全 文 ：植物适应铝毒胁迫的生理及分子生物学机理 3
刘　强　郑绍建 3 3 　林咸永
(浙江大学环境与资源学院 ,杭州 310029)
【摘要】　铝毒是酸性土壤上限制作物生长最重要的因素 ,严重影响着全世界和中国大约 40 %和 21 %耕作
土壤的作物生产. 近几十年来 ,世界各国针对植物的铝毒及其耐铝机制进行了大量的研究 ,并取得了较大
进展. 文中重点综述了植物适应铝胁迫基因型差异筛选方法及其鉴定技术、植物适应铝胁迫的生理基础及
分子生物学机制等方面的研究进展 ,简要讨论了今后的研究方向.
关键词 　植物 　铝毒害 　基因型差异 　抗铝生理及分子机制
文章编号 　1001 - 9332 (2004) 09 - 1641 - 09 　中图分类号 　Q945 　文献标识码 　A
Plant physiological and molecular biological mechanism in response to aluminium toxicity. L IU Qiang ,ZHEN G
Shaojian and L IN Xianyong ( College of Envi ronmental and Resource Sciences , Zhejiang U niversity , Hangz hou
310029 , China) . 2Chin. J . A ppl . Ecol . ,2004 ,15 (9) :1641～1649.
Aluminium toxicity is the major factor limiting crop growth on acid soils ,which greatly affects the crop produc2
tivity on about 40 % cultivated soils of the world and 21 % of China. In the past decades ,a lot of researches on a2
luminium toxicity and resistant mechanisms have been doing ,and great progress was achieved. This paper dealt
with the genetic differences in aluminium tolerance among plants ,screening and selecting methods and technolo2
gies for identifying aluminium resistance in plants ,and physiological and molecular mechanism resistance to alu2
minium toxicity. Some aspects needed to be further studied were also briefly discussed.
Key words 　Plant , Aluminium toxicity , Genetic difference , Physiological and molecular mechanism of alumini2
um resistance.
3 国家自然科学基金项目 (30170548、30270784) 、教育部博士点基金
和留学回国人员科研起动基金资助项目.3 3 通讯联系人. E2mail :sjzheng @zju. edu. cn
2003 - 04 - 10 收稿 ,2003 - 09 - 27 接受.
1 　引 　　言
全世界约有 3915 ×108 hm2 酸性土壤 ,占世界可耕地土
壤的 40 % ,主要分布在热带、亚热带及温带地区 ,尤其是发
展中国家[31 ] . 我国酸性土壤遍及南方 15 个省区 ,总面积为
2103 ×107 hm2 ,约占全国土地总面积的 21 %[36 ] . 除了自然
成土过程导致土壤酸化外 ,由大气污染引起的酸沉降、农业
生产中大量施用生理酸性的化学肥料、根系吸收阴阳离子不
平衡、豆科植物的连续种植等加剧了土壤的酸化 ,使酸性土
壤面积和酸性程度进一步提高. 当土壤 p H 下降到 515 以下
时 ,原固定于晶格中的铝可逐渐解离 ,以离子态释放到溶液
中 ,直接危害植物生长 ,降低了酸性土壤上农作物的生产力.
铝毒被认为是酸性土壤或酸化土壤上作物生长最重要的限
制因素. 针对酸性土壤的铝毒问题 ,过去多采用施石灰对表
层土壤进行改良 ,但用量大 ,且需要长期施用 ,石灰资源在地
区间分布不均匀 ,运输费用高 ,而对心底层土壤施石灰极其
困难 ,也不经济. 因此 ,在采用各种措施降低土壤可溶性铝的
同时 ,利用和选育耐铝的作物基因型是提高酸性铝毒土壤生
产力、保护森林和农业生态系统、促进农业可持续发展及生
物修复受损环境的一条重要途径. 近几十年来 ,世界各国针
对植物的铝毒及其耐铝机制进行了大量的研究. 本文重点对
植物适应铝胁迫基因型差异筛选方法及其鉴定指标、植物适
应铝胁迫的生理基础及分子生物学机制等方面的研究进展
进行综述.
2 　植物适应铝胁迫基因型差异筛选及其鉴定指标
211 　筛选方法
21111 土培法 　它是直接将所要筛选的植物种植于存在铝
毒的酸性土壤上 ,从植物地上部分的生长和生长量积累状况
来判断其抗铝毒能力的高低. 但存在两个明显的缺点 :1) 由
于铝毒不是酸性土壤上唯一的限制因子 ,因此选取只存在铝
毒的土壤从理论上讲几乎是不可能的. 2)铝主要影响植物根
系的生长 ,使用土培法则不容易观察到根系的生长情况. 然
而 ,由于土壤是植物生长的主要介质 ,经筛选的植物基因型
最终还是要回到田间实际生产中去 ,而且林咸永等 [40 ]对 24
个小麦基因型品种进行耐铝性筛选实验表明 ,地上部耐性指
标 (相对株高、相对地上部干重)也能够作为耐铝性筛选的一
个可靠指标. 因此 ,采用土培法来鉴定植物的耐铝性在生产
实际中仍不失为一种好方法. 但是需时长、工作量大 ,不能满
足大批量快速、高效筛选的要求 ,也不易控制环境条件 ,故常
影响筛选的可靠性.
21112 水培法 　即在溶液中加入一定量的单体铝 ,同时观察
和记录根系和地上部分的生长状况 ,即可筛选出抗铝毒能力
强弱的植物或品种. 水培法又可分为大容积溶液培养和小容
积溶液培养筛选法. 前者由于可在同一营养液中种植多个基
应 用 生 态 学 报 　2004 年 9 月 　第 15 卷 　第 9 期 　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　
CHIN ESE JOURNAL OF APPL IED ECOLO GY ,Sep. 2004 ,15 (9)∶1641～1649
因型 ,且同一处理中的不同基因型的培养条件可以控制一
致 ,是一种省时省工、简便而又易于操作的筛选方法. 但此方
法没有充分考虑到抗铝植物在铝处理下产生有机酸、磷酸、
粘胶的分泌及根际 p H 的提高等生理生化反应而对其它植
物带来一些间接的影响 ,由此会产生两种误差 :低估了抗铝
基因型品种的抗性程度和抗性品种的相对数量 ;降低了铝敏
感基因型品种的敏感程度和敏感性品种的相对数量. 针对这
一现象 ,现在对铝耐性的筛选更多地采用小容积溶液培养法
(隔离培养) . 如 Ma 等[50 ]设计了一个用多个 70 ml 塑料针筒
组成的隔离培养装置和铝抗性或敏感性的植物苗期筛选方
法 ,成功地对 604 个大麦 ( Hordeum vulgare L . ) 品种进行了
筛选 ,发现与小麦 ( Triticum aestivun L . ) 相比 ,大部分大麦
品种属于铝敏感性的. 这一方法最大的优势在于消除了品种
间的相互作用 ,同时利用苗期生物小、不需外加营养元素的
特点 ,在小容器内进行培养 ,可实现在一周内完成近 50 个品
种的筛选工作 ,加快了筛选工作的进度 ,同时也提高了结果
的可靠性和准确性.
212 　鉴定指标
21211 根伸长量 　据研究 ,在供铝 1～2 h 就可观察到植物根
系的伸长明显受到抑制. 因此 ,铝胁迫下根系相对伸长速率
可以快速、灵敏地反映不同的植物种类或品种对铝毒的耐性
程度. 由于其简便易行 ,并能很好地反映植物抗铝或对铝毒
的敏感程度. 此方法作为水培试验中最为常用的鉴定方法 ,
被研究者广泛采用 [31 ] .
21212 染色法 　一般认为 ,根尖 (根冠、分生组织、伸长区) 是
铝积累的主要部位 ,也是铝毒害的最初作用部位[31 ] . Del2
haize 等[16 ]对铝耐性不同的近等基因系小麦研究发现 ,短时
间铝胁迫敏感型品种根尖积累的铝比耐性品种多 ,即植物的
耐铝性差异与根尖铝含量呈负相关. 而植物根系中铝的含量
可用能与铝形成带色的化合物加以判定. 由于存在上述关
系 ,可通过染色法来鉴定耐性和敏感植物或品种. 这一方法
的代表是苏木精染色法. 苏木精易与根系结合的铝形成紫红
色的复合物 ,苏木精与根尖结合的铝染色程度深 ,代表根尖
积累了较多的铝 ,其对铝毒害就敏感 ,反之亦然. 然而 ,用苏
木精染色法进行抗铝性的鉴定也存在一些缺陷 ,如某些植物
结合于细胞壁上的铝 ,尽管其含量很高 ,但可能并不表现出
毒性. 为克服上述缺点 ,研究者又采用了另外一种染色法来
鉴定植物的抗铝性 ———铬花青 R ( Eriochrome cyanine R) 染
色法. 该染色法的原理不同于苏木精染色法. 铬花青 R 染色
可在一定程度上反应铝胁迫条件下细胞的活力 ,或受毒害的
程度 ,而不是铝在根系的积累量. Aniol 等 [5 ]将铬花青 R 染色
用于判断铝处理后根系的再生长能力 ,再生能力强者 ,根尖
和伸长区呈白色 ,反之则呈桃红色 ,颜色的深浅程度与再生
能力呈负相关. 此染色法只需进行 10 min 染色即可 ,因此很
适合同时对大量植物进行抗铝性的筛选鉴定.
21213 氮蓝四唑还原 　Maltais 等 [54 ]研究发现大部分单子叶
植物茁壮生长的根尖对氮蓝四唑 (NB T)的还原能力都很强 ,
而 Al3 + 能快速抑制植物根尖 (尤其是分生区或末端转移区)
对 NB T 的还原. 因此 ,只需测定铝胁迫 24 h 后根尖对 NB T
还原力的相对活性 ,就可鉴定出不同植物及同一植物不同品
种的耐铝性差异. 该生化指标可使研究者在短时间内能筛选
大量植物的耐铝性差异 ,也是一个较好的鉴定指标.
大量研究表明 ,植物耐铝性也与铝胁迫下有机酸分泌
量[52 ] 、细胞质膜胼胝质的形成 [85 ]有关 ,但要把这两种指标
作为植物耐铝性的鉴定则显得较繁琐 ,不太切合实际. 因此
不推荐采用.
3 　植物适应铝毒胁迫的生理机制
311 　植物对铝的吸收、运输
31111 植物对铝的吸收 　与其它离子相比 ,有关植物如何吸
收铝及以何种形态的铝吸收了解得很少. 难点之一是由于铝
在溶液中的化学行为十分复杂 ,其存在形态与溶液 p H 密切
相关. 其次是缺乏合适的铝放射性示同位素 ,给研究造成了
较大的困难. Ma 等[45 ]通过短时间内收集木质部汁液的铝浓
度、监测介质溶液中吸收前后铝浓度的变化 ,来研究植物根
系吸收的是何种铝形态. 结果发现 ,抗铝性极强的荞麦
( Fagopyrum esculentum) 根系主要是以 Al3 + 离子形态吸收
的 ,而根系对不同摩尔比 (1∶1 ,1∶2 ,1∶3) 的 Al2oxalate 复合物
吸收得很少 ,表明荞麦根细胞质膜磷脂双分子层对 Al2ox2
alate 复合物的通透率很低. 他们还认为 ,质膜对 Al3 + 的吸收
是一个被动吸收过程. 此外 ,也有铝与有机酸螯合物可被植
物根系直接吸收的报道. 如 Polak 等 [67 ]对中国甘蓝 ( B rassica
rapa L . ) 吸收铝的形态研究表明 ,中国甘蓝对铝的吸收运输
主要取决于介质中提供的是何种形态的铝 ,当以 Al2citrate
和 Al2malate 形态提供时 ,根系对其吸收无需转换成其它形
态即可直接被吸收 ;当介质溶液中以 Al3 + 形式提供时 ,大部
分铝可能被根细胞壁钝化 ,只有一小部分铝能够进入细胞
内 ,且这小部分铝也需部分转换为 Al2malate 的形式向地上
部运输. 由此看来 ,不同植物对铝的吸收形态有所不同 ,可能
是不同研究者所用的植物材料或所采用的实验方法及条件
不同所造成的.
31112 植物体内铝的运输 　铝在植物体内的运输过程主要
由于铝在细胞壁中的高含量 ,在很大程度上影响了对细胞质
内铝含量的精确定量 ,测定上的背景值太高以及缺乏探测亚
细胞水平低铝浓度的灵敏分析技术 ,因此对于铝是如何通过
质膜进入细胞了解得还很少. 为此 ,Ma 等 [45 ]通过27 Al2NMR
对荞麦木质部汁液铝的存在形态进行分析 ,发现铝主要是以
Al2citrate 复合物形式存在 ,而且木质部汁液中有机酸也主要
是柠檬酸 ,表明铝是以 Al2citrate 复合物形式在木质部中运
输的. 由于荞麦根系及叶片中的铝均是以 Al2oxalate (1∶3) 复
合物形式存在 ,因此可判定铝由根系向木质部运输及木质部
向叶片卸载的这两个过程发生了配体交换 ,分别由草酸转变
为柠檬酸 ,再由柠檬酸转变为草酸. 此外 , Toshihiro 等[83 ]对
一种超积累铝的木本植物牡丹 ( Melastom a m alabathricum
L . )研究也发现 ,铝是以 Al2citrate 复合物形式在木质部中运
输的 ,且同样铝运输形式在由木质部向叶片卸载时发生了配
2461 应 　用 　生 　态 　学 　报 　　　　　　　　　　　　　　　　　　15 卷
体交换 ,即由柠檬酸转变为草酸. 认为植物之所以选择以 Al2
citrate复合物而不是 Al2oxalate 复合物形式在木质部中运
输.主要是由于草酸易于根细胞质及木质部汁液中的 Ca2 +
发生沉淀 ,由此分别影响信号转导及 Ca2 + 的运输. 可以说 ,
铝超积累植物对铝运输的这种生态适应机制很有意义.
312 　植物解铝毒生理机制
植物抗铝毒的生理机制常被分为外部排斥和内部耐受
两大类. 此两类机制的主要差别在于前者铝的解毒部位为质
外体 ,后者为共质体. 外部排斥机制主要包括 :细胞壁对铝的
固定、质膜对铝的选择透性、诱导产生的根际 p H 屏障、螯合
配体及磷酸盐的分泌、Al3 + 被主动输出细胞外等. 而内部耐
受机制包括 :胞质中有机酸、蛋白质及其它有机配体对铝的
螯合、液泡的区室化、抗铝酶的诱导及酶活性的提高等 [79 ] .
通过外部排斥机制使大量的铝被拒之于根表之外免遭其毒
害 ;而通过内部耐受机制能使植物根系将已吸收的铝 ,转化
为无毒性或毒性很小的结合形态 ,从而缓解体内铝毒害作
用.
31211 外部排斥机制
1) 细胞壁对铝的固定 :作为植物防御不良环境影响的
第一道屏障 ,细胞壁在植物抗铝毒机理中的作用倍受关注.
早在 1967 年 , Clarkson[12 ] 就发现 ,进入大麦根系中的铝有
85 %～90 %以上存在于细胞壁组分中 ,进入黄秋葵 ( A bel2
moschus esculentus)胚轴细胞中的铝也有 95 %结合于细胞壁
中[48 ] ,而在珊瑚轮藻 ( Chara corallina) 中甚至有 99199 %的
铝结合于细胞壁上 [81 ] . 研究发现 ,由于细胞壁中羧基及磷酸
基团带有大量负电荷 ,使 Al3 + 易于结合在这些基团所带的
负电荷上 ,从而阻止 Al3 + 与质膜结合或进入共质体 [31 ] . 现认
为 ,细胞壁中可与铝相结合的组分主要是果胶质、细胞骨架
和酶与磷酸根形成沉淀 [28 ,55 ] .
一些学者提出了细胞壁阳离子交换量 (CEC) 在抗铝毒
机理中起重要作用. 他们认为 ,细胞壁阳离子交换量低 ,结合
于细胞壁中的铝就少 ,故进入细胞质中的铝也相应减少 ,铝
毒害作用就小. 然而 ,对不同抗铝基因型小麦品种研究发现 ,
铝耐性品种根细胞 CEC 高于敏感型品种 [1 ] ,表明根细胞
CEC 在铝耐性机制中的作用不大 ,甚至根系铝含量远远超
过了根系阳离子交换量[84 ] . 故此 ,目前还存在一定的分歧.
造成这种差异的原因很多 ,如植物材料或所用的测定方法不
同.此外 ,在测定根系 CEC 时 ,基本上都是采用植物整条根
系 ,而表现出排斥机制的只是根尖部分 ,迄今还没有将根尖
的 CEC 与植物抗铝性结合起来的报道.
2) 有机酸的分泌 :研究表明 ,Al3 + 与小分子有机物形成
螯合物后 ,其生物毒性大大降低 ,当两者达到一定的摩尔比
后 ,完全无毒化. 具有螯合铝的物质最有可能的是有机酸如
柠檬酸、苹果酸、草酸等. 自 Kitagawa 等[30 ]首次报道不同小
麦品种的抗铝性与根系苹果酸的分泌呈正相关以来 ,对铝毒
耐性的大量研究多集中于根系有机酸分泌的种类和数量上.
Delhaize 等[21 ]利用小麦一对近等基因系为材料研究发现 ,抗
性基因系分泌的苹果酸是敏感基因系的 5～10 倍. 根尖是苹
果酸分泌的主要部位 ,且此苹果酸的分泌是由 Al3 + 专一性
诱导的. 进一步对铝耐性不同的 36 种小麦品种研究发现 ,诱
导的苹果酸分泌与抗铝性呈正相关 [69 ] .
Miyasaka等[58 ] 研究报道 ,抗铝的菜豆 ( Phaseolus vul2
garis L . )分泌的柠檬酸是无铝胁迫的 70 倍且铝胁迫下耐性
品种分泌的柠檬酸比敏感品种高 10 倍. 沈宏等 [74 ]研究也表
明 ,柠檬酸的分泌与积累是菜豆抗铝毒胁迫的重要生理反
应.随后 Pellet 等[64 ] 发现 ,铝胁迫下 ,耐性玉米 ( Zea m ays
L . )品种分泌的柠檬酸比敏感品种高 7 倍. 抗铝的决明 ( Cas2
sia tora L . ) [51 ] 、绣球花 ( Hydrangea m acrophylla L . ) [44 ] 、黑
麦 ( Triticosecale w itt m ack L . ) [38 ] 、小 黑 麦 ( Triticosecale
w itt m ack L . ) [47 ] 、大豆 ( Glycine m ax L . ) [76 ]在铝胁迫下均能
分泌柠檬酸.
耐铝能力极强的荞麦[87 ] 、芋 ( Colocasia esculenta L . ) [53 ]
在铝胁迫下都能迅速分泌草酸. 需要指出的是 ,以上谈及的
耐铝植物有机酸的分泌都是铝专一性诱导而不像一些磷高
效植物如白羽扇豆在缺磷胁迫下 [43 ]也能增加有机酸的分
泌.在铝毒溶液中直接加入有机酸也能改善铝对敏感品种的
毒害作用 ,并能显著降低根细胞的死亡. 这或许和铝与二羧
酸、三羧酸形成的复合物不能运输通过根细胞质膜有关 [53 ] .
耐铝性差异与有机酸分泌的正相关不仅可在植物活体水平
上表达 ,而且在细胞水平上也可明显表达. 如 Zhu 等 [88 ]通过
突变体筛选获得了 4 个耐铝大麦细胞突变系 ,发现其中有 3
个细胞突变系的耐铝能力与它们分泌苹果酸或柠檬酸呈显
著正相关. 上述报道均证实了植物抗铝性与有机酸分泌密切
相关.
这些植物在铝胁迫下如何调控有机酸的分泌 ? Ryan
等[70 ]研究了两种耐铝性不同的小麦苹果酸合成中的两种关
键酶 ,发现两个品种在铝胁迫下幼苗根尖的 PEP 羧化酶和
苹果酸脱氢酶活性相近. 由于两种基因型合成苹果酸的能力
相同 ,故认为苹果酸分泌的差异可能是由于阴离子通道运输
能力的差异引起的. 而且 Al3 + 诱导的苹果酸分泌可被阴离
子通道抑制剂所抑制 ,进一步证明铝胁迫下苹果酸的分泌与
阴离子通道有关 [20 ] . 此外 ,铝胁迫能够诱导耐性小麦膜势的
去极化 ,但在敏感品种中却未发现此现象 ,且此现象为 Al3 +
专一性反应 ,因此 ,Al3 + 诱导的小麦根冠细胞膜势的去极化
很可能与苹果酸的分泌有关 [63 ] . 研究结果还发现 ,蛋白质激
酶专一抑制剂 K2252a 能极显著减少铝胁迫下小麦 Atlas66
苹果酸的分泌 ,表明蛋白质磷酸化在铝胁迫下小麦苹果酸分
泌的调控机制中起重要作用 [62 ] .
根据各种抗铝植物铝胁迫与有机酸分泌的响应时间的
关系 ,Ma[52 ]将有机酸分泌分为两类模式 :第一类以小麦、荞
麦为代表 ,可快速对铝胁迫作出反应 ,在几十分钟内向介质
中释放有机酸 ;第二类以玉米、绣球花、黑小麦、燕麦 ( A vena
sativa L . )为代表 ,对铝胁迫的反应有一明显滞后期 ,一般需
铝处理数小时后才有明显的有机酸分泌. 推测第一类有机酸
的分泌模式与质膜阴离子通道被激活有关 ,因为 Al3 + 能够
激活小麦质膜阴离子通道 [72 ] ,而且阴离子通道抑制剂能抑
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制铝胁迫下植物根系有机酸的快速分泌 [72 ,87 ] ;第二类分泌
模式与耐性基因的诱导有关 ,铝胁迫下只有当黑麦柠檬酸合
成酶活性提高 ,才出现有机酸的快速分泌 [38 ] .
3) 根际 p H 值的提高 :铝的溶解性在很大程度上取决于
p H值. 因此 ,维持根际周围高 p H 值就能降低铝的溶解性 ,
由此而减轻铝毒害. 据研究 ,稀释营养液 p H 值从 415 提高
到 416 就可使铝浓度降低 26 %[10 ] . 这意味着很微小的 p H
变化就可以影响铝毒及耐性. 林咸永等 [41 ]对耐铝性明显差
异的 2 个小麦基因型研究发现 ,铝胁迫下耐性小麦比敏感小
麦能维持较高的 p H 值. 进一步研究表明 ,耐性小麦能维持
较高 p H 值可能与其在铝胁迫下对 NO -3 的吸收速率、亲和
力以及硝酸还原酶活性较高 ,而对 NH +4 的吸收速率和亲和
力较低有关. 但上述研究都是基于整株根系诱导的培养液
p H 变化的测定 ,对于根尖周围 p H 的改变与耐铝性的关系
尚不清楚. 因此 ,Degenhardt 等[15 ]采用震动微电极对拟南芥
野生型及耐性品种距根尖表面 20～50μm 处测定其 p H 值 ,
发现大部分品种 p H 值均未改变 ,只有一个突变体 alr2104 在
铝胁迫下 ,根际周围 p H 值明显提高. 导致 p H 的升高是由于
铝胁迫下位于根尖表面净 H + 内流提高了 2 倍 ,由此而使
alr2104 根表面 p H 提高了 0115 个单位 ,表明 alr2104 的抗铝
性是由于根际 p H 改变的结果. 但无铝胁迫下并未发现野生
型品种与突变体 alr2104H + 内流方面存在差异.
4) 粘胶的分泌 :大部分植物根尖周围都包被着一层从
根冠细胞分泌出的粘性物质. 铝毒害最明显的区域尤其是根
分生组织及根冠覆盖着一层粘液 ,其厚度为 50μm～1 mm
不等. 粘液对铝具有很强的结合能力 ,其主要是由一些大于
2 ×106 kDa 的多聚糖组成. 粘液主要特点是含少量糖醛酸.
虽然糖醛酸含量占粘液总量的小部分 ,但在粘液结合重金属
尤其是铝结合能力方面起着非常重要的作用. 已发现缸豆
( L athyrus m aritim us L . ) 根尖总铝含量的 50 %都结合在根
系分泌的粘液上 [27 ] . 小麦根系结合于粘液上的铝也大约占
到柠檬酸解吸后剩余铝含量的 25 %～35 %[7 ] . 根际中的铝
由于与粘液大量结合阻止了铝运输到根系. 研究人员推测铝
胁迫下根系分泌的粘液对铝的结合是抗铝机制之一. 有实验
证明 ,在铝处理前 ,当缸豆根尖分泌的粘液定期地用刷子刷
走后 ,发现去除根尖的粘液层促进了铝在根尖的积累 ,同时
也加剧了对根系生长的毒害 [27 ] . Miyasaka 等[59 ]也报道 ,抗
铝的菜豆品种的抗铝性与边缘细胞的活性及其分泌的粘液
量呈正相关 ,认为铝诱导的粘液层对于铝进入根尖起到一个
非常重要的屏障作用. 分泌的粘液对铝的结合确实是植物的
抗铝机制之一. 然而 ,并没有报道证明铝诱导或促进了粘液
的分泌 ,相反 ,铝毒症状之一就是粘液分泌的消失 ,轻微的铝
毒害就可抑制粘液的分泌 [68 ] . Ryan 等[71 ]报道 ,去除植物根
冠没有影响铝诱导的根伸长的抑制. 由于根冠是粘液分泌的
主要部位 ,去除根冠就意味着去除了粘液层 ,表明粘液在抗
铝机制中的作用不大. Li 等 [37 ]对玉米根尖分泌的粘液特点
及其在抗铝机制中的作用研究发现 ,玉米根尖分泌的粘液能
与铝紧密结合 ,但对铝诱导的根伸长抑制改善效果不大. 认
为影响玉米根尖分泌的粘液对铝毒害的缓解作用原因 :1) 与
粘液结合的铝只占根尖总铝含量的 9 %～22 % ,而在缸豆中
占到 50 % ;2)由于粘液中糖醛酸的羧基通常是金属离子的
结合部位 ,而玉米粘液中糖醛酸含量 (3 %) 比缸豆 (1115 %)
低很多 ;3)铝胁迫下粘液分泌的速率也许是影响粘液在铝耐
性机制的一个因素. 已在小麦、玉米上观察到 ,铝胁迫会减少
根系粘液的分泌 ,直至消失 ;4) 粘液分泌的部位可能是其中
的原因之一. 据研究 ,玉米根尖 2～3 mm 的末端转换区是铝
毒害的最敏感区域. 这就意味着粘液并未有效地保护此区
域.由此看来 ,粘液在抗铝机制中的作用不仅取决于粘液分
泌的总量及组成 ,还取决于粘液分泌的部位及其它一些影响
因子.
5) 磷酸的分泌 :研究发现 ,根系磷酸的分泌是植物的又
一潜在抗铝机制 ,但实验证据仍相当缺乏. Lindberg[42 ]推测 ,
耐性糖用甜菜品种在铝胁迫下 ,存在依赖于代谢磷酸盐分
泌. Pettersson 等[66 ]也认为 ,磷含量充足的小麦根系由于共
质体中磷的分泌而有利于形成 Al2P 复合物. 而在对耐性小
麦与敏感小麦研究中 ,并没发现细胞壁中与铝结合的磷有所
差异[57 ] . 然而所有实验都没有从根尖的角度去探讨磷酸盐
的分泌. Pellet 等[65 ] 对 4 种小麦品种 ( A tlas66 , ET3 , ES3 ,
Scout66)根尖磷酸盐的分泌进行了研究 ,发现只有 A tlas66
的抗铝性与组成型磷酸的分泌有关 ,而这正是 A tlas66 品种
耐性强于 ET3 品种的关键所在 . 铝胁迫下 ,根系分泌的磷酸
可在质外体、根表面或根际与 Al3 + 形成磷酸铝沉淀 ,降低
Al3 + 的活性 ,从而解除铝毒害 [79 ] .
31212 内部耐受机制
1) 细胞内有机酸螯合 :Al3 + 对大多数植物都会产生毒
害 ,但有些植物体内能够积累大量的铝而不表现出毒害症
状 ,最典型的有茶树 ( Camellia sinensis L . ) 、绣球花、荞麦. 由
于 Al3 + 与细胞内供氧化合物如无机磷酸盐、核苷酸、DNA、
RNA 等物质的亲和性很高 ,铝在这些植物体内必然是以一
些无毒或毒性较小的铝形态存在. 研究发现 ,铝耐性很强的
绣球花体内含有大量的铝 ,其叶片含铝量达 15166 mmol·
kg - 1 ,且 77 %的铝都位于细胞汁液中. 通过27 Al2NMR 进一
步研究表明 ,铝主要是以可溶性 Al3 + 2柠檬酸 (1∶1 摩尔比)
形式存在 ,用此提纯的 Al3 + 2柠檬酸复合物对玉米进行胁迫 ,
发现并不会抑制玉米根的伸长 ,也不会降低细胞活性 ,尽管
同浓度的单体铝处理两个参数都显著受到抑制[44 ] . Ma
等[49 ]用 50μmol·L - 1的 Al3 + 对荞麦间断性处理 10 d 后发
现 ,荞麦叶片中铝含量达到 2101 mmol·kg - 1 FW ,也主要以
Al3 + 2草酸 (1∶3 摩尔比)形式存在于细胞汁液中 ,浓度达到 2
mmol·L - 1 . Shen 等[75 ]进一步对荞麦叶片液泡中铝的存在形
态研究也发现 ,铝主要是以 Al3 + 2草酸 (1∶3 摩尔比) 的形式
存在于液泡中.
2) 铝诱导的逆境蛋白 :Basu 等[8 ]对双倍体小麦耐性与
敏感品种杂交的显型 F2 子代中 ,分离出铝诱导的 232kDa 的
多肽 ,并发现耐铝的 F2 子代根系分泌物中正是由于积累了
该多肽 ,而使此显型 F2 子代的铝耐性大大提高. Taylor
4461 应 　用 　生 　态 　学 　报 　　　　　　　　　　　　　　　　　　15 卷
等[80 ]报道 ,铝胁迫诱导了耐性小麦 PT741 的 512kDa 的蛋
白质合成 ,而在铝敏感品种 Katepw a 中却未发现此蛋白质
的诱导 ,认为此 512kDa 的蛋白质的特定诱导在铝耐性机制
中起作用. 对这两个品种进一步分离实验表明 ,此 512kDa 蛋
白质的诱导与抗胼胝质的形成呈正相关 ,故此耐性小麦品种
抗铝机制可能是由于抑制了胼胝质的形成而表现出抗铝性.
对比重金属毒害下 ,植物体内往往会诱导产生两种低分子螯
合肽 :植物螯合肽 ( PC)和金属硫蛋白 (MT) . 如在镉胁迫下 ,
植物体内易诱导合成 PC ;在铜胁迫下 ,易诱导合成 MT[13 ] .
但这两种多肽在植物抗铝机制中的作用 ,或许是由于这些螯
合肽不能与铝有效地结合 ,其原因有待于进一步研究.
3) 液泡的区室化 :植物的抗铝性还可以通过把铝分隔
在对铝不敏感的部位如液泡中完成. Cuenca 等 [14 ]通过对一
种铝超积累植物 Richeria grandis Vahl 叶片 X 射线微分析
证明 ,铝能够在该叶片的液泡中有效积累. Pettersson 等[66 ]
通过核磁共振技术检测也表明 ,铝进入液泡后 ,可与铝形成
稳定的磷铝化合物沉淀. 最近 Shen 等 [75 ]对抗铝荞麦叶片中
铝的亚细胞分布部位研究发现 ,叶片中大于 80 %的铝聚集
在原生质体中 ,且所有这些铝都是以 Al3 + 2草酸 (1∶3 摩尔
比)的形式被分隔在液泡中 ,从而对铝毒害表现出极强的抗
性.
4 　植物适应铝胁迫的分子生物学机制
尽管不同植物表现出的抗铝性差异及其分子机制已引
起了研究者的高度重视 ,但仍然有两个重要的方面目前还不
十分清楚 :1)某种植物到底存在多少抗铝基因及其抗铝性是
由单基因还是多基因控制 ? 2) 这些抗铝基因的抗铝生理机
制是什么 ? 研究表明 ,位于 2D 染色体长臂的遗传因子能够
阻止整倍体小麦 B H1146 根尖组织铝的积累 ,但同时发现控
制该耐性品种根尖解铝毒机制的这些染色体区域也存在其
它一些遗传因子. 因此 ,抗铝性也可能与其它一些基因有
关[6 ] . 在一些小麦品种中发现抗铝性是受多基因控制的 [4 ] ,
而在另一些品种中发现是受单基因控制[11 ] . 对耐性小麦
A tlas 66 研究表明 ,其抗铝性至少受两对或者更多的主基因
及一些微效基因所控制 [9 ] . 黑麦的抗铝性至少受两对独立的
显性主效基因 ( A lt1 和 A lt3) 控制[26 ] . 大麦的抗铝性受单基
因控制[56 ] ,而玉米的抗铝性则表现为由几个基因控制的数
量遗传特性[39 ] . Larsen 等[35 ]通过对拟南芥抗铝及敏感突变
体遗传分析研究发现 ,拟南芥抗铝型是显性和半显性性状 ,
而敏感型是隐性性状 ,由此得出拟南芥抗铝特性可能是由一
个显性和多个隐性基因所控制. 研究发现 ,对水稻表现出极
强的抗铝性似乎是由多基因共同控制的 [60 ,61 ] .
411 　染色体水平
Aniol 等[2 ]对中等抗铝性的春小麦研究表明 ,抗铝性与
A、B、D 基因组的不同染色体臂有关 ,其耐性基因具体位于
6AL 、7AS、2DL 、3DL 、4DL 、4BL 、7D 染色体上. 进一步对黑麦
抗铝基因研究发现 ,黑麦抗铝主基因位于 3R、4R 染色体及
6R 染色体的短臂上. Aniol[3 ]对双端系春小麦品种抗铝性研
究认为 ,抗铝基因位于 5A 染色体短臂及 2D、4D 染色体长臂
上. Berzonsky[9 ]深入研究发现 ,小麦 D 基因组在抗铝性方面
的作用非常重要 ,然而对于小麦耐性品种 A tlas 66 并非所有
的耐性基因都位于此 D 基因组染色体上. 对两个耐铝性不
同的玉米品种杂交的子代研究表明 ,位于 2、6、8 号染色体上
的 5 个数量性状位点足以解释不同耐铝性玉米品种 60 %的
表型差异[24 ] . Larsen 等[34 ]通过对拟南芥突变体筛选获得了
两种类型的抗铝材料. 分子标记研究表明 , al r2104 的抗铝基
因位于 4 号染色体上 ,其余 4 个抗铝材料 ( al r2108 , al r2128 ,
al r2131 , al r2139) 的抗铝基因位于 1 号染体上. 前者 ( al r2
104)是由于吸收根尖周围的 H + 而使 p H 提高 0115 个单位
而解除铝毒害 ,后者则是由于铝胁迫提高了苹果酸及柠檬酸
的分泌而表现出抗铝性. Ma 等[44 ] 通过对小黑麦 ( AAB2
BRR)2小麦 (AABBDD)异代换系的研究表明 ,小麦的抗铝基
因位于 3R 染色体的短臂上 ,且此基因表现出的抗铝性与有
机酸 (苹果酸、柠檬酸)的分泌密切相关. 此外 ,Ma 等 [46 ]对水
稻 ( Oryz a sativa L . )耐性品种与敏感品种回交后的 183 个
子代品种研究发现 ,控制铝耐性的数量性状位点位于 1、2、6
号染色体上 ,其中 1、2 号染色体上的敏感品种数量性状位点
上的等位基因降低水稻耐铝性 ,而 6 号染色体上的等位基因
则提高耐铝性. Nguyen 等[60 ] 对抗性与敏感性水稻杂交的
146 个双倍体后代研究发现 ,共有 20 个数量性状位点控制
铝胁迫及正常条件下水稻根系的生长 ,它们分别分布在 10
条以上染色体上 ,表明水稻抗铝性是由多基因控制的 ,其中
对抗铝性表现最明显的两个数量性状位点分别位于 1、8 号
染色体上 ,尤其是位于 1 号染色体的基因组区域很可能是控
制水稻抗铝性的主要区域. Nguyen 等[60 ]进一步采用分子标
记技术 ,对抗性与敏感的水稻品种杂交的 F6 子代构建基因
图谱 ,发现控制水稻耐铝性的 5 个数量性状位点 ,分别位于
1、9 号染色体上 ,再次表明水稻抗铝性是由多基因共同控制
这一现象.
412 　分子水平
不同的植物及同一植物的不同品种在抗铝性方面表现
出很大的差异. 这必然要反映到 DNA 水平上. 在铝胁迫下 ,
植物的某些基因可被诱导表达或 DNA 序列发生特定改变 ,
从而通过形态、生理生化的适应性变化来增强植物对铝毒的
抗性. Snowden 等[77 ]从铝敏感基因型中用示差杂交筛选法
取得了根尖 cDNA 文库 ,并以此来克隆铝诱导的 7 个 cDNA ,
根据 cDNA 编码的蛋白质已推断出与抗铝毒有关的蛋白质
有 :类金属硫蛋白 ( W ali1) ,苯丙氨酸解氨酶 ( W ali4) ,蛋白
酶抑制剂 ( W ali3、5、6) 和天冬酰胺合成酶 ( W ali7) . 在耐性
与敏感性品种中均可诱导产生这些基因 ,说明这些基因与铝
胁迫反应密切相关. Delhaize 等[20 ]对近等基因 ( ET3 , ES3)
小麦研究表明 ,小麦抗铝性受显性单基因 ( A lt1) 控制 ,并认
为这一基因可能与编码苹果酸通道蛋白有关. Tang 等[78 ]对
表达耐铝小麦 A tlas 66 单个抗铝基因的两个近等基因小麦
研究发现 ,该两个近等基因小麦与其对照相比 ,抗铝性明显
增强但抗铝性均不如小麦 A tlas 66. 对其生理机制深入研究
54619 期 　　　　　　　　　　　　　刘 　强等 :植物适应铝毒胁迫的生理及分子生物学机理 　　　　　　　　　　　
表明 ,这两个近等基因小麦抗铝性不如小麦 A tlas 66 主要是
由于铝胁迫下苹果酸分泌的差异而不是磷酸盐分泌的差异
导致的 ,可见小麦 A tlas66 的耐铝性确实是由多个基因控制
的. Ezaki 等[22 ] 研究发现 ,拟南芥蓝铜结合蛋白基因 (At2
BCB) 、烟草谷胱甘肽 S转移酶基因 ( parB) 、烟草过氧化酶基
因 ( N tpox)及烟草 GDP 解离抑制基因 ( N t GDI1) 在拟南芥
( A rabidopsis thaliana)体内表达 ,均能提高拟南芥的抗铝性.
进一步对控制拟南芥耐铝性的 4 种基因研究表明 , A tB CB
基因可能是能抑制铝的吸收 ; N T GDI1 基因的表达在拟南芥
中表现出抗铝性 ,是由于促进了拟南芥根尖区域铝的排出 ;
ParB 、N tpox 这两个基因的表达由于抑制了铝胁迫导致的
脂质过氧化 ,而使拟南芥表现出很好的抗铝性[23 ] . 张立平
等[86 ]利用差异显示技术比较了两种耐铝性不同的水稻在铝
胁迫条件下基因的表达差异 ,结果表明 ,抗性品种与敏感品
种在铝胁迫下 ,其苗期 mRNA 存在明显差异 ,共发现 25 个
差别 cDNA ,铝既可诱导抗性品种和敏感品种的基因表达 ,
又可抑制其基因表达 ,推测抗性品种特异表达的片段可能与
合成抗性蛋白有关 ,敏感品种基因的特异表达可能产生一些
毒害蛋白 ,抑制根的生长.
研究表明 ,铝胁迫下有机酸的分泌在植物耐铝机制起着
重要作用 ,故铝毒分子生物学方面的研究较多都集中于改变
植物体内有机酸代谢的相关酶类的活性来创制转基因植物 ,
而且已有较显著成果的例子. 如 Fuente 等 [25 ]成功地通过 Ti
质粒转移技术将假单胞菌 ( Pseudomonas aeruginosa) 细胞质
的柠檬酸合酶 ( CS) 基因 35S2CSB 转移到烟草 ( Nicotiana
tabacum L . )和番木瓜 ( Carica papaya L . ) ,由于此转录基因
的高效表达 ,提高了转基因植株的柠檬酸含量并增加了柠檬
酸的分泌 ,从而极大地提高了烟草和番木瓜对铝的抗性.
Koyama 等也通过在拟南芥植株[32 ]及胡萝卜 ( Daucus carrot
L . )细胞内[33 ]高效表达线粒体柠檬酸合酶基因 ,观察到两者
体内柠檬酸浓度及体外柠檬酸分泌量均明显增加 ,分别改善
了转基因拟南芥在缺磷土壤上的生长及转基因胡萝卜细胞
在铝2磷酸盐介质中的生长. 此外 ,降低柠檬酸的分解也是一
种增加植物或细胞体内柠檬酸浓度及体外分泌量的又一有
效途径. 如 Kihara 等[29 ] 研究表明 , 降低胡萝卜细胞内
NADP2异柠檬酸脱氢酶 (NADP2ICDH) 的活性 ,而使此胡萝
卜突变体细胞柠檬酸分泌显著增加. Tesfaye 等[82 ]通过提高
苜蓿根尖苹果酸脱氢酶专一性活性 116 倍 ,使柠檬酸、草酸、
苹果酸、琥珀酸及醋酸盐在苜蓿根系中的浓度提高了 412
倍 ,分泌量也提高了 711 倍 ,从而使该转基因苜蓿的耐铝性
在水培或土培中都得到明显增强. 然而 ,当 Delhaize 等 [18 ]对
Fuente等研究的同种转基因系烟草及高效表达假单胞菌
35S2CSB 蛋白活性达 100 倍的转基因系烟草重新进行研究 ,
却没有发现此两种转基因系烟草根系柠檬酸浓度及柠檬酸
的分泌与对照相比有所增加 ,这两种转基因烟草的抗铝性也
没有提高. 由此看来 ,似乎与柠檬酸合酶基因相关的烟草基
因系 ,或是由于对环境因子比较敏感 ,或是表现出的铝耐性
是由于其它影响因子造成的. 但在铝胁迫下 ,烟草能够分泌
柠檬酸 ,是一种相对抗铝的植物 ,故它可能不是评估抗铝转
基因有效性的最好植物种类. 此外 ,Delhaize 等 [19 ]还在烟草
体内高效表达线粒体 CS活性或降低胞基质 NADP2ICDH 活
性来创制转基因烟草 ,发现 CS活性虽提高了 5 倍 ,但植株体
内的柠檬酸含量及其分泌量与对照相比并未增加 ,且耐铝性
也没能提高 ;胞基质中 NADP2ICDH 活性下降虽使植株体内
柠檬酸浓度提高了 115 倍 ,但没能增加柠檬酸的分泌. 近来 ,
日本的 Matsumoto 领导的铝毒研究小组对近等基因系耐铝
小麦 ET8 进行研究 ,首次发现了控制该小麦铝运输通道的
耐铝基因 ,并成功地破译了该基因的碱基排列顺序 ,发现此
基因全 cDNA 序列大约有 1 500 bp ,推断其氨基酸序列包含
459 个残基 ,为后续转基因植物的创制奠定了基础.
413 　其它
由于质膜是铝进入细胞的一个重要屏障且 Al3 + 易于质
膜磷脂结合 ,因此 ,改变细胞质膜的组成或许可使 Al3 + 被排
斥在细胞外而提高植物或细胞的耐铝性. Delhaize 等 [17 ]把编
码磷脂酰丝氨酸合酶 ( PSS)的克隆小麦 cDNA ( TaPSS1) 在缺
失 PSS活性的酵母突变体内表达 ,发现由于 PSS 的高效表
达提高了该酵母突变体的耐铝性. 但在拟南芥及烟草体内高
效表达则导致两种植物叶片出现坏死 ,可能是由于其叶片过
度积累了磷脂酰丝氨酸的缘故. 由此看来 ,质膜成分的改变
在不同的植物或细胞体内表达 ,对铝抗性的表现是不同的.
此外 ,细胞壁也是 Al3 + 进入细胞的一个主要屏障 ,改变
细胞壁中可与 Al3 + 结合的某些成分 (如果胶) ,也可以调节
植物或细胞对铝毒的抗性. Schmohl 等[73 ]通过改变玉米悬浮
细胞中细胞壁果胶甲基化程度来研究该处理对铝抗性的影
响 ,发现细胞壁果胶甲基化程度与细胞铝含呈显著负相关.
随后 ,他们采用高效表达果胶甲脂酶的转基因马铃薯
( Solanum tuberosum L . )研究表明 ,由于此转基因马铃薯细
胞壁果胶甲基化程度很低 ,可与铝结合的自由羧基基团增
加 ,植株体内的铝含量也相应增加 ,故该转基因马铃薯与对
照相比 ,对铝毒极为敏感.
5 　研究展望
511 　有机酸分泌
植物耐铝机制尤其是铝胁迫下有机酸的分泌研究还存
在一些问题 ,如根系在感应到铝信号后 ,是如何调控体内有
机酸的合成与分泌 ? 是通过酶活性的改变 ? 激活质膜上的
阴离子通道 ? 基因的诱导 ? 信号转导 ? 这些问题目前虽有
一些假说 ,但缺乏直接的证据. 关键在于探讨植物在短时间
内对铝胁迫的反应 (如有机酸的分泌) . 在此基础上深入开展
该反应的生理生化和分子生物学机理研究 (如阴离子通道蛋
白) .
铝胁迫下不仅要考虑植物根系分泌有机酸的量是否足
以解释耐铝品种的抗铝性 ,而且还要考虑到土壤吸附位点对
有机酸的吸附及微生物对有机酸的消耗. 迄今为止 ,有关铝
胁迫下有机酸分泌的研究基本上都是在水培条件下进行的 ,
缺乏在实际土壤环境下 ,分泌的有机酸能否有效地保护植物
6461 应 　用 　生 　态 　学 　报 　　　　　　　　　　　　　　　　　　15 卷
免遭铝毒害直接的实验证据. 鉴于根际土壤环境中的物理、
化学和生物学过程的复杂性 ,此方面研究的进展将有赖于土
培条件下根系微量分泌物的收集、鉴定方法的突破和创新.
不同植物对铝信号响应而表现出的两种不同有机酸分
泌模式的原因. 原因之一可能与铝胁迫下阴离子通道被激活
的响应时间、酶活性的改变有关 ,但也可能与根系细胞壁有
关.因为铝在细胞壁中的有效结合 ,可能会影响信号物质向
细胞质膜上的传递 ,故从不同植物细胞壁的组成和结构的差
异以及调控细胞壁某些组分 (如果胶含量及甲基化程度) ,都
有可能探明不同植物在铝胁迫下出现两种截然不同的有机
酸分泌模式的原因.
512 　细胞壁
细胞壁阳离子交换量 (CEC)与耐铝性的关系 ,以前大部
分实验都是采用整根来做 ,但表现出耐性机制的只是根尖 ,
有必要系统地研究不同植物及同一植物不同品种根尖 CEC
与耐铝性的关系. 铝胁迫对植物的影响 ,根尖细胞壁首当其
中.而铝胁迫对根尖细胞壁成分 (如细胞壁蛋白质及一些酶
类)的改变研究报道得较少 ,而这对于深入全面阐明细胞壁
在耐铝机制中的作用非常重要. 这有可能影响到铝在细胞壁
质外体的分布及向共质体的运输.
513 　信号转导
目前还不清楚根细胞膜上铝信号的受体及该信号是如
何转导的. 若此信号是在质外体起作用 ,就一定存在一个从
质膜到共质体的信号转导系统 ,结构蛋白如微管蛋白、肌动
蛋白可能参与该系统 ;若是铝本身直接在共质体中起作用 ,
对于铝是如何通过质膜进入细胞的机制就显得尤为重要. 运
用现代分子生物学技术和手段 ,深入研究铝与细胞膜、细胞
器内大分子物质如蛋白质、核酸等的相互作用机理 ,以更好
地揭示铝对植物毒害的原初反应.
514 　转基因植物
继续研究通过改变植物或细胞体内与有机酸代谢相关
的酶类活性 (CS、NADP2ICDH) 、质膜及细胞壁组分来创制转
基因植物 ,探讨其在铝毒及耐铝机制中的作用.
大多数转基因植物都是通过改变某些酶类的活性来提
高有机酸的分泌 ,以增强抗铝性. 但这种方法应用的局限性
比较大 (未必都有效) ,而且在无铝胁迫下转基因植物同样分
泌大量有机酸造成了植物干物质的浪费. 因此 ,极有必要通
过克隆直接控制铝运输的通道蛋白及相关基因 ,才能从根本
上提高酸性土壤上作物的生产力及修复受损的生态环境.
参考文献
1 　Allan DL , Shann J R ,Bertsch PM. 1990. Role of root cell walls in
iron deficiency of soybean ( Glycine max) and aluminium toxicity of
wheat ( Triticum aestiv um ) . In :van Beusichem L ed. Plant Nutri2
tion : Physiology and Applications. Dordrecht : Kluwer Academic.
345～349
2 　Aniol A , Gustafson J P. 1984. Chromosome location of genes con2
trolling aluminium tolerance in wheat , rye , and triticale . Can J
Genet Cytol ,26 :701～705
3 　Aniol A. 1984. Induction of aluminium tolerance in wheat seedlings
by low doses of aluminium in nutrient solution. Plant Physiol , 75 :
551～555
4 　Aniol A. 1990. Genetics of tolerance to aluminium in wheat ( Triticum
aestivum L. Thell) . Plant Soil ,123 :223～227
5 　Aniol A. 1991. Genetics of acid tolerant plant . In : Wright RJ ,eds.
Plant2soil Interactions at Low p H. Dordrecht : Kluwer Academic.
1007～1017
6 　Aniol A. 1995. Physiological aspects of aluminium tolerance associ2
ated with the long arm of chromosome 2D of the wheat ( Triticum
aestiv um L . ) genome. Theor A pppl Genet ,91 :510～516
7 　Archambault DJ ,Zhang G , Taylor GJ . 1996. Accumulation of Al in
root mucilage of an Al2resistant and an Al2sensitive cultivar of
wheat . Plant Physiol ,112 :1471～1478
8 　Basu U , Good AG ,Aung T , et al . 1999. A 232KDa ,root exudates
polypeptide co2segregates with aluminium resistance in Triticum
aestiv um . Physiol Plant ,106 :53～61
9 　Berzonsky WA. 1992. The genomic inheritance of aluminium toler2
ance in A tlas 66 wheat . Genome ,35 :689～693
10 　Blamey FPC , Edwards DG ,Asher CJ . 1983. Effects of aluminium ,
OH∶Al and P∶Al molar ratios ,and ionic strength on soybean root e2
longation in solution culture. Soil Sci ,136 :197～207
11 　Carver BF ,Ownby JD. 1995. Acid soil tolerance in wheat . A dv A2
gron ,54 :117～173
12 　Clarkson DT. 1967. Interaction between aluminium and phosphorus
on root surfaces and cell wall material. Plant Soil ,27 :347～356
13 　Cobbett CS. 2000. Phytochelatin biosynthesis and function in heavy2
metal detoxfication. Curr Opinion Plant Biol ,3 :211～216
14 　Cuenca G ,Herrera ME. 1991. Distribution of aluminium in accumu2
lator plants by X2ray microanalysis in Richeria grandis Vahl leaves
from a cloud forest in Venezuela. Plant Cell Envi ron , 14 : 437～
441
15 　Degenhardt J ,Larsen PB ,Howell SH , et al . 1998. Aluminium resis2
tance in the A rabhidopsis mutant al r2104 is caused by an alumini2
um2induced increase in rhizosphere p H. Plant Physiol ,117 :19～27
16 　Delhaize E ,Craig S ,Beaton CD , et al . 1993a. Aluminium tolerance
in wheat ( Triticum aestiv um L . ) . Plant Physiol ,103 :685～693
17 　Delhaize E , Hebb DM , Richards KD , et al . 1999. Cloning and ex2
pression of a wheat ( Triticum aestiv um L . ) phosphatidylserine
synthase cDNA. J Biol Chem ,274 :7082～7088
18 　Delhaize E , Hebb DM , Ryan PR. 2001. Expression of a Pseudomonas
aeruginosa citrate synthase gene in tobacco is not associated with either
enhanced citrate accumulation or efflux. Plant Physiol , 125 : 2059～
2067
19 　Delhaize E ,Ryan PR ,Hocking PJ , et al . 2003. Effect of altered cit2
rate synthase and isocitrate dehydrogenase expression on internal
citrate concentrations and citrate efflux from tobacco ( Nicotiana
tabacum L . ) roots. Plant Soil ,248 :137～144
20 　Delhaize E , Ryan PR. 1995. Aluminium toxicity and tolerance in
plants. Plant Physiol ,107 :315～321
21 　DelhaizeE , Ryan PR , Randall PJ . 1993b. Aluminium tolerance in
wheat ( Triticum aestiv um L . ) Ⅱ. Aluminium2stimulated excretion
of malic acid from root apices. Plant Physiol ,103 :695～702
22 　Ezaki B , Gardner RC , Ezaki Y , et al . 2000. Expression of alumini2
um2induced genes in transgenic arabidopsis plants can ameriorate a2
luminium stress and / or oxidative stress. Plant Physiol ,122 :657～
665
23 　Ezaki B , Katsuhara M , Kawamura M , et al . 2001. Different mcha2
nisms of four aluminium2resistant tansgenes for Al toxicity in A ra2
bidopsis . Plant Physiol ,127 :918～927
24 　Fernando ENC ,Claudia TG,Paulo RM , et al . 2003. Mapping QTLs for
aluminium tolerance in maize. Euphytica ,130 :223～232
25 　Fuente J M , R2Rodriguez V , C2Ponce JL , et al . 1997. Aluminium
tolerance in transgenic plants by alteration of citrate synthesis. Sci2
ence ,276 :1566～1568
26 　Gallego FJ ,Benito C. 1997. Genetic control of aluminium tolerance
in rye ( Secale cereale L . ) . Theor A ppl Genet ,95 :393～399
27 　Horst WJ ,Wagner A ,Marschner H. 1982. Mucilage protects roots
from aluminium injury. Z Pf lanzenphysiol ,105 :435～444
28 　Horst WJ . 1995. The role of the apoplast in aluminium toxicity and
distance of higher plants : A review. Z Pf lanzenernahr Bodenk ,
74619 期 　　　　　　　　　　　　　刘 　强等 :植物适应铝毒胁迫的生理及分子生物学机理 　　　　　　　　　　　
158 :419～428
29 　Kihara T , Ohono T , Sawafuji T , et al . 2003. Characterization of
NADP2isocitrate dehydrogenase expression in a carrot mutant cell
line with enhanced citrate excretion. Plant Soil ,248 :145～153
30 　Kitagawa T ,Morishita T , Tachibana Y , et al . 1986. Differential a2
luminium resistance of wheat varieties and organic acid secretion.
Jap J Soil Sci Plant N ut r ,57 :352～358
31 　Kochain LV. 1995. Cellular mechanisms of aluminium toxicity and
resistance in plants. A nn Rev Plant Physiol Plant Mol Biol , 46 :
237～260
32 　Koyama H , Kawamura A , Kihara T , et al . 2000. Overexpression of
mitochondrial citrate synthase in A rabidopsis thaliana improved
growth on a phosphorus limited soil. Plant Cell Physiol , 41 : 1030
～1037
33 　Koyama H , Takita F , Kawamura A , et al . 1999. Overexpression of
mitochondrial citrate synthase gene improves the growth fo carrot
cells in Al2phosphate medium. Plant Cell Physiol ,40 :482～488
34 　Larsen PB ,Degenhardt J , Tai CY , et al . 1998. Aluminium2resistant
arabidopsis mutants that exhibit altered patterns of aluminium accu2
mulation and orgnic acid release from roots. Plant Physiol ,117 :9～
18
35 　Larsen PB , Tai CY , Kochian LV , et al . 1996. A rabidopsis mutant
with increased sensitivity to aluminium. Plant Physiol , 110 :743～
751
36 　Li Q2K(李庆逵) ed. 1983. China Red Soil. Beijing : Science Press.
74～193 (in Chinese)
37 　Li XF ,Ma J F ,Hiradate S , et al . 2000a. Mucilage strongly binds a2
luminium but does not prevent root from aluminium injury in Zes
mays. Physiol Plant ,108 :152～160
38 　Li XF ,Ma J F ,Matsumoto H. 2000b. Pattern of Al2induced secre2
tion of organic acid differs between rye and wheat . Plant Physiol ,
123 :1537～1543
39 　Lima M , Miranda FJB , Furlani PR. 1995. Diallel cross among in2
bred oines of maize differing in aluminium tolerance. B razil J
Genet ,4 :579～584
40 　Lin X2Y (林咸永) , Zhang Y2S (章永松) ,Luo A2C (罗安程) .
2002. Correlations of shoot and root growth and its role in screening
for aluminium tolerance in wheat . Chin J A ppl Ecol (应用生态学
报) ,13 (6) :766～768 (in Chinese)
41 　Lin X2Y(林咸永) , Zhang Y2S (章永松) ,Luo A2C (罗安程) , et
al . 2002. Tolerance of wheat genotypes to Al toxicity in relation to
their rhizosphere p H change ,NH +4 and NO -3 uptake ,and nitrate re2
duction under Al stress. Plant N ut r Fert Sci (植物营养与肥料学
报) ,8 (3) :330～334 (in Chinese)
42 　Lindberg S. 1990. Aluminium interactions with K + ( 86 Rb + ) and
45Ca2 + fluxed in three cultivars of sugar beet ( Beta v ulgaris ) .
Physiol Plant ,79 :275～282
43 　Lu W2L (陆文龙) ,Cao Y2P(曹一平) ,Zhang F2S(张福锁) . 1999.
Role of root2exuded organic acids in mobilization of soil phosphorus
and micronutrients. Chin J A ppl Ecol (应用生态学报) , 10 ( 3) :
379～382 (in Chinese)
44 　Ma J F ,Hiradate S ,Nomoto K , et al . 1997a. Internal detoxification
mechanism of Al in Hydrangea. Identification of Al form in the
leaves. Plant Physiol ,113 :1033～1039
45 　Ma J F ,Hiradate S. 2000b. Form of aluminium for uptake and transoca2
tion in buckwheat ( Fagopyrum esculentum Moench) . Planta ,211 :355
～360
46 　Ma J F , Shen RF , Zhao ZQ , et al . 2002. Response of rice to Al
stress and identification of quantitative trait loci for Al tolerance.
Plant Cell Physiol ,43 (6) :652～659
47 　Ma J F , Taketa S , Yang ZM. 2000c. Aluminium tolerance genes on
the short arm of chromosome 3R are linked to organic acid release
in triticale. Plant Physiol ,122 :687～694
48 　Ma J F , Yamamoto R ,Nevins DJ , et al . 1999. Al binding in the epi2
dermis cell wall inhibits cell elongation of Okra hypocltyl . Plant
Cell Physiol ,40 :549～556
49 　Ma J F ,Zheng SJ , Hiradate S , et al . 1997c. Detoxifying aluminium
with buckwheat . Nat ure ,390 :569～570
50 　Ma J F ,Zheng SJ ,Li XF , et al . 1997d. A rapid hydroponic screen2
ing for aluminium tolerance in barley. Plant Soil ,191 :133～137
51 　Ma J F ,Zheng SJ ,Matsumoto H. 1997b. Specific secretion of citric
acid induced by Al stress in Cassia tora L . Plant Cell Physiol ,38 :
1019～1025
52 　Ma J F. 2000a. Role of organic acids in detoxification of aluminium
in higher plants. Plant Cell Physiol ,41 :383～390
53 　Ma Z ,Miyasaka SC. 1998. Oxalate exudation by taro in response to
Al. Plant Physiol ,118 :861～865
54 　Maltais K ,Houde M. 2002. A new biochemical marker for alumini2
um tolerance in plants. Physiol Plant ,115 :81～86
55 　Matsumoto H. 2000. Cell biology of aluminium toxicity and toler2
ance in higher plants. Inter Rev Cytol ,200 :1～46
56 　Minella E ,Dorrells ME. 1992. Aluminium tolerance in barely : Ge2
netic relationship among genotypes of diverse origin. Crop Sci ,32 :
593～598
57 　Miranda LN ,Rowell DL . 1989. Aluminium2phosphorus interactions
in wheat . New Phytol ,113 :7～12
58 　Miyasaka SC ,Buta J G ,Howell RK , et al . 1991. Mechanism of alu2
minium tolerance in snapbeans root exudation of citric acid. Plant
Physiol ,96 :737～743
59 　Miyasaka SC , Hawes C. 2001. Possible role of root border cells in
detection and avoidance of aluminium toxicity. Plant Physiol ,125 :
1978～1987
60 　Nguyen BO ,Brar DS ,Bui BC , et al . 2003. Identification and map2
ping of the Q TL for aluminium tolerance introgressed from the new
source Oryza ruf ipogon Griff . ,into indica rice ( Oryza sativa L . ) .
Theor A ppl Genet ,106 :583～593
61 　Nguyen V T , Nguyen BD , Sarkarung S , et al . 2002. Mapping of
genes controlling aluminium tolerance in rice :Comparison of differ2
ent genetic backgrounds. Mol Genet Genom ,267 :772～780
62 　Osawa H ,Matsumoto H. 2001. Possible involvement of protein phospho2
rylation in aluminium2responsive malate efflux from wheat root apex.
Plant Physiol ,126 :411～420
63 　Papernick LA , Kochian LV. 1997. Possible involvement of Al2in2
duced electrical signals in Al tolerance in wheat . Plant Physiol ,
115 :657～667
64 　Pellet DM , Grunes DL , Kochian LV. 1995. Organic acid exudation
as an aluminium tolerance mechamism in maize ( Zea mays L . ) .
Planta ,196 :788～795
65 　Pellet DM , Papernid LA , Kochian LV. 1996. Multiple aluminium
resistance mechanism in wheat . The roles of root apical phosphate
and malate exudation. Plant Physiol ,112 :419～428
66 　Pettersson S ,Strid H. 1989. Initial uptake of aluminium in relation
to temperature and phosphorus status of wheat ( Triticum aestiv um
L . ) roots. J Plant Physiol ,134 :672～677
67 　Polak TB ,Milacic R ,Pihlars B , et al . 2001. The uptake and specia2
tion of various Al species in the B rassica rapa pekinensis . Phyto2
chemist ry ,57 :189～198
68 　Puthota V , Cruz2Ortega R ,Johnson J , et al . 1991. An ultrastruc2
tural study of the inhibition of mucilage secretion in the wheat root
cap by aluminium. In :Wright RJ ,Valiger VC ,Murrmann RP ,eds.
Plant2Soil Interactions at Low p H. Dordrecht : Kluwer Academic
Publishers. 779～787
69 　Ryan PR ,Delhaize E , Randall PJ . 1995a. Malate efflux from root
apices and tolerance to aluminium are highly correlated in wheat .
A ust J Plant Pyhsiol ,22 :531～536
70 　Ryan PR , Delhaize E , Randall PJ . 1995b. Characterization of Al2
stimulated efflux of malate from the apices of Al2tolerant wheat
roots. Planta ,196 :103～110
71 　Ryan PR ,Ditomaso J M , Kochian LV. 1993. Aluminium toxicity in
roots :An investigation of spatial sensitivity and the role of the root
cap . J Ex p Bot ,44 :437～446
72 　Ryan PR ,Skerrett M ,Findlay GP , et al . 1997. Aluminium activates
an anion channel in the apical cells of wheat roots. Proc Natl Acad
Sci USA ,94 :6547～6552
73 　Schmohl N , Pilling J , Fisahn J , et al . 2000. Pectin methylesterase
modulates aluminium sensitivity in Zea mays and Solanum t ubero2
sum . Physiol Plant ,109 :419～427
74 　Shen H(沈 　宏) , Yan X2L (严小龙) ) , Zheng S2L (郑少玲) , et
8461 应 　用 　生 　态 　学 　报 　　　　　　　　　　　　　　　　　　15 卷
al . 2002. Exudation and accumulation of citric acid in common bean
in response to Al toxicity stress. Chin J A ppl Ecol (应用生态学
报) ,13 (3) :307～310 (in Chinese)
75 　Shen RF ,Ma J F , Kyo M. 2002. Compartmentation of aluminium in
leaves of an Al2accumulator , Fagopyrum esculent um Moench.
Planta ,215 :394～398
76 　Silva IR ,Smyth TJ ,Raper CD , et al . 2001. Differential aluminium
tolerance in soybean : An evaluation of the role of organic acids.
Physiol Plant ,112 :200～210
77 　Snowden KC ,Richards KD , Gardner RC. 1995. Aluminium induced
genes. Induction of toxic metals , low calcium , and wounding and
pattern of expression in root tips. Plant Physiol ,107 :341～348
78 　Tang Y , Garvin DF , Kochian LV , et al . 2002. Physiological genet2
ics of aluminium tolerance in the wheat cultivar A tlas 66. Crop
Sci ,42 :1541～1546
79 　Taylor GJ . 1991. Current views of the aluminium stress response :
The physiological basis of tolerance. Curr Topics Plant Biochem
Physiol ,10 :57～93
80 　Taylor GJ ,Basu A ,Basu U , et al . 1997. Al2induced 512kDa ,mem2
brane2bound proteins are associated with resistance to Al in a ser2
gregating population of wheat . Plant Physiol ,114 :363～372
81 　Taylor GJ ,McDonald2Stephens JL , Hunter DB , et al . 2000. Direct
measurement of aluminium uptake and distribution in single cells of
Chara coralli na. Plant Physiol ,123 :987～996
82 　Tesfaye M , Temple SJ , Allan DL , et al . 2001. Overexpression of
malate dehydrogenase in transgenic alfalfa enhances organic acid
synthesis and confers tolerance to aluminium. Plant Physiol ,127 :
1836～1844
83 　Toshihiro W , Mitsuru O. 2001. Influence of aluminium and phos2
phorus on growth and xylem sap composition in Melastoma mala2
bathricum L . Plant Soil ,237 :63～70
84 　Wagatsuma T ,Ezoe Y. 1985. Effect of p H on ionic species of alu2
minium in medium and on aluminium toxicity under solution cul2
ture. Soil Sci Plant N ut r ,31 :547～561
85 　Wissemeier AH , Diening A , Hergenroder A , et al . 1992. Callose
formation asparameter for assessing genotypical plant tolerance of a2
luminium and managanese. Plant Soil ,146 :67～75
86 　Zhang L2P(张立平) , Wu P (吴 　平) , Zhu J2M (祝金明) , et al .
1997. The expressive difference of inductive gene by aluminium in
rice by differential display. Sci A gric S in (中国农业科学) ,30 (5) :
71～74 (in Chinese)
87 　Zheng SJ ,Ma J F ,Matsumoto H. 1998. High aluminium resistance
in buckwheat Ⅰ. Al2induced specific secretion of oxalic acid from
root tips. Plant Physiol ,117 :745～751
88 　Zhu M Y , Pan J W , Wang LL , et al . 2003. Mutation induced en2
hancement of Al tolerance in barley cell lines. Plant Sci ,164 :17～
23
作者简介 　刘 　强 ,男 ,1980 年生 ,博士 ,主要从事植物逆境
生理及细胞学机制方面的研究. Tel :0571286971147 ; E2mail :
zhenglyy @zju. edu. cn
94619 期 　　　　　　　　　　　　　刘 　强等 :植物适应铝毒胁迫的生理及分子生物学机理