全 文 ：·综述与专论· 2012年第11期
生物技术通报
BIOTECHNOLOGY BULLETIN
RNAi 的发现最早可追溯到 1990 年，当时 Napoli
等［1］把已知色素基因置于强启动子后，导入矮脚牵
牛花中，试图加深牵牛花的颜色，结果发现花的颜
色全部或部分变白，该现象在当时被称为“共抑制”
（co-suppression），即导入基因后，该基因和牵牛花
内源的着色基因都被抑制了。由于这种现象发生在
转录后水平，所以又被称为转录后基因沉默，广泛
应用于植物和真菌研究领域。RNAi 在动物体内的
研究发展相对较为缓慢，直到 1998 年，Fire 等［2］
成功描述了外源双链 RNA（dsRANA）在线虫体内
沉默相应 mRNA 的过程，并将这个过程称为 RNAi。
其作用机理是 :（1）包括由外源导入或由转基因转
座子、病毒感染等各种方式引入的 dsRNA，被 Dicer
切 解 为 21-23 bp 的 siRNA。（2） 双 链 的 siRNA 首
先被包裹进一个多蛋白复合体中，与细胞源性的某
些酶和蛋白质形成复合体 RISC。当 ATP 存在时，
RISC 中依赖 ATP 解旋酶在 ATP 供能下解开 siRNA
收稿日期 : 2012-03-31
基金项目 : 国家自然科学基金项目（30971944）
作者简介 : 李良德 , 男 , 硕士研究生 , 研究方向 : 生物源农药 ; E-mail: liliangde.love@163.com
昆虫 RNAi 效率的影响因素研究进展
李良德  刘婕  姜春来  赖先文 
（华南农业大学昆虫毒理研究室，广州 510642）
摘 要 ： RNA 干扰（RNAi）是一种在动植物中广泛存在的、由双链 RNA 诱发的、导致 mRNA 特异性沉默的过程。简单总
结昆虫 RNAi 的研究现状，从理论和实践两个方面重点介绍昆虫 RNAi 效率影响因素的研究进展，最后对昆虫 RNAi 应用于害虫防
治的前景进行展望。
关键词 ： RNAi 基因沉默效率 影响因素 进展
Recent Advances on the Influence Factors of RNAi Efficiency in Insect
Li Liangde Liu Jie Jiang Chunlai Lai Xianwen
（Lab of Insect Toxicology，South China Agricultural University，Guangzhou 510642）
Abstract:  RNA interference（RNAi）is a process which is induced by double-stranded RNA, resulting in mRNA-specific silencing
and widespread in plants and animals. In this paper, the current research status of RNAi in insect was brief summarized, and then the recent
advances on the influence factors of RNAi efficiency in insect were introduced from the theory and practice viewpoints, respectively. Finally, the
application prospect of RNAi technology in pest control was provided.
Key words:  RNAi Gene silencing efficiency Influence factors Recent advance
双链，释放出正义 RNA 链，把反义的 RNA 单链作
为选择目标的向导，并与靶 mRNA 的同源序列互补
结合，然后由特异性核酸内切酶将靶 mRNA 切断，
使对应的蛋白质水平下降，最终导致特定基因沉
默［3］。与常规基因功能研究相比较，它具有快速简便、
通用性强、靶向性高的特点，在基因功能的研究中，
显示出很强的优越性［4］。
1 昆虫 RNAi 的研究现状
目前，RNAi 技术日渐成熟［5］，在昆虫领域也
有了许多成功的干扰试验。第一个成功干扰的试验
可追溯到 2002 年，当时 Quan 等［6］将 dsRNA 注入
到家蚕的胚胎中，成功阻碍了某一色素基因的表
达。后来，在昆虫体内成功干扰的试验不断被报道，
截止到目前，研究的种类已达几十种。在 2011 年
Journal of Insect Physiology 杂志报道了研究最多的十
几种［7］昆虫（表 1）。这些试验中，使用家蚕的试
验占了 28%，使用烟草天蛾的占了 25%，其中夜蛾科、
2012年第11期 39李良德等 ：昆虫 RNAi 效率的影响因素研究进展
菜蛾科、螟蛾科等昆虫也成了研究热点。
2 影响昆虫 RNAi 效率的理论因素
由于 RNAi 具有特异、高效、持久的特点，能
够简单、高效地抑制特定基因的表达［8］，使得其在
很多领域具有广阔的应用前景。近年来，RNAi 技
术已经被广泛的运用于昆虫学研究领域。例如，通
过 RNAi 技术，可以在 RNA 水平上部分阻断某基
因的表达，获得功能性丧失，进一步研究相关基因
的功能［9］；通过利用昆虫细胞、胚胎、幼虫和成虫
RNAi 技术在昆虫细胞或个体模型中直接沉默目标基
因，可以从分子水平寻找新型药物靶标、开发新型
农药等［10］。但影响昆虫 RNAi 效率的因素很多，往
往相似的方法得到不一样的结果［11-13］。因此，深入
研究影响昆虫 RNAi 效率的因素，对研究昆虫的基
因功能、信号转导通道、基因的表达调控等有重要
意义。
2.1 不同的作用方式
在研究不同作用方式 RNA 干扰沉默效率时，必
须考虑到导入方式的差异。注射法是最常用的一种
方法。大多数人认为，只要将 dsRNA 注入到靶标细
胞内，干扰的效果就会发生，而事实上，干涉效率
仅取决于可用性的核心干涉 RNA。当然，在大多数
试验使用胚胎注射，转染的细胞系干扰效果基本是
成功的。例如，Kanginakudru 等［14］使用注射法研究
家蚕发夹子结构靶标基因取得了非常好的沉默效果。
2.1.1 系统性 RNA 干扰 （Systemic RNAi） 系统 RNA
干扰能通过体外注入 dsRNA 而诱导产生，除注射
部位外，它还能引起其他组织产生干扰的效果。不
同的昆虫对于系统 RNA 的沉默与否存在很大的不
同。Terenius 等［15］对海灰翅夜蛾、天蚕蛾、印度柞
蚕和丛林斜眼褐蝶（Bicyclus anynana）等十几种鳞
翅目昆虫进行干扰时发现，柞蚕等通过注入少量的
dsRNA 就能起到很好的沉默效果，并且 Bettencourtet
等［16］也证实了在这种干扰效果可以遗传给下一代。
但具体多少剂量才能在这些物种中起到沉默效应目
前没有更多的报道，在大多数的报道中，这个标准
范围一般都在 1-100 μg 之间。相反，有些物种对
双链 DNA 有着很强的抵抗力，在浓度较高的情况
下，都起不到沉默效果。如在对丛林斜眼褐蝶、海
灰翅夜蛾的表皮组织、内分泌腺基因干扰时，高浓
度的 dsRNA 起不到任何系统性干扰效果。相关报
道 还 有 Tabunoki 等［17］ 将 dsRNA 注 入 到 家 蚕 肠 道
中发现，标靶蜕皮基因受体没有任何的系统系沉默
效果。
因此，研究人员今后应对多少剂量的浓度能起
到好的沉默效应作更深入的研究，使得在未来能够
使用指定的剂量和浓度来描述具体的试验，建立确
表 1 昆虫 RNAi 的成功实例
科 种 主要研究的功能
家蚕科 家蚕（Bombyx mori） 胚胎及胚后期发育，性信息素的合成
草螟科
小蔗螟（Diatraea saccharalis） Bt 毒素受体（aminopeptidase-N）
玉米螟（Ostrinia nubilalis） 几丁质酶基因的调节作用
夜蛾科
甜菜夜蛾（Spodoptera exigua） 几丁质合成途径，藻糖的合成途径
草地夜蛾（Spodoptera frugiperda） 保幼激素浓度测定，Bt 毒素受体
海灰翅夜蛾（Spodoptera littoralis） 精子生理节奏释放机制
斜纹夜蛾（Prodenia litura） Bt 毒素受体
甘蓝夜蛾（Mamestra brassicae） 胚胎发育
棉铃虫（Helicoverpa armigera） 乙酰胆碱酯酶，Bt 毒素受体
菜蛾科 小菜蛾（Plutella xylostella） 杀虫剂的抗药性
螟蛾科 印度谷螟（Plodia interpunctella） 胚胎发育
天蚕蛾科
琥珀蚕（Antheraea assama） 性别鉴定
印度柞蚕（Antheraea mylitta） 免疫系统，性别鉴定
柞蚕（Antheraea pernyi） 免疫系统
天蛾科 烟草天蛾（Manduca sexta） 免疫系统，Bt 毒素受体
卷蛾科 苹浅褐卷蛾（Epiphyas postvittana） 幼体内脏羧酸酯酶，信息素结合受体
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2012年第11期40
定的剂量依赖关系。
2.1.2 非系统性 RNA 干扰（environmental RNAi）
非系统性 RNA 干扰可以通过喂食的方法实现，它
是指昆虫肠道细胞吸收体外 dsRNA 后，对周围的肠
道细胞起到干扰沉默的效果。与直接注射的方法相
比，采用喂食的方法使机体不受损伤，在未来试验
中将得到更好的利用，而且未来将在转基因植物上
深入研究，使害虫在吃了转基因植物后产生沉默而
死亡。通过喂食的方法在鳞翅目的研究中取到了很
大的进展，但喂食法因昆虫摄入的 dsRNA 容易被
降解，dsRAN 到达靶标的概率较低，沉默效果比较
差。然而，Khajuria 等［18］对苹浅褐卷蛾、粉纹夜蛾
（Cabbage looper）、小菜蛾的研究时发现，通过喂食
少量的 dsRNA 就起到了很好的沉默效果。近几年，
也有试验证实通过在食物中添加细菌可以有更好的
沉默效果。例如，Tian 等［19］从甜菜夜蛾中获得了
很好的试验效果。同时也有试验证明，对昆虫喂食
dsRNA 后 24 h 内不再喂食，最后取得的干扰效果会
大大加强，原因可能是昆虫处于饥饿状态时，吸收
的效率会大大提高。
然而，有人认为昆虫只有在喂入大量的 dsRNA
后干扰才能取得成功，而且表面上观察喂食量与沉
默的效果成正比，但有趣的是，有些昆虫喂入的量
越多反而沉默效果越差。例如，Kumar［20］在对研究
番茄夜蛾（Helicoverpa armigera）沉默效果时发现，
摄入的 dsRNA 越多，沉默的效果越差。因此，以后
对于不同的物种研究要考虑到具体的量的问题。
2.2 不同的组织器官
许多研究者都把昆虫的各个组织器官作为靶标，
通过破坏昆虫免疫系统、阻止害虫的生长来达到防
治的效果。在 RNAi 的试验中，研究者经常把表皮
组织、血腔（Haemocoele）、中肠（Midgut）等组织
器官作为干扰的靶标，通过注射或喂食 dsRNA 的方
法研究干扰的效果，并且大多数研究表明，不同的
组织器官对基因沉默效果差异较大。例如，Kumar
等［20］通过注射法对鳞翅目烟草天蛾的丝腺（silk
gland）、脂肪体（fat body）、血腔、中肠和大脑等
不同组织器官进行干扰研究时发现，在注入少量的
dsDNA 到血腔、中肠、脂肪体后能够得到较高的沉
默效果，而在丝腺、翅膀、大脑沉默效果很低。当
时 Fabrick 等［14］对烟草天蛾的表皮组织和羽翼进行
了研究，最终得到的沉默效果却非常低。类似的试
验还有，Bettencourt 等［16］将 dsRNA 注射到天蚕蛾
和家蚕的蛹中发现，卵巢的卵母细胞呈现出很好的
吸收效果，并且影响胚胎表型的生长。
在干扰试验中，有些昆虫，龄数较小难观察，
并且可能影响到其他非靶组织。因此，许多研究者
往往将对应组织器官放在试管中离体培养进行体外
干扰和监控观察。例如，Huvenne 等［21］曾经在试管
中对蓓带夜蛾（Mamestra configurata）进行干扰研究，
取得了很好的效果。与传统的机体 RNAi 方法相
比，体外试验可以更加密切的观察到 dsRNA 的干扰
效果。
2.3 不同的基因结构
在 RNA 干扰的试验中，研究者发现不同的基
因有着不同的干扰效果。例如，Baum 等［22］对大量
鳞翅目昆虫使用基因本体论（gene ontology）的方法
将编码结合蛋白、免疫反应（immune response）、胞
外区（extracellular region）、核苷酸结合（nucleotide
bindingd）的 130 多个基因进行分类及干扰试验，结
果只有 38% 的基因得到了高水平的沉默，14% 的基
因沉默效果不理想，48% 的基因失败了，与免疫相
关的基因总体沉默效果比较理想（试验中 80% 的得
到了沉默），但与编码结合蛋白相关的基因很难得到
沉默。同时，Baum 等［22］用喂食的方法检查了鞘翅
目叶甲科（coleoptera: chrysomelidae）昆虫 290 个基
因的干扰效果发现，在 52 ng/cm2 的高剂量情况下，
可干扰 125 个基因的表达，幼虫死亡率很高，在 5.2
ng/cm2 的低剂量情况下，可干扰 67 个基因的表达，
对昆虫的成活率影响很大。
对于不同的基因结构，并不是 dsRNA 片段的长
度越长或者越短沉默效果越好。Shakesby 等［23］证
实了 dsRNA 长度在 300-520 bp 之间沉默效果最佳。
同时，dsRNA 核苷酸序列选用不当，可能引起非靶
标沉默作用。非靶标沉默作用在长红锥蝽（Rhodnius
prolixus）的实验室中被报道过，Araujo 等［24］在 2006
年研究抑制长红锥蝽的靶基因时，同时引起了另外
两个高同源性非靶标基因的沉默。
2012年第11期 41李良德等 ：昆虫 RNAi 效率的影响因素研究进展
3 影响 RNAi 效率的实践因素
3.1 昆虫摄入dsRNA的方式
目前，将 dsRNA 导入到昆虫体内的方法主要
有注射、饲喂 2 种方法，不同的导入方式沉默的效
率不同。注射法可以将 dsRNA 注射到昆虫的指定部
位，使 dsRNA 迅速到达靶标，提高了 dsRNA 对靶
标的作用效率。但是，该技术对微量注射对仪器和
操作技术要求较高，且容易对昆虫造成创伤，不适
用于虫体很小的昆虫。饲喂法主要包括两个过程 ：
（1）昆虫从肠腔中将 dsRNA 吸收到肠细胞内，此时
dsRNA 称为环境性 RNAi ；（2）肠细胞中的 dsRNA
经细胞扩散到指定靶组织，此时 dsRNA 称为系统
性 RNAi。该方法对试验人员的操作技术要求不高，
可以增加目标昆虫的成活率，有利于大批量的进
行沉默试验。但被昆虫摄入的 dsRNA 容易被降解，
dsRAN 到达靶标的概率较低，沉默效果受抑制。
近年来，很多研究组织已经证实了通过饲喂的
方式进行昆虫 RNAi 的可能性，试验昆虫有数 10 种
之多，包括农作物害虫和人类疾病携带昆虫等。例如，
Mao 等［25］通过分离了棉铃虫 B. mori 参与棉酚解毒
的基因即细胞色素 P450 基因 CYP6AE14，使用植物
介导 RNAi 技术，用能产生 CYP6AE14 的 dsRNA 的
转基因植物喂食棉铃虫后，棉铃虫 CYP6AE14 基因
的表达量显著降低，对棉酚的耐受性大大减弱。棉
铃虫取食含有棉酚的棉花叶片后，生长缓慢，甚至
死亡，这就为 RNAi 运用到实践中提供了丰富的途径。
3.2 不同昆虫生育期
在对不同龄数的昆虫干扰时，高龄的虫体虽
然更容易操作，但是沉默效果却不理想，而低龄虫
体虽然不好操作，但表现出来的沉默效果更好。例
如，Araujo 等［24］在 2006 年的试验中，与 2 龄长红
锥蝽幼虫相比，4 龄长经锥蝽的沉默效果只有 42%。
Gandhe 等［26］研究高龄印度柞蚕时，注入的 dsRNA
量必须达到 100 μg 才有明显的干扰效果。
在研究不同生育期虫体的干扰试验时，研究者
发现沉默的持久性越高，沉默效果越好。据报道，
碗豆（A. pisum）水通道蛋白的沉默效果可持续 5 d，
然后消失。Turner 等［27］在 2006 年时证实，苹果褐
卷蛾信息素胶连蛋白的沉默持续效果与该蛋白的周
转率有关。
4 结论
不同昆虫针对不同作用方式、组织器官、靶标
基因等的成功试验说明了昆虫 RNAi 技术具有广泛
的适应性和应用前景。但在 RNAi 技术的应用中也
存在一些不足，主要表现为 RNA 沉默只需要靶基因
的一小部分序列，有可能造成部分同源的非靶基因
的沉默 ；RNA 沉默的持久性不易控制，达不到防治
害虫的目的 ；沉默的虫体可能随着时间的发展而对
dsRNA 产生抗性。因此，当把 RNAi 发展为作物保
护的手段时，以下问题有待解决 ：怎样用 RNAi 的
特异性培育植物，让它能够抵抗主要害虫而对偶发
的取食者无害 ；植物能否持续并在植物各部分表达
dsRNA，表达的浓度是多大 ；怎样减缓害虫对 RNAi
的抗性发展。随着对 RNAi 沉默机制的深入研究，
在未来害虫的防治中必将会产生新的、更加简单高
效、经济适用的 RNAi 技术，从而为农业害虫的防
治揭开新的篇章。
参 考 文 献
［1］ Napoli C, Lcmieux C, Jorgensen R. Introduction of a chimeric
chalcone synthase gene into petunia results in reversible co-
suppression of homologous genes in trans. Plant Cell, 1990, 2（4）:
279-289.
［2］ Fire A, Xu S, Montgomery MK, et al. Potent and specific genetic
interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans.
Nature, 1998, 391: 806-811.
［3］ 王永佳 , 陈永胜 , 李国瑞 . RNAi 在植物中的作用机理及其应用
研究进展 . 内蒙古民族大学学报 , 2010, 25（1）: 54-58.
［4］ 张燕 , 伏红伟 , 王爽 , 等 . 利用 RNAi 技术防治水稻条纹叶枯病 .
中国农业科学 , 2011, 44（13）: 2683-2691.
［5］ 鲁毅 , 李任峰 , 徐萍 , 等 . RNAi 的抗病毒机制及应用 . 生命的
化学 , 2011, 31（4）: 514-517.
［6］ Quan GX, Kanda T, Tamura T. Induction of the white egg 3 mutant
phenotype by injection of the double-stranded RNA of the silkworm
white gene. Insect Molecular Biology, 2002, 11: 217-222.
［7］ Olle T, Alexie P, Jennie SG, et al. RNA interference in Lepidoptera:
An overview of successful and unsuccessful studies and implications
for experimental design. Journal of Insect Physiology, 2011, 57:
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2012年第11期42
231-245.
［8］ 周红建 , 黄松 , 王雄伟 . RNAi 技术研究新进展 . 生物技术通报 ,
2010（12）: 84-87.
［9］ 吕山花 , 樊颖伦 , 张文会 , 等 . 桃蚜 MpAChE 基因 RNAi 表达载
体构建及转化 . 西北植物学报 , 2011, 31（8）: 1512-1516.
［10］ 何正波 , 陈斌 , 冯国忠 . 昆虫 RNAi 技术及其应用 . 昆虫知识 ,
2009, 46（4）: 525-532.
［11］ Sivakumar S, Rajagopal R, Venkatesh GR, et al. Knockdown
of aminopeptidase-N from Helicoverpa armigera larvae and in
transfected Sf21 cells by RNA interference reveals its functional
interaction with Bacillus thuringiensis insecticidal protein Cry1Ac.
Journal of Biological Chemistry, 2007, 282: 7312-7319.
［12］ Wang G, Wu K, Liangn G, et al. Gene cloning and expression of ca-
dherin in midgut of Helicoverpa armigera and its Cry1A binding re-
gion. Science in China Series C-Life Sciences, 2005, 48: 346-356.
［13］ Fabrick JA, Kanost MR, Baker JE. RNAi-induced silencing of
embryonic tryptophan oxygenase in the pyralid moth, Plodia
interpunctella. Journal of Insect Science, 2004, 4: 15.
［14］ Kanginakudru S, Royer C, Edupalli SV, et al. Targeting ie-1 gene
by RNAi induces baculoviral resistance in lepidopteran cell lines
and in transgenic silkworms. Insect Molecular Biology, 2007, 16
（5）: 635-644.
［15］ Terenius O, Bettencourt R, Lee SY, et al. RNA interference of
hemolin causes depletion of phenoloxidase activity in Hyalophora
cecropia. Developmental and Comparative Immunology, 2007, 31:
571-575.
［16］ Bettencourt R, Terenius O, Faye I. Hemolin gene silencing by ds-
RNA injected into Cecropia pupae is lethal to next generation
embryos. Insect Molecular Biology, 2002, 11: 267-271.
［17］ Tabunoki H, Higurashi S, Ninagi O, et al. A carotenoid-binding
protein（CBP）plays a crucial role in cocoon pigmentation of
silkworm（Bombyx mori）larvae. FEBS Letters, 2004, 567:
175-178.
［18］ Khajuria C, Buschman LL, Chen MS, et al. A gut-specific chitinase
gene essential for regulation of chitin content of peritrophic matrix
and growth of Ostrinia nubilalis larvae. Insect Biochemistry and
Molecular Biology, 2010, 40: 621-629.
［19］ Tian H, Peng H, Yao Q, et al. Developmental control of a lepidopte-
ran pest Spodoptera exigua by ingestion of bacteria expressing ds-
RNA of a non-midgut gene. PLOS ONE, 2009, 4: 225.
［20］ Kumar M, Gupta GP, Rajam MV. Silencing of acetylcholinesterase
gene of Helicoverpa armigera by siRNA affects larval growth and its
life cycle. Journal of Insect Physiology, 2009, 55: 273-278.
［21］ Huvenne H, Smagghe G. Mechanisms of dsRNA uptake in insects
and potential of RNAi for pest control: a review. Journal of Insect
Physiology, 2010, 56: 227-235.
［22］ Baum JA, Bogaert T, Clinton W, et al. Control of coleopteran insect
pests through RNA interference. Nature Biotechnology, 2007, 25:
1322-1326.
［23］ Shakesby AJ, Wallace IS, Isaacs HV, et al. A water-specific
aquaporin involved in aphid osmoregulation. Insect Biochemistry
and Molecular Biology, 2009, 39: 1-10.
［24］ Araujo RN, Santos A, Pinto FS, et al. RNA interference of the sali-
vary gland nitrophorin 2 in the triatomine bug Rhodnius prolixus
（Hemiptera: Reduviidae）by dsRNA ingestion or injection. Insect
Biochemistry and Molecular Biology, 2006, 36: 683-693.
［25］ Mao YB, Cai WJ, Wang JW, et al. Silencing a cotton bollworm P450
monoox ygenase gene by plant-mediated RNAi impairs larval tol-
erance of gossypol. Nature Biotechnology, 2007, 10（1）: 1-7.
［26］ Gandhe AS, John SH, Nagaraju J. Noduler, a novel immune up-
regulated protein mediates nodulation response in insects. Journal
of Immunology, 2007, 179: 6943-6951.
［27］ Turner CT, Davy MW, MacDiarmid RM, et al. RNA interference
in the light brown applemoth, Epiphyas postvittana（Walker）
induced by double-stranded RNA feeding. Insect Molecular
Biology, 2006, 15: 383-391.
（责任编辑 狄艳红）