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受多粗毛的茎枝内酯类多物质(Strigolactones)调控的植物侧枝生长



全 文 :植物生理学通讯 第 45卷 第 8期,2009年 8月 827
收稿 2009-03-16 修定  2009-06-29
资助 国家自然基金重点项目(30 73 0 07 8)。
* 通讯作者(E-mail: lyhshen@126.com; Tel: 0451-82191783)。
受多粗毛的茎枝内酯类多物质(Strigolactones)调控的植物侧枝生长
闫海芳, 李玉花 *
东北林业大学生命科学学院, 哈尔滨 150040
Strigolactones Involved in Regulation of Outgrowth of Plant Shoot Lateral
Branching
YAN Hai-Fang, LI Yu-Hua*
College of Life Sciences, Northeast Forestry University, Harbin 150040, China
提要: 本文介绍受Strigolactones调控的植物侧枝生长的信号合成、信号转导机制以及它与生长素和细胞分裂素之间相互作
用的研究进展。
关键词: 高等植物; 侧枝生长; 多粗毛的茎枝内酯类多物质(Strigolactones)
枝条系统是高等植物形态结构的主要组成部
分, 包括主枝和侧枝。侧枝是由胚胎发生期产生的
茎顶端分生组织(shoot apical meristem, SAM)分化
形成的, 其发生包括两个步骤, 首先由叶腋处的枝
条顶端分生组织分化产生侧芽原基, 侧芽原基进一
步长成侧芽, 侧芽再发育形成侧枝。在叶腋处产生
的侧芽有的直接生长发育成侧枝; 有的侧芽, 当受
到顶芽抑制或者条件不适宜时, 就会进入休眠期, 而
当顶芽对侧芽的抑制解除或者外界环境因子适宜及
控制侧芽发育的基因得到表达时, 侧芽解除休眠开
始生长、发育, 但当遇到不利于生长因子时发育的
侧芽又会进入临时休眠状态(Hempel和 Feldman
1994)。影响侧芽与侧枝发育的因素很多, 包括植
物激素、光周期、植物自身遗传性和环境条件等
因素。
目前, 植物激素调控侧枝生长的研究主要集中
在生长素和细胞分裂素。生长素在生长中的芽顶
端形成, 并由上而下运送到根部, IAA (indole-3-ace-
tic acid)抑制侧枝形成的机制还不清楚。而细胞分
裂素则在根部形成后直运送到叶腋分生组织中并促
进侧枝的形成(Ongaro和 Leyser 2007)。
豌豆侧枝突变体 ramosus1-5的内源激素水平
和嫁接试验的分析表明, 侧枝发育受一种长距离信
号的调节, 其作用可能抑制侧枝的生长, 且该信号
不是生长素和细胞分裂素(Beveridge 2000; Beveridge
等 2003; Johnson等 2006)。拟南芥侧枝突变体
max1、max3和max4的嫁接恢复试验的进一步结
果表明, 来自根部的某种物质能够抑制侧枝的生长,
其作用机制定义为MAX/SMS途径(more axillary
branches/the shoot-multiplication signal pathway)
(Turnbull等2002; Booker等2004; Sorefan等2003)。
已有的研究表明MAX/SMS途径合成的产物为多粗
毛的茎枝内酯类多物质(Strigolactones), 该类物质由
类胡萝素衍生而来的 , 是一种新的植物激素。
Strigolactones是一类萜类化合物, 最初发现于根的
渗出液中, 这种激素在菌根真菌与其寄生的杂草或
共生的灌木之间起着信号物质作用。推测该物质
即可调控植物地上部的结构, 同时也在地下部发挥
着与其它生物个体之间的信号通讯作用(Umehara
等 2008; Gomea-Roldan等 2008)。 迄今, 已从拟南
芥、豌豆、矮牵牛和水稻等植物中克隆出参与
Strigolactones合成与调节的相关基因(Turnbull等
2002; Booker等 2004, 2005; Sorefan等 2003;
Beveridge等 1997, 2000, 2003; Johnson等 2006;
Napoli 1996; Snowden等 2005; Ishikawa等 2005;
Zou等 2005, 2006; Arite等 2007), 生长素和细胞分
裂素与Strigolactones协同调控侧枝生长, 其作用机
制见图 1。本文主要介绍了 Strigolactones的合成、
对侧枝生长的调控以及与其它激素相互作用而共同
调控侧枝生长的研究进展。
植物生理与分子生物学 Plant Physiology and Molecular Biology
植物生理学通讯 第 45卷 第 8期,2009年 8月828
1 Strigolactones 相关的突变体
拟南芥系列more axillary branches (max)突变
体(Ward和 Leyser 2004; McSteen和 Leyser 2005;
Woo等 2001)、豌豆系列 ramosus (rms)突变体
(Beveridge 2000; Beveridge等 1996, 1997, 2003,)、
矮牵牛的 ecreased apical dominance (dad)突变体
(Napoli1 996; Snowden等 2005; Morris等 2001,
2003; Rameau等 2002)以及水稻系列 dwarf突变体
(Ishikawa等2005; Zou等2005, 2006; Arite等2007)
的表型均为侧枝数量增加、株高降低和节间变短
(表 1)。嫁接试验结果表明, 突变的基因在Strigola-
ctones的合成、信号传递和接收过程中发挥着关
键作用。拟南芥的MAX1/3/4 (Booker等 2005;
Turnbull等 2002; Sorefan等 2003)、豌豆的 RMS1/
5 (Beveridge等 1996, 1997; Morris等 2001)、矮牵
牛的DAD1 (Napoli 1996; Snowden等 2005)、水
稻的 HTD1/D10 (Zoo等 2006; Arite等 2007)在
Str igolactones的生物合成中发挥作用; MAX2
(Stirnberg等 2002)、RMS4 (Johnson等 2006)和
DWARF3 (Ishikawa等 2005)则在 Strigolactones信
表 1 不同物种中分离的参与 Strigolactones合成途径和功能的基因
物种 Strigolactones的生物合成 Strigolactones信号的接收 未知功能 参考文献
拟南芥 M A X 3、M A X 4、M A X 1 MAX2/ORE9 Ward和 Leyser 2004; McSteen和
Leyser 2005; Woo等 2001
豌豆 RMS 5、RM S 1 RMS4、RMS3 (? ) R M S 2、R M S 6、 Beveridge等 1996, 1997, 2000,
RMS7 2003; Johnson等 2006; Morris等
2001, 2003; Rameau等 2002
矮牵牛 DAD1 DAD2 (?) DAD3 Napoli1 996; Snowden等 2005;
Simons等 2007
水稻 H T D 1、D 1 0 D3 D 1 4、D 1 7、D 2 7 Ishikawa等 2005; Zou等 2005,
2006; Arite等 2007
  ?预测的信息。
图 1 拟南芥中调控侧枝发育的MAX/SMS途径(Foo等 2005, 2007; Beveridge 2000, 2006; Booke等 2005;
Bainbridge等 2005; Schmitz和 Theres 2005; Ongaro和 Leyser 2007)
实线: 促进作用; 虚线: 抑制作用。
植物生理学通讯 第 45卷 第 8期,2009年 8月 829
号的接收中起作用。也有研究者认为 RM S3 和
DAD2也在 Strigolactones信号的接收中起作用
(Beveridge 1996, Simons等 2007)。突变体表型显
示, 侧枝数量的增加只是侧芽萌发的比例的升高, 整
个侧芽总量并没有改变。突变体的其他表型如开
花时间、衰老、节间长度及叶形等均有所变化
(Ward和 Leyser 2004; McSteen和 Leyser 2005;
Beveridge 2000; Napoli 1996; Snowden等 2005;
Ishikawa等 2005, Zou等 2005, 2006; Arite等 2007;
Yan等 2007)。
2 Strigolactones 的合成
在拟南芥中, 参与Strigolactones生物合成的基
因有三类, 从合成途径的上游到下游依次为: MAX3
(豌豆中的同源基因为 RMS5)、MAX4 (豌豆中同
源基因为RMS1, 矮牵牛中的同源基因为DAD1, 水
稻中的同源基因为D10)和MAX1 (图 1)。
2.1 MAX3、MAX4 及其它们的同源蛋白 将拟南
芥的max3和max4或者豌豆的rms1和rms5突变体
嫁接到野生型的砧木上或将突变体接穗与野生型砧
木倒装嫁接, 嫁接后都不能抑制侧枝的生长, 说明
MAX3、MAX4和 RMS1、RMS5分别在拟南芥和
豌豆的 Strigolactones的合成途径中起相同的作用,
且它们的作用有先后顺序(图 1, Booker等 2005;
Morris等 2001; Foo等 2001)。已有的研究也证明:
MAX3和MAX4分别编码的蛋白产物为类胡萝卜素
裂解双加氧酶 7 (carotenoid cleavage dioxygenases,
CCD7)和类胡萝卜素裂解双加氧酶 8 (carotenoid
cleavage dioxygenases, CCD8), 属于质体区域化蛋白,
Schwartz等(2004)根据MAX3/AtCCD7和MAX4/
AtCCD8突变体的实验结果推测AtCCD7裂解β-类
胡萝卜素生成C27的10’-脱辅基-β-类胡萝卜醛/ 酮,
然后AtCCD8裂解 C27的 10’-脱辅基 -β-类胡萝卜
醛 / 酮生成C18的13-脱辅基 -β-类胡萝卜素和C9的
二醛, 其中的一个具有抑制侧根和侧芽萌发的生物
学特性, 是合成 Strigolactones的中间产物。在此
过程中, AtCCD7裂解 β-类胡萝卜素是迄今已知
Strigolactones合成途径中的第一个关键酶。且在
Strigolactones合成途径中, 这个裂解步骤在单子叶
和双子叶植物中是非常保守的(Bouvier等2005; Al-
der等 2008)。突变体的相互嫁接试验进一步证明,
CCD7 和CCD8这两种蛋白酶在根系中有生理活性,
在野生型拟南芥的下胚轴中虽量微, 但却能表现出
很高的生理活性, 是突变体根系的发生必需信号物
质, 并通过木质部向顶端运输, 从而影响侧枝发育
(Schwartz等 2004; Stirnberg等 2002)。
MAX3、RMS5和 HTD1是同源基因(图 1;
Booker等 2004; Johnson等 2006; Zou等 2005;
2006)。MAX3基因在拟南芥的所有组织中均有表
达, 但表达量非常低, 在根和芽中的表达相对较高,
而以根中的表达量最高(Booker等 2004)。在豌豆
中, RMS5在根中的表达是最高的, 比在上胚轴、
节间和茎顶端的高出 3~6倍。而且在茎的脉管系
统中的表达明显高于茎的其它部分。生长素可以
诱导 RMS5的表达, RMS5的表达是受反馈调节的
(Johnson等 2006)。HTD1基因在水稻的所有组织
中都有表达, 但主要的表达区域集中在植物的维管
束中(Zou等 2006)。
MAX4、RMS1、DAD1和 D10为同源基因
(Sorefan等 2003; Snowden等 2005; Foo等 2005;
Arite等2007)。MAX4是一个由6个外显子组成的
包含570个氨基酸的多聚烯链双加氧酶蛋白, 在生
长素抑制芽生长途径的下游发挥作用(Sorefan等
2003)。MAX4的表达仅在根和下胚轴中受生长素
的诱导, 与芽生长的抑制无直接相关性(Bainbridge
等 2005)。而RMS1在芽中的表达则直接受生长素
诱导, 这与生长素对抑制芽生长的调控作用有直接
相关性, 同时, RMS1和DAD1的表达是受反馈调节
的, 而MAX4则无反馈调节机制(Bainbridge等
2005)。D10也是由570个氨基酸组成的蛋白质, 包
含 5个外显子。在水稻的所有组织中均有表达, 但
芽中的表达量高于花序、叶子和根中的表达量。
在野生型及 dwarf系列突变体(d3、d14、d17、d27
和htd1)中, 外源生长素可诱导D10的表达, 但对D3
和HTD1无诱导作用, 说明D10的转录起始是水稻
侧芽生长调控中的关键环节(Arite等 2007)。杂交
白杨的MAX4同源基因主要在成熟的木质部表达,
生长素可能通过对木质部相关细胞的作用, 而影响
芽的生长(Prassinos等 2005; Booker等 2003)。
2.2 MAX1 嫁接试验和遗传分析表明, 拟南芥的
Strigolactones合成途径中, MAX1在MAX3和
MAX4的下游起作用(图1, Booker等2005; Stirnberg
等 2002)。与野生型砧木对比发现, 在max1突变
体接穗试验中, max3和max4的砧木并不能产生恢
复抑制侧枝生长的信号。在互换组合后, max1砧
植物生理学通讯 第 45卷 第 8期,2009年 8月830
木在max3和max4的接穗上可以产生抑制侧枝生长
的信号。且max1和max3或者max4的双突变体表
型没有附加效应。这些实验结果表明, max1砧木
可产生一种在max3、max4中缺失的可以移动的
信号前体物质。MAX1编码细胞色素 P450家族第
三成员 CYP711A1, 与MAX1的生理功能一致。
MAX1 在整个植株的微管相关组织中都有表达
(Booker等 2005)。
3 Strigolactones 的接收和传递
拟南芥中的MAX2和豌豆中的RMS4都是感
应或接收Strigolactones信号(图1), max2或者 rms4
的芽嫁接到任何基因型的砧木上其侧枝都不会受抑
制(Booker等 2005; Beveridge等 1996)。MAX2为
F-box LRR (leucine-rich repeat)蛋白, 是泛素 E3连
接酶复合物SCF (SKP1, CDC53p/CULLIN1 F-boxl)
的组分之一, 在泛素引发的靶蛋白降解过程中起作
用 (Schwechheimer和Villalobos 2004; Stirnberg等
2002)。MAX2是一个核定位的蛋白, 在整个植物
中都有表达, 但在生长中的脉管系统中有很高的表
达量(Stirnberg等 2007), 并在红光、远红光和UV-
A/蓝光的光信号传递过程中起作用(Shen等 2007)。
RMS4与MAX2是同源蛋白, 其表达在芽和根
中受 RMAS5和 RMS5的反馈调节, 但是这种反馈
调节在 rms2突变体中是缺失的(Johnson等 2006)。
此外, 还有研究认为RMS3也在Strigolactones的信
号转导中发挥作用(Beveridge等 1996)。
水稻中D3蛋白起感应和接收Strigolactones信
号的作用。该蛋白是由 720个氨基酸组成, 有 4个
外显子, 开放阅读框(ORF)只存在于第一个外显子。
D3基因的转录产物有两种不同长度的mRNA。一
种只含有第一个外显子, 存在于所有组织中; 另一
种包含所有的 4个外显子, 转录产物主要在叶子中
存在, 在根、营养分生组织和生殖分生组织中则没
有, 表明D3的表达是转录后调控的, 或者是有不同
长度的 3’非翻译区域参与调控(Ishikawa等 2005)。
水稻d3突变体引起侧枝数量增加, 表明Strigolactones
不但在不同物种中都存在, 而且在单子叶植物和双
子叶植物中也都存在。
4 Strigolactones 的调节
4.1 Strigolactones 和生长素 拟南芥max突变体
中, 芽对生长素的抑制表现出抗性(Sorefan等2003;
Bennett等 2006), 说明生长素完全抑制芽的生长需
要Strigolactones的参与, 也说明调控侧芽生长的两
条途径之间存在调节作用。最近有证据表明 ,
Strigolactones在拟南芥主茎中, 通过调节PIN (PIN-
FORMED auxin efflux carriers, PIN)生长素运输蛋
白的数量而调节生长素运输的能力(Bennet t 等
2006)。在max突变体中, PIN1蛋白量出现了积累
现象, 而且几个其它的生长素运输蛋白基因表达量
也有增加(Lazar和Goodman 2006)。说明突变体
的茎中生长素运输能力有提高。这种生长素快速
运输引起侧枝中产生的大量生长的假说可以作如下
解释: 即在野生型拟南芥中, 其生长素从顶芽向下
运输的能力受到限制, 而max突变体中的运输能力
则增强, 生长素抑制效应减少, 因而受抑制的侧枝
得以生长(Bennett等 2006)。还有一种解释是: 茎
顶芽合成的生长素抑制芽生长与限制生长素运输能
力之间存在竞争。在野生型植株中, 主茎中的生长
素运输能力(如: PIN蛋白水平)是受限制的, 因为顶
端合成的生长素会快速地用来抑制侧芽的生长。
因此, 新的生长素源, 如顶端分生组织, 是不能建立
起从芽到茎的生长素运输流的。相反, 在max突
变体中, PINs和其它生长素运输组分过量积累, 茎
的生长素运输能力没有饱和, 以致大部分侧芽能够
合成生长素, 并运输到茎里, 这样新的侧枝就会不
断地生成, 表现出 max多侧枝的表型(Ongaro和
Leyser 2007)。
拟南芥是通过AXR1/AFB (Auxin response fac-
tor/Auxin signaling F-Box)途径来调控茎内生长素浓
度的, 同时此途径也调控着细胞分裂素的生成。在
axr1突变体中, 生长素运输能力与野生型中的也不
同, axr1max双突变体具有附加的表型, 既有侧枝数
量增加的表型, 也有芽失去对生长素反应的表型
(Bennett等 2006)。而且, 生长素也调节着MAX相
关基因表达, 这些都使生长素调节的侧枝生长途径
和 Strigolactones调节的侧枝生长途径更加复杂。
在拟南芥的根尖、下胚轴中, 生长素能够上
调MAX4基因的表达, 但需要 AXR1基因的参与
(Bainbridgr等 2005)。在豌豆中 RMS1和 RMS5的
表达也受生长素的调控(Foo等 2005; Johnson等
2006)。生长素对侧枝生长调控机制还不清楚, 但
在所有豌豆的野生型和rms突变体植株的侧枝芽都
在叶腋中形成, rms突变体的腋芽在萌发后迅速伸
长而形成侧枝。而在拟南芥的营养生长阶段, 侧芽
植物生理学通讯 第 45卷 第 8期,2009年 8月 831
的发生比较晚, 在max侧枝突变体中, 侧芽是在相
同的节点长出来的, 而这些节点在野生型植株节点
上的生长是受到抑制的(Stirnberg等 2002)。
4.2 Strigolactones和细胞分裂素 在豌豆和拟南芥
中, MAX/SMS途径及其产物 Strigolactones通过反
馈调节方式调节着细胞分裂素的水平( F o o 等
2007)。除了 rms2之外, 其他所有的 rms突变体和
max突变体都表现出木质部树液中细胞分裂素的含
量比野生型中低的特征(Beveridge 2000; Morris等
2001; Turnbull等2002; Dodd等2004; Foo等2007)。
rms2也表现出侧枝数量增加的表型, 但是其木质部
树液中的细胞分裂素含量与野生型相比则无变化或
者有轻微的增高, 但这并不是引起侧枝增加的原因
(Beveridge等 1997; Beveridge 2000; Foo等 2007)。
4.3 Strigolactones 的反馈调节 豌豆中的 Strigola-
ct ones 合成途径受一个长距离的反馈信号调节
(Beveridge 2000; Morris等2001; Foo等2005), 如细
胞分裂素的合成和RMS1和RMS5基因的转录。在
rms3,rms4和 rms5突变体中, RMS1的表达大大增
加, 而在 rms2突变体中则没有。嫁接的研究表明,
反馈至少部分地被嫁接传递的信号控制。在野生
型的砧木中, 来自rms4的芽可能向上调节RMS1基
因的表达; 在rms4 砧木中, 来自野生型的芽则下调
着 RMS1基因的表达。非常有趣的是, 在所有的豌
豆突变体中, rms4突变体对RMS1基因表达的调节
表现出最强的反馈调节(Foo等 2005)。与野生型
的豌豆相比, rms突变体都表现出较强的生长素向
芽顶端输送的极性运输, 但生长素水平或者生长素
在芽中的运输并没有表现出明显的提高(Beveridge
2000; Beveridge等 2003)。更为重要的是, 在 rms4
的芽和野生型的嫁接砧木上, RMS1转录水平受反
馈调节诱导表达比处理生长素所诱导的RMS1转录
至少高出一个数量级(Foo等 2005)。
在矮牵牛中, 反馈调节也诱导DAD1基因的表
达(Snowden等 2005), 而在拟南芥中MAX4基因的
表达是不受到明显的反馈调节( B a i nb r i d ge 等
2005)。拟南芥max2突变体用 β-半乳糖苷酶(β-
glucuronidase, GUS)报告基因检测时, MAX4基因
的表达量也只是微量增加(Bainbridge等 2005)。
5 结语
在单子叶植物和双子叶植物中, Strigolactones
可能是一种广泛存在于调控侧芽生长途径中的新的
生长调节物质。此物质在植物体内与很多信号调
节途径(包括与生长素、细胞分裂素和其他未知的
反馈信号)之间都存在着相互作用, 参与调节植物侧
枝的生长, 影响着植物根的生长, 花的发育和叶的
衰老等一系列发育过程。迄今为止, 这种新的生长
调节物质虽已得到鉴定, 但其进一步的功能和作用
机制还有待于深入研究, 这对进一步了解植物侧枝
的发育机制以及这条途径的作用网络是必要的。
参考文献
Alder A, Holdermann I, Bever P, Al-Babili S (2008). Carotenoid
oxygenases involved in plant branching catalyse a highly
specific conserved apocarotenoid cleavage reaction. Biochem
J, 416 (2): 289~296
Arite T, Iwata H, Ohshima K, Maekawa M, Nakajima N, Kojima
K, Sakakibara S, Kyozuka J (2007). DWARF10 , an RMS1/
MAX4/DAD1 ortholog, controls lateral bud outgrowth in rice.
Plant J, 51 (6): 1019~1029
Bainbridge K, Sorefan K, Ward S, Leyser O (2005). Hormonally
controlled expression of the Arabidopsis MAX4 shoot branch-
ing regulatory gene. Plant J, 44: 569~580
Bennett T, Sieberer T, Willett B, Booker J, Luschnig C, Leyser O
(2006). The Arabidopsis MAX pathway controls shoot branch-
ing by regulating auxin transport. Curr Biol, 16: 553~563
Beveridge CA (2000). Long-distance signalling and a mutational
analysis of branching in pea. Plant Growth Regul, 32: 193~203
Beveridge CA (2006). Axillary bud outgrowth: sending a message.
Curr Opin Plant Biol, 9: 35~40
Beveridge CA, Ross JJ, Murfet IC (1996). Branching in pea. Ac-
tion of genes Rms3 and Rms4. Plant Physiol, 110: 859~865
Beveridge CA, Symons GM, Murfet IC, Ross JJ, Rameau C (1997).
The rms1 mutant of pea has elevated indole-3-acetic acid
levels and reduced root-sap zeatin riboside content but in-
creased branching controlled by graft-transmissible signals.
Plant Physiol, 115: 1251~1258
Beveridge CA, Symons GM, Turnbull CGN (2000). Auxin inhibi-
tion of decapitation-induced branching is dependent on graft-
transmissible signals regulated by genes Rms1 and Rms2. Plant
Physiol, 123: 689~697
Beveridge CA, Weller JL, Singer SR, Hofer JMI (2003). Axillary
meristem development. Budding relationships between net-
works controlling flowering, branching and photoperiod re-
sponsiveness Plant Physiol, 131: 927~934
Booker J, Auldridge M, Wills S, McCarty D, Klee H, Leyser O
(2004). MAX3/CCD7 is a carotenoid cleavage dioxygenase
required for the synthesis of a novel plant ignaling molecule.
Curr Biol, 14: 1232~1238
Booker J, Chatfield S, Leyser O (2003). Auxin acts in xylem-
associated or medullary cells to mediate apical dominance.
Plant Cell, 15: 495~507
Booker J , Sieberer T , Wright W, Williamson L, Willett B,
Stirnberg P, Turnbull C, Srinivasan M, Goddard P, Leyser O
(2005). MAX1 encodes a cytochrome P450 family member
that acts downstream of MAX3/4 to produce a carotenoid-
derived branch-inhibiting hormone. Dev Cell, 8: 443~449
植物生理学通讯 第 45卷 第 8期,2009年 8月832
Bouvier F, Isner J, Dogbo O, Camara B (2005). Oxidative tailoring
of carotenoids: a prospect towards novel functions in plants.
Trends Plant Sci, 10: 187~194
Dodd IC, Ngo C, Turnbull CGN, Beveridge CA (2004). Effects of
nitrogen supply on xylem cytokinin delivery, transpiration
and leaf expansion of pea genotypes differing in xylem-
cytokinin concentration. Funct Plant Biol, 31: 903~911
Foo E, Bullier E, Goussot M, Foucher F, Rameau C, Beveridge C
(2005). The branching gene RAMOSUS1 mediates interac-
tions among two novel signals and auxin in pea. Plant Cell,
17: 464~474
Foo E, Morris SE, Parmenter K, Young N, Wang H, Jones A,
Rameau C, Turnbull CGN, Beveridge CA (2007). Feedback
regulation of xylem cytokinin content is conserved in pea
and Arabidopsis. Plant Physiol, 143: 1418~1428
Foo E, Turnbull CGN, Beveridge CA (2001). Long distance signal-
ing and the control of branching in the rms1 mutant of pea.
Plant Physiol, 126: 203~209
Gomez-Roldan V, Fermas S, Brewer PB, Puech-Pagès V, Dun EA,
Pillot JP, Letisse F, Matusova R, Danoun S, Portais JC et al
(2008). Strigolactone inhibition of shoot branching. Nature,
455 (7210): 189~194
Hempel FD, Feldman LJ (1994). Bi-directional inflorescence
development in Arabidopsis thaliana: acropetal initiation of
flowers and basipetal initiation of paraclades. Plant, 192:
276~286
Ishikawa S, Maekawa M, Arite T, Onishi K, Takamure I, Kyozuka
J (2005). Suppression of tiller bud activity in tillering dwarf
mutants of rice. Plant Cell Physiol, 46: 79~86
Johnson X, Brcich T, Dun EA, Goussot M, Haurogne K, Beveridge
CA, Rameau C (2006). Branching genes are conserved across
species. Genes controlling a novel signal in pea are coregulated
by other long-distance signals. Plant Physiol, 142: 1014~1026
Lazar G, Goodman HM (2006). MAX1, a regulator of the flavonoid
pathway, controls vegetative axillary bud outgrowth in
Arabidopsis. Proc Nati Acad Sci USA, 10: 472~476
McSteen P, Leyser O (2005). Shoot branching. Annu Rev Plant
Biol, 56: 353~374
Morris SE, Beveridge CA, Murfet IC, Prioul S, Rameau C (2003).
The basal branching pea mutant rms7-1 . Pisum Genet, 35:
10~14
Morris SE, Turnbull CGN, Murfet IC, Beveridge CA (2001).
Mutational analysis of branching in pea. Evidence that Rms1
and Rms5 regulate the same novel signal. Plant Physiol, 126:
1205~1213
Napoli C (1996). Highly branched phenotype of the petunia dad1-
1 mutant is reversed by grafting. Plant Physiol, 111: 27~37
OngaroV, Leyser O (2007). Hormonal control of shoot branching.
J Exp Bot, 28: 1~8
Prassinos C, Ko J-E, Yang J, Han K-H (2005). Transcriptome
profiling of vertical stem segments provides insights into
the genetic regulation of secondary growth in hybrid aspen
trees. Plant Cell Physiol, 46: 1213~1225
Rameau C, Murfet IC, Laucou V, Floyd RS, Morris SE, Beveridge
CA (2002). Pea rms6 mutants exhibit increased basal branching.
Physiol Plant, 115: 458~467
Schmitz G, Theres K (2005). Shoot and inflorescence branching.
Curr Opin Plant Biol, 8: 506~511
Schwartz SH, Qin X, Loewen MC (2004). The biochemical
characterization of two carotenoid cleavage enzymes from
Arabidopsis indicates that a carotenoid-derived compound
inhibits lateral branching. J Biol Chem, 279: 46940~46945
Schwechheimer C, Villalobos LIAC (2004). Cullin-containing E3
ubiquitin ligases in plant development. Curr Opin Plant Biol,
7: 677~686
Shen H, Luong P, Huq E (2007). The F-box protein MAX2
functions as a positive regulator of photomorphogenesis in
Arabidopsis. Plant Physiol, 145 (4): 1471~83
Simons JL, Napoli CA, Janssen BJ, Plummer KM, Snowden KC
(2007). Analysis of the DECREASED APICAL DOMINANCE
genes of petunia in the control of axillary branching. Plant
Physiol, 143: 697~706
Snowden KC, Simkin AJ, Janssen BJ, Templeton KR, Loucas HM,
Simons JL, Karunairetnam S, Gleave AP, Clark DG, Klee HJ
(2005). The Decreased apical dominance1/Petunia hybrida
CAROTENOID CLEAVAGE DIOXYGENASE8 gene affects
branch production and plays a role in leaf senescence, root
growth, and flower development. Plant Cell, 17: 746~759
Sorefan K, Booker J, Haurogne K, Goussot M, Bainbridge K, Foo
E, Chatfield S, Ward S, Beveridge C, Rameau C et al (2003).
MAX4 and RMS1 are orthologous dioxygenase-like genes that
regulate shoot branching in Arabidopsis and pea. Genes Dev
17: 1469~1474
Stirnberg P, Furner IJ, Leyser OHM (2007). MAX2 participates
in an SCF complex which acts locally at the node to suppress
shoot branching. Plant J, 50 (1): 80~94
Stirnberg P, Sande K, Leyser OHM (2002). MAX1 and MAX2
control shoot lateral branching in Arabidopsis. Development,
129: 1131~1141
Turnbull CGN, Booker JP, Leyser HMO (2002). Micrografting
techniques for testing long-distance signalling in Arabidopsis.
Plant J, 32: 255~262
Umehara M, Hanada A, Yoshida S, Akiyama K, Arite T, Takeda-
Kamiya N, Magome H, Kamiya Y, Shirasu K, Yoneyama K
et al (2008). Inhibition of shoot branching by new terpenoid
plant hormones. Nature, 455 (7210): 195~200
Ward SP, Leyser H (2004). Shoot branching. Curr Opin Plant Biol,
7: 73~78
Woo HR, Chung KM, Park JH, Oh SA, Ahn T, Hong SH, Jang SK,
Nam HG (2001). ORE9, an F-Box protein that regulates leaf
senescence in Arabidopsis. Plant Cell, 13: 1779~1790
Yan HF, Saika H, Maekawa M, Takamure I, Tsutsumi N, Kyozuka
J, Nakazono M (2007). Rice tillering dwarf mutant dwarf3 has
increased leaf longevity during arkness-induced senescence
or hydrogen peroxide-induced cell death. Genes Genetic Syst,
82 (4): 361~366
Zou J, Chen Z, Zhang S, Zhang W, Jiang G, Zhao X, Zhai W, Pan
X, Zhu L (2005). Characterizations and fine mapping of a
mutant gene for high tillering and dwarf in rice (Oryza sativa
L.). Planta, 222: 604~612
Zou J, Zhang S, Zhang W, Li G, Chen Z, Zhai W, Zhao X, Pan X,
Xie Q, Zhu L (2006). The rice HIGH-TILLERING DWARF1
encoding an ortholog of Arabidopsis MAX3 is required for
negative regulation of the outgrowth of axillary buds. Plant
J, 48: 687~698