免费文献传递   相关文献

Research Progress of MicroRNAs in Plant Stress Responses

植物逆境胁迫相关miRNA研究进展



全 文 :·综述与专论· 2015, 31(1):1-10
生物技术通报
BIOTECHNOLOGY BULLETIN
收稿日期 :2014-07-14
基金项目 :国家转基因育种重大专项(2011ZX08005-004,2011ZX08005-002)
作者简介 :王维,男,硕士,研究方向 :植物生物技术及其在育种上的应用 ;E-mail :sdauww@126.com
通讯作者 :沈法富,男,教授,研究方向 :棉花种质资源创新 ;E-mail :ffshen@sdau.edu.cn
逆境胁迫是限制作物生长、影响产量和品质
的重要因素之一。逆境胁迫分为生物逆境和非生物
逆境,生物逆境主要包括病害和虫害 ;非生物逆境
包括养分胁迫、干旱胁迫、水分胁迫、高温胁迫
和 低 温 胁 迫 等[1]。MicroRNA( 简 称 miRNAs) 是
长 度 为 20-25 nt 的 内 源 RNA, 最 早 由 Lee 等 在 线
虫(Caenorhabditis elegans L.)中发现[2-4],后来利
用直接克隆测序和生物信息学等方法在许多高等植
物中发现了大量的 miRNA,如拟南芥(Arabidopsis
thaliana L.)[5]、 苔 藓(Moss L.)[6]、 水 稻(Oryza
sativa L.)[7]、玉米(Zea mays L.)[8]、小麦(Triticum
aestivum L.)[9] 等。 近 年 来, 随 着 对 模 式 植 物
miRNA 的深入研究发现,miRNA 在植物生长发育、
植物逆境胁迫相关 miRNA 研究进展
王维  张玉娟  陈洁  刘聚波  夏民旋  沈法富
(山东农业大学农学院 作物生物学国家重点实验室,泰安 271018)
摘 要 : MicroRNAs(miRNAs)是一类内源性小分子的非编码 RNA,它通过对其靶基因 mRNA 的降解或抑制翻译来调控基
因表达,进而参与调控植物相关生理活动。在逆境胁迫下,植物中的一些 miRNA 通过迅速表达并作用于某些与逆境相关的基因,
以启动植物的某些抗逆信号系统,进而提高植物对不良环境的适应能力。就 miRNA 的产生、作用方式、研究方法及其在植物在逆
境胁迫中的抗逆作用机制研究进行了综述,并对植物 miRNA 的研究发展趋势进行了展望。
关键词 : MicroRNA ;胁迫 ;生物信息学 ;靶基因 ;基因调控
DIO : 10.13560/j.cnki.biotech.bull.1985.2015.01.001
Research Progress of MicroRNAs in Plant Stress Responses
Wang Wei Zhang Yujuan Chen Jie Liu Jubo Xia Minxuan Shen Fafu
(State Key Laboratory of Crop Biology,College of Agronomy,Shandong Agricultural University,Tai’an 271018)
Abstract: MicroRNA(miRNAs)is a class of endogenous non-coding small RNAs, which participate in regulation of physiological
activities by target mRNA cleavage or translational repression in plants. Some miRNAs play important roles in stress-related signal transduction
and improving resilience against adverse environmental hazards of plant capacity by regulating gene expression under stressed conditions. This
article focused on the production of miRNA, mechanism, research approaches and characteristics of resisting the biotic and abiotic stresses in
plants, the development trends and future prospect of plant miRNAs research.
Key words: microRNA ;stress ;bioinformatics ;target gene ;gene regulation
维持基因组完整、抗逆境胁迫等生理过程中发挥重
要作用[10]。在多种逆境胁迫下,对植物 miRNA 进
行研究发现,植物通过引起某些物质的积累和改变
代谢途径,从而对逆境胁迫出适应性调整,同时
miRNA 存在差异表达[5,11,12]。从 miRNA 的角度深
入研究植物在胁迫条件下的表现,有利于阐明植物
耐胁迫机理和提高植物耐胁迫能力,对创新作物种
质资源和培育抗胁迫新品种奠定坚实的理论基础。
1 植物 miRNA 的产生及作用方式
1.1 miRNA的产生
MicroRNAs(简称 miRNAs)普遍存在于生物体
内,是由内源基因编码的长度为 20-25 nt 左右的单
链非编码小分子 RNA[13]。植物 miRNA 经过转录、
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2015,Vol.31,No.12
加工成熟和功能复合体装配 3 个主要步骤完成生物
合成。
1.1.1 转录 大部分植物 miRNA 由非编码的核基因
转录而来,通过 II 型 RNA 聚合酶转录形成初级转
录 本, 称 为 primary miRNAs(Pri-miRNAs)[14,15]。
植物的 pri-miRNA 通常由腺苷酸开头,具有 5 帽子
和 3-polyA 尾,位于一个保守的 TATA-box 序列的下
游 40 nt 处[16]。植物 miRNA 基因通常以单拷贝形式
大多数存在于基因之间的间隔区(Intergenicregion,
IGR),少数位于已知基因的内含子区域[17]。
1.1.2 加工成熟 植物 miRNA 的加工成熟过程是
由 存 在 细 胞 核 内 的 Dicer 酶 类 似 物(Dicer-like1,
DCL1),在 Hyponastic leaves1(HYL1)蛋白的协助
下,以一种 ATP 依赖的方式,通过两次剪切步骤生
成[18]。首先,pri-miRNA 在细胞核内加工成具有发
卡环结构的前体(pre-miRNAs)[19],长度约 60-200
nt,每个片段的 3 端都有 2 个碱基突出[18,20]。随后,
植物体内的 Exportin-5 的同源蛋白(HASTY,HST)
识别前体 3 端的碱基突出信号,将前体转运到细胞
质中[14,16],在两个蛋白酶 HYL1 和 SERRATE(SE)
的协助下[21,22],剪切成约 21-24 nt 长的 miRNA∶
miRNA* 双链复合体[18]。植物 miRNA 在 Dicer 加工
之后,由 HEN1 作为转甲基酶完成甲基化[23]。
1.1.3 功能复合体装配 解旋酶(Helicase)将甲基
化后的 miRNA/miRNA* 二聚体解旋,miRNA 单链与
AGO 等蛋白形成 RNA 诱导沉默复合体(RNA-indu-
ced silencing complex,RISC), 而 星 号 链 则 被 降 解
掉[24]。 星 号 链 被 降 解 的 原 因 是 miRNA∶miRNA*
的两条链不完全配对,miRNA 链上靠近 5 端有一
个不与星号链相应位置配对的小突起,明显减弱了
miRNA 链 5 端的稳定性[25],而成熟 miRNA 的产生
总是趋向于选择 5 端更不稳定的链。
1.2 miRNA的作用方式
植物 miRNA 与其靶 mRNA 的序列互补的程度
决定了其调控机制是对靶 mRNA 的剪切,或是对靶
mRNA 翻译的阻遏[26]。当 miRNA 与靶 mRNA 完全
互补或接近完全互补时,则会切割 mRNA ;当植物
miRNA 与靶 mRNA 不完全互补时,则抑制其翻译[27]。
与哺乳动物 miRNA 作用方式相比,植物 miRNA 对
靶 mRNA 的主要作用方式是剪切[16]。近年来研究
发现,miRNA 也可以通过目标染色体位点的甲基化,
或通过调控靶 mRNA 的定位或稳定性在转录水平上
发挥作用[28]。
2 植物 miRNA 的研究方法
2.1 发现miRNA的方法
在 miRNA 的研究初期,人们通过正向遗传学方
法发现新的 miRNA[29]。目前,植物中只有拟南芥
miR164 是通过这种方法被发现,该方法获得 miRNA
的效率很低[30]。近年来,随着生物信息学、分子生
物学及其相关技术的迅速发展,目前人们主要利用
直接克隆测序技术和计算机预测来发现 miRNA。
2.1.1 直接克隆测序技术 直接克隆测序技术的基
本流程,首先构建 cDNA 文库,再将这些 cDNA 进
行 克 隆、 测 序[31]。 然 后 利 用 NCBI 中 的 BlastN 软
件,将克隆得到的序列在该物种基因组数据库中进
行同源性搜索,用 Mfold 等程序对具有同源性的基
因组序列进行二级结构预测分析[32],最后将具有发
夹结构的小分子 RNA 进行 Northern 杂交,将符合
miRNA 标准的小分子 RNA 鉴定为新的 miRNA[33]。
利用直接克隆测序技术,从拟南芥中分别克隆得到
了 16、125 和 11 个 miRNAs[34-36]。之后又采用这种
方法分别从拟南芥[37]、水稻[38]、小麦[9]、玉米[8]
等植物中得到了大量 miRNA。直接克隆测序方法,
操作流程多且繁琐,难以鉴定丰度低的或碱基构成
特殊、存在转录后修饰的 miRNA,具有局限性[39]。
近年来,随着高通量测序(Deep parallel squencing)
技术的发展,弥补了直接克隆测序技术难以鉴定低
丰度表达 miRNA 的缺点。结合高通量测序使用直接
克隆测序技术,已经绘制了拟南芥小分子 RNA 的基
因组分布图谱[40]。这对包括 miRNA 在内的各种内
源小分子 RNA 的深入研究有着重要意义。
2.1.2 计算机预测法 计算机预测法是利用前体
miRNA 基因具有较稳定发夹结构的二级结构搜寻
miRNA,常用的程序有 findMiRNA[41]、Mirfold[42]等。
利用这些程序对拟南芥和水稻基因组中的 miRNA 基
因进行分析,筛选出了 5 个新家族中 23 个候选植
物 miRNA,随后用实验进行了验证,证实了预测
的真实性[41]。利用这种方法在 20 多种植物及病毒
2015,31(1) 3王维等:植物逆境胁迫相关miRNA 研究进展
中预测得到了数百条 miRNA 序列[43]。随着人们对
miRNA 研究的深入发现,利用计算机方法预测得
到的 miRNA 存在一定的假阳性,因为并不是所有
miRNA 在进化过程中具有保守性,也不是所有能形
成发卡环结构的都是 miRNA,如在 tRNAs 和 rRNAs
中也可形成发卡环结构,其真实性需经过生物学实
验进一步验证[44]。但是,计算机方法有其他方法无
可比拟的优点,简单有效、时间短、花费少,以及
可获得一些表达水平低、组织特异性表达以及特定
环境诱导表达的 miRNA[45]。
2.2 miRNA靶基因的预测与验证
目前对 miRNA 靶基因进行功能注释,主要利用
生物信息学预测其靶基因和生物学实验方法验证结
合的方式。其中生物信息学方法预测 miRNA 靶基因
常 用 的 软 件 有 :miRanda、TargetScan、RNAhybrid、
DIANA-microT、PicTar 及 FindTar 等[46]。
预测得到的靶基因一般都要通过生物学实验验
证其真实性,但是目前对 miRNA 靶基因进行实验验
证还没有一个快速、简便、高通量的鉴定方法。剪
切产物 5-RACE 是植物中最常用的验证 miRNA 靶基
因的方法[47]。许多研究利用该方法验证了 miRNA
靶基因,并且发现,这种剪切作用通常精确发生在
miRNA 第 10 或 11 位碱基处[48]。另一种验证靶基因
的有效途径是,在 miRNA 过量表达后,使用 mRNA
表达芯片分析。当某些 miRNA 只行使翻译抑制功能,
表达芯片则无法检测靶基因。确定 miRNA 与靶基
因的对应关系还可以利用荧光定量 PCR 及 Western
blot 方法,分别检测转染或敲除 miRNA 后细胞中
mRNA 水平及蛋白水平的变化[49]。该方法虽然能够
直接准确地鉴定出 miRNA 的靶基因,但是不能鉴定
miRNA 的靶位点。近几年涌现出一些不依赖预测和
过表达的研究方法,直接检测被剪切的 miRNA 靶基
因,“降解组测序法”(Degradome sequencing)就是
其中之一[50]。
3 植物逆境胁迫相关的 miRNA
植物逆境胁迫(干旱、水分、温度、养分及病
菌侵染等)可以在转录水平、转录后水平和翻译水
平上调控植物相关基因的表达[51]。而转录后水平
的调控,特别是转录因子直接与保守顺式作用启动
子元件结合来调控靶基因的调控方式,在逆境胁迫
下基因表达调控中较为普遍[52]。已有的研究表明,
miRNA 在植物逆境胁迫下的调控机制可能属于转录
后水平的调控,目前尚不明确其调控机制[12]。阐明
这种由 miRNA 介导下的调控网络有助于进一步明
确植物耐胁迫机理,进而通过基因工程手段和分子
生物学方法提高作物的耐胁迫能力,改良植物种质
资源[53]。
3.1 植物生物胁迫相关miRNA
植物病虫害是一个广泛影响植物生长发育的生
物因素。每年因植物病毒感染而导致大多数农作物
和果树减产 30% 左右[54]。在长期的进化过程中,
植物已经形成了一些抵制病毒感染的机制,其中一
种机制就是病毒介导的转录后基因沉默。已有越来
越多的证据表明 miRNA 与病毒介导的疾病以及病毒
诱导的基因沉默有关[55]。植物在 miRNA 的指导下,
通过类似于 RNA 干涉的形式,切割病毒 RNA 和病
毒通过 miRNA 作用指导切割多种调控性靶 mRNA
的方式来干扰宿主细胞的基因表达[56]。
2009 年,Feng 等[57]率先检测了与病毒相关的
番茄 miRNA,其后研究表明 miRNA 在黄瓜花叶病毒
(Cucumer mosaic virus,CMV)、番茄不孕病毒(Tomato
aspermy virus,TAV)、番茄卷叶新德里病毒(Tomato
leaf curl new delhi virus,ToLCNDV)、番茄灰霉病等
病害的防御和发生中均发挥重要的调控作用。非洲
木薯花叶病毒(Africancassava mosaic virus)编码的
AC4 蛋白,能与拟南芥 miR159 结合,阻止其对正常
目标 mRNA 的调控,从而干扰了转录后基因沉默共
抑制过程[58]。孙广鑫等[59]通过构建 Cytoscape 网络图,
筛选出番茄中与致病密切相关的 miRNA,并对选出
的 miR169、miR482、miR5300、miR6024、miR6026
和 miR6027 进行靶基因功能分析和启动子分析后发
现,这 6 个 miRNA 的靶基因和启动子基本都与抗
病性相关,表明它们极可能参与了番茄对生物胁迫
响应的调控过程。2011 年,Zhang 等[60]对未处理、
致病性和非致病性 Pst 处理 6 h 和 14 h 后的拟南芥
建立了 13 个小 RNA 库,测序后发现分别有 15 个、
17 个和 20 个 miRNA 家族出现显著的表达差异。其
中包括保守性较高的 miR156a/b/c/e/f、miR159b/c 和
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2015,Vol.31,No.14
miR166 等,以及保守性较低的 miR852、miR825 和
miR843 等。Yin 等[61]通过在接种黄萎病棉花根中
调查 miRNA 和非编码小 RNA 的转录,构建了 4 个
小 RNA 文库,在两个抗感棉花品系中共鉴定了 215
个 miRNA 家族,其中 14 个是新的 miRNA,并且发
现在文库中有多于 65 个 miRNA 家族出现表达差异,
在接种黄萎病后,它们的表达量也出现差异。棉花
miR862 和 miR1536 在经过黄萎病处理后表达量显
著下降,意味着其靶基因 TCH4 表达量上调,从而
在抵御黄萎病菌侵染过程中发挥重要作用。姜兆远
等[63]运用 Affymetrix 基因表达谱芯片和 miRNA 芯
片对接种稻瘟病的水稻进行关联性分析发现,osa-
miR399i_st 在抗病初期上调,其靶基因 RGA1 抗病
蛋白在抗病初期下调表达,表明 osa-miR399i_st 在
转录后调控靶基因 RGA1 过程中起关键作用 ;由于
斑点叶基因突变可提高水稻对白叶枯病的抗性[62],
该研究发现控制病原菌在寄主叶片上症状的斑点叶
基因,在抗病初期下调表达并受 osa-miR812c_st 的
调控,从而说明 osa-miR812c_st 可能对抗稻瘟病也
有一定的作用。罗茂等[64]利用生物信息学筛选到
出 23 条新的玉米 miRNA,预测到 89 个靶基因,以
对纹枯病抗性不同的自交系 R15 和掖 478 为材料,
采用实时荧光定量 PCR 手段对上述两个材料中表
达存在差异的成熟 miRNA 进行验证后发现,zma-
miR165、zma-miR168b/zma-miR168b*、zma-miR171、
zma-miR173、zma-miR319 在玉米抗纹枯病胁迫过程
中可能起重要的调控作用。
当植物受到病原物侵染时,体内多种 miRNA 及
相关靶基因的表达量都会发生变化,说明 miRNA 在
植物响应生物胁迫中发挥重要作用[65,66],并且所介
导的沉默途径、调控反应与病原抑制 RNA 沉默的反
防御、干扰作用机制远比人们想象的复杂[53]。
3.2 植物非生物胁迫相关miRNA
3.2.1 养分胁迫 氮是植物 3 大营养元素之一,对
植物的生长发育起重要作用。研究发现,在氮素水
平较低的情况下,一些 miRNA 的表达量会发生变
化[67]。如 2009 年,Pant 等[68]发现在氮胁迫条件
下拟南芥 miRl69 家族受到抑制,而供氮正常的植株
韧皮部汁液中存在大量的 miRl69,说明 miRl69 可能
是氮代谢中的长距离信号。Joshi 和 Combier 等[69,70]
研究发现,豆科植物在低氮水平下,miR169 通过调
节根瘤发育适应低氮环境,原因是 miR169 的靶基因
HAP2-1 调控根瘤原基分化,过量表达 miR169 或敲
除 HAP2-1 基因抑制侧根的形成。Gifford 等[71]发现
miR167a 可以通过调节侧根生长来响应低氮胁,因
为 ARF8 与植物侧根的生长有密切关系,而 miR167a
在低氮胁迫下表达量上调,从而导致靶基因 ARF8
表达下调。最近的研究表明,低 N 条件会引起水稻
体内 miRNAs 含量的变化,如根部 miR168 表达水平
下降[72]。
近年来,土壤有效磷的缺失已经成为很多地区
限制作物生长的重要因素之一。植物在长期的进化
过程中,通过改变根系形态结构、根系分泌有机酸
和酸性磷酸酶分解根际难溶性磷,以增加与土壤的
接触面积,提高植物体内磷的循环利用,以适应低
磷环境[73]。这些适应性变化与低磷胁迫下某些特定
基因的表达和调控密切相关[74]。Fujii 等[11]发现,
在拟南芥基因组中存在编码 6 个 miR399 基因,均在
低磷胁迫的诱导下出现差异表达。拟南芥 miR399 对
低磷胁迫发生响应,并保持体内磷素稳定平衡有重
要作用[75]。植物在低磷胁迫下,miR399 的表达量
上升迅速,当磷素水平恢复正常时,表达量又急剧
下降。Chio 等[76]的研究表明,miR399 的靶基因是
无机磷转运子(Pi transporter)和泛素结合酶(UBC24)
两个基因家族。Wang 等[77]利用基因芯片得到 199
个陆地棉 miRNA,通过对 miR399 研究发现,它与
纤维中磷的含量变化相关。近年来的研究发现,除
miR399 之外,在其他植物中也有与磷相关的 miRNA
参与调节植物对磷胁迫的响应过程,如在大豆中
miR159a 在磷胁迫诱导下表达量上调,而 miR166a、
miR319a、miR396a、miR398b 和 miR1507a 表 达 量
上调[78]。
植物在应对低硫胁迫时,通过改变一些生理状
态来使体内硫素水平维持稳态[53]。Sunkar 等[79]研
究发现 miRNA395 在维持拟南芥体内硫素平衡中发
挥了重要作用。Lappartient 等[80]研究发现,在拟
南芥基因组中的两个基因簇的 6 个基因位点可能是
miRNA395 发挥作用的位点,其中 APS1、APS3 和
APS4 等是催化硫吸收的 ATP 硫化酶基因。AsT68
2015,31(1) 5王维等:植物逆境胁迫相关miRNA 研究进展
则是一个低亲和力硫转运子,其主要作用是将硫由
根系转运至茎叶[81]。Jones-rhoades 等的研究结果表
明,植物在受低硫胁迫诱导的同时,APS1 的转录
水平下降,当供硫正常时,ASP1 的转录水平增加,
miRNA395 表达完全受到抑制[12],表明可能存在
某些负调控途径,但详细的调控机制还有待进一步
研究。
miRNA 对于微量元素及其他重金属元素有相
似应对大量元素变化的调控功能[67]。在植物保守
miRNA 家族中,miR398 在多种逆境胁迫响应中的调
控功能已得到广泛研究,其在调节植物铜代谢平衡,
应答过量的铁、镉等金属胁迫中扮演重要角色[82]。
铜素缺乏时,miR398 介导了 Cu/Zn SOD mRNA 的降
解过程,促使 CSD 基因表达量下调,并且使 CSD 在
叶绿体中的作用被 Fe SOD 所代替,该过程被认为是
植物自身应对铜素缺乏的适应性变化[83]。
3.2.2 干旱胁迫 干旱是限制植物生长发育的重要
因素之一。水稻 miR169g 家族包含 17 个成员,是
在水稻中最早发现的与干旱相关的 miRNA[84]。通
过 PEG6000 模 拟 的 干 旱 胁 迫 诱 导 水 稻 miR169 和
miR393 的表达发现,miR169g 是唯一一个被干旱所
诱导的 miR169 成员,说明在序列相似的同一家族
各成员之间,在生理学上有不同的作用。对拟南芥
进行干旱胁迫时测定 miR169a 和 miR169c 的表达,
发现过量表达 miR169a 的植株比野生型更容易表现
出叶片易失水和抗干旱能力减弱等特点[84]。颜秦
峰等[85]通过构建拟南芥 MIR398 过表达载体,将
拟南芥 MIR398 基因转入烟草中后发现,在干旱胁
迫下与野生型相比,转基因烟草丙二醛与超氧阴
离子含量均有所升高,脯氨酸含量相对降低,说明
了 miR398 参与了植物抗旱过程。罗书芳等[86]利
用定量 PCR 技术验证了在干旱胁迫条件下,丹参
中 15 种常见的 miRNAs 的差异表达,对其靶基因及
其功能进行初步分析后发现,15 种 miRNA 在干旱
胁迫前后的表达都出现差异,推测出丹参 miR169
和 miR3462 参与丹参的干旱胁迫应答过程的可能性
大。Wei 等[87]通过 miRNA 芯片杂交实验发现,在
干旱胁迫下来自 13 个物种的 34 个 miRNA 表达显
著变化。在干旱条件下,miR474 表达量上升,其靶
基因 PDH 是脯氨酸积累过程的负调控元件。干旱胁
迫抑制 miR168、miR528 和 miR167 表达,它们各自
的靶 mRNA、MAPK、POD 和 PLD 表达量上调,启
动 ABA 诱导的气孔运动和抗氧化防御。Li 等[88]研
究发现与吸足水分的玉米种子相比,干旱种子中
miR168 表达量上调,说明 miR168 参与了种子体内
的新陈代谢,进而调控了耐干旱胁迫过程。
3.2.3 低温胁迫 低温对植物的自然分布和栽培区
域有重要的限制作用。植物 miRNA 对低温胁迫作
出响应是通过调控生长素、脱落酸(ABA)等信号
途径完成的。研究发现,在低温胁迫下,拟南芥
miR393 表达上调,E3 水解其靶蛋白受到抑制,进
而使植物对低温的耐受性得到加强[53]。Sunkar 等
将拟南芥幼苗进行不同胁迫处理发现,miR393 和
miR397 在低温胁迫诱导下表达。同时,一种 miRNA
可以在多种胁迫因素诱导下表达。例如,miR393
受低温、脱水、高盐和 ABA 的正调控程度大,而
miR397b 和 miR402 受以上 4 种胁迫的正调控程度
较小[5]。Zhou 等和 Liu 等[89]分别通过全基因组测
序及芯片杂交方法证实低温诱导 miR397 的表达。
通过芯片杂交实验还证明低温诱导拟南芥 miR172、
miR171、miR169、miR408 以及毛白杨中 miR168 和
miR477 的表达,同时抑制毛白杨 miR156、miR475
和 miR476 的表达。王冰等[90]对受低温胁迫诱导的
小麦 miR156 家族成员进行了 qRT-PCR 分析后发现,
miR156d* 表现出明显下调趋势,miR156a 的表达显
著上升,说明它们参与了低温胁迫调控网络。
3.2.4 盐及其他非生物胁迫 除上述几种胁迫之外,
植物在生长过程中可能还会受到盐、重金属、淹水、
机械力、氧化和辐射等不同形式的非生物胁迫。植
物在对这些胁迫作出适应性反应时,miRNA 对生理
活动的调节也有十分重要的意义。
Yin 等[91]对耐盐性不同的两个棉花品种进行
了盐胁迫处理,利用微阵列分析发现,miRNA 在
不同的耐盐性品种之间的特异性表达模式,确定了
17 个保守的棉花 miRNA,耐盐品系在高盐胁迫下,
miR156a/d/e、miR169、miR535a/b 和 miR827b 表 达
量下调,miR167a、miR397a/b 和 miR399a 表达上调,
而盐敏感品系在盐胁迫下只有 miR159 表达量下调。
预测其靶基因,并对靶基因功能相似性分析后发
现,其靶基因包括转录因子和多种酶,调控植物生
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2015,Vol.31,No.16
长和发育,保守的 miRNA 构成的复杂的调控网络,
促进了棉花对盐胁迫的适应。杜驰等[92]在花花柴
中克隆到 CSD1 和 CSD2 基因全长序列 :KcCSD1 和
KcCSD2,进行盐胁迫诱导后,荧光定量 PCR 检测结
果表明花花柴的 KcmiR398 和 KcCSD1、KcCSD2 存
在组织差异性表达,说明盐胁迫可以影响 KcmiR398
和 KcCSD1、KcCSD2 基因的表达以适应盐胁迫产生
的氧化危害。
Fang 等[93]对 HX3(Cd 耐受型)和 ZH24(Cd
敏感型)大豆(Glycinemax)株系进行 Cd 对照处理,
采用 miRNA 微阵列芯片鉴定出 26 个与 Cd 应激相关
的 miRNA,其中有 5 个和 12 个 miRNA 分别在 HX3
和 ZH24 中特异表达,9 个 miRNA 在 2 个株系中均
有发现。Yang 和 Chen 等[94]研究发现,miR395 在
植物中参与调控硫饥饿诱导的低亲和力硫酸盐转运
体(SULTR2;1)以及 3 个 ATP 硫酸化酶基因(ATP
sulphurylase,APS)(APS1、APS3 和 APS4),从而参
与重金属 Al、Cd 和 Hg 胁迫应答过程。Zhang 等[95]
通过对甘蓝型油菜的研究发现,miR395 通过调控其
靶基因 APS 和 SULTR2 的表达,参与 Cd 胁迫调节。
Zhang 等[96]通过对玉米在淹水胁迫下 miRNA
调节根细胞形态及代谢作用的研究发现,在淹水胁
迫下多种 miRNA 表达量出现差异,并呈现出动态
性及多样性。Lu 等[97,98]发现从机械力胁迫 4 d 的
毛 白 杨(Populus trichocarpa) 中 分 离 得 到 的 22 个
miRNAs,其中至少 10 个是毛白杨特有。通过对其
靶基因预测并进行分析后发现,大部分 miRNA 的靶
基因是与胁迫相关的抗性蛋白基因或者与细胞壁代
谢合成有关的基因。
同时,植物在生长过程中会遇到多种胁迫的
共同作用,植物在应对环境的综合胁迫时,同一种
miRNA 会对不同生理活动作出调节。Sunkar 等对拟
南芥幼苗进行脱水、高盐、低温和 ABA 胁迫处理后,
构建了小分子 RNA 文库,对文库的测序结果进行分
析后发现了来源于 15 个新的 miRNA 家族的 26 个新
的 miRNAs。利用 miRNA 与靶基因结合序列互补的
特点,预测了 41 个具有不同功能的靶基因。Nothern
分析后发现,许多 miRNA 受到一种或多种逆境胁迫
的调控,并表现组织特异性。
4 展望
miRNA 的发现是 RNA 研究领域的一个里程碑
式的突破,植物逆境 miRNA 对研究植物在逆境胁迫
下的适应性生理反应机制提供了强有力的工具,促
进了对植物逆境分子生物学研究。目前虽然在很多
物种中发现、鉴定了数以千计的 miRNA,但是这些
只占基因组中全部 miRNA 的一小部分,还有很多重
要的 miRNA 等待人们去发现、研究、验证。然而大
部分 miRNA 同时调控多种靶基因,各种 miRNA 构
成的调控网存在交叉和关联,如何理清 miRNA 功能
之间的复杂关系,需要依赖于更巧妙的试验设计和
更先进的技术手段。解决逆境胁迫对作物生长和产
量的限制问题,前提是弄清作物的抗胁迫机制,从
miRNA 的角度研究植物在逆境胁迫下的适应性变
化,为作物抗逆境胁迫研究指明了新的方向,对作
物种质资源的创新和抗胁迫新品种的培育有着重要
的意义。
参 考 文 献
[1] Knight H, Knight MR. Abiotic stress signalling pathways :
specificity and cross-talk[J]. Trends in Plant Science, 2001, 6(6):
262-267.
[2] Lee RC, Feinbaum RL, Ambros V. The C. elegans heterochronic
gene lin-4 encodes small RNAs with antisense complementarity to
lin-14[J]. Cell, 1993, 75(5):843-854.
[3]Wightman B, Ha I, Ruvkun G. Posttranscriptional regulation of
the heterochronic gene lin-14 by lin-4 mediates temporal pattern
formation in C. elegans[J]. Cell, 1993, 75(5):855-862.
[4]Reinhart BJ, Slack FJ, Basson M, et al. The 21-nucleotide let-7 RNA
regulates developmental timing in Caenorhabditis elegans[J].
Nature, 2000, 403(6772):901-906.
[5] Sunkar R, Zhu JK. Novel and stress-regulated microRNAs and other
small RNAs from Arabidopsis[J]. The Plant Cell Online, 2004, 16
(8):2001-2019.
[6] Arazi T, Talmor-Neiman M, Stav R, et al. Cloning and characteriza-
tion of micro-RNAs from moss[J]. The Plant Journal, 2005, 43(6):
837-848.
[7] Sunkar R, Girke T, Jain PK, et al. Cloning and characterization of
microRNAs from rice[J]. The Plant Cell Online, 2005, 17(5):
1397-1411.
2015,31(1) 7王维等:植物逆境胁迫相关miRNA 研究进展
[8] Mica E, Gianfranceschi L, Pè ME. Characterization of five microRNA
families in maize[J]. Journal of Experimental Botany, 2006, 57(11):
2601-2612.
[9] Yao Y, Guo G, Ni Z, et al. Cloning and characterization of
microRNAs from wheat(Triticum aestivum L.)[J]. Genome
Biology, 2007, 8(6):R96.
[10] Mallory AC, Vaucheret H. Functions of microRNAs and related
small RNAs in plants[J]. Nature Genetics, 2006, 38 :S31-S36.
[11] Fujii H, Chiou TJ, Lin SI, et al. A miRNA involved in phosphate-
starvation response in Arabidopsis[J]. Current Biology, 2005, 15
(22):2038-2043.
[12] Jones-rhoades MW, Bartel DP. Computational identification of
plant microRNAs and their targets, including a stress-induced
miRNA[J]. Molecular Cell, 2004, 14(6):787-799.
[13] Carrington JC, Ambros V. Role of microRNAs in plant and animal
development[J]. Science, 2003, 301(5631):336-338.
[14] Lee Y, Kim M, Han J, et al. MicroRNA genes are transcribed by
RNA polymerase II[J]. The EMBO Journal, 2004, 23(20):
4051-4060.
[15] Lee YS, Nakahara K, Pham JW, et al. Distinct roles for Drosophila
dicer-1 and dicer-2 in the siRNA/miRNA silencing pathways[J].
Cell, 2004, 117(1):69-81.
[16] Bartel DP. MicroRNAs :genomics, biogenesis, mechanism, and
function[J]. Cell, 2004, 116(2):281-297.
[17] Kim YK, Kim VN. Processing of intronic microRNAs[J]. The
EMBO Journal, 2007, 26(3):775-783.
[18] Kurihara Y, Watanabe Y. Arabidopsis micro-RNA biogenesis
through Dicer-like 1 protein functions[J]. Proceedings of the
National Academy of Sciences of the United States of America,
2004, 101(34):12753-12758.
[19] Kim VN. MicroRNA biogenesis :coordinated cropping and
dicing[J]. Nature Reviews Molecular Cell Biology, 2005, 6(5):
376-385.
[20] Kurihara Y, Takashi Y, Watanabe Y. The interaction between
DCL1 and HYL1 is important for efficient and precise processing of
pri-miRNA in plant microRNA biogenesis[J]. Rna, 2006, 12(2):
206-212.
[21] Vazquez F, Gasciolli V, Crété P, et al. The nuclear dsRNA binding
protein HYL1 is required for microRNA accumulation and plant
development, but not posttranscriptional transgene silencing[J].
Current Biology, 2004, 14(4):346-351.
[22] Lobbes D, Rallapalli G, Schmidt DD, et al. SERRATE :a new
player on the plant microRNA scene[J]. EMBO Reports, 2006,
7(10):1052-1058.
[23] Boutet S, Vazquez F, Liu J, et al. Arabidopsis HEN1 :A genetic
link between endogenous miRNA controlling development and
siRNA controlling transgene silencing and virus resistance[J].
Current Biology, 2003, 13(10):843-848.
[24] Vaucheret H, Vazquez F, Crété P, et al. The action of ARGONAU-
TE1 in the miRNA pathway and its regulation by the miRNA path-
way are crucial for plant development[J]. Genes & Development,
2004, 18(10):1187-1197.
[25] Chan SP, Slack FJ. Point of VIEw microRNA-mediated silencing
inside P-bodies[J]. RNA Biology, 2006, 3(3):97-100.
[26] Axtell MJ, Snyder JA, Bartel DP. Common functions for diverse
small RNAs of land plants[J]. The Plant Cell Online, 2007, 19
(6):1750-1769.
[27] Axtell MJ, Bartel DP. Antiquity of microRNAs and their targets in
land plants[J]. The Plant Cell Online, 2005, 17(6):1658-
1673.
[28] Ricci EP, Limousin T, Soto-Rifo R, et al. Activation of a microRNA
response in trans reveals a new role for poly(A)in translational
repression[J]. Nucleic Acids Research, 2011, 39(12):5215-
5231.
[29] Cullen BR. Derivation and function of small interfering RNAs and
microRNAs[J]. Virus Research, 2004, 102(1):3-9.
[30] Baker CC, Sieber P, Wellmer F, et al. The early extra petals1
Mutant uncovers a role for microRNA miR164c in regulating petal
number in Arabidopsis[J]. Current Biology, 2005, 15(4):303-
315.
[31] Pfeffer S, Lagos-Quintana M, Tuschl T. Cloning of small RNA
molecules[OL]//Current Protocols in Molecular Biology,
2005, DOI : 10.1002/0471142727.mb2604s72.
[32] Zuker M. Mfold web server for nucleic acid folding and hybridiza-
tion prediction[J]. Nucleic Acids Research, 2003, 31(13):
3406-3415.
[33] Berninger P, Gaidatzis D, Van Nimwegen E, et al. Computational
analysis of small RNA cloning data[J]. Methods, 2008, 44(1):
13-21.
[34] Reinhart BJ, Weinstein EG, Rhoades MW, et al. MicroRNAs in
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2015,Vol.31,No.18
plants[J]. Genes & Development, 2002, 16(13):1616-1626.
[35] Llave C, Kasschau KD, Rector MA, et al. Endogenous and
silencing-associated small RNAs in plants[J]. The Plant Cell
Online, 2002, 14(7):1605-1619.
[36] Chen K, Rajewsky N. The evolution of gene regulation by
transcription factors and microRNAs[J]. Nature Reviews
Genetics, 2007, 8(2):93-103.
[37] Palatnik JF, Allen E, Wu X, et al. Control of leaf morphogenesis by
microRNAs[J]. Nature, 2003, 425(6955):257-263.
[38] Mallory AC, Bouché N. MicroRNA-directed regulation :to cleave
or not to cleave[J]. Trends in Plant Science, 2008, 13(7):
359-367.
[39] Jover-Gil S, Candela H, Ponce M. Plant microRNAs and developm-
ent[J]. International Journal of Developmental Biology, 2005, 49
(5/6):733.
[40] Fahlgren N, Howell MD, Kasschau KD, et al. High-throughput
sequencing of Arabidopsis microRNAs :evidence for frequent birth
and death of MIRNA genes[J]. PloS One, 2007, 2(2):e219.
[41] Adai A, Johnson C, Mlotshwa S, et al. Computational prediction of
miRNAs in Arabidopsis thaliana[J]. Genome Research, 2005,
15(1):78-91.
[42] Billoud B, De Paepe R, Baulcombe D, et al. Identification of new
small non-coding RNAs from tobacco and Arabidopsis[J].
Biochimie, 2005, 87(9):905-910.
[43] Yin Z, Li C, Han X, et al. Identification of conserved microRNAs
and their target genes in tomato(Lycopersicon esculentum)[J].
Gene, 2008, 414(1):60-66.
[44] Xu Y, Zhou X, Zhang W. MicroRNA prediction with a novel
ranking algorithm based on random walks[J]. Bioinformatics,
2008, 24(13):i50-i58.
[45] Kauppinen S, Havelda Z. Detection of siRNAs and miRNAs[M]//
Plant Virology Protocols. Springer, 2008 :217-227.
[46] Arora A, Mckay GJ, Simpson DAC. Prediction and verification of
miRNA expression in human and rat retinas[J]. Investigative
Ophthalmology & Visual Science, 2007, 48(9):3962-3967.
[47] Lai EC. Predicting and validating microRNA targets[J]. Genome
Biology, 2004, 5(9):115.
[48] Sunkar R, Kapoor A, Zhu JK. Posttranscriptional induction of two
Cu/Zn superoxide dismutase genes in Arabidopsis is mediated
by downregulation of miR398 and important for oxidative stress
tolerance[J]. The Plant Cell Online, 2006, 18(8):2051-2065.
[49] Du TT, Fu YF, Dong M, et al. Experimental validation and
complexity of miRNA-mRNA target interaction during zebrafish
primitive erythropoiesis[J]. Biochemical and Biophysical
Research Communications, 2009, 381(4):688-693.
[50] Addo-Quaye C, Miller W, Axtell MJ. CleaveLand :a pipeline for
using degradome data to find cleaved small RNA targets[J].
Bioinformatics, 2009, 25(1):130-131.
[51] Fowler S, Thomashow MF. Arabidopsis transcriptome profiling
indicates that multiple regulatory pathways are activated during cold
acclimation in addition to the CBF cold response pathway[J].
The Plant Cell Online, 2002, 14(8):1675-1690.
[52] Zhu JK. Salt and drought stress signal transduction in plants[J].
Annual Review of Plant Biology, 2002, 53(1):247-273.
[53] 沈亚欧 , 林海建 , 张志明 , 等 . 植物逆境 miRNA 研究进展[J].
遗传 , 2009, 31(3):227-235.
[54] 彭建斐 , 戴良英 , 何玉科 , 等 . 水稻微小 RNA 研究进展[J].
湖南农业科学 , 2010(15):4-6, 10.
[55] Dunoyer P, Lecellier CH, Parizotto EA, et al. Probing the microRNA
and small interfering RNA pathways with virus-encoded suppressors
of RNA silencing[J]. The Plant Cell Online, 2004, 16(5):
1235-1250.
[56] Saumet A, Lecellier CH. Anti-viral RNA silencing :do we look like
plants?[J]. Retrovirology, 2006, 3(1):3.
[57] Feng J, Wang K, Liu X, et al. The quantification of tomato
microRNAs response to viral infection by stem-loop real-time RT-
PCR[J]. Gene, 2009, 437(1):14-21.
[58] Chellappan P, Vanitharani R, Fauquet CM. MicroRNA-binding
viral protein interferes with Arabidopsis development[J].
Proceedings of the National Academy of Sciences of the United
States of America, 2005, 102(29):10381-10386.
[59] 孙广鑫 , 栾雨时 , 崔娟娟 . 番茄中与致病密切相关 miRNA 的
挖掘及特性分析[J]. 遗传 , 2014(1):69-76.
[60] Zhang W, Gao S, Zhou X, et al. Bacteria-responsive microRNAs
regulate plant innate immunity by modulating plant hormone
networks[J]. Plant Molecular Biology, 2011, 75(1-2):93-
105.
[61] Yin Z, Li Y, Han X, et al. Genome-wide profiling of miRNAs and
other small non-coding RNAs in the Verticillium dahliae-inoculated
cotton roots[J]. PloS One, 2012, 7(4):e35765.
2015,31(1) 9王维等:植物逆境胁迫相关miRNA 研究进展
[62] Feng BH, Yang Y, Shi YF, et al. Characterization and genetic
analysis of a novel rice spotted-leaf mutant HM47 with broad-
spectrum resistance to Xanthomonas oryzae pv. oryzae[J].
Journal of Integrative Plant Biology, 2013, 55(5):473-483.
[63] 姜兆远 , 任金平 , 刘晓梅 , 等 . 稻瘟病菌胁迫下水稻 miRNA 的
表达[J]. 安徽农业科学 , 2013(17):7410-7412, 7417.
[64] 罗茂 , 彭华 , 宋锐 , 等 . 玉米纹枯病胁迫相关 miRNA 功能研
究[J]. 作物学报 , 2013(05):837-844.
[65] Gal-On A, Kaplan I, Palukaitis P. Differential effects of satellite
RNA on the accumulation of cucumber mosaic virus RNAs and
their encoded proteins in tobacco vs zucchini squash with two
strains of CMV helper virus[J]. Virology, 1995, 208(1):58-
66.
[66] Diermann N, Matoušek J, Junge M, et al. Characterization of plant
miRNAs and small RNAs derived from potato spindle tuber viroid
(PSTVd)in infected tomato[J]. Biological Chemistry, 2010,
391(12):1379-1390.
[67] Chiou TJ. The role of microRNAs in sensing nutrient stress[J].
Plant, Cell & Environment, 2007, 30(3):323-332.
[68] Pant BD, Musialak-Lange M, Nuc P, et al. Identification of nutrient-
responsive Arabidopsis and rapeseed microRNAs by comprehensive
real-time polymerase chain reaction profiling and small RNA
sequencing[J]. Plant Physiology, 2009, 150(3):1541-1555.
[69] Joshi T, Yan Z, Libault M, et al. Prediction of novel miRNAs and
associated target genes in Glycine max[J]. BMC Bioinformatics,
2010, 11(Suppl 1):S14.
[70] Combier JP, Frugier F, De Billy F, et al. MtHAP2-1 is a key transc-
riptional regulator of symbiotic nodule development regulated by
microRNA169 in Medicago truncatula[J]. Genes & Develop-
ment, 2006, 20(22):3084-3088.
[71] Gifford ML, Dean A, Gutierrez RA, et al. Cell-specific nitrogen
responses mediate developmental plasticity[J]. Proceedings of
the National Academy of Sciences, 2008, 105(2):803-808.
[72] Nischal L, Mohsin M, Khan I, et al. Identification and comparative
analysis of microRNAs associated with low-N tolerance in rice
genotypes[J]. PloS One, 2012, 7(12):e50261.
[73] Roghothama KG, Karthikeyan AS. Phosphate acqiucition[J].
Plant and Soil, 2005, 274(1-2):37-49.
[74] Bari R, Pant BD, Stitt M, et al. PHO2, microRNA399, and PHR1
define a phosphate-signaling pathway in plants[J]. Plant
Physiology, 2006, 141(3):988-999.
[75] Aung K, Lin SI, Wu CC, et al. pho2, a phosphate overaccumulator,
is caused by a nonsense mutation in a microRNA399 target
gene[J]. Plant Physiology, 2006, 141(3):1000-1011.
[76] Chiou TJ, Aung K, Lin SI, et al. Regulation of phosphate
homeostasis by microRNA in Arabidopsis[J]. The Plant Cell
Online, 2006, 18(2):412-421.
[77] Wang G, 余道乾 , 杜雄明 . 陆地棉种子发育过程中 microRNA
的挖掘与功能研究[J]. 棉花学报 , 2014(1):81-86.
[78] Zeng HQ, Zhu YY, Huang SQ, et al. Analysis of phosphorus-
deficient responsive miRNAs and cis-elements from soybean(Gly-
cine max L.)[J]. Journal of Plant Physiology, 2010, 167(15):
1289-1297.
[79] Sunkar R, Chinnusamy V, Zhu J, et al. Small RNAs as big players
in plant abiotic stress responses and nutrient deprivation[J].
Trends in Plant Science, 2007, 12(7):301-309.
[80] Lappartient AG, Vidmar JJ, Leustek T, et al. Inter-organ signaling
in plants :regulation of ATP sulfurylase and sulfate transporter
genes expression in roots mediated by phloem-translocated
compound[J]. The Plant Journal, 1999, 18(1):89-95.
[81] Takahashi H, Watanabe-Takahashi A, Smith FW, et al. The roles
of three functional sulphate transporters involved in uptake and
translocation of sulphate in Arabidopsis thaliana[J]. The Plant
Journal, 2000, 23(2):171-182.
[82] Siré C, Moreno AB, Garcia-Chapa M, et al. Diurnal oscillation in
the accumulation of Arabidopsis microRNAs, miR167, miR168,
miR171 and miR398[J]. FEBS Letters, 2009, 583(6):1039-
1044.
[83] Yamasaki H, Abdel-Ghany SE, Cohu CM, et al. Regulation of
copper homeostasis by micro-RNA in Arabidopsis[J]. Journal of
Biological Chemistry, 2007, 282(22):16369-16378.
[84] Zhao B, Liang R, Ge L, et al. Identification of drought-induced
microRNAs in rice[J]. Biochemical and Biophysical Research
Communications, 2007, 354(2):585-590.
[85] 颜秦峰 , 李科友 , 石振楠 , 等 . 过表达 miR398 对烟草抗旱性
的影响[J]. 北方园艺 , 2013(13):111-116.
[86] 罗书芳 , 崔浪军 , 王健 , 等 . 干旱胁迫下 15 种丹参 miRNAs 差
异表达分析[J]. 广东农业科学 , 2013(5):134-137.
[87] Wei L, Zhang D, Xiang F, et al. Differentially expressed miRNAs
potentially involved in the regulation of defense mechanism to
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2015,Vol.31,No.110
drought stress in maize seedlings[J]. International Journal of
Plant Sciences, 2009, 170(8):979-989.
[88] Li D, Wang L, Liu X, et al. Deep sequencing of maize small RNAs
reveals a diverse set of microRNA in dry and imbibed seeds[J].
PloS One, 2013, 8(1):e55107.
[89] Liu HH, Tian X, Li YJ, et al. Microarray-based analysis of stress-
regulated microRNAs in Arabidopsis thaliana[J]. Rna, 2008, 14
(5):836-843.
[90] 王冰 , 宋娜 , 孙燕飞 , 等 . MircoRNA156 家族在小麦非生物胁
迫中的表达分析[J]. 植物病理学报 , 2013(2):201-204.
[91] Yin Z, Li Y, Yu J, et al. Difference in miRNA expression profiles
between two cotton cultivars with distinct salt sensitivity[J].
Molecular Biology Reports, 2012, 39(4):4961-4970.
[92] 杜驰 , 廖茂森 , 张霞 , 等 . 盐胁迫下花花柴 miR398 对 Cu/Zn
超氧化物歧化酶基因的调控研究[J]. 西北植物学报 , 2014
(4):682-688.
[93] Fang X, Zhao Y, Ma Q, et al. Identification and comparative
analysis of cadmium tolerance-associated miRNAs and their targets
in two soybean genotypes[J]. PloS One, 2013, 8(12):e81471.
[94] Yang Z, Chen J. A potential role of microRNAs in plant response to
metal toxicity[J]. Metallomics, 2013, 5(9):1184-1190.
[95] Zhang LW, Song JB, Shu XX, et al. miR395 is involved in
detoxification of cadmium in Brassica napus[J]. Journal of
Hazardous Materials, 2013(250-251):204-211.
[96] Zhang B, Pan X, Stellwag EJ. Identification of soybean microRNAs
and their targets[J]. Planta, 2008, 229(1):161-182.
[97] Lu S, Sun YH, Shi R, et al. Novel and mechanical stress-responsive
microRNAs in Populus trichocarpa that are absent from Arabido-
psis[J]. The Plant Cell Online, 2005, 17(8):2186-2203.
[98] Lu S, Sun YH, Chiang VL. Stress-responsive microRNAs in
Populus[J]. The Plant Journal, 2008, 55(1):131-151.
(责任编辑 狄艳红)