’h1 mutant
**和***表示不同拟南芥之间差异极显著(P<0.01和P<0.001)。
图4 F6’H1基因诱导过量表达载体的构建
Fig.4 Construction of F6’H1 gene induced expression vector
A: DEX诱导基因表达的质粒构建示意图; B: 卡那霉素抗性菌落PCR检测, M: 1 kb DNA ladder; C: 阴性对照; 1~3: 转化F6’H1基因诱导
过量表达载体质粒菌落。
芥(F6’H1in)中的F6’H1基因转录水平, 结果显示,
F6’H1基因在DEX喷施处理24 h内转录水平显著上
升, 处理12 h时基因表达量最高, 是处理前的27倍
(图6)。
讨　　论
叶片作为植物进行光合作用的主要器官, 它
的生长发育直接影响植物的生长和产量。大多数
农作物产品器官的形成时期, 叶片衰老引起的光
合作用减退将极大地限制作物产量潜力的发挥,
因此揭示植物自身调控衰老的分子机制具有重要
的经济意义。
叶片衰老是植株发育后期由内外因共同控制
的、高度有序的生理过程(张海娜等2009), 大约
16%的基因在衰老叶片中表达模式发生变化(Miao
等2004), 这些基因被称为衰老相关基因(senes-
cence associated genes, SAGs)。叶片衰老伴随着蛋
白水解、营养成分的再利用以及衰老调控物质的
植物生理学报1878
合成, 因此代谢相关基因在SAG中的比率最大, 占
14.4% (Guo等2004), 而由这些基因编码的酶类在催
化产生叶片衰老过程中的具体功能还未完全阐明。
Kai等(2008)证明拟南芥2-氧化戊二酸依赖的
双加氧酶F6’H1是香豆素东莨菪内酯生物合成的
中间产物限速酶, F6’H1基因的缺失显著降低了东
莨菪内酯在拟南芥根部的积累。而在本研究中,
F6’H1基因缺失突变体f6’h1与野生型相比, 莲座叶
片的黄化衰老明显延迟, 当野生型莲座叶片黄化
至第5片时, f6’h1的莲座叶片仅黄化至第3片。生
理生化检测结果也表明, f6’h1突变体比相应的野
生型叶片细胞膜完整性较好、叶绿素含量及光合
效率更高, 说明F6’H1基因对拟南芥的叶片衰老过
程可能具有调控作用。另外, 将含有F6’H1基因开
放阅读框的诱导表达系统转入拟南芥, 获得的转
基因拟南芥经地塞米松(DEX)喷施处理24 h后能显
著诱导F6’H1基因上调表达, 并且在喷施处理第5
天出现整个莲座叶片变黄、衰老提前的表型。这
些结果说明F6’H1基因转录变化是影响叶片衰老
表型的主要原因。
目前对于2-氧化戊二酸依赖的双加氧酶超家
族(2OGD)成员调控叶片衰老的报道还不多见 ,
Zhang等(2013)证明拟南芥水杨酸3-羟化酶AtS3H
可以将水杨酸羟基化为2, 3-二羟基苯甲酸 (2 ,
3-DHBA), 以此降低细胞水杨酸含量, 从而抑制叶
片衰老。而F6’H1对拟南芥叶片衰老的调控机理
还不是很清楚, 我们推测F6’H1促进拟南芥叶片衰
老的原因可能有以下两点: 一、F6’H1的催化产物
东莨菪内酯或东莨菪内酯的合成中间产物能调节
拟南芥叶片衰老。香豆素被普遍认为是植物抗毒
素(Carpinella等2005)。东莨菪内酯(6-甲氧基-7羟
基香豆素)是主要的香豆素种类之一, 作为强还原
化合物, 东莨菪内酯通常是植物体内活性氧物质
的清道夫(Chong等1999)。Gechev等人(2005)报道
F6’H1的基因表达受到过氧化氢的强烈诱导, 并且
参与活性氧物质介导的植物衰老。因此东莨菪内
酯等或许正是活性氧诱导的植物叶片衰老促进化
合物。二、F6’H1可能参与其他调控植物叶片衰
老的次生代谢物催化反应, 如植物激素。植物激
素生物合成/分解过程中普遍存在中间产物的羟化
或脱氢反应, 大量文献也表明2OGD家族成员调节
赤霉素的分解代谢(Thomas等1999), 乙烯的合成
(Hamilton等1991), 以及生长素的降解等(Zhao等
2013)。F6’H1很有可能也在叶片衰老相关的植物
激素代谢过程中扮演重要角色。
总之, 本研究通过对F6’H1基因缺失突变体拟
南芥f6’h1和F6’H1基因诱导过量表达拟南芥的衰
老表型, 叶片离子渗透率、叶绿素含量及光合效
率的测定分析, 证明拟南芥2-氧化戊二酸依赖的双
加氧酶F6’H1的基因转录水平在叶片衰老期发生
变化, 影响叶片的衰老, 但对其调控叶片衰老的分
子机制仍有待进一步深入研究。
参考文献
陈俊毅, 朱晓宇, 蒯本科(2014). 绿色器官衰老进程中叶绿素降解代
谢及其调控的研究进展. 植物生理学报, 50 (9): 1315~1321
梁秋霞, 曹刚强, 苏明杰, 秦广雍(2006). 植物叶片衰老研究进展. 中
国农学通报, 8: 282~285
王玉, 孔凡英, 尹波, 董新纯, 孟庆伟(2014). 过表达单脱氢抗坏血酸
还原酶基因提高番茄抗UV-B胁迫能力. 植物生理学报, 50 (1):
95~104
张海娜, 谷俊涛, 郭程瑾, 李存东, 肖凯(2009). 植物衰老的分子生物
学基础. 草业学报, 18 (1): 163 ~170
邹琦(1995). 植物生理生化实验指导 . 北京: 中国农业出版社 ,
图5 DEX诱导F6’H1基因的过量表达促进植物叶片衰老
Fig.5 DEX-induced F6’H1gene overexpression
accelerates leaf senescence
图6 DEX处理下转基因拟南芥中F6’H1基因的表达
Fig.6 Expression of F6’H1 gene in transgenic
plant under DEX treatment
胡有贞等: 2-氧化戊二酸依赖的双加氧酶基因F6’H1促进拟南芥叶片衰老 1879
33~34
Aravind L, Koonin EV (2001). The DNA-repair protein AlkB,
EGL-9, and leprecan define new families of 2-oxoglutarate-
and iron-dependent dioxygenases. Genome Biol, 2: RE-
SEARCH0007.0001~RESEARCH0007.0008
Biswas AK, Choudhuri MA (1980). Mechanism of monocarpic senes-
cence in rice. Plant Physiol, 65: 340~345
Carpinella MC, Ferrayoli CG, Palacios SM (2005). Antifungal syn-
ergistic effect of scopoletin, a hydroxycoumarin isolated from
Melia azedarach L. fruits. J Agric Food Chem, 53: 2922~2927
Chong J, Baltz R, Fritig B, Saindrenan P (1999). An early salicylic
acid-, pathogen- and elicitor-inducible tobacco glucosyltransfer-
ase: role in compartmentalization of phenolics and H2O2 metabo-
lism. FEBS Lett, 458: 204~208
Gechev TS, Minkov IN, Hille J (2005). Hydrogen peroxide-induced
cell death in Arabidopsis: transcriptional and mutant analysis
reveals a role of an oxoglutarate-dependent dioxygenase gene in
the cell death process. IUBMB Life, 57: 181~188
Grotewold E (2006). The genetics and biochemistry of floral pig-
ments. Annu Rev Plant Biol, 57: 761~780
Guo Y, Cai Z, Gan S (2004). Transcriptome of Arabidopsis leaf senes-
cence. Plant Cell Environ, 27: 521~549
Hamilton AJ, Bouzayen M, Grierson D (1991). Identification of a
tomato gene for the ethylene-forming enzyme by expression in
yeast. Proc Natl Acad Sci USA, 88: 7434~7437
Hedden P, Thomas SG (2012). Gibberellin biosynthesis and its regula-
tion. Biochem J, 444: 11~25
Hegg EL, Que Jr. L (1997). The 2-His-1-carboxylate facial triad--an
emerging structural motif in mononuclear non-heme iron (II)
enzymes. Eur J Biochem, 250: 625~629
Kai K, Mizutani M, Kawamura N, Yamamoto R, Tamai M, Yamagu-
chi H, Sakata K, Shimizu BI (2008). Scopoletin is biosynthe-
sized via ortho-hydroxylation of feruloyl CoA by a 2-oxogluta-
rate-dependent dioxygenase in Arabidopsis thaliana. Plant J, 55:
989~999
Li H, Zhang J, Vierstra RD, Li H (2010). Quaternary organization of
a phytochrome dimer as revealed by cryoelectron microscopy.
Proc Natl Acad Sci USA, 107: 10872~10877
McCord JM, Fridovich I (1969). Superoxide dismutase. An enzymic
function for erythrocuprein (hemocuprein). J Biol Chem, 244:
6049~6455
Miao Y, Laun T, Zimmermann P, Zentgraf U (2004). Targets of the
WRKY53 transcription factor and its role during leaf senescence
in Arabidopsis. Plant Mol Biol, 55: 853~867
Thomas SG, Phillips AL, Hedden P (1999). Molecular cloning and
functional expression of gibberellin 2- oxidases, multifunctional
enzymes involved in gibberellin deactivation. Proc Natl Acad
Sci USA, 96: 4698~4703
Zhang K, Halitschke R, Yin C, Liu CJ, Gan SS (2013). Salicylic acid
3-hydroxylase regulates Arabidopsis leaf longevity by medi-
ating salicylic acid catabolism. Proc Natl Acad Sci USA, 110:
14807~14812
Zhao Z, Zhang Y, Liu X, Zhang X, Liu S, Yu X, Ren Y, Zheng X,
Zhou K, Jiang L et al (2013). A role for a dioxygenase in auxin
metabolism and reproductive development in rice. Dev Cell, 27:
113~122