全 文 ：植物生理学报 Plant Physiology Journal 2015, 51 (10): 1625~1632　　doi: 10.13592/j.cnki.ppj.2015.1016 1625
收稿 2015-07-28　　修定 2015-09-11
资助 国家自然科学基金(30971852)。
* 通讯作者(E-mail: hongyy@mail.hzau.edu.cn; Tel: 027-
87280545)。
水稻磷脂酶Dζ2在响应磷饥饿胁迫过程中的作用
姚腾, 孙林啸, 吕玮鑫, 洪月云*
华中农业大学作物遗传改良国家重点实验室, 武汉430070
摘要: 通过分子遗传突变分析水稻(Oryza sativa)磷脂酶Dζ2 (PLDζ2)在应答磷饥饿过程中的作用, 结果表明水稻PLDζ2被
磷饥饿胁迫显著诱导, 其缺失突变导致植株在低磷条件下生长受阻, 根生长显著低于野生型; 在严重缺磷条件下, 突变体
pldζ2-1根长仅为野生型的58%, 其根系体积仅为野生型的40%, 突变体植株地上部生长也明显受到抑制。在磷饥饿胁迫条
件下, 突变体pldζ2-1体内PLDζ2催化磷脂酰胆碱(PC)产生磷脂酸(PA)的活性明显低于野生型, 并使糖脂合成相关基因如磷
脂酸磷酸水解酶1 (PAH1)和单半乳糖二酰甘油合酶2 (MGD2)的基因表达量显著下调, 表明水稻PLDζ2在磷饥饿胁迫下对
根生长具有正调控作用。
关键词: 磷脂酶Dζ2; 磷饥饿; 脂质代谢; 植物生长
The Role of Phospholipase Dζ2 in Response to Phosphate Starvation in Rice
YAO Teng, SUN Lin-Xiao, LÜ Wei-Xin, HONG Yue-Yun*
National Key Laboratory of Crop Genetic Improvement, Huazhong Agricultural University, Wuhan 430070, China
Abstract: In this study, the role of phospholipase Dζ2 (PLDζ2) in response to phosphate starvation was ana-
lyzed through genetic mutation of PLDζ2 gene in rice (Oryza sativa). The result shows that the transcript level
of rice PLDζ2 was largely induced by phosphate starvation. Loss of PLDζ2 resulted in growth inhibition; the
root length of the pldζ2-1 mutant was 58% of wild type (WT), and root volume of the pldζ2-1 mutant was 40%
of WT under phosphate starvation condition. PLDζ2 activity of the pldζ2-1 mutant was less than that of WT
when plants were grown under phosphate starvation condition. The transcript levels of genes, such as phos-
phatidic acid phosphohydrolase 1 (PAH1) and monogalactosyldiacylglycerol synthase 2 (MGD2) genes
involved in galactolipid synthesis, were significantly reduced in the pldζ2-1 mutant compared with WT in
response to phosphate starvation. The results suggest that rice PLDζ2 plays a positive role in growth regulation
under phosphate starvation condition.
Key words: phospholipase Dζ2; phosphate starvation; lipid metabolism; plant growth
磷是植物生长发育的必需元素, 在细胞内磷
主要分布于膜脂、核酸和磷酸化蛋白分子中, 磷
也是细胞化学能储藏和转化腺嘌呤核苷三磷酸
(adenosine triphosphate, ATP)的主要成分, 参与了
植物生长发育的各种代谢过程。土壤中可溶性磷
仅占总磷的1%~5% (主要形式是H2PO4
-和HPO4
2-),
且易随地表水流失, 绝大部分磷(95%~99%)在土壤
中形成不溶复合物, 难于被植物吸收利用(McDow-
ell和Condron 2000)。因此, 土壤中可利用磷不能
满足植物生长发育所需, 必须依靠人工施用磷肥
来提高作物产量。由于磷在土壤中移动缓慢, 作
物对磷肥的利用率比氮肥更低 , 我国仅为
10%~15%, 在三大主要养分(氮、磷、钾)中利用率
最低。目前我国大部分地区农田施肥量已经超过
了土地的承受能力, 造成了土壤板结和退化。过
度施用磷肥还引起江河湖泊的富营养化、重金属
元素的累积、农业成本的提高和资源的浪费(丁广
大等2013; Al-Faiyz等2007), 严重阻碍了农业和环
境的可持续发展。磷矿是不可再生资源, 如何提
高磷肥利用率、在保障作物稳产高产的同时降低
磷的消耗是当务之急。
磷脂酶D (phospholipase D, PLD)通过水解磷
脂而产生磷脂酸(phosphatidic acid, PA)和亲水基
团, 从而导致膜组分的重组, 以及由PA作为第二信
使介导的信号转导过程(Testerink和Munnik 2005;
Wang等2006)。磷脂酶广泛存在于不同植物的各
植物生理学报1626
种组织包括叶片、根、茎、花和种子等器官中。
随着分子生物学和生物化学实验技术手段的发展,
以及基因组序列信息的完善, 植物PLD的研究取得
了很大的进展。目前对模式植物拟南芥PLD进行了
较为系统的研究, 表明植物PLD广泛参与各种生物
过程包括植物生长发育、逆境胁迫、衰老过程、
激素响应、营养饥饿、细胞骨架重塑等方面, 具有
显著的生物学效应(Wang等2006; Zhang等2012)。
动物PLD包括PLD1和PLD2两个成员, 植物
PLD比动物复杂和多样, 拟南芥基因组含有12个基
因, 依据其基因结构、序列相似性、结构域、生
化特性 , 拟南芥PLD可分为PLDα (1、2、3)、
PLDβ (1、2)、PLDγ (1、2、3)、PLDδ、PLDε及
PLDζ (1、2)。所有PLD基因含有2个HXKXXXD
模体, 即HKD1和HKD2, 两模体间隔约320个氨基
酸。HKD模体是PLD特有的保守序列, 是催化水
解磷脂的活性关键位点(Wang 2004)。根据结构域
特征 , PLD可分为2大类 : C2-PLDs和PH/PX-
PLDs。C2结构域属于钙离子依赖性的底物结合结
构域, 而PX结构域可与磷酸肌醇(phosphoinositi-
des)及SH3结构域结合, 该结构域与信号转导过程
中的蛋白膜定位及蛋白复合体装配有关(Cheever
等2001; Hiroaki等2001), PH结构域由约120氨基酸
组成, 与信号转导、细胞骨架等相关。动物PLD仅
含PH/PX-PLDs, 植物则包含C2-PLDs和PH/PX-
PLDs。C2-PLDs包括PLDαs、PLDβs、PLDγs、
PLDδ和PLDε; PH/PX-PLDs包括PLDζ1和PLDζ2
(Wang 2004)。不同PLD具有不同的生化特性,
PLDα1体外活性要求较高浓度(mmol·L-1级) Ca2+,
偏好磷脂酰胆碱(phosphatidylcholine, PC) (Pappan
等1997), PLDβ/γ的活性要求较低浓度(µmol·L-1级)
Ca2+ (Zheng等2000), PLDδ则要求油酸作为激活因
子, 且偏好磷脂酰乙醇胺(phosphatidylethanol-
amine, PE)作为底物(Wang和Wang 2001), PLDζ的
活性不要求Ca2+ (Qin和Wang 2002), PLDε则在
PLDα1的活性条件下活性最强(Hong等2009)。由
此可见, 植物不同的PLD的活性调控机制各不相
同, 也说明PLD功能的多样性和异质性及分子调控
机制的复杂性。植物在受到各种环境胁迫时可激
活PLD, 促发信号分子磷脂酸PA的产生, 将外界环
境信号传递到植物体内。
膜磷脂分子中的磷占细胞总磷的30%以上,
是细胞中的磷库。研究表明在低磷胁迫下, PLDζ
通过水解磷脂产生PA, 继而在PA磷酸水解酶(phos-
phatidic acid phosphohydrolase, PAH)的催化下, 将
膜磷脂分子的磷酸基团分解出来供其他关键代谢
所需, 而水解的磷脂则由糖脂如单半乳糖二酰甘
油(monogalactosyldiacylglycerol, MGDG)和双半乳
糖二酰甘油(digalactosyldiacylglycerol, DGDG)所
替代 , 维持膜系统的完整性 (Li等2006; Cruz-
Ramírez等2006; Nakamura等2009)。在拟南芥中,
将PLDζ1和PLDζ2的双突变体置于磷饥饿条件下
生长 , 其主根伸长受到明显抑制(Li等2006)。
PLDζ2缺失突变导致植株在磷饥饿条件下的磷脂
转化为糖脂过程受阻, 其突变体根尖细胞排列紊
乱(Cruz-Ramírez等2006)。尽管植物PLD广泛参与
各种生物过程, 但目前我们对植物PLD的了解绝大
部分基于双子叶模式植物拟南芥的研究结果。单
子叶模式植物水稻基因组含有17个PLD基因, 其结
构和种类比拟南芥更为复杂多样, 其中含有PLDζ1
和PLDζ2 (Li等2007)。为研究水稻PLDζ生物学功
能, 本研究分离了水稻PLDζ2基因突变体, 初步分
析了水稻PLDζ2在磷饥饿胁迫反应过程中的作用。
材料与方法
1 实验材料及种植处理
本实验所用水稻(Oryza sativa L.)为粳稻品种
‘Dongjin’ (DJ)和‘中花11’ (ZH11)作为T-DNA插入
突变体材料。将水稻种子浸种、催芽后, 播种于
土壤中生长2周。将突变体与共分离野生型长势
一致的幼苗移植于含不同磷浓度(正常供磷180
µmol·L-1、中度磷饥饿45 µmol·L-1、严重磷饥饿
1.8 µmol·L-1)的水稻专用水培液中进行磷饥饿胁迫
处理, 每周更换一次水培液, 定期观察植株长势,
测量根长、株高等性状, 比较分析野生型和突变
体生长差异的显著性。而水稻PLD基因响应严重
磷饥饿胁迫的表达谱分析条件为磷浓度9 µmol·L-1。
2 植物DNA提取及突变体分离鉴定
植物基因组DNA提取采用十六烷基三甲基溴
化铵(CTAB)法, 选取植株叶片或根组织, 在研钵中
研磨成匀浆后加入合适体积的CTAB溶液 (2%
CTAB, 100 mmol·L-1 Tris-HCl, pH 8, 20 mmol·L-1
姚腾等: 水稻磷脂酶Dζ2在响应磷饥饿胁迫过程中的作用 1627
EDTA, 1.4 mol·L-1 NaCl, 0.5% β-巯基乙醇), 提取
DNA。突变体pldζ2-1鉴定用T-DNA侧翼序列引物
2717-3 (DJ) 5′-ACGCTGAACTTGTGGCCGTT-3′
配合PLDζ2正向引物5-ATTTGGAACACCGT-
CAAAGC-3′和反向引物5′-TCAAATTGAAGG-
GAGCATCC-3′; 而另一突变体pldζ2-2鉴定采用
T-DNA侧翼序列引物NTLB5 (ZH11) 5′-AATC-
CAGATCCCCCGAATTA-3′配合PLDζ2正向引物
5 ′-AATGCTGCTTAGTGTCCC-3 ′和反向引物
5′-TACTGATTGGTGGCTGTG-3′, 通过PCR鉴定
T-DNA的插入及其插入纯合突变体。PCR反应条
件如下: 94 ℃预变性4 min; 然后94 ℃变性30 s,
55~60 ℃退火30 s, 72 ℃延伸, 30~35个循环; 最后
72 ℃延伸10 min。PCR产物经1%琼脂糖凝胶电泳
分离后用凝胶扫描仪检测。
3 RNA提取及反转录PCR
植物总RNA利用TransZol提取: 取植物相关组
织速冻于液氮中并研磨成粉末, 加入适量TransZol,
混匀后置室温下孵育5 min, 加入适量氯仿混匀后
室温孵育3 min, 4 ℃下离心(12 000×g) 15 min, 上
清水相转置于新离心管中, 加适量异丙醇后室温
孵育10 min; 4 ℃离心(12 000×g) 10 min, 去上清保
留沉淀, 用75%乙醇(焦碳酸二乙酯处理水配制)洗
净沉淀物, 室温晾干后将沉淀物溶于50~100 μL
RNA溶解液中。所提取的RNA经DNase I去除
DNA后作为模板 , 通过TranScript First-strand
cDNA合成试剂盒(TransGen Biotech)反转录合成
cDNA第一链, 所合成的cDNA存于−80 ℃备用。
4 基因表达量分析
以内参基因β-actin表达量为参考, 将合成的
cDNA浓度调整一致并作为模板, 利用目标基因的
特异性引物进行合适循环数的PCR扩增目标片段,
所得产物经1%琼脂糖凝胶电泳分离和凝胶成像系
统检测目标条带的强弱, 半定量分析基因表达。
实时定量分析先以β-actin作为内参将cDNA浓度调
一致, 然后以cDNA为模板进行实时定量PCR分析,
实时PCR反应条件: 95 ℃ 5 min; 95 ℃ 30 s, 55 ℃
30 s, 72 ℃ 30 s, 45个循环。
5 PLDζ2活性分析
取水稻野生型和相应突变体叶片速冻于液氮
中, 取回实验室后研磨成粉末, 加入缓冲液A (50
mmol·L-1 Tri-HCl、10 mmol·L-1 KCl、1 mmol·L-1
EDTA、2 mmol·L-1 DTT、0.5 mmol·L-1苯甲基磺
酰氟, pH 7.5)研磨成匀浆, 在4 ℃于10 000×g离心
10 min, 所得上清蛋白用于PLDζ2活性分析。反应
体系为100 mmol·L-1 Tris-HCl、80 mmol·L-1 KCl及
0.4 mmol·L-1脂质(PC:PE:磷脂酰肌醇-4,5-二磷酸=
0.2:3.5:0.3, V/V/V) (pH 7)作为底物(Qin和Wang
2002), 反应总体积200 μL。于30 ℃条件下反应40
min, 然后加入300 μL氯仿-甲醇混和溶液(1:2, V/V)
终止反应。吸取下层液相转至新的离心管中, 氮
气吹干后定容于30 μL氯仿中。然后将此反应物点
到TLC薄层层析板分离不同脂质。TLC展层剂为
氯仿:甲醇:氨:水=65:39:4:4 (V/V/V/V), 分离的脂质
通过碘蒸气显色。
实验结果
1 植物PLD同源蛋白分析
水稻基因组含有17个PLD成员, 经亲缘关系
进化树分析, 结合前人的研究(Li等2007; Yamagu-
chi等2009), 将水稻PLD分为PLDα (1~7)、PLDβ
(1、2)、PLDδ (1~3)、PLDζ (1、2)、PLDκ及
PLDφ。其中PLDα (1~7)、PLDβ (1、2)、PLDδ
(1~3)及PLDκ均含有C2结构域, 属于C2-PLDs, 而
PLDζ (1、2)含有PH/PX结构域, 与动物PLDs 类似,
属于PH/PX-PLDs。此外, 水稻PLDφ的N端不含C2
或PH/PX结构域, 但含有一个信号肽, 称为SP-PLD
(Li等2007)。不同植物种类如拟南芥、水稻、玉
米、大豆、高粱、短柄草、胡杨及芜菁等基因组
均含有PLDζ基因, 在不同物种间较为保守, 大都含
有 PLDζ1和PLDζ2 (图1)。
2 水稻PLD家族基因在低磷胁迫下的表达谱分析
PLD通过水解磷脂产生信号分子PA, 且导致
生物膜系统的重组。研究发现拟南芥PLDζ在磷饥
饿胁迫下参与磷脂与半乳糖脂转化过程。水稻
PLD是否参与磷饥饿响应过程尚未清楚。为此, 本
研究首先通过半定量反转录PCR (semi-quantitative
RT-PCR)分析水稻17个PLD基因在磷饥饿条件下
的表达谱。结果表明, 在水稻分蘖期间, PLDζ2在
磷供给正常条件下(磷浓度180 µmol·L-1)的表达量
极低, 但在磷饥饿胁迫条件下, PLDζ2快速被诱导,
其表达量明显提高, 特别是在磷严重缺乏条件下
植物生理学报1628
(磷浓度为9 µmol·L-1, 为正常供给的5%), 水稻根组
织中的PLDζ2显著被诱导(图2), 暗示了PLDζ2可能
参与水稻磷饥饿胁迫反应过程。此外 , 水稻
PLDα3、PLDα6、PLDα7、PLDβ2、PLDδ1和
PLDκ也明显受磷饥饿胁迫所诱导, 而其余相关基
因如PLDα1、PLDα2、PLDα4、PLDα5、PLDζ1、
PLDβ1、PLDδ2、PLDδ3、PLDε及PLDϕ表达量受
磷饥饿胁迫的影响较小或不明显。
3 水稻磷脂酶基因PLDζ2突变体分离和鉴定
水稻基因组含有2个PLDζ基因, 包括PLDζ1和
PLDζ2, PLDζ2基因共有18个外显子和17个内含
子。为分析水稻PLDζ2的生物学功能, 本研究首先
搜索水稻突变体库, 分别从DJ和ZH11背景材料中
获得了2个独立的T-DNA插入PLDζ2突变体种子。
其中DJ背景突变体pldζ2-1的T-DNA位于PLDζ2基
因的第6个内含子中, 而ZH11背景突变体pldζ2-2的
T-DNA位于第13个外显子中(图3-A)。通过基因序
列特异引物和T-DNA侧翼序列引物进行PCR鉴定,
分离、筛选得到了2个独立的PLDζ2纯合突变体株
系(图3-B、C)。为进一步分析突变体是否为完全
剔除突变体, 通过提取植物体内mRNA, 并经过RT-
PCR合成第一链cDNA, 再以第一链cDNA为模板
进行RT-PCR分别检测2个PLDζ2突变体株系中的
mRNA表达情况。结果发现T-DNA的插入导致2个
突变体pldζ2-1和pldζ2-2体内PLDζ2 mRNA表达完
全缺失, 系完全剔除突变体(图3-D、E)。
图2 水稻PLD基因在磷饥饿条件下的表达谱
Fig.2 The expression pattern of rice PLD in response to phosphate starvation
图1 不同植物PLDζs亲缘进化关系分析
Fig.1 Phylogenetic analysis of PLDζs in different plant species
蛋白名称前缀: At, 拟南芥(Arabidopsis thaliana); Os, 水稻(Oryza sativa); Br, 芜菁(Brassica rapa); Sb, 高粱(Sorghum bicolor); Zm, 玉米
(Zea mays); Gm, 大豆(Glycine max); Bd, 短柄草(Brachypodium distachyon); Pe, 胡杨(Populus euphratica)。
姚腾等: 水稻磷脂酶Dζ2在响应磷饥饿胁迫过程中的作用 1629
4 PLDζ2在水稻应答磷饥饿胁迫中的作用
为进一步分析水稻PLDζ2在磷饥饿胁迫中的
作用, 本研究对PLDζ2剔除突变体pldζ2-1进行磷饥
饿胁迫处理, 以野生型作为对照, 将不同基因型的
四叶苗期植株移植于含不同磷浓度(正常供磷180
µmol·L-1、中度磷饥饿45 µmol·L-1、严重磷饥饿
1.8 µmol·L-1)的水稻专用液体培养基中, 观察植株
外观形态如根表型的变化。在正常供磷条件下,
pldζ2-1突变体根长略低于野生型; 在磷饥饿条件
下, PLDζ2缺失突变导致植株根生长受阻, 特别在
严重缺磷条件下的效应更明显(图4-A、B、D、
E), 经过32 d的磷饥饿胁迫, pldζ2-1突变体根长仅
为其野生型的58%, 为极显著差异, 单株根系体积
仅为其野生型的40%左右。在中度磷饥饿条件下,
pldζ2-1突变体根长也略短于野生型(图4-D)。为进
一步确认PLDζ2在磷饥饿条件下的作用, 本研究分
析了ZH11背景的另一突变体pldζ2-2对磷饥饿胁迫
的反应, 结果发现pldζ2-2在严重磷饥饿胁迫条件
下的根生长也明显受阻, 其根长度也明显短于野
生型 (图4-A、B、E)。此外, PLDζ2缺失也导致植
图3 水稻PLDζ2突变体的分离鉴定及表达分析
Fig.3 Isolation of rice PLDζ2 mutants by PCR and the expression level of PLDζ2 by semi-quantitative RT-PCR
A: T-DNA插入PLDζ2位点; B和C: T-DNA插入纯合突变体pldζ2-1及pldζ2-2的PCR鉴定; D和E: 纯合突变体pldζ2-1及pldζ2-2的表达量
分析。
图4 水稻PLDζ2在磷饥饿条件下对植株生长的影响
Fig.4 The effect of rice PLDζ2 on plant growth under phosphate starvation
A和B: 水稻植株在严重磷饥饿条件下生长32 d (A)和60 d (B)的根状况; C: 植株在严重磷饥饿条件下生长32 d的地上部状况; D和E: 植
株不同品种在不同磷浓度条件下的根长。
植物生理学报1630
株茎秆变细小, 株高较野生型矮小(图4-C)。这些
结果表明水稻PLDζ2在应答磷饥饿胁迫过程中正
调控植株生长。
5 磷饥饿条件下PLDζ2缺失导致PA形成降低及糖
脂合成相关基因表达下调
PLDζ2缺失导致植物在磷饥饿条件下根系生
长受阻, 表明PLDζ2在磷饥饿胁迫下调控植株生长
中的重要性。为分析PLDζ2是否通过催化磷脂形
成PA, 本研究通过提取突变体和野生型叶片蛋白,
在PLDζ活性反应条件下分析PLDζ2活性, 结果发
现, 在正常生长条件下突变体和野生型叶片中的
PLDζ2活性均较低, 但在磷饥饿胁迫条件下野生型
叶片中的PLDζ活性显著被诱导, 其产物PA明显高
于正常条件, 而pldζ2-1突变体叶片中的PLDζ酶活
性极低, 几乎难以检测到其产物PA (图5-A)。说明
PLDζ2在磷饥饿胁迫条件下对PA的形成具有明显
效应。为进一步分析PLDζ2缺失是否影响磷脂向
糖脂转化途径相关基因的表达 , 本研究分析了
pldζ2突变体与野生型WT植株在应答磷饥饿胁
迫过程中磷脂酸磷酸水解酶1 (phosphatidic acid
phosphohydrolase 1, PAH1)和单半乳糖二酰甘油合
酶2 (monogalactosyldiacylglycerol synthase 2, MGD2)
的基因表达量的变化。结果表明, 在正常供磷条
件下, pldζ2-1突变体中的PAH1和MGD2表达水平
均显著高于野生型, 而在磷饥饿(1.8 µmol·L-1)条件
下, 突变体中的PAH1和MDG2表达水平均极显著
低于野生型(图5-B、C), 表明磷饥饿条件下PLDζ2
缺失导致糖脂合成酶相关基因表达的显著下调,
说明由PLDζ2调控的磷脂水解与糖脂合成紧密
相关。
讨　　论
植物在长期的进化过程中形成了节磷机制,
在应答磷饥饿胁迫过程中, 植物通过重新分配磷
在细胞中的分布, 使储存性的磷转化为活性磷, 提
高磷在关键代谢中的作用, 增强磷再循环利用。
磷脂是细胞膜的骨架成分, 也是细胞中存储磷的
重要形式(Wang等2006; Carini等2015)。研究表明
细胞膜脂重组是植物响应环境磷饥饿胁迫的一种
适应方式(Nakamura 2013)。在缺磷条件下, 植物
通过调整膜磷脂向糖脂转化主要存在2条途径, 一
是由PLDζ催化磷脂产生PA, 进而由PAH催化PA的
去磷酸化, 使磷酸基团从膜脂分子中释放出来供
其他关键代谢所需 , 而由PA转化的二酰甘油
(DAG)则进一步形成糖脂如MGDG及DGDG, 以填
补缺失的磷脂而维持磷饥饿条件下细胞膜的完整
性(Li等2006; Cruz-Ramírez等2006; Nakamura等
2009)。另一途径是通过非特异性磷脂酶C (non-
specific phospholipase C, NPC)的激活催化PC而形
成游离的磷酸基团及DAG, 为磷的有效利用和糖
脂的形成提供底物(Misson等2005; Morcuende等
2007; Nakamura等2005)。PLDζ含有PH/PX结构域,
图5 磷饥饿胁迫下pldζ2-1突变体的PLDζ2活性明显降低及其糖脂合成相关基因表达下调
Fig.5 Reduced PLDζ2 activity and transcript levels of genes involved in galactolipid synthesis in the pldζ2-1 mutant under
phosphate starvation
A: 从WT-DJ和pldζ2-1突变体叶片中提取蛋白, 在PLDζ活性条件下分析PLDζ2的活性; B和C: 通过实时定量PCR分析正常供磷和磷饥
饿胁迫下PAH1和MGD2的表达量。箭头指向表示PA。
姚腾等: 水稻磷脂酶Dζ2在响应磷饥饿胁迫过程中的作用 1631
与动物PLD结构较为类似, 其利用PC作为底物且
其活性不依赖于钙离子(Qin和Wang 2002)。水
稻、拟南芥均含有2个PLDζ2基因, 其中PLDζ2表
达可明显被磷饥饿胁迫所诱导。相比之下, 水稻
PLDζ1表达则对磷饥饿胁迫信号响应不明显, 暗示
了2个PLDζs在磷饥饿胁迫过程中的差异性。通过
基因缺失突变进一步分析发现PLDζ2在磷饥饿胁
迫中对植物生长起正调控作用, 其缺失导致磷饥
饿下的植株根系生长明显受阻, 而PLDζ1的缺失突
变则对根生长影响较小, 表明PLDζ2在磷饥饿胁迫
反应中的重要性。先前的研究表明拟南芥PLDζ1
与PLDζ2共同参与磷饥饿胁迫的调控过程, pldζ1/
pldζ2双突变体根生长受阻, 而PLDζ单突变体对根
长影响不明显(Li等2006)。此外, 拟南芥PLDζ缺失
突变不影响植株地上部生长, 而水稻PLDζ2缺失可
导致植株地上部生长受抑制。这些结果表明水稻
与拟南芥PLDζ2具有功能的保守性, 又有其独特性。
研究表明PA参与感知环境营养信号而调控植
株生长(Hong等2009)。本研究分析发现PLDζ2缺
失导致其催化PC产生PA的活性明显低于野生型,
说明PLDζ2可能通过其产物PA调控根生长。同时
PLDζ2缺失也导致植株体内在磷饥饿条件下的糖
脂合成通路相关基因PAH1和MGD2表达的显著下
调, 表明PLDζ2缺失也可能影响了糖脂合成。这些
结果暗示了水稻PLDζ2参与磷饥饿下植株生长的
调控具有双重效应: PA介导的信号转导以及磷脂
和糖脂转化的代谢调控。近期研究表明PAH作用
于PLDζ2下游共同参与磷饥饿胁迫下磷脂和糖脂
的转化过程, 源自于PLDζ2活性的PA经PAH进一步
催化形成DAG, 为糖脂合成提供底物。拟南芥
PAH的缺失突变也导致植株在磷饥饿胁迫下生长
受阻, 磷脂向糖脂转化过程受阻遏(Nakamura等
2009)。后续研究将进一步分析PLDζ2在磷饥饿下
对脂质代谢的影响, 及其与糖脂合成通路相关酶
的协同性和互作关系。此外, 除PLDζ2外, 水稻其
他PLD基因表达也受磷饥饿胁迫的诱导, 其是否也
参与磷饥饿响应过程有待进一步分析。
参考文献
丁广大, 陈水森, 石磊, 蔡红梅, 叶祥盛(2013). 植物耐低磷胁迫的遗
传调控机理研究进展. 植物营养与肥料学报, 19 (3): 733~744
Al-Faiyz YS, El-Garawany MM, Assubaie FN, Al-Eed MA (2007).
Impact of phosphate fertilizer on cadmium accumulation in soil
and vegetable crops. Bull Environ Contam Toxicol, 78: 358~362
Carini P, Van Mooy BAS, Thrash JC, White A, Zhao Y, Campbell EO,
Fredricks HF, Giovannoni SJ (2015). Sar11 lipid renovation in
response to phosphate starvation. Proc Natl Acad Sci USA, 112
(25): 7767~7772
Cheever ML, Sato TK, de Beer T, Kutateladze TG, Emr SD, Overdu-
in M (2001). Phox domain interaction with PtdIns(3)P targets
the Vam7 t-SNARE to vacuole membranes. Nat Cell Biol, 3:
613~618
Cruz-Ramírez A, Oropeza-Aburto A, Razo-Hernández F, Ramírez-
Chávez E, Herrera-Estrella L (2006). Phospholipase DZ2 plays
an important role in extraplastidic galactolipid biosynthesis and
phosphate recycling in Arabidopsis roots. Proc Natl Acad Sci
USA, 103 (17): 6765~6770
Hiroaki H, Ago T, Ito T, Sumimoto H, Kohda D (2001). Solution
structure of the PX domain, a target of the SH3 domain. Nat
Struct Biol, 8 (6): 526~530
Hong Y, Devaiah SP, Bahn SC, Thamasandra BN, Li M, Welti R,
Wang X (2009). Phospholipase Dε and phsophatidic acid
enhance Arabidopsis nitrogen signaling and growth. Plant J, 58:
376~387
Li G, Lin F, Xue HW (2007). Genome-wide analysis of the phospholi-
pase D family in Oryza sativa and functional characterization of
PLDβ1 in seed germination. Cell Res, 17: 881~894
Li M, Qin C, Welti R, Wang X (2006). Double knockouts of phospho-
lipases Dζ1 and Dζ2 in Arabidopsis affect root elongation during
phosphate-limited growth but do not affect root hair patterning.
Plant Physiol, 40: 761~770
McDowell RW, Condron LM (2000). Chemical nature and potential
mobility of phosphorus in fertilized grassland soils. Nutr Cycl
Agroecosys, 57: 225~233
Misson J, Raghothama KG, Jain A, Jouhet J, Block MA, Bligny R,
Ortet P, Creff A, Somerville S, Rolland N et al (2005). A ge-
nome-wide transcriptional analysis using Arabidopsis thaliana
affymetrix gene chips determined plant responses to phosphate
deprivation. Proc Natl Acad Sci USA, 102 (33): 11934~11939
Morcuende R, Bari R, Gibon Y, Zheng W, Pant BD, Bläsing O, Usadel
B, Czechowski T, Udvardi MK, Stitt M et al (2007). Genome
wide reprogramming of metabolism and regulatory networks of
Arabidopsis in response to phosphorus. Plant Cell Environ, 30:
85~112
Nakamura Y (2013). Phosphate starvation and membrane lipid remod-
eling in seed plants. Prog Lipid Res, 52: 43~50
Nakamura Y, Awai K, Masuda T, Yoshioka Y, Takamiya K, Ohta H
(2005). A novel phosphatidylcholine-hydrolyzing phospholipase
C induced by phosphate starvation in Arabidopsis. J Biol Chem,
280 (9): 7469~7476
Nakamura Y, Koizumi R, Shui G, Shimojima M, Wenk MR, Ito T,
Ohta H (2009). Arabidopsis lipins mediate eukaryotic pathway
of lipid metabolism and cope critically with phosphate starva-
tion. Proc Natl Acad Sci USA, 106 (49): 20978~20983
Pappan K, Zheng S, Wang X (1997). Identification and characteriza-
tion of a novel plant phospholipase D that requires polyphospho-
植物生理学报1632
inositides and submicromolar calcium for activity in Arabidop-
sis. J Biol Chem, 272 (11): 7048~7054
Qin C, Wang X (2002). The Arabidopsis phospholipase D family.
Characterization of a calcium-independent and phosphatidyl-
choline-selective PLDζ1 with distinct regulatory domains. Plant
Physiol, 128: 1057~1068
Testerink C, Munnik T (2005). Phosphatidic acid: a multifunctional
stress signaling lipid in plants. Trends Plant Sci, 10: 368~375
Wang C, Wang X (2001). A novel phospholipase D of Arabidopsis
that is activated by oleic acid and associated with the plasma
membrane. Plant Physiol, 127: 1102~1112
Wang X (2004). Lipid signaling. Curr Opin Plant Biol, 7: 329~336
Wang X, Devaiah SP, Zhang W, Welti R (2006). Signaling functions
of phosphatidic acid. Prog Lipid Res, 45: 250~278
Yamaguchi T, Kuroda M, Yamakawa H, Ashizawa T, Hirayae K,
Kurimoto L, Shinya T, Shibuya N (2009). Suppression of a
phospholipase D gene, OsPLDβ1, activates defense responses
and increases disease resistance in rice. Plant Physiol, 150:
308~319
Zhang Q, Lin F, Mao T, Nie J, Yan M, Yuan M, Zhang W (2012).
Phosphatidic acid regulates microtubule organization by interact-
ing with MAP65-1 in response to saltstress in Arabidopsis. Plant
Cell, 24: 4555~4576
Zheng L, Krishnamoorthi R, Zolkiewski M, Wang X (2000). Distinct
Ca2+ binding properties of novel C2 domains of plant phospholi-
pase Dα and β. J Biol Chem, 275: 19700~19706