全 文 ：北方园艺２０１２（１９）：１４３～１４５ ·生物技术·
第一作者简介：王华宇（１９８１－），男，硕士，工程师，现主要从事植物
组织培养和园艺栽培学研究工作。Ｅ－ｍａｉｌ：ｈｙｗａｎｇｓｋｙ＠１６３．ｃｏｍ．
责任作者：何贵整（１９６６－），男，高级工程师，现主要从事植物组织培
养和引种及栽培研究工作。Ｅ－ｍａｉｌ：ｇｕｉｚｈｅｎｇｈｅ＠ｓｏｈｕ．ｃｏｍ．
收稿日期：２０１２－０５－１６
大 滨 菊 离 体 快 繁 技 术 研 究
王 华 宇，张 树 明，何 贵 整
（钦州市林业科学研究所，广西 钦州５３５０００）
摘 要：以大滨菊的茎段为外植体，对无菌芽诱导、试管苗增殖、生根及移栽技术进行了系统
研究。结果表明：大滨菊腋芽诱导的最佳培养基为ＭＳ＋６－ＢＡ ０．５ｍｇ／Ｌ＋ＮＡＡ ０．０５ｍｇ／Ｌ；最适
宜的继代培养基为ＭＳ＋６－ＢＡ ０．３ｍｇ／Ｌ＋ＮＡＡ ０．０３ｍｇ／Ｌ；生根的最适宜培养基为１／２ＭＳ＋ＩＢＡ
０．５ｍｇ／Ｌ。继代周期２５ｄ左右，生根需要１５ｄ，生根率可达９５％以上，移栽成活率达到１００％。
关键词：大滨菊；无菌芽；组织培养
中图分类号：Ｓ ６８１．９ 文献标识码：Ａ 文章编号：１００１－０００９（２０１２）１９－０１４３－０３
大滨菊（Ｌｅｕｃａｎｔｈｅｍｕｍ ｍａｘｉｍｕｍ）为菊科滨菊属多
年生草本植物。植株较大，高４０～９０ｃｍ；叶长圆状披针
形，叶边缘具细锯齿；头状花序较大，单生枝端，直径５～
７ｃｍ；舌状花白色，管状花黄色［１－２］。喜温暖湿润和阳光
充足环境，耐寒性较强，耐半荫，适宜于疏松肥沃和排水
良好的土壤［３］。大滨菊在北方返青早、花期长，并且具
有耐严寒、宿根、露地越冬和花期早而长的特点，是美化
环境的优良花卉品种［４］。近年来，滨菊属植物越来越多
地应用到园林绿化中来。传统的繁殖方法以播种和分
株繁殖为主，但繁殖系数低、速度慢、一致性差，难以满
足国内外绿化单位对种苗数量和质量的需求，而采用组
织培养技术规模化生产大滨菊种苗可以有效地克服这
些缺点。因此，开展大滨菊的离体快繁技术研究，对实
现大滨菊及滨菊属其它优良品种的规模化生产具有重
要的意义。
１ 材料与方法
１．１ 试验材料
供试材料采自上海大地园艺种苗有限公司２００７年
从美国引进的大滨菊盆栽苗。选取长势健康、无病虫害
的当年生茎段为外植体。
１．２ 试验方法
１．２．１ 外植体灭菌 将采集的外植体除去多余茎叶，用
自来水冲洗干净备用。在超净工作台上，用７５％酒精浸
泡１５ｓ，再用０．１％升汞振荡消毒１０～１５ｍｉｎ，然后用无
菌水冲洗４～５次，并用无菌滤纸吸干水分后，切取长度
１～１．５ｃｍ带１个节的茎段，备用。
１．２．２ 初代培养 以 ＭＳ为基本培养基，添加蔗糖
３０ｇ／Ｌ，琼脂６．５ｇ／Ｌ，ｐＨ ５．８～６．０，并添加不同浓度的
６－苄基腺嘌呤（６－ＢＡ）和α?萘乙酸（ＮＡＡ），在Ｍ１～Ｍ５培
养基上（表１）进行大滨菊的腋芽诱导。培养温度为
（２３±２）℃，每天光照１６ｈ，光照强度２ ０００～３ ５００ｌｘ。
２０ｄ时观察腋芽生长状况，计算诱导率。
１．２．３ 继代培养 将诱导的无菌芽接种到增殖培养基
Ｍ６～Ｍ１０上（表２）进行继代增殖培养，３周时观察生长
状况，计算增殖倍数。
１．２．４ 培养条件 当增殖苗生长３～４周时，选取生长
健壮的植株，切去基部愈伤组织，保留叶片３～５片，以
１／２ＭＳ为基本培养基，添加不同浓度的ＩＢＡ或ＮＡＡ，接
种于生根培养基Ｒ１～Ｒ５（表３）中。在Ｒ１～Ｒ５培养基
上进行大滨菊生根诱导。２周后观察生根情况，统计生
根数，计算生根率。
１．２．５ 驯化与移栽 选取生长健壮的生根试管苗进行
移栽。将试管苗基部培养基清洗干净，移植入草炭为基
质的穴盘中（１２８孔）。移栽初期温度控制在２０～３０℃，
湿度控制在８０％～９５％以上，并每周定期喷施甲基托布
津或百菌清等杀菌剂。
２ 结果与分析
２．１ 无菌芽的诱导
由表１可知，茎段在ＭＳ培养基中接种１周左右，无
腋芽长出，外植体变黑枯死。在一定浓度范围内，随着
６－ＢＡ浓度的升高，腋芽诱导率有明显的升高；当６－ＢＡ浓
度达到０．５ｍｇ／Ｌ时，外植体的诱导率可以达到８８％且
诱导出来的腋芽长势良好；当６－ＢＡ浓度达到１．０ｍｇ／Ｌ
时，虽然也有较多的外植体诱导出腋芽或不定芽，但外
植体愈伤化明显，并且分化出来的不定芽严重玻璃化，
不利于后期培养。所以经过对比试验，选用配方 ＭＳ＋
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·生物技术· 北方园艺２０１２（１９）：１４３～１４５
６－ＢＡ ０．５ｍｇ／Ｌ＋ＮＡＡ ０．０５ｍｇ／Ｌ为大滨菊茎段诱导
无菌芽的最佳培养基。
表１ 植物生长调节剂种类、质量浓度及
配比对大滨菊腋芽诱导的影响
序号 培养基／ｍｇ·Ｌ－１ 接种数
腋芽诱
导率／％
腋芽生长状况
Ｍ１ ＭＳ ５０ － －
Ｍ２ ＭＳ＋６－ＢＡ ０．１＋ＮＡＡ ０．０１ ５０ ４６ 生长缓慢，新生芽较细弱
Ｍ３ ＭＳ＋６－ＢＡ ０．２＋ＮＡＡ ０．０２ ５０ ６２ 生长较快，新生芽较细弱
Ｍ４ ＭＳ＋６－ＢＡ ０．５＋ＮＡＡ ０．０５ ５０ ８８ 生长快，新生芽状态正常
Ｍ５ ＭＡ＋６－ＢＡ １．０＋ＮＡＡ ０．１ ５０ ９２ 出现愈伤，并出现严重玻璃化
２．２ 试管苗增殖培养
由表２可知，激素配比对试管苗的增殖率和长势具
有重要影响。当只使用６－ＢＡ而不加入ＮＡＡ时，试管苗
生长缓慢；６－ＢＡ或ＮＡＡ的浓度偏高时，大滨菊的试管
苗容易出现玻璃化现象。在一定浓度范围内，随着细胞
分裂素６－ＢＡ浓度由０．２ｍｇ／Ｌ增加到０．５ｍｇ／Ｌ，试管
苗的增殖率逐渐提高，当６－ＢＡ浓度保持在０．５ｍｇ／Ｌ连
续培养２次后，试管苗出现明显的玻璃化趋势。所以，继
代培养最适合的增殖培养基为 ＭＳ＋６－ＢＡ ０．３ｍｇ／Ｌ＋
ＮＡＡ ０．０３ｍｇ／Ｌ，或继代过程中交替使用培养基 ＭＳ＋
６－ＢＡ ０．５ｍｇ／Ｌ＋ＮＡＡ ０．０３ｍｇ／Ｌ可以提高增殖率，但
应根据苗的生长情况对激素浓度进行调整。图１所示
为 在 增 殖 培 养 基 ＭＳ＋６－ＢＡ ０．３ ｍｇ／Ｌ＋ＮＡＡ
０．０３ｍｇ／Ｌ中正常培养３周的大滨菊增殖苗。
表２ 植物生长调节剂种类、质量浓度及
配比对大滨菊试管苗增殖的影响
序号 培养基／ｍｇ·Ｌ－１ 接种数
芽增
殖数
增殖
倍数
芽生长状况
Ｍ６ ＭＳ＋６－ＢＡ ０．２ ５０ １０６ ２．１ 芽生长较缓慢
Ｍ７ ＭＳ＋６－ＢＡ ０．２＋ＮＡＡ ０．０２ ５０ １２２ ２．４ 生长较快，较健壮
Ｍ８ ＭＳ＋６－ＢＡ ０．２＋ＮＡＡ ０．０５ ５０ １３０ ２．６
生长较快，有愈伤化玻璃
化现象
Ｍ９ ＭＳ＋６－ＢＡ ０．３＋ＮＡＡ ０．０３ ５０ ２０７ ４．１ 生长快且健壮
Ｍ１０ ＭＳ＋６－ＢＡ ０．５＋ＮＡＡ ０．０３ ５０ ２５８ ５．２
生长快，但连续继代后玻
璃化明显
２．３ 生根培养
增殖苗生长３～４周时，选取生长健壮的植株，切去
基部愈伤组织，保留叶片３～５片，接种于生根培养基
Ｒ１～Ｒ５中。由表３可知，较ＩＢＡ而言，ＮＡＡ容易在基
部产生愈伤，影响根系质量和移栽成活率，不适于大滨
菊的生根。ＩＢＡ浓度０．５ｍｇ／Ｌ时诱导生根的效果最
表３ 植物生长调节剂对大滨菊生根的影响
序号 培养基／ｍｇ·Ｌ－１
接种
数
生根数
／株
生根率
／％
根系生长状况（２周时观察）
Ｒ１ １／２ＭＳ＋ＮＡＡ ０．１ ５０ ２３ ４６
多为１～２条根，较粗壮，植株基部
稍有愈伤
Ｒ２ １／２ＭＳ＋ＮＡＡ ０．２ ５０ ３６ ７２ 根较粗壮，植株基部有愈伤团块
Ｒ３ １／２ＭＳ＋ＩＢＡ ０．２ ５０ ３１ ６２ 多为１～２条根，根细而长
Ｒ４ １／２ＭＳ＋ＩＢＡ ０．５ ５０ ４８ ９６ 根系生长旺盛，根４～５条，生根快
Ｒ５ １／２ＭＳ＋ＩＢＡ １．０ ５０ ４６ ９２ 根较多，但基部有愈伤，苗玻璃化
图１ 大滨菊继代苗 图２ 大滨菊生根苗
好，根系正常且根系生长旺盛（图２）。
２．４ 试管苗移栽
移栽２周以后即有新根生出，成活率达到１００％。
试验发现，大滨菊移栽成活率很高，移栽前无需练苗，个
别没有生根的试管苗只要移栽后管理得当也极易成活。
３ 结论与讨论
该研究结果表明，大滨菊无菌芽诱导的最佳培养基
为ＭＳ＋６－ＢＡ ０．５ｍｇ／Ｌ＋ＮＡＡ ０．０５ｍｇ／Ｌ；最适宜的继
代培养为ＭＳ＋６－ＢＡ ０．３ｍｇ／Ｌ＋ＮＡＡ ０．０３ｍｇ／Ｌ，可以
根据试管苗和生产需要调整为 ＭＳ＋６－ＢＡ ０．５ｍｇ／Ｌ＋
ＮＡＡ ０．０３ｍｇ／Ｌ；生根的最适宜培养基为１／２ＭＳ＋ＩＢＡ
０．５ｍｇ／Ｌ。增殖周期２５ｄ左右，生根需要１５ｄ，生根率
可达９５％以上，移栽成活率达到１００％。
在组织培养过程中，采用以芽繁芽的再生方式（从
顶芽或侧芽再生）培养出来的植株出现的变异率是很低
的［５］。经过愈伤组织诱导植株会出现遗传不稳定现象，
并且变异率会随着继代次数和时间增加而增加［６］。大
滨菊作为观花植物，为了降低移栽后出现的变异风险，
试验中从无菌芽的诱导到继代，在保证适当增殖率的前
提下，尽可能地降低了激素用量，从而减少愈伤成苗的
比例和数量。
玻璃化现象是试管苗组织培养过程中普遍存在的
一种生理病态现象［７］。在该试验中发现，大滨菊很容易
出现玻璃化现象。除了外植体选择、温度、光照、容器透
气性、培养基类型等外部因素之外，这可能与该物种本
身的特性有关。在试管苗生产中，除了对激素的种类和
浓度进行比较严格的筛选和控制外，还要注意尽可能地
改善培养条件。该试验中，采用了增加了培养基硬度、
控制温度在２０～２５℃、保持光强在２ ０００～３ ０００ｌｘ、使用
具透气孔的盖子、增加培养基硬度等一系列综合措施，
得到了生长健壮的种苗。关于大滨菊试管苗生产中容
易出现玻璃化的影响因子、各影响因子的显著性分析和
相应改进措施还有待进一步深入的研究。
参考文献
［１］ 中国植物志编委会．中国植物志［Ｍ］．北京：科学出版社，１９８３．
［２］ 河北植物志编委会．河北植物志［Ｍ］．石家庄：河北科学技术出版
社，１９９１．
［３］ 茹先古丽·克依木．大滨菊在库尔勒地区的常规栽培技术［Ｊ］．农村
科技，２００９（４）：８８－８９．
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北方园艺２０１２（１９）：１４５～１４８ ·生物技术·
第一作者简介：李湘阳（１９７０－），女，博士，副研究员，现主要从事林
木生物技术组培与基因工程研究工作。Ｅ－ｍａｉｌ：ｌｉｓｕｎｎｙ１２６＠
１２６．ｃｏｍ．
基金项目：国家林业局“９４８”计划资助项目（２０１２－４－６３）。
收稿日期：２０１２－０６－１３
“罗宾戈登”银桦组培苗不定根的诱导
李 湘 阳，曾 炳 山，裘 珍 飞，刘 英
（中国林业科学研究院 热带林业研究所，广东 广州５１０５２０）
摘 要：对“罗宾戈登”银桦组织培养中影响不定根诱导的因素进行研究。结果表明：培养基
中的大量元素、蔗糖及活性炭的浓度变化对“罗宾戈登”银桦的生根有显著影响；ＩＢＡ对“罗宾戈
登”银桦的生根有促进作用；最适生根培养基为１／４ＭＳ大量元素＋１／２ＭＳ微量元素＋ＩＢＡ ０．７５
ｍｇ／Ｌ＋糖３５ｇ／Ｌ＋活性炭０．０５ｇ／Ｌ。
关键词：“罗宾戈登”银桦；组织培养；生根
中图分类号：Ｑ ９４９．７５１．８ 文献标识码：Ａ 文章编号：１００１－０００９（２０１２）１９－０１４５－０４
“罗宾戈登”银桦（Ｇｒｅｖｅｌｉａ‘Ｒｏｂｙｎ Ｇｏｒｄｏｎ’）属山
龙眼科银桦属观赏灌木，原产澳大利亚，高可达２ｍ，冠
幅达３ｍ，叶片二回分裂，花红色，于２１世纪初由种植户
引入中国广东。“罗宾戈登”银桦由于叶形美丽，花色美
艳，且在气候适宜的地方几乎可全年开花，在澳大利亚
极受欢迎并被广泛种植。引入中国后其独特的叶形及
超大的花序（长１５ｃｍ，宽９ｃｍ）也引起人们的喜爱，在园
林绿化中的需求量逐年增加。但“罗宾戈登”银桦是红
色Ｇｒｅｖｅｌｉａ ｂａｎｋｓｉ 和Ｇｒｅｖｅｌｉａ ｂｉｐｉｎｎａｔｉｆｉｄａ的杂交品
种，超过９９％的花粉败育，所以几乎不产生种子，只能通
过无性繁殖的方式获得苗木。因此，“罗宾戈登”银桦苗
木的来源稀少而紧张，满足不了日益增长市场的需求。
由于“罗宾戈登”银桦被引入中国市场的时间比较短，目
前相关的无性繁殖方面的报道较少。在开展“罗宾戈
登”银桦组织培养研究的过程中发现组培苗生根存在一
定难度。因此通过对培养基各成分进行研究，探讨了大
量元素、微量元素、植物生长调节剂、蔗糖的质量浓度及
活性碳对“罗宾戈登”银桦组培苗生根的影响，以期筛选
出“罗宾戈登”银桦组培苗生根培养的最佳条件，为工厂
化育苗提供依据。
１ 材料与方法
１．１ 试验材料
用于生根的“罗宾戈登”银桦组培苗来源于中国林
业科学研究院热带林业研究所林木生物技术组培与基
因工程实验室，是由腋芽诱导的在继代增殖培养基上培
［４］ 杨广乐，宋兆，王军．北方园林露地草本花卉新品种－“大花滨菊”的
栽培及应用［Ｊ］．北方园艺，１９９４（２）：４３．
［５］ 谭文澄，戴策刚．观赏植物组织培养技术［Ｍ］．北京：中国林业出版
社，１９９１．
［６］ 崔继梅，梁艳丽，谢世清．魔芋组培快繁中常见的几个问题及对策
［Ｊ］．云南农业大学学报，２００８，２３（１）：９６－９８．
［７］ 孙庆春，郑成淑，丰震．菊花玻璃化苗与正常苗的生理特性比较［Ｊ］．
山东农业科学，２００９（５）：４５－４７．
Ｓｔｕｄｙ ｏｎ Ｒａｐｉｄ Ｐｒｏｐａｇａｔｉｏｎｉｎ ｖｉｔｒｏ ｏｆ Ｌｅｕｃａｎｔｈｅｍｕｍ ｍａｘｉｍｕｍ
ＷＡＮＧ Ｈｕａ－ｙｕ，ＺＨＡＮＧ Ｓｈｕ－ｍｉｎｇ，ＨＥ Ｇｕｉ－ｚｈｅｎｇ
（Ｑｉｎｚｈｏｕ Ｆｏｒｅｓｔｒｙ Ｓｃｉｅｎｃｅ Ｒｅｓｅａｒｃｈ Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ，Ｑｉｎｚｈｏｕ，Ｇｕａｎｇｘｉ ５３５０００）
Ａｂｓｔｒａｃｔ：Ｔｈｅ ｓｔｅｍｓ ｏｆ Ｌｅｕｃａｎｔｈｅｍｕｍ ｍａｘｉｍｕｍ ｗｅｒｅ ｕｓｅｄ ａｓ ｅｘｐｌａｎｔｓ，ｔｈｅ ａｓｅｐｔｉｃ ｓｈｏｏｔｓ ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ，ｐｒｏｐａｇａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ
ｐｌａｎｔｓ ｉｎ ｖｉｔｒｏ，ｒｏｏｔｉｎｇ ａｎｄ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｉｎｇ ｗｅｒｅ ｓｔｕｄｉｅｄ．Ｔｈｅ ｒｅｓｕｌｔｓ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｂｅｓｔ ｍｅｄｉａ ｆｏｒ ｉｎｄｕｃｉｎｇ ｎｅｗ ｂｕｔｓ ｗａｓ
ＭＳ＋６－ＢＡ ０．５ｍｇ／Ｌ＋ＮＡＡ ０．０５ｍｇ／Ｌ；ｔｈｅ ｂｅｓｔ ｍｅｄｉａ ｆｏｒ ｐｒｏｐａｇａｔｉｏｎｇ ｗａｓ ＭＳ＋６－ＢＡ ０．３ｍｇ／Ｌ＋ＮＡＡ ０．０３ｍｇ／Ｌ；ｔｈｅ
ｂｅｓｔ ｍｅｄｉａ ｆｏｒ ｒｏｏｔｉｎｇ ｗａｓ １／２ＭＳ＋ＩＢＡ ０．５ｍｇ／Ｌ．Ｔｈｅ ｐｒｏｐｅｒ ｓｕｂｃｕｌｔｕｒｅ ｃｙｃｌｅ ｗａｓ ａｂｏｕｔ ２５ｄａｙｓ ａｎｄ ｔｈｅ ｒｏｏｔｉｎｇ ｓｔａｇｅ
ｔｏｏｋ ａｂｏｕｔ １５ｄａｙｓ．Ｔｈｅ ｒｏｏｔｉｎｇ ｒａｔｅ ｗａｓ ａｓ ｍｕｃｈ ａｓ ９５％ａｎｄ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｏｆ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｉｎｇ ｗａｓ １００％．
Ｋｅｙ ｗｏｒｄｓ：Ｌｅｕｃａｎｔｈｅｍｕｍ ｍａｘｉｍｕｍ；ａｓｅｐｔｉｃ ｓｈｏｏｔｓ；ｔｉｓｓｕｅ ｃｕｌｔｕｒｅ
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