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植物丝氨酸/ 精氨酸丰富(SR)蛋白的结构和功能及其在植物发育中的作用



全 文 :植物生理学通讯 第 44卷 第 6期,2008年 12月 1209
植物丝氨酸 /精氨酸丰富(SR)蛋白的结构和功能及其在植物发育中的作用
那海燕, 邓祖湖, 张木清 *, 陈如凯
福建农林大学农业部甘蔗生理生态与遗传改良重点实验室, 福州 350002
Structure and Function of Plant Serine/Arginine-Rich (SR) Proteins and Roles
in Plant Development
NA Hai-Yan, DENG Zu-Hu, ZHANG Mu-Qing*, CHEN Ru-Kai
Key Laboratory of Eco-Physiology, Genetic Improvement for Sugarcane, Ministry of Agriculture, Fujian Agriculture and Forestry
University, Fuzhou 350002, China
提要: 丝氨酸/精氨酸丰富(SR)蛋白家族是真核生物中的一类剪接因子, 在前体mRNA的组成性和选择性剪接中起作用。本
文就近十几年来SR蛋白结构和功能及其在植物发育中的作用的研究进展作以介绍。
关键词: SR蛋白; 前体mRNA剪接; 植物发育
收稿 2008-06-13 修定 2008-09-17
资助 国家自然科学基金(CO2 02 05 08 )。
* 通讯作者 ( E - m a i l : z m u q i n g @ h o t m a i l . c o m ; T e l :
0 59 1-83 7 68 24 2)。
在真核生物中, 前体mRNA的剪接(pre-mRNA
splicing)是基因表达调控的重要机制。同一个前体
mRNA经过一系列的加工过程可以形成不同的成熟
mRNA, 从而翻译出很多功能不同的蛋白质。因
此, 前体mRNA的剪接也是生物多样性产生的关键
机制之一。mRNA的剪接主要通过剪接复合体来
完成。除催化核心部分外, 剪接复合体主要包括小
分子核RNA结合蛋白(small nuclear ribonucleoprotein,
snRNP)和非小分子核RNA结合蛋白(non-snRNP)。
而在 non- snRNP 中, 丝氨酸 - 精氨酸丰富蛋白
(serine/arginine-rich proteins, SR protein)是人们近年
来研究最为广泛和深入的一类剪接因子。
20世纪90年代, 研究者们就已开始关注SR蛋
白, 第一个 SR蛋白是在研究哺乳动物的剪接机制
时发现的 , 即选择性剪接因子 / 剪接因子 2
(alternative splicing factor/splicing factor 2, ASF/SF2)
(Krainer和Maniatis 1985)。现已证明SR蛋白是一
个成员多且进化保守的家族, 其成员主要包括ASF/
SF2、35kD的剪接体成分(spliceosome component
of 35 kD, SC35)、SRp20、SRp40、SRp55、9G8
等。本文就SR蛋白结构和功能的研究进展作简要
评述。
1 SR蛋白家族成员及其分类
在 SR蛋白家族成员中, 每一个成员至少含有
一个或两个位于N端的RNA识别基元(RNA recog-
nition motif, RRM)、也称 RNA结合结构域(RNA
binding domain, RBD)和位于C端的丝氨酸(S)和精
氨酸(R)二肽富集结构域(RS domain)。但也有一些
SR蛋白包含特殊的结构, 如 Zn-knuckles、RGG
盒、两个 RS结构域等。如人类 SR蛋白剪接因子
9G8有CCHC型的Zn-knuckles结构; 大鼠 SR蛋白
剪接因子SRrp86含有一个RNA识别结构域和二个
RS结构域, 且在两个RS结构域之间有一个谷氨酸/
赖氨酸丰富(glutamic acid-lysine-rich, EK)区域
(Barnard和 Patton 2000); 植物特有的 SR蛋白剪接
因子 SR45的 RRM区域两端各有一个 RS结构域
(Golovkin和 Reddy 1999; Ali和 Reddy 2006)。目
前, 所有已知的 SR蛋白的分子量都在 20~75kD之
间, 并且大部分 SR蛋白家族成员都是以其分子量
大小命名的。而在分子量相同的情况下, 则加一个
字母代表这一成员的名字, 如ASF/SF2和SC35, 分
别称为 SRp30a和 SRp30b。
迄今为止, 人们采用蛋白质纯化、酵母双杂
交筛选和简并PCR等方法已克隆得到许多SR蛋白
家族成员。克隆出的人类 SR 蛋白有: SRp20、
9G8、ASF/SF2 (SRp30a)、SC35 (SRp30b)、
SRp30c、SRp40、SRp46、p54、SRp55、SRp75
和 SRrp508等至少 11个。通过筛选, 发现植物中
也存在 SR蛋白, 如拟南芥(Arabidopsis thaliana)中
分离出 19个 SR蛋白; 水稻(Oryza sativa)中鉴定出
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24个SR蛋白, 其中20个已得到分离并命名(Iida和
Go 2006; Isshiki等 2006)。一些植物 SR蛋白与动
物 SR蛋白具有同源性, 如植物 atSRp34/SR1和
atSRp30与人类 ASF/SF2具有相似的结构特点
(Lazar等1995; Lopato等1996),有些SR蛋白成员只
在植物中发现。目前已发现的 19个拟南芥 SR蛋
白中有7个在动物中没有发现(Reddy 2004; Kalyna
和 Barta 2004; Longman等 2000), 24个水稻 SR蛋
白中有 14个是动物中没有发现的。
在拟南芥基因组中发现的19个SR蛋白分布在
五条染色体上(表 1)。根据它们的结构特点拟南芥
和水稻的 SR蛋白分成七个亚家族(图 1): ASF/
SF2、SC35、一个锌结构的 9G8 (one-Zn-knuckles-
type 9G8)、二个锌结构的 9G8 (two-Zn-knuckles-
type 9G8)、SCL、植物新 SR (plant-novel-SR)蛋
白和 SR45。其中, ASF/SF2、SC35和一个锌结
构的 9G8三个亚家族是在植物界和动物界中普遍
存在的剪接因子(Graveley 2000), 而其他四个亚家
族则是植物所特有的(Kalyna和 Barta 2004)。
2 SR蛋白的结构特点和亚细胞定位
SR蛋白是一个结构高度保守的家族。SR蛋
白中结构域功能的研究已很多, 虽然试验设计各有
不同, 但大多数都用了基本相同的实验手段, 即基
因位点突变或缺失。
2.1 RRM的功能 RNA识别基元(RNA recognition
motif, RRM)也称 RNA结合结构域(RNA binding
domain, RBD), 是可以特异地识别前体mRNA并与
之结合而发挥作用的调节序列。SR蛋白家族多数
成员含有一个 RRM, 如 9G8和 SC35。而有些 SR
蛋白则有 2个 RRM, 如ASF/SF2和 RSp29。含有
2个 RRM的 SR蛋白, 是否能协同完成剪接任务?
Isshiki等(2006)研究了植物特有 SR蛋白 RSp29中
的RRM2功能, 结果表明RRM2特异缺失的∆RRM2
型中的 RSp29 依然具有同样的活性, 由此说明
RRM2对于 RSp29并非是必需的。∆RRM2型的
RSp29的5剪接位点没有改变, 表明RRM2没有参
与 5剪接位点的选择; 而RSp29的 RRM1缺失, 则
导致 RSp29不能正确寻找 5剪接位点。由此说明
RSp29中的 RRM1在提高剪接效率和剪接位点选
择中是重要的。相反, 也有研究发现, ASF/SF2的
2个RRM如果缺失一个就会影响其在剪接中的特
异性作用(Jumaa和Nielsen 2000)。总之, 在 SR蛋
白中 RRM结构域是决定剪接位点选择的关键因
素。
2.2 RS结构域的功能 RS结构域是由交替排列的
精氨酸和丝氨酸组成。RS结构域主要介导蛋白与
蛋白之间, 蛋白与 RNA之间的相互作用。通过蛋
白与蛋白相互作用, SR蛋白和其他剪接因子结合,
然后剪接因子聚集到前体mRNA的剪接位点附近,
对前体mRNA进行剪接。
2.2.1 RS结构域的特异性 RS结构域是启动前体
mRNA剪接的必要条件, RS结构域本身也具有一些
特有的功能。Isshiki等(2006)在研究水稻 SR蛋白
的结构时进行了相关的实验, 将水稻RSp29特异地
缺失RS结构域, 缺失RS结构域的RSp29并没有改
变5剪接位点的选择, 但使得GUS (β-glucuronidase)
活性降低或剪接的功能完全丧失, 由此说明 RS结图 1 拟南芥 SR蛋白亚家族
表 1 拟南芥 SR基因在染色体上的分布
拟南芥染色体 编码 SR蛋白的基因
I atSRp34, atSRp30, atSR45, atRSZ21, atSCL33
II atRSZ22a, atRSZ33, atRSp31a
III atSCL30a, atSRp34a, atRSZ32, atSCL30, atRSp31
IV atSRp34b, atRSp40, atRSZp22
V atSCL28, atRSp41, atSC35
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构域对于 SR蛋白的剪接活性是必不可少的, 与剪
接位点的选择没有关系。
2.2.2 RS结构域的可替代性 在SR蛋白家族中, 各
个成员之间的RS结构域可以相互替代, 各RS结构
域均具有启动剪接前体mRNA中相应内含子的功
能。将RSp29中的RS结构域以 SCL26的RS结构
域代替后, Wxb-GUS融合蛋白的GUS活性提高;
SCL26的 RS结构域以RSp29的 RS区域替换后不
能提高GUS的活性, 但能促进Wxb内含子 1的剪
接。动物中也有相关的试验证据, Wang等(1998)
用一株鸡的B细胞系(DT40-ASF)进行试验时发现,
如果ASF/SF2的 RS结构域缺失, 则ASF/SF2的功
能丧失, 而用其他 SR蛋白的 RS结构域替换ASF/
SF2的 RS结构域后ASF/SF2功能正常。据此推
测, SR蛋白家族成员之间的RS结构域可以相互替
代, 且功能不会丧失, 甚至作用效率可以增加。
由此可见, 在前体mRNA剪接中, SR蛋白的
RS结构域既有功能的特异性, 也有可替代性。此
外, RS结构域的亚细胞定位和RS结构域的磷酸化
作用将在后面阐述。
2.3 SR蛋白的亚细胞定位和移动性 在细胞核中,
SR蛋白主要聚集为核内形状不规则的颗粒状, 成为
核内一个典型的结构, 称为 “散斑 ”。一般认为, 每
个细胞核内都有一定数量的散斑, 这些散斑可能与
SR蛋白和其他剪接因子的储存和循环有关。散斑
也被认为是组装或是招募剪接因子到剪接位点完成
前体mRNA剪接的修饰位点。目前, 大多用免疫
荧光显微镜和绿色荧光融合蛋白研究SR蛋白的定
位和动力学功能。
2.3.1 SR蛋白的亚细胞定位 SR蛋白主要定位在
细胞核中, 其中 RS结构域对于散斑的形成和亚细
胞定位非常重要。拟南芥 RSZp22的亚细胞定位,
可能涉及到不同结构域的相互作用, 不是依赖单一
的定位信号(Tillemans等2006)。Ali和Reddy (2006)
用绿色荧光蛋白(GFP)和 SR45缺失突变体构成融
合蛋白, 并在拟南芥叶肉原生质中表达, 采用共焦
显微镜检测观察到GFP-SR45在细胞核中以散斑状
分布, 与在转基因拟南芥植物中观察到的结果一致,
但与缺失突变体中的结果有明显差异。RS1主要
定位于细胞核中且信号很微弱, 也出现在细胞质中;
RRM和绿色荧光蛋白构成的融合蛋白(GFP-RRM)
分散在细胞质和细胞核中, 没有任何的亚细胞定位
信号; RS2 单独和绿色荧光蛋白(GFP-RS2)或
RS2、RRM和绿色荧光蛋白(GFP-RRM-RS2)构成
的融合蛋白完全出现在细胞核, 表明核定位的信号
是在 RS2结构域; 由 RS1和 RRM构成的缺失RS2
的突变体大多出现在细胞核中, 但相当一部分也出
现在细胞质中。这些结果表明, RS1和 RS2结构
域都包含核定位信号, 但有其各自的功能, 互不依
赖。核内散斑定位或散斑 -维持信号完全在RS2结
构域, RS2结构域对于散斑定位是必要的。此外,
去除RS结构域后的GFP-SR突变体在核内不能表
现出典型的散斑模式(Tillemans等2005), 也说明RS
结构域对散斑的形成起重要的作用, RS结构域影响
SR 蛋白的定位。
2.3.2 SR蛋白的移动性 SR蛋白聚集在细胞核的
散斑中, 当前体mRNA进行加工处理时, SR蛋白
就从散斑中移动出来, 与mRNA特异结合, 发挥自
己的功能。SR蛋白的移动性主要依赖 RS结构域,
其实质是依赖 RS结构域的磷酸化。有研究表明,
在SR45中, 含有RS1或RS1-RRM的突变体完全正
常, 可以从散斑中移动出来, 具有移动性; 而含有
RRM-RS2(缺失RS1)的突变体中则含有大量的不移
动部分(69%), 说明RS1在调控SR45的移动性中起
作用(Ali和 Reddy 2006)。
ATP、磷酸化和转录都能调控植物SR蛋白的
移动性。在动物细胞中, SR蛋白(如 ASF/SF2和
SC35)的移动性是不依赖ATP的(Kruhlak等 2000;
Phair和Misteli 2000), 但大多数 SR蛋白的移动性
需要依赖磷酸化, 如拟南芥 RSZp22的移动性是依
赖磷酸化和ATP的(Tillemans等2006)。Ali和Reddy
(2006)用光漂白后的荧光恢复(fluorescence recovery
after photobleaching, FRAP)和光漂白中的荧光损失
(fluorescence loss in photobleaching, FLIP)试验分析
的结果表明, 在ATP耗尽的情况下, 植物 SR蛋白
(SR45和SR1/SRp34)出现了不移动部分, 说明植物
SR蛋白(SR45和SR1/SRp34)的移动性是依赖ATP
的。同样, 在转录和磷酸化受到抑制时, SR45和
SR1/SRp34的移动会减弱, 并且转录受抑制可导致
其他的SR蛋白成员改变其定位(Tillemans等2005;
Fang等 2004)。
最近, A l i 等( 2 0 0 8 )采用双分子荧光互补
(bimolecular fluorescence complementation, BiFC)技
术和光漂白后的荧光恢复(fluorescence recovery
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after photobleaching, FRAP)技术, 研究了U1-70k/
SR蛋白复合体的移动性。BiFC分析表明, U1-70k
和 SR45主要是在散斑内互相作用, 而且这种互相
作用是由 SR45中的 RS1或 RS2结构域介导的。
FRAP分析结果显示, SR45/U1-70k复合体比 SR45
或U1-70k单独恢复的都缓慢, 表明SR45/U1-70k复
合体停留在散斑的时间更长。此外, FRAP分析表
明, 磷酸化的抑制剂存在下的SR45/U1-70k复合体,
与未受磷酸化抑制剂处理的细胞中的复合体相比没
有任何大的改变, 这表明复合体的流动性是不受蛋
白磷酸化影响的。
由于动物中ASF/SF2和SC35的移动不依赖磷
酸化, 所以转录受抑制后, 它们的移动性会略有增
加。与动物 SR剪接因子不同, 植物 SR蛋白的移
动性依赖于ATP、磷酸化和转录, 并且植物的 SR
剪接因子的移动性和动物的有明显不同。这些研究
对进一步了解植物 SR蛋白运动的机制是有益的。
3 SR蛋白的功能
3.1 SR蛋白在前体mRNA剪接中的作用 RNA复
合物和多种蛋白参与剪接体的形成, 并通过不同的
方式影响剪接过程。目前, SR 蛋白主要是通过
RRM特异性结合前体mRNA, 而RS结构域再通过
蛋白与蛋白以及蛋白与 mR N A 的相互合作,使
mRNA剪接的功能完成。SR蛋白是剪接体组装和
mRNA剪接的关键因子, 特别在剪接体形成的早期
阶段, 作用更为明显。SR蛋白在早期结合mRNA
前体并参与剪接体的组装, 在选择性剪接中, 在跨
内含子的复合体形成过程中, SR蛋白可与辅助因子
U1snRNP和U2AF结合。促进早期剪接复合体的
组装, 形成 5和 3剪接位点之间的桥梁。并且, 它
们之间的结合, 是在 RNA聚合酶 II抑制剂存在的
情况下完成的(Ellis等 2008)。在外显子决定的复
合体中, SR 蛋白特异结合到外显子剪接增强子
(ESEs)上, 通过U2AF结合上游弱的 3剪接位点或
U1snRNP结合弱的 5剪接位点(Graveley等 2000;
Cartegni和Krainer 2002; Maniatis和 Tasic 2002)。
如在含有两个内含子的mRNA前体中, 高浓度的
SR蛋白倾向于选择最近的 5剪接位点, 而不会激
活隐蔽的5剪接位点, 这种近端效应可能在选择性
剪接中发挥重要作用。近年来发现外显子剪接沉
默子(ESS)可抑制剪接位点的选择。所以, 外显子
的ESE或ESS可增强或减弱SR蛋白在选择性剪接
中剪接位点的调控。此外, 植物中选择性剪接是调
节基因表达的一个重要的转录后调节机制, 并最终
影响了植物的形态和功能(Reddy 2007)。
Palusa等(2007)等研究拟南芥的19个SR基因
时综合分析了拟南芥中不同组织和苗的不同时期
SR基因的表达和剪接方式。认为一些 SR基因的
选择性剪接受制于发育和组织特异性。一些 SR基
因的选择性剪接受激素(生长素、脱落酸、细胞
分裂素)或非生物胁迫(冷、热、盐等)的影响, 一
些 SR基因的选择性剪接在温度胁迫(冷、热) 下发
生改变, 三个 SR基因的选择性剪接在激素作用下
改变。19个基因中有 15个经过选择性剪接后, 可
产生两个或更多个转录本, 即 15个 SR基因至少产
生 95个转录本, 从而使 SR基因家族的转录组的复
杂性增加了 6倍。这些结果表明, 在前体mRNA剪
接中, SR基因的选择性剪接受非生物胁迫和激素调
控可产生不同异构体的 SR蛋白。
SR家族的所有成员具有相同的功能, 即每一
个SR蛋白均可以和剪接缺失的细胞质提取物S100
互补(S100中包含了除 SR蛋白以外的其他所有组
成性剪接必需因子), 恢复剪切的功能, 从而可在体
外(in vitro)剪接试验中剪接前体mRNA, 可将前体
mRNA加工成为成熟的mRNA (Miche1等 1991;
Lopato等 1996; Lopato等 1999)。
在 SR蛋白靶序列研究中, SELEX (systematic
evolution of ligands by exponential enrichment)作为
一种体外筛选方法被广泛用于筛选与SR蛋白具有
高亲和力的 RNA序列。SR蛋白家族成员之间也
可以相互调节, 如SRrp86可以正向或负向调控其他
SR蛋白的活性(Barnard和 Patton 2000; Barnard等
2002; Li等 2002)。在体内和体外剪接实验中,
SRrp86提高 SRp20活性的同时还会抑制 ASF/
SF2、SC35、SRp55的活性(Li等 2002)。表明
SR蛋白家族的一些成员可通过蛋白与蛋白之间相
互作用来调节其他 SR蛋白的活性。
3.2 SR蛋白的核质穿梭和磷酸化 SR蛋白主要聚
集在细胞核内, 但其中也有一部分 SR蛋白可以在
细胞核和细胞质间往来穿梭, SR蛋白的这种往来穿
梭能协助已经加工成熟的mRNA到细胞质中。拟
南芥中如 RSZp22, 是一个核质穿梭蛋白(Tillemans
等 2006)。在哺乳动物细胞中, SR蛋白的成员如
ASF/SF2、9G8和 SRp20可不断在细胞核和细胞
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质之间穿梭。RS结构域在核质穿梭中起作用。如
人的 SR蛋白ASF/SF2、9G8、SRp20依赖于RS结
构域的磷酸化, 穿梭于核质之间(Caceres等 1998)。
在细胞核中, SR蛋白以磷酸化形式从散斑中
释放出来。磷酸化也可增加SR蛋白在前体mRNA
剪接机制中的作用。可逆磷酸化有利于剪接体的
组装, 去磷酸化后 SR蛋白再回到核内聚集到散斑
中。SR蛋白的磷酸化实质上是 RS结构域的磷酸
化, RS结构域的丝氨酸被磷酸化后, SR蛋白从散
斑中释放出来, 通过RRM结构域与前体mRNA特
异性结合, 与其他剪接因子一起完成剪接任务, 然
后RS结构域去磷酸化, SR蛋白再回到核内散斑中
(Melčák等 2000; Misteli 2000)。因此, SR蛋白的
磷酸化对于 SR蛋白的移动性也是至关重要的。
一些蛋白激酶可以催化 SR蛋白磷酸化, 因而
使 SR蛋白具有特定的活性。拟南芥 RSzp22以激
酶抑制剂处理后, 核内往来穿梭即被改变(Tillemans
等 2005)。目前有关研究表明, SR蛋白的磷酸化
状态可在不同程度上影响它们对前体mRNA的识
别、剪接复合体的组装和剪接催化中的功能。
3.3 SR蛋白的其他功能 SR蛋白在不同物种中具
有进化上的高度保守性, 它们通常在核内呈斑点
(speckle)状分布, 以浓度依赖的方式制约着 5和 3
端剪接位点的选择, 直接参与剪接体的形成和
mRNA加工成熟(Graveley 2000; Hastings和Krainer
2001)。SR蛋白(如ASF/SF2、9G8和 SRp20)不
断在细胞核和细胞质之间往返穿梭, SR蛋白对真核
生物基因表达的影响可能不仅仅在于其剪接作用,
一些 SR蛋白在mRNA核内转出、mRNA的稳定
性和蛋白质翻译等mRNA代谢中也起作用。在植
物中, 有的突变体不直接影响剪接效率而是改变
mRNA的结构进而影响RNA代谢的其他方面, 其具
体机制尚不清楚。这方面在动物中研究较为深入,
在哺乳动物细胞和爪蟾卵母细胞中, SRp20和 9G8
促进mRNA从核中转出(Huang和 Steitz 2001); 一
些穿梭SR蛋白可作为mRNA的转出受体; ASF/SF2
可调控mRNA的稳定性(Lemaire等2002)并促进其
在体内及体外的翻译(Masuyama等 2004; Sanford
等 2004)。Lemaire等(2002)用鸡胚胎 cDNA文库
筛选鸡 B细胞DT40-ASF中不同mRNA的表达时,
意外发现一种与 PKCI-1基因高度相关的基因即
PKCI-r, PKCI-r基因的转录水平在ASF/SF2缺失
的细胞中提高 6 倍, ASF/SF2 的抑制并不影响
PKCI-r的剪接, 但却明显增加 PKCI-r mRNA的半
衰期, 说明 SR蛋白也可能通过调控mRNA的稳定
性来调节真核细胞基因表达。
“NAGNAG受体 ”是在3端附近的剪接位点,
介导了一种特殊类型的选择性剪接。在拟南芥和
水稻基因组分别保存有NAGNAG型的选择性剪接,
其中包括 2组 RNA结合的蛋白。研究结果表明,
NAGNAG型的选择性剪接很可能是一个共同的机
制即调控蛋白质, 其作用可能有助于建立复杂的转
录组和蛋白质组(Iida等 2008)。Schindler等(2008)
等在拟南芥的基因组发现 6 7 7 2 个内含子上有
NAGNAG受体基元, 这极大地丰富了编码DNA结
合蛋白的基因。这些结果表明, NAGNAG型的剪
接可能提供一个机制, 即DNA结合蛋白的协调机
制。在拟南芥中发现7个基因有NAGNAG受体基
元, 对其中的 EST序列进行比对, 发现 SR和 SR相
关基因的 36个内含子中有 30个是NAGNAG型。
选择15个进行试验分析, 发现器官特异性剪接在成
熟植物和不同阶段的幼苗中均有不同, 热休克或冷
休克下剪接发生的比例也有很大变化。这些结果
说明, 在 SR和SR相关基因中, NAGNAG型选择性
剪接的不同作用结果是组织和条件特异性的, 而不
是基因特异性的。
SR基因高度重复和相对大量的 SR蛋白是基
因功能上的进化, 还是各成员之间存在功能上的冗
余? 拟南芥 SR蛋白家族的个别成员具有独特的表
达方式, 因此认为, 在一定的条件下它们可能具有
特定的功能。水稻每种类型的SR蛋白都有多个成
员, 推测水稻 SR蛋白的功能有一定程度的冗余。
一些SR蛋白功能是冗余的, 但并没有一个SR蛋白
被其他SR蛋白所替代, 说明SR蛋白功能也有其专
一性(Iida和Go 2006; Isshiki等 2006)。多种动物
中的SR蛋白分析显示, SR蛋白有独立的和冗余的
两种功能(Longman等 2000)。
4 SR蛋白在植物发育中的作用
SR蛋白在植物花发育中调控花器官以及花分
生组织形成, 还能调控植物的营养生长和根分化等
发育过程, 并在调控植物从营养生长转向生殖生长
的过程中起作用。
在拟南芥中, SR基因在不同组织中存在差异
表达。其中, SR基因在根和花中表达很高(Kalyna
植物生理学通讯 第 44卷 第 6期,2008年 12月1214
等 2003)。拟南芥 RSz33主要在侧根及其伸长区、
花柱、柱头和成熟花粉中表达。SR 蛋白的组织
特异性表达可能调节不同组织中的选择性剪接,
SRp30或RSz33异位表达可导致转基因植株在形态
和发育等方面有很大变化(Kalyna等 2003)。SR45
调节众多植物发育过程, 参与调控了植株的大小、
开花的时间和器官的形态学特征。Ali等(2007)在
研究植物特异SR蛋白SR45中发现, sr45-1型突变
体植株的叶片细长和卷曲, 生活周期比野生型植株
缩短大约1/3, 突变体从营养生长期到生殖生长期的
过渡延迟, 根生长也比野生型植株缓慢些, sr45-1植
株开花晚于野生型, 但sr45-1型突变体植株的开花
时间延迟现象可通过春化作用消除; sr45-1型突变
体植株花瓣和雄蕊的数量与野生型植株不同, sr45-
1 型突变体植株中控制花器官数量相关基因
(WIGGUM/ERA1、ULTRAPETALA、PLURIPETALA、
PIE1等)没有明显表达。这些结果表明, 植物特异
蛋白SR45调节植物开花的机制并不是通过剪接一
些与开花相关的基因作用, 而是 SR45演化成为调
节植物开花机制的功能基因。
Lopato等(1999)的研究表明, 如果转基因拟南
芥的 atSRp30蛋白水平增加, 则从营养到生殖期的
过渡延迟, 生命周期延长, 并且转基因植株的个体
增大。Kalyna等(2003)研究发现 atRSz33的过量表
达引起一系列的变化, 如授精、细胞胚胎和根尖分
生组织等发育过程变化; 此外, 在转基因拟南芥中,
过量表达还会影响植物激素的含量和分布。
植物SR蛋白的过量表达影响植物的生长发育
过程。Lopato等(1999)研究拟南芥 SR蛋白中 SR
蛋白过量表达的结果表明, 拟南芥中有一种 SR蛋
白过量表达即可改变编码其他SR蛋白基因的剪接
方式。如在转基因拟南芥中 atSRp30基因的过量
表达, 可导致编码全长 atSRp34/SR1蛋白的基因下
调, 改变其特有的表达方式。Kalyna等(2003)的研
究也表明在转基因拟南芥中, atRSz33的过量表达会
导致 atSRp30和 atSRp34/SR1剪接方式的改变, 而
atRSz33可通过调节自身的表达, 改变内源性前体
mRNA的剪接。Lazar等(2000)认为 atSRp34/SR1
的过量表达, 并不影响其自身的剪接。SR基因的
过量表达不影响植物生长, 但仍需要对不同发育阶
段的植株进行深入的研究。Isshiki等(2006)在研
究水稻 SR基因的过量表达时发现, 水稻SR基因的
转录调控, 在剪接机制中发挥功能; 水稻SR基因的
表达在根、叶和其他组织中没有明显的变化。
5 结束语
SR蛋白是一类高度保守的蛋白家族, 具有经
典的 RRM结构域和 RS结构域。动物和植物中都
存在多种SR蛋白, 植物中的SR蛋白比动物中的发
现晚一些, 但植物中的许多 SR蛋白是植物特有的
SR蛋白。SR蛋白在前体mRNA的剪接机制中发
挥着特有的调控作用。RS结构域中丝氨酸(S)的
磷酸化是SR蛋白与mRNA结合的必要条件, 即RS
结构域的磷酸化可调控 SR蛋白的作用活性, 同时
RS结构域的磷酸化在不同程度上影响剪接复合体
的组装、剪接催化和 S R 蛋白的核质穿梭能力。
ATP、磷酸化和转录也调节着植物SR蛋白的活性。
今后有关这一领域的研究有以下 3个方面值
得考虑: (1)近年来, 研究者们正在加快对 SR蛋白
的功能和调控机制的研究, 一些问题仍然没有解
决。如SR蛋白成员间的功能冗余和各成员的独立
功能怎样理解, SR蛋白结构中RRM结构域和RS结
构域的功能已经鉴定, 但其分子机制也有待研究。
(2)植物中SR蛋白在植物剪接调节中有无特异性作
用, 其他剪接和调控因子与 SR蛋白之间在剪接过
程中的相互作用机制尚不清楚。(3)逆境胁迫应答
中, 基因通过选择性剪接产生转录本的相对数量有
了大规模的变化。
参考文献
Ali GS, Reddy AS (2006). ATP, phosphorylation and transcription
regulate the mobility of plant splicing factors. J Cell Sci, 119
(17): 3527~3538
Ali GS, Palusa SG, Golovkin M, Prasad J, Manley JL, Reddy AS
(2007). Regulation of plant developmental processes by a
novel splicing factor. PLoS ONE, 2 (5): e471
Ali GS, Prasad KV, Hanumappa M, Reddy AS (2008). Analyses of
in vivo interaction and mobility of two spliceosomal proteins
using FRAP and BiFC. PLoS ONE, 3 (4): e1953
Barnard DC, Patton JG (2000). Identification and characterization
of a novel serine-arginine-rich splicing regulatory protein.
Mol Cell Biol, 20: 3049~3057
Barnard DC, Li J, Peng R, Patton JG (2002). Regulation of
alternative splicing by SRrp86 through coactivation and re-
pression of specific SR proteins. RNA, 8: 526~533
Caceres JF, Screaton GR, Krainer AR (1998). A specific subset of
SR proteins shuttles continuously between the nucleus and the
cytoplasm. Genes Dev, 12: 55~66
Cartegni L, Krainer AR (2002). Disruption of an SF2/ASF-
dependent exonic splicing enhancer in SMN2 causes spinal
植物生理学通讯 第 44卷 第 6期,2008年 12月 1215
muscular atrophy in the absence of SMN1. Nat Genet, 30:
377~384
Ellis JD, Llères D, Denegri M, Lamond AI, Cáceres JF (2008).
Spatial mapping of splicing factor complexes involved in
exon and intron definition. J Cell Biol, 181 (6): 921~934
Fang Y, Hearn S, Spector DL (2004). Tissue-specific expression
a nd dynamic orga niza t ion of SR spl ic ing fac tors in
Arabidopsis. Mol Biol Cell, 15 (6): 2664~2673
Golovkin M, Reddy AS (1999). An SC35-like protein and a novel
serine/arginine-rich protein interact with Arabidopsis U1-
70K protein. J Biol Chem, 274: 36428~36438
Graveley BR (2000). Sorting out the complexity of SR protein
functions. RNA, 6: 1197~1211
Hastings ML, Krainer AR (2001). Pre-mRNA splicing in the new
millennium. Curr Opin Cell Biol, 13: 302~309
Huang Y, Steitz JA (2001). Splicing factors SRp20 and 9G8 pro-
mote the nucleocytoplasmic export of mRNA. Mol Cell, 7:
899~905
Iida K, Go M (2006). Survey of conserved alternative splicing
events of mRNAs encoding SR proteins in land plants. Mol
Biol Evol, 23: 1085~1094
Isshiki M, Tsumoto A, Shimamoto K (2006). The serine/argin-
ine-rich protein family in rice plays important roles in con-
stitutive and alternative splicing of pre-mRNA. Plant Cell,
18: 146~158
Iida1 K, Shionyu M, Suso Y (2008). Alternative splicing at
NAGNAG acceptor sites shares common properties in land
plants and mammals. Mol Biol Evol, 25 (4): 709~718
Jumaa H, Nielsen PJ (2000). Regulation of SRp20 exon 4 splicing.
Biochim Biophys Acta, 1494: 137~143
Kalyna M, Lopato S, Barta A (2003). Ectopic expression of
atRSZ33 reveals its function in splicing and causes pleiotro-
pic changes in development. Mol Biol Cell, 14: 3565~3577
Kalyna M, Barta A (2004). A plethora of plant serine/arginine-
rich proteins: redunda ncy or evolution of novel gene
functions? Biochem Soc Trans, 32: 561~564
Krainer AR, Maniatis T (1985). Multiple factors including the
small nuclear ribonucleoproteins U1 and U2 are necessary
for pre-mRNA splicing in vitro. Cell, 42: 725~736
Kruhlak MJ, Lever MA, Fischle W, Verdin E, Bazett-Jones DP,
Hendzel MJ (2000). Reduced mobility of the alternate splic-
ing factor (ASF) through the nucleoplasm and steady state
speckle compartments. J Cell Biol, 150: 41~51
Lazar G, Schaal T, Maniatis T, Goodman HM (1995). Identifica-
tion of a plant serine-arginine-rich protein similar to the
mammalian splicing factor SF2/ASF. Proc Natl Acad Sci USA,
92: 7672~7676
Lazar G., Goodman HM (2000). The Arabidopsis splicing factor
SR1 is regulated by alternative splicing. Plant Mol Biol, 42:
571~581
Lemaire R, Prasad J, Kashima T, Gustafson J, Manley JL, Lafyatis
R (2002). Stability of a PKCI-1-related mRNA is controlled
by the splicing factor ASF/SF2: a novel function for SR
proteins. Genes Dev, 16: 594~607
Li J, Barnard DC, Patton JG (2002). A unique glutamic acid-lysine
(EK) domain acts as a splicing inhibitor. J Biol Chem, 277:
39485~39492
Longman D, Johnstone IL, Cáceres JF (2000). Functional charac-
terization of SR and SR-related genes in Caenorhabditis
elegans. EMBO J, 19: 1625~1637
Lopato S, Mayeda A, Krainer AR, Barta A (1996). Pre-mRNA
splicing in plants: characterization of Ser/Arg splicing factors.
Proc Natl Acad Sci USA, 93: 3074~3079
Lopato S, Kalyna M, Dorner S, Kobayashi R, Krainer AR, Barta A
(1999). atSRp30, one of two SF2/ASF-like proteins from
Arabidopsis thaliana, regulates splicing of specific plant
genes. Genes Dev, 13: 987~1001
Melčák I, Cermanová Š, Jirsová K, Koberna K, Malínský J, Raška
I (2000). Nuclear pre-mRNA compartmentalization: traf-
ficking of released transcripts to splicing factor reservoirs.
Mol Biol Cell, 11: 497~510
Misteli T (2000). Cell biology of transcription and pre-mRNA
splicing: nuclear architecture meets nuclear function. J Cell
Sci, 113: 1841~1849
Maniatis T, Tasic B (2002). Alternative pre-mRNA splicing and
proteome expansion in metazoans. Nature, 418: 236~
243
Masuyama K, Taniguchi I, Kataoka N, Ohno M (2004). SR pro-
teins preferentially associate with mRNAs in the nucleus and
facilitate their export to the cytoplasm. Genes Cells, 9:
959~965
Michel H, Griffin PR, Shabanowitz J, Hunt DF, Bennett J (1991).
Tandem mass spectrometry identifies sites of three post-
translational modifications of spinach light-harvesting chlo-
rophyll protein II. Proteolytic cleavage, acetylation, and
phosphorylation. J Biol Chem, 266: 17584~17591
Phair RD, Misteli T (2000). High mobility of proteins in the
mammalian cell nucleus. Nature, 404: 604~609
Reddy AS (2004). Plant serine/arginine-rich proteins and their
role in pre-mRNA splicing. Trends Plant Sci, 9: 541~547
Palusa SG, Ali GS, Reddy AS (2007). Alternative splicing of pre-
mRNAs of Arabidopsis serine/arginine-rich proteins: regula-
tion by hormones and stresses. Plant J, 49: 1091~1107
Reddy AS (2007). Alternative splicing of pre-messenger RNAs in
plants in the genomic era. Annu Rev Plant Biol, 58: 267~294
Sanford JR, Gray NK, Beckmann K, Caceres JF (2004). A novel role
for shuttling SR proteins in mRNA translation. Genes Dev,
18: 755~768
Schindler S, Szafranski K, Hiller M, Ali GS, Palusa SG, Backofen
R, Platzer M, Reddy AS (2008). Alternative splicing at
NAGNAG acceptors in Arabidopsis thaliana SR and SR-
related protein-coding genes. BMC Genomics, 9: 159
Tillemans V, Dispa L, Remacle C, Collinge M, Motte P (2005).
Functional distribution and dynamics of Arabidopsis SR splic-
ing factors in living plant cells. Plant J, 41: 567~582
Tillemans V, Leponce I, Rausin G, Dispa L , Motte P (2006).
Insights into nuclear organization in plants as revealed by
the dynamic distribution of Arabidopsis SR splicing factors.
Plant Cell, 18: 3218~3234
Wang J, Xiao SH, Manley JL (1998). Genetic analysis of the SR
protein ASF/SF2: interchangeability of RS domains and nega-
tive control of splicing. Genes Dev, 12: 2222~2233