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Dendritic spines: dynamics and mechanisms

树突棘的动态变化与调控机制



全 文 :第27卷 第3期
2015年3月
生命科学
Chinese Bulletin of Life Sciences
Vol. 27, No. 3
Mar., 2015
文章编号:1004-0374(2015)03-0294-12
DOI: 10.13376/j.cbls/2015040
收稿日期:2015-01-14
*通信作者:E-mail: wjbian@ion.ac.cn (边文杰);yuxiang@ion.ac.cn (于翔)
树突棘的动态变化与调控机制
边文杰*,于 翔*
(中国科学院上海生命科学研究院神经科学研究所神经科学国家重点实验室,中国科学院脑科学卓越创新中心,上海 200031)
摘 要:树突棘是兴奋性突触的主要突触后结构基础,其数量与形态受神经电活动调控,并在整个生命过
程中呈现复杂且有序的动态变化。树突棘的动态变化在神经环路的形成和精确化修剪中扮演重要的角色,
该过程的异常可导致孤独症谱系障碍、精神分裂症等神经系统疾病。主要综述了近年来关于树突棘形态与
数量动态变化的研究工作,包括发育早期的树突棘发生和青春期的树突棘修剪。在此基础上,还简要阐述
了介导树突棘动态变化的信号分子,讨论了其与神经系统疾病的关联,并提出了该领域尚未解决的一些问题。
关键词:树突棘;树突棘发生;树突棘修剪;经验依赖的可塑性;孤独症谱系障碍
中图分类号:Q42;R741 文献标志码:A
Dendritic spines: dynamics and mechanisms
BIAN Wen-Jie*, YU Xiang*
(State Key Laboratory of Neuroscience, CAS Center for Excellence in Brain Science, Institute of Neuroscience,
Shanghai Institutes for Biological Sciences, Chinese Academy of Sciences, Shanghai 200031, China)
Abstract: Dendritic spines are the post-synaptic structural basis of most excitatory synapses. The number and
morphology of spines display highly dynamic and complex changes throughout the lifespan of the organism, in a
process highly regulated by neural activity. Spine dynamics plays an important role in the formation and refinement
于翔,中国科学院上海生命科学研究院神经科学研究所研究员、研究组
组长、博士生导师。在 Nature Neuroscience、Neuron等国际学术刊物发表研
究论文 19 篇,其中通讯作者 7篇、共同通讯作者 4篇,论文他引 1 500余次。
曾获国家杰出青年基金,以及第七届上海青年科技英才、第十一届中国青年
女科学家奖等荣誉称号。现任 Neuropharmacology期刊编委和 Frontiers in
Cellular Neuroscience期刊 Reviewing Editor。主要研究感觉经验调节大脑皮
层神经环路形成的形态与可塑性基础。在神经元形态发生方面,发现
N-cadherin细胞黏附分子的水平受神经电活动调控,且其特异地介导了新生
树突的维持。在突触可塑性方面,发现发育早期丰富环境饲养这一多模态自
然感觉刺激的行为范式可促进小鼠神经环路的发育。进一步研究发现,早期
感觉刺激可跨模态地调节小鼠大脑感觉皮层的兴奋性突触传递,且催产素这
种由下丘脑分泌的神经肽是介导该跨模态可塑性的关键分子。在上述工作的
基础上,现主要研究细胞黏附分子在体介导树突棘生长与修剪的分子机制,
以及感觉经验调控大脑皮层形态发生与突触可塑性的分子机制。
边文杰,等:树突棘的动态变化与调控机制第3期 295
of neural circuits, and its defect can result in neurological disorders such as autism spectrum disorders and
schizophrenia. Here we review recent works investigating dynamic changes in spine number and morphology,
including the spinogenesis phase during early development and the spine pruning phase during adolescence. We
further explore the molecular mechanisms underlying changes in spine dynamics, as well as its relationship with
neurological disorders, and discuss key questions in the field that remain to be answered.
Key words: dendritic spines; spinogenesis; spine pruning; experience-dependent plasticity; autism spectrum
disorders
树突棘 (dendritic spine)是位于神经元树突分支
(dendritic branch)上的微小突起结构。早在 100多
年前,西班牙著名的神经生物学家 Santiago Ramóny
Cajal就在小脑浦肯野神经元 (purkinje neuron)的树
突上观察到该结构,并发现其存在于中枢神经系统
绝大多数兴奋性神经元和部分抑制性神经元上 [1-3]
(图 1)。Cajal将这些精巧的突起结构描述为“小树
枝状的附属物”(small twig-like appendages),并将
其命名为“树突棘”(espinas dendríticas),推测其为
神经元树突 (dendrite)与轴突 (axon)末端之间连接
的位点 [1-3]。20世纪 50年代末,随着电子显微镜技
术的发展,Gray证实了树突棘和突触 (synapse)超
微结构之间的关联 [4-5]。在体条件下,树突棘是绝
大多数 (> 90%)兴奋性突触 (excitatory synapse)的
突触后位点,通常由一个膨大的棘头 (spine head)
和一个较为狭窄的棘颈 (spine neck)组成。这样的
结构能够充分地将兴奋性突触的突触后致密带 (post-
synaptic density, PSD)和相关的细胞器包裹在树突
棘的局部范围之内,使其成为一个相对独立于树突
支干 (dendritic shaft)的电信号和生化信号单元 [6-10]。
自 Cajal以来的一系列基于固定组织标本的研
究发现,从小鼠到人类,在哺乳动物的整个生命周
期中,大脑中树突棘的密度随着发育的进程呈现高
度的动态变化 [11-19](图 2)。在发育早期,树突棘的
数量快速增加,且这一树突棘发生 (spinogenesis)阶
段也同是突触发生和神经环路形成的高峰期。在
到达一个最高点之后,大脑中树突棘的密度停止
增加并出现逐渐降低的过程,即大脑进入树突棘修
剪 (spine pruning)阶段。树突棘修剪的时程在大脑
各个区域之间存在差异:在躯体感觉 /运动皮层
(somatosensory/motor cortex),这一阶段通常在生物
体由青春期向成年转变的过渡期完成,并被认为与
神经环路的精确化 (neural circuit refinement)密切相
关;到达成年期后,树突棘的密度趋于稳定,直到
由衰老或病理条件引起的树突棘消失和神经元死
亡 [20-25]。近 20年来兴起的双光子激发显微镜技术
(two-photon excitation microscopy)使在活体条件下
长时程追踪同一个树突棘的命运成为可能。来自甘
文标实验室和 Svoboda实验室的开创性双光子活体
成像 (two-photon live imaging)工作 [26-33]不但验证了
之前在固定标本上得到的结果,而且进一步发现树
突棘的结构存在异质性:部分树突棘能够在很长一
段时间内保持稳定,而另一些树突棘则是瞬时的,
可快速形成和 (或 )消失,表现出更强的动态变化
与可塑性。行为学与实时光成像的结果显示,树突
棘结构的稳定性与可塑性可被学习、记忆以及感觉
刺激等调控 [26,29,31-33]。
树突棘不仅在密度上具有动态性,其还在形
态上呈现多样性,可依照大小和形状被分为蘑菇
型 (mushroom)、短粗型 (stubby)、细长型 (thin)和
分叉型 (branched) 4种类型 [34-35](图 2A)。对活体实
时成像的组织进行电子显微镜三维重构 (electron
microscopy 3D reconstruction)显示,树突棘在数量
和形态上的变化与突触动态性密切相关 [30,33,36-37]。
长期存在的稳定树突棘主要对应稳固且成熟的突触
联接,并通常具有蘑菇型或短粗型的形态。它们具
有较大的棘头,且其棘头的尺寸与兴奋性突触 PSD
的大小以及突触的强度 (synaptic strength)呈正相
关 [30,34,36,38]。蘑菇型树突棘还具有细长的棘颈,能
够对棘头的电化学单元提供很好的隔离 [39]。另一方
面,在活体成像中观察到的瞬时树突棘通常是细长
型,且有时缺少突触的超微结构。该类型与分叉型
通常被认为是不成熟的树突棘 [28,30,33-34,36]。综上所述,
发育过程中树突棘的形成、生长、成熟、缩小、消
失等系列动态变化反映了突触联接的动态变化和神
经环路的不断形成与修剪。
1 发育早期的树突棘变化:树突棘发生
在哺乳动物的大脑中,相对于在发育早期快速
趋于稳定的树突形态 [40],树突棘的形成与消除在较
长的时间内保持着活跃的动态变化。树突棘形成
(spine formation)与消除 (spine elimination)之间的动
杰出女科学家专刊 第27卷296
图1 西班牙著名的神经生物学家Santiago Ramóny Cajal (1852~1934)
与其手绘的小脑浦肯野神经元以及不同形态的树突棘
态平衡决定了成年脑树突棘的密度,且该过程受发
育阶段、感觉经验和学习与记忆的调控 [17-18,41]。在
出生后早期,脑内神经元的树突棘形成速率远大于
其消除速率,从而导致树突棘密度快速净增长,这
一特定发育阶段被称为树突棘发生 [17-18,41]。在小鼠
的躯体感觉皮层,树突棘密度通常在出生后的 1个
月左右达到顶峰 [11,28,42],提示树突棘发生主要在此
前进行。在猕猴中,树突棘发生大约持续到出生后
2~4个月 [13,16];而在人类,这一阶段大约持续到 5
周岁 [12]。
目前已有 3种描述树突棘形成具体过程的模
型,即伪足模型、Miller/Peters模型以及 Sotelo模
型 [17-18](图 3)。在伪足模型中 [18],树突伸出细长的
丝状伪足 (filopodia,长度通常超过 5 μm)去试探周
围坏境,如果此时恰好有一根轴突在旁经过并与之
接触,就有可能形成突触结构。“捕捉”到合适轴
突“伙伴”并形成突触联系的伪足会演变为树突棘
(长度一般为 1~3 μm),否则伪足则会缩回,无法形
边文杰,等:树突棘的动态变化与调控机制第3期 297
A:四种树突棘类型和伪足的形态示意图。B:正常发育过程中(黑线)以及孤独症(粉色)、精神分裂症(绿色)、阿尔茨海默症
(蓝色)等疾病状态下,脑内树突棘数量的变化,改自参考文献[20]。
图2 树突棘的动态变化
图3 树突棘形成的三种模型[18]
杰出女科学家专刊 第27卷298
成树突棘。现已有一些证据支持这一模型。对应发
育早期树突棘的大量形成,处于发育早期的动物相
比于较年老的动物拥有更多的伪足,其伪足的伸长 /
缩回也更加迅速 [17-18]。此外,实时光学成像的实验
也在培养的海马 (hippocampus)神经元和脑片上观
察到了伪足转变为树突棘的形态学变化过程 [43-44]。
此外,电镜研究已经确认一些伪足确实与轴突存在
突触联接,因此,有可能是从伪足转变为树突棘的
中间形态 [45]。然而,并非所有树突棘的形成必须经
过伪足的阶段。已有证据提示,突触也可以通过轴
突末端直接接触树突支干形成 [45],且树突棘的结构
也可以直接由树突支干隆起形成,不经过伪足的阶
段 [43]。因此,树突棘形成可能始于轴突末端与树突
支干的接触,通过递质 (neurotransmitter)释放或其
他信号诱导突触首先在树突支干上形成,而后进一
步使突触区域隆起,从而形成树突棘的结构。该过
程被称为 Miller/Peters模型 [18]。与该模型一致,
Kwon和 Sabatini[46]发现在出生后 8~12 d的急性脑
片上,用双光子激光在锥体神经元 (pyramidal neuron)
树突支干附近释放谷氨酸 (glutamate),可成功诱导
全新树突棘的形成。在上述两个模型中,树突棘的
形成须以突触的形成为前提。然而,已有证据显示
树突棘结构的存在可以独立于突触联接的形成。
Verhage等 [47]发现,完全没有神经递质释放的munc18
基因敲除小鼠在出生时表现出基本正常的大脑皮层
突触结构和神经环路联接,尽管由于缺少 Munc18
蛋白,这些突触结构不能进行突触传递,且敲除小
鼠也在出生后不久死亡。此外,通过活体成像及后
期的电镜重构,Knott等 [36]发现,皮层锥体神经元
上新形成的树突棘 (< 4 d)大部分缺少突触超微结
构,而成熟稳定的树突棘 (> 4 d)则全部具有突触超
微结构。这些结果提示,树突棘结构的形成可以先
于突触联接的建立,并在一定时间内等待轴突末端
的到来,从而与之形成突触联接,即所谓的 Sotelo
模型 [18]。上述 3种模型所描述的过程在生理条件下
可共同存在。此外,由于在伪足和树突棘之间缺乏
严格的形态学区分,伪足模型和 Sotelo模型在一定
程度上可被混淆。然而,即使树突棘的形成与突触
联接的建立不遵循严格的先后顺序,多方面的实验
证据提示它们之间存在着很强的相关性。
2 青春期的树突棘变化:树突棘修剪
Cajal[2-3]不仅对静态的树突棘形态进行了描述,
还发现青年动物脑中树突棘的密度显著高于成年动
物。他认为这是由于在出生后发育的过程中,中枢
神经系统的神经环路的建立需要通过树突棘的消除
进行修正。Cajal的这一猜想,和他的许多猜想一样,
已被后期大量基于固定标本 [11-16]和活体成像的研
究 [26-33]所证实。这一在树突棘发生之后进行的从幼
年期开始,经由青春期并持续到成年期进行的树突
棘持续减少的过程被称为树突棘的修剪,并被认为
在中枢神经系统环路精确化的过程中扮演重要角
色。对于不同脑区、不同发育阶段固定标本的定量
分析研究表明,树突棘修剪是一个普遍存在的发育
过程,其变化趋势在不同脑区中大体相同,但在不
同脑区发生的时程与幅度各不相同 [13,16]。
通过基因操作或胚胎电转技术可在小鼠大脑皮
层的神经元中特异地表达绿色或红色荧光蛋白,从
而标记树突棘的形态,结合双光子活体成像,即可
活体追踪树突棘的动态变化,并对其进行持续几周
甚至几个月的记录 [27,33,37,48]。研究结果显示,在青
年小鼠的前额叶皮层 (prefrontal cortex, PFC)、初级
躯体感觉皮层 (primary somatosensory cortex, S1)和
初级运动皮层 (primary motor cortex, M1)中,从 1
月龄到 2月龄约有 20%的树突棘消失,而新形成
的树突棘维持在 5%~8%[27-28,30]。在年龄大于 4个月
的成年小鼠中,树突棘形成和消失的比例基本相等,
均为约 5%[28]。这些结果表明,树突棘的主动消除
是造成树突棘密度在青春期脑成熟过程中持续减少
的主要推动力。当动物逐渐进入成年期,树突棘消
除速率减小,与其形成速率相平衡,导致树突棘的
净密度维持在一个较稳定的水平。大脑皮层的锥体
神经元具有一根向上生长并一直延伸至大脑皮层表
面的顶树突 (apical dendrite)。此外,在皮层第 2/3
层及第 5层,还有从胞体水平或向下生长出来的基
树突 (basal dendrite)。顶树突和基树突接受来自不
同区域神经元的投射 [49]。由于光学技术的限制,目
前的活体成像研究主要集中在大脑皮层第 1层顶树
突束 (apical tuft)上的树突棘,而对于位于皮层更深
层的基树突,甚至其他深层核团神经元的树突棘动
态变化,特别是其修剪过程,尚缺乏详细的描述和
研究。
与皮层的树突棘修剪相似,在丘脑外侧膝状体
(lateral geniculate nucleus, LGN)[50]视觉通路和外周
神经肌肉接头 (neuromuscular junction, NMJ)[51]也存
在随发育进程的突触修剪。在发育早期,来自双眼
的视网膜神经节细胞 (retinal ganglion cells, RGC)轴
突投射至 LGN与多个靶神经元形成突触联系,每
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个 LGN神经元也接受来自多个 RGC的输入。随着
发育的进程,这些投射逐渐分隔形成单眼投射区,
每个 LGN神经元也变为只接受一个 RGC的单一
输入。而在此过程中,涉及“错误”突触的消除
和“正确”突触的加强 [50]。在 NMJ,每块肌肉起
初接受多个运动神经元 (motor neuron)的轴突输入,
而随着发育的进程,这些轴突中只有一根能够存留
下来并“夺取”所有的突触后位点,其他轴突则会
缩回,失去对这块肌肉的支配 [51]。在上述这两个系
统中,研究较多的是突触前轴突末端的修剪。在
NMJ,相较于突触前轴突末端的相互竞争和结构变
化,肌肉突触后位点的变化相对不显著 [51-52],因此,
轴突修剪可能是驱使 NMJ突触重塑的主要因素。
在中枢神经系统的树突棘修剪过程中,突触前轴突
变化和突触后树突棘变化之间的前后、因果关系尚
不清楚,两者很可能协同变化。
发育过程中的树突棘修剪具有高度的特异性,
同一个神经元的不同树突棘在整个过程中有着各不
相同的命运:在有些树突棘被修剪的同时,另一些
树突棘则被保留下来。由于树突棘是中枢神经系统
绝大多数兴奋性突触的突触后位点,树突棘的命运
分化对应着部分环路的去除和另一些环路的保留乃
至加强。该过程与由衰老或疾病导致的树突棘退化
性消失显著不同 [20-25,53]。后者存在随机性,并经常
伴随树突的病理改变甚或神经元死亡,且那些幸存
的树突棘也不会进一步成熟。
3 感觉经验、学习与记忆对树突棘动态变化
的调控
在过去 10多年中,多项研究显示感觉经验、
运动训练以及学习与记忆等任务能够显著影响树突
棘的动态变化。在小鼠的初级运动皮层,运动训练
能够促进树突棘的形成并提高新生成树突棘的存活
率 [31-32,54]。同样,对小鼠胡须的刺激也能够在初级
躯体感觉皮层中接受胡须输入的桶状皮层 (barrel
cortex)引起类似的变化 [29,32-33]。另一方面,树突棘
的消除也能够被神经电活动的增强所促进 [29,31-33],
并被感觉输入的剥夺所阻断 [26,29]。特别值得关注的
是,特定任务的训练能够促进新生的树突棘在局部
区域内的聚集生长 [54],并且选择性地稳定这些新生成
的树突棘 [31],提示这些新生成的树突棘与这一特定任
务密切相关。此外,甘文标实验室与左昳实验室的研
究发现,长时程记忆的形成与新生树突棘的形成以及
现有树突棘的消除呈很强的正相关性,提示记忆形成
同时需要新环路的建立和旧联接的移除 [31-32]。与此
相一致,恐惧记忆的形成和消除能够分别引起前额
叶皮层中部分树突棘的消失和重新生长 [55]。
离体脑片上的研究为建立树突棘动态变化与突
触可塑性之间的关联提供了更加直接的证据。长时
程增强作用 (long-term potentiation, LTP)和长时程
抑制作用 (long-term depression, LTD)[56-57]分别是两
种增强或减弱神经元之间突触联接强度的现象,可
通过高频或低频的刺激、操纵刺激的时程、药物处
理等方法实现。LTP和 LTD被认为是学习与记忆在
突触水平的机制 [56-57]。近年的研究发现,对一个树
突棘施加高频刺激可诱导其体积增大,从而引发其
结构 LTP (structural LTP, sLTP)[58-59]。sLTP的发生可
导致该树突棘内小 G蛋白 (small GTPase) Ras的激
活,及其活性形式向邻近树突棘的扩散 [60],使后者
更容易产生 LTP[61]。此外,Kwon和 Sabatini[46]已
成功利用谷氨酸局部释放 (glutamate uncaging)诱导
出新树突棘的形成,且已有的树突棘结构也被证明
能够被高频的谷氨酸释放刺激强化或被低频刺激削
弱 [62-63]。上述研究结果,结合前人的工作 [10,64-68],
揭示树突棘的动态变化和学习与记忆在突触水平上
的机制紧密相关,即树突棘的形成 /增大经常预示
着突触联接的增强,而树突棘的缩小 /消失通常意
味着突触联接的消弱。基于这些研究结果的进一步
的推论认为,新形成的树突棘 (大部分为细长型 )
是记忆获取 ( 即学习过程 ) 的结构基础,而稳定
存在的树突棘 (大部分为蘑菇型 )则负责记忆的储
存 [69-70]。在活体条件下,在恐惧记忆形成过程中观
察到的前额叶皮层神经元树突棘消失的现象 [55],以
及在感觉 /运动皮层中广泛存在的树突棘修剪 [13,16-17],
亦提示生理状态下条件化记忆、感觉经验和运动技
能的学习不仅会引起局部少数突触联接的改变,还
会涉及大范围神经环路联接的修剪,导致部分联接
的形成或加强和另一些联接的削弱或消除。这个貌
似复杂的过程很可能是为了使机体内用来维持神经
环路联系的有限资源得到最充分和优化的利用。
4 介导树突棘动态变化的分子机制
树突棘的形成、生长、成熟和消除等系列动态
变化由复杂的分子信号网络介导,并受神经电活动
的精细调控。细胞内钙的升高——一个既可在突
触传递过程中发生,又可由神经元内钙库 (intracellular
Ca2+ store)释放导致的过程——在树突棘的生长和
消除中均扮演了重要的角色 [26,71-72],并可作为起始
杰出女科学家专刊 第27卷300
因子触发一系列下游的信号转导。近期的两项研究
详细描述了 sLTP发生后,树突棘膨大过程中其形
态与分子的动态变化 [58-59]:在受到局部高频谷氨酸
刺激之后 1 min内,树突棘便可以发生结构上的膨
大,同时肌动蛋白 (actin)与相关蛋白,以及具有剪
切肌动蛋白功能的丝切蛋白 (cofilin)开始在树突棘
内聚集;随后 (1~4 min),谷氨酸受体亚基、钙信号
相关分子等在蛋白质水平开始升高;在后续的 sLTP
维持期 (树突棘体积经过快速增大后回落至一个相
对较低,但仍显著高于基线的水平,即晚期 sLTP),
突触后脚手架蛋白 (post-synaptic scaffold)等才开始
聚集 [58-59]。在这些分子的动态聚集中,丝切蛋白水
平的上升是最早的事件,并且其蛋白水平在树突棘
内上升的幅度高于树突棘体积增大的幅度 [59]。关
于 Rac、Rho、Ras、Rap等与细胞骨架密切相关的
小 G蛋白对树突棘形态的调控,前人已有很多报
道 [38,71,73-74]。此外,在 sLTP过程中,信号从直接被
刺激的树突棘到旁边阈下树突棘 (subthreshold
spine) 的传递需要 Ras 的激活与扩散 [60]。综上,
尽管尚缺乏详尽的关于肌动蛋白与树突棘动态变
化的因果关系研究,原有肌动蛋白骨架的解聚很
可能是树突棘形态发生改变的第一步。除了细胞
骨架相关蛋白,脑源性神经营养因子 (brain-derived
neurotrophic factor, BDNF)[75-77]、钙黏蛋白复合物
(cadherin/catenin complex)[78-81]和神经联接蛋白复合
物 (neuroligin/neurexin complex, NL/NRXN)[82-83] 等
细胞黏附分子也具有促进树突棘形成的作用。
相比于调控树突棘形成 /生长的分子机制的研
究,目前对于树突棘的缩小 /消除的分子机制知之
甚少。已发现胱天蛋白酶 -3 (Caspase-3)介导了谷
氨酸能 α-氨基 -3-羟基 -5-甲基 -4-异恶唑丙酸
(α-amino-3-hydroxy-5-methyl-4-isoxazolepropionic
acid, AMPA)受体的内吞,并在 LTD和树突棘减少
的过程起重要作用 [53, 84]。此外,基于前人对肌细胞
增强因子 -2 (myocyte enhancer factor 2, MEF2)[85-87]
和脆性 X智力低下蛋白 (fragile X mental retardation
protein, FMRP)[86,88-89]的研究,Tsai等 [90]近期发现,
包括 MEF2、FMRP 和原钙黏蛋白 -10 (proto cad-
herin-10, Pcdh-10)等孤独症相关分子协同介导了突
触的消退,且这一过程是通过蛋白酶体 (proteosome)
对突触后脚手架蛋白 PSD95的降解实现的。Mataga
等 [91]的研究发现,在单眼剥夺 (monocular depri-
vation)后眼优势转变 (ocular dominance shift)的过
程中,接受被剥夺眼输入的视皮层中树突棘的消失
需要组织型纤溶酶原激活物 (tissue plasminogen acti-
vator, tPA)的作用。此外,星形胶质细胞 (astrocyte)[92]、
小胶质细胞 (microglia)[93]以及胶质细胞参与的补体
系统 (complement system)[94]与主要组织相容性复合
物 (major histocompatibility complex, MHC)[95] 等 均
在树突棘 /突触的修剪过程中扮演了重要的角色,
并提示神经系统和免疫系统之间存在重要的相互作
用。胶质细胞可能由免疫信号激活,包裹住需要消
除的树突棘,甚至包括一部分突触前结构,通过吞
噬作用 (phagocytosis)对其进行清除 [92,94]。许多其
他分子也被报道参与了树突棘消失的过程,包括
BDNF的长 3-UTR转录本 [96-97]等。然而,上述研
究均没有回答树突棘消失的特异性问题,即什么信
号分子决定了树突棘维持或消失的命运。发现并解
析这一个或多个特异信号分子的作用机理对理解树
突棘修剪的机制至关重要,因为树突棘的特异性修
剪决定了不同神经环路的保留或清除,从而直接影
响成年后的脑功能。目前,与回答这一问题较为相
关的是一项关于 Arc/Arg3.1的研究。该研究发现
Arc/Arg3.1参与了海马锥体神经元和小脑浦肯野细
胞的突触消除,并且能够通过与钙调素激酶 IIβ
(calcium/calmodulin-dependent protein kinase IIβ,
CamKIIβ)的相互作用,特异性地定位到未激活的
突触中,从而标记不活跃的突触 /树突棘,使其能
够被下游的消除机制所识别 [98-99]。关于什么分子可
能保护特定的树突棘使其不被修剪,目前尚无报道。
如前所述,在外周的神经肌肉接头存在着和中
枢神经系统树突棘修剪十分相似的过程,即 NMJ
的突触重塑 (synapse remodeling),两者都需要提供
特异性的分子信号以区分不同的树突棘 /突触,使
其进入不同的命运。Sanes和 Lichtman[51]曾假设了
3种可能机制为 NMJ的突触重塑提供特异性的信号
分子:突触营养因子 (synaptotrophin)、突触毒性因
子 (synaptotoxin)和突触介导因子 (synaptomedin)。
突触营养因子和突触毒性因子都是由突触后释放的
分泌性因子,前者对突触前的轴突末端具有营养、
保护的作用,后者则具有清除或抑制的毒性作用。
最终,NMJ突触的存留与否取决于其轴突利用突触
营养因子的能力和 (或 )抵抗突触毒性因子的能力。
与上述两类因子不同,突触介导因子不平均地分布
在不同的突触后区域内,使邻近的突触得以区分,
并可能导致一个突触对相邻的突触产生“惩罚”信
号,干扰后者对突触营养因子的利用或对突触毒性
因子的抵抗,从而导致不同突触的特异性命运决定。
边文杰,等:树突棘的动态变化与调控机制第3期 301
在中枢神经系统的树突棘动态变化过程中,是否存
在和 NMJ类似的营养因子、毒性因子和介导因子
等信号,以及这些信号的分子身份是什么,是一个
需要继续探究的科学问题。
综上所述,树突棘的形成、生长、成熟和消除
等动态变化受复杂的信号分子网络调控 (图 4)。多
种信号分子和调制机制如何协同作用,并及时响应
神经电活动的变化,以及是否还有新的机制参与尚
需进一步的研究。
5 孤独症谱系障碍中树突棘的异常
树突棘形态的异常以及动态变化的异常已经在
包括精神分裂症 (schizophrenia)、阿尔茨海默症
(Alzheimer’s disease, AD)和孤独症谱系障碍 (简称
孤独症;autism spectrum disorders, ASD)[20]等多种
神经系统疾病和精神障碍中被报道 (图 2B),其中
孤独症与树突棘异常的相关性近期受到了很多关
注 [20,100-101]。孤独症是一种发育性的神经系统疾病,
具有显著的社会交流障碍、言语沟通异常、智力障
碍和重复刻板行为等特征,现发病率约为 1% [101]。
尽管孤独症的确切致病机制仍有待阐述,由 Fmr1
基因突变导致的脆性 X染色体综合征 (fragile X
syndrome)以及由 MeCP2基因突变所导致的 Rett综
合征 (Rett syndrome)均属于广义的孤独症谱系障
碍 [20,100-101]。利用孤独症患者死后的脑组织标本进
行的研究发现,成年患者的脑组织比同龄对照人群
具有更高的树突棘密度,但幼年患者的树突棘密度
与对照组没有显著差异,提示孤独症的病程中存在
树突棘修剪异常 [20,101-104]。在孤独症动物模型上的实
验进一步支持了这一相互关联。Fmr1基因编码的
FMRP是一种 mRNA结合蛋白,而 MeCP2基因的
产物MeCP2蛋白则是转录调控因子 [101],两个基因
均有诸多靶蛋白。现已有研究报道Fmr1基因敲除 [88]
和 MeCP2基因复制 [105-106]的小鼠模型中树突棘的
修剪异常。此外,在 Rett综合征患者的脑组织标本
中以及 MeCP2敲除的小鼠模型中也已观察到树突
棘密度的减少,并且这一表型在幼年期和成年期均
存在,提示 Rett 综合征中存在树突棘发生的障
碍 [100,106-107]。综上,不同亚型的孤独症患者很可能
具有不同表型的树突棘形态或动态变化的异常,且
这些结构的异常很可能是导致孤独症患者多样性行
为改变的神经环路基础。
在已知的可调控树突棘动态变化的分子中,包
括 FMRP、MeCP2、MEF2、Pcdh-10、Tsc1/2、
BDNF、NL/NRXN以及突触后脚手架蛋白 Shank
等 [20] 诸多分子被报道与孤独症相关。其中,FMRP
这个已知的孤独症致病基因的缺失可导致 PSD95
等突触后脚手架蛋白向蛋白酶体递呈失败,从而抑
制突触和树突棘结构的消除 [90]。同样,孤独症致病
基因MeCP2可调节对树突棘发育有促进作用的营
图4 参与树突棘形态变化的信号分子调控网络[38]
杰出女科学家专刊 第27卷302
养因子 BDNF的转录 [75-77,108-110],且也有证据提示
FMRP和 BDNF之间存在相互调控 [111]。综上所述,
孤独症的致病基因与影响树突棘动态变化的分子之
间可能存在复杂的反馈调节网络,且孤独症中的树
突棘异常和行为表型可能是这一系列反馈、放大作
用的后果。此外,Tang等 [103]在孤独症患者的脑组
织标本中发现了 Tsc1/2-mTOR信号通路和神经元自
噬通路 (autophagy pathway)的异常,且后者在小鼠
中的敲除可导致与孤独症患者相似的树突棘修剪异
常。对于树突棘的消除,神经元自噬可能与胶质细
胞对神经元的吞噬 [92-93]协同作用。在孤独症的进程
中,胶质细胞对树突棘的吞噬作用是否也受到影响,
以及增加胶质细胞吞噬是否能代偿神经元自噬的缺
陷均对解析孤独症的发病机理具有重要的意义。
6 总结与展望
树突棘的形成、生长、成熟和消除等系列动态
变化代表了神经环路布线的过程及其修正,对大脑
环路的精确化和脑功能的成熟具有重大意义。近年
来的研究表明,树突棘的动态变化在特定的发育阶
段完成,受感觉 /运动经验以及学习记忆调控,并
由复杂的分子信号网络介导。树突棘形态发生或动
态变化的异常与多种神经系统疾病和精神障碍密切
相关。虽然其精确的分子控制网络尚未被全部解析,
现有的证据已逐渐呈现出一幅树突棘随发育变化的
动态图。在发育早期,神经元接受来自外界的电或
化学刺激,从而开始在其树突分支上形成原始的兴
奋性突触结构和细小的伪足;随后,这些原始的突
触结构会慢慢隆起,且伪足与轴突之间形成的突触
联系也会使其转变为树突棘蘑菇状的结构,以形成
更稳固的突触联接和更为独立的电化学单元。通过
这一树突棘发生阶段,神经环路的联接达到最密集
的状态。随着发育的进行,神经环路开始进行修正,
以优化生存所需的重要感觉反应和运动技能,以及
完成学习记忆相关的各种任务。当树突棘消除的机
制逐渐加强并占据主导,神经环路进入树突棘修剪
阶段。这一过程中,相当一部分“无用”的环路联
接被清除,部分突触解体,部分树突棘的细胞骨架
解聚,从而导致这些树突棘的缩小与消失。与之相
反,存留下来的联接则被加强,从而使整个环路布
线得以精确化和成熟。
在这一系列的变化过程中,有一些具有重要意
义的科学问题仍有待进一步探索。首先,从树突棘
发生到树突棘修剪的转换是如何实现的,且该过程
的时程是内源因素决定的还是主要依赖于外界刺
激。目前尚不清楚树突棘形成和消除的速率是由两
类独立的信号分子调控,还是单一的信号分子就可
以完成从树突棘发生占主导到树突棘修剪占主导的
转换。对于该问题的探索也能够进一步帮助解答在
树突棘修剪过程中突然增高的消除速率到了成年期
是如何回到一个更低的、与形成速率相等的水平。
另一个重要问题是什么信号分子为树突棘的修剪提
供了特异性。换而言之,什么分子机制将那些被修
剪的树突棘和那些被特异保留的树突棘区分开来。
进一步,这些分子“标记”是如何被上游的神经电
活动调控,又如何指导下游的蛋白酶体、肌动蛋白
解聚因子等“执行者”去消除树突棘的结构。另一
个重要问题是对抑制性突触联接的调控,及其与树
突棘动态变化的关系。既然神经网络的正常功能依
赖于抑制性和兴奋性输入的平衡,抑制性突触的数
目是如何被调控的,是否除了突触发生也有一个突
触消除的过程。抑制性突触的动态变化是否与树突
棘的动态变化有相关性,或对其实施调控。最后,
树突棘的动态变化是否受多种平行且互补的分子机
制协同调控。这一问题的答案对于孤独症等神经系
统疾病的治疗具有积极的意义,因为如果存在多个
互补的机制,单一通路功能的缺失,也许可以通过
对其他通路的激活得到补偿,从而达到部分修正功
能和治疗的目的。
[参 考 文 献]
[1] Cajal SR. Estructura de los centros nerviosos de las aves.
Rev Trim Histol Norm Pat, 1888, 1(1): 1-10
[2] Cajal SR. Histologie du systeme nerveux de l’Homme et
des vertebres [M]. Paris: Maloine, 1911
[3] Cajal SR. Cajal’s histology of the nervous system of man
and vertebrate [M]. New York: Oxford University Press,
1995: 1662
[4] Gray EG. Axo-somatic and axo-dendritic synapses of the
cerebral cortex: an electron microscope study. J Anat,
1959, 93: 420-33
[5] Gray EG. Electron microscopy of synaptic contacts on
dendrite spines of the cerebral cortex. Nature, 1959,
183(4675): 1592-3
[6] Yuste R. Electrical compartmentalization in dendritic
spines. Annu Rev Neurosci, 2013, 36: 429-49
[7] Harris KM, Weinberg RJ. Ultrastructure of synapses in the
mammalian brain. Cold Spring Harb Perspect Biol, 2012,
4(5): a005587
[8] Higley MJ, Sabatini BL. Calcium signaling in dendritic
spines. Cold Spring Harb Perspect Biol, 2012, 4(4):
a005686
[9] Sheng M, Kim E. The postsynaptic organization of
边文杰,等:树突棘的动态变化与调控机制第3期 303
synapses. Cold Spring Harb Perspect Biol, 2011, 3(12):
a005678
[10] Murakoshi H, Yasuda R. Postsynaptic signaling during
plasticity of dendritic spines. Trends Neurosci, 2012,
35(2): 135-43
[11] De Felipe J, Marco P, Fairen A, et al. Inhibitory
synaptogenesis in mouse somatosensory cortex. Cereb
Cortex, 1997, 7(7): 619-34
[12] Huttenlocher PR. Synaptic density in human frontal
cortex-developmental changes and effects of aging. Brain
Res, 1979, 163(2): 195-205
[13] Rakic P, Bourgeois JP, Eckenhoff MF, et al. Concurrent
overproduction of synapses in diverse regions of the
primate cerebral cortex. Science, 1986, 232(4747): 232-5
[14] Rakic P, Bourgeois JP, Goldman-Rakic PS. Synaptic
development of the cerebral cortex: implications for
learning, memory, and mental illness. Prog Brain Res,
1994, 102: 227-43
[15] Huttenlocher PR. Neural plasticity: the effects of
environment on the development of the cerebral cortex.
Cambridge, Massachusetts: Harvard University Press,
2002
[16] Elston GN, Oga T, Fujita I. Spinogenesis and pruning
scales across functional hierarchies. J Neurosci, 2009,
29(10): 3271-5
[17] Bhatt DH, Zhang S, Gan WB. Dendritic spine dynamics.
Annu Rev Physiol, 2009, 71: 261-82
[18] Yuste R, Bonhoeffer T. Genesis of dendritic spines:
insights from ultrastructural and imaging studies. Nat Rev
Neurosci, 2004, 5(1): 24-34
[19] Alvarez VA, Sabatini BL. Anatomical and physiological
plasticity of dendritic spines. Annu Rev Neurosci, 2007,
30: 79-97
[20] Penzes P, Cahill ME, Jones KA, et al. Dendritic spine
pathology in neuropsychiatric disorders. Nat Neurosci,
2011, 14(3): 285-93
[21] Sheng M, Sabatini BL, Sudhof TC. Synapses and
Alzheimer’s disease. Cold Spring Harb Perspect Biol,
2012, 4(5): a005777
[22] Duan H, Wearne SL, Rocher AB, et al. Age-related
dendritic and spine changes in corticocortically projecting
neurons in macaque monkeys. Cereb Cortex, 2003, 13(9):
950-61
[23] Terry RD, Masliah E, Salmon DP, et al. Physical basis of
cognitive alterations in Alzheimer’s disease: synapse loss
is the major correlate of cognitive impairment. Ann
Neurol, 1991, 30(4): 572-80
[24] Tsai J, Grutzendler J, Duff K, et al. Fibrillar amyloid
deposition leads to local synaptic abnormalities and
breakage of neuronal branches. Nat Neurosci, 2004, 7(11):
1181-3
[25] Spires TL, Meyer-Luehmann M, Stern EA, et al. Dendritic
spine abnormalities in amyloid precursor protein
transgenic mice demonstrated by gene transfer and
intravital multiphoton microscopy. J Neurosci, 2005,
25(31): 7278-87
[26] Zuo Y, Yang G, Kwon E, et al. Long-term sensory
deprivation prevents dendritic spine loss in primary
somatosensory cortex. Nature, 2005, 436(7048): 261-5
[27] Grutzendler J, Kasthuri N, Gan WB. Long-term dendritic
spine stability in the adult cortex. Nature, 2002,
420(6917): 812-6
[28] Zuo Y, Lin A, Chang P, et al. Development of long-term
dendritic spine stability in diverse regions of cerebral
cortex. Neuron, 2005, 46(2): 181-9
[29] Holtmaat A, Wilbrecht L, Knott GW, et al. Experience-
dependent and cell-type-specific spine growth in the
neocortex. Nature, 2006, 441(7096): 979-83
[30] Holtmaat AJ, Trachtenberg JT, Wilbrecht L, et al.
Transient and persistent dendritic spines in the neocortex
in vivo. Neuron, 2005, 45(2): 279-91
[31] Xu T, Yu X, Perlik AJ, et al. Rapid formation and selective
stabilization of synapses for enduring motor memories.
Nature, 2009, 462(7275): 915-9
[32] Yang G, Pan F, Gan WB. Stably maintained dendritic
spines are associated with lifelong memories. Nature,
2009, 462(7275): 920-4
[33] Trachtenberg JT, Chen BE, Knott GW, et al. Long-term in
vivo imaging of experience-dependent synaptic plasticity
in adult cortex. Nature, 2002, 420(6917): 788-94
[34] Harris KM, Jensen FE, Tsao B. Three-dimensional
structure of dendritic spines and synapses in rat
hippocampus (CA1) at postnatal day 15 and adult ages:
implications for the maturation of synaptic physiology and
long-term potentiation. J Neurosci, 1992, 12(7): 2685-705
[35] Zagrebelsky M, Holz A, Dechant G, et al. The p75
neurotrophin receptor negatively modulates dendrite
complexity and spine density in hippocampal neurons. J
Neurosci, 2005, 25(43): 9989-99
[36] Knott GW, Holtmaat A, Wilbrecht L, et al. Spine growth
precedes synapse formation in the adult neocortex in vivo.
Nat Neurosci, 2006, 9(9): 1117-24
[37] Gray NW, Weimer RM, Bureau I , e t a l . Rapid
redistribution of synaptic PSD-95 in the neocortex in vivo.
PLoS Biol, 2006, 4(11): e370
[38] Tada T, Sheng M. Molecular mechanisms of dendritic
spine morphogenesis. Curr Opin Neurobiol, 2006, 16(1):
95-101
[39] Tonnesen J, Katona G, Rozsa B, et al. Spine neck
plasticity regulates compartmentalization of synapses. Nat
Neurosci, 2014, 17(5): 678-85
[40] Koleske AJ. Molecular mechanisms of dendrite stability.
Nat Rev Neurosci, 2013, 14(8): 536-50
[41] Chen CC, Lu J, Zuo Y. Spatiotemporal dynamics of
dendritic spines in the living brain. Front Neuroanat, 2014,
8: 28
[42] Cruz-Martin A, Crespo M, Portera-Cailliau C. Delayed
stabilization of dendritic spines in fragile X mice. J
Neurosci, 2010, 30(23): 7793-803
[43] Dailey ME, Smith SJ. The dynamics of dendritic structure
in developing hippocampal slices. J Neurosci, 1996, 16(9):
2983-94
[44] Ziv NE, Smith SJ. Evidence for a role of dendritic
filopodia in synaptogenesis and spine formation. Neuron,
杰出女科学家专刊 第27卷304
1996, 17(1): 91-102
[45] Fiala JC, Feinberg M, Popov V, et al. Synaptogenesis via
dendritic filopodia in developing hippocampal area CA1. J
Neurosci, 1998, 18(21): 8900-11
[46] Kwon HB, Sabatini BL. Glutamate induces de novo
growth of functional spines in developing cortex. Nature,
2011, 474(7349): 100-4
[47] Verhage M, Maia AS, Plomp JJ, et al. Synaptic assembly
of the brain in the absence of neurotransmitter secretion.
Science, 2000, 287(5454): 864-9
[48] Chen JL, Villa KL, Cha JW, et al. Clustered dynamics of
inhibitory synapses and dendritic spines in the adult
neocortex. Neuron, 2012, 74(2): 361-73
[49] Petersen CC. The functional organization of the barrel
cortex. Neuron, 2007, 56(2): 339-55
[50] Hong YK, Chen C. Wir ing and rewir ing of the
retinogeniculate synapse. Curr Opin Neurobiol, 2011,
21(2): 228-37
[51] Sanes JR, Lichtman JW. Development of the vertebrate
neuromuscular junction. Annu Rev Neurosci, 1999, 22:
389-442
[52] Lichtman JW, Colman H. Synapse elimination and
indelible memory. Neuron, 2000, 25(2): 269-78
[53] Erturk A, Wang Y, Sheng M. Local pruning of dendrites
and spines by caspase-3-dependent and proteasome-
limited mechanisms. J Neurosci, 2014, 34(5): 1672-88
[54] Fu M, Yu X, Lu J, et al. Repetitive motor learning induces
coordinated formation of clustered dendritic spines in
vivo. Nature, 2012, 483(7387): 92-5
[55] Lai CS, Franke TF, Gan WB. Opposite effects of fear
condi t ioning and ext inct ion on dendr i t ic spine
remodelling. Nature, 2012, 483(7387): 87-91
[56] Malenka RC, Bear MF. LTP and LTD: an embarrassment
of riches. Neuron, 2004, 44(1): 5-21
[57] Yuste R, Bonhoeffer T. Morphological changes in
dendritic spines associated with long-term synaptic
plasticity. Annu Rev Neurosci, 2001, 24: 1071-89
[58] Meyer D, Bonhoeffer T, Scheuss V. Balance and stability
of synaptic structures during synaptic plasticity. Neuron,
2014, 82(2): 430-43
[59] Bosch M, Castro J, Saneyoshi T, et al. Structural and
molecular remodeling of dendritic spine substructures
during long-term potentiation. Neuron, 2014, 82(2): 444-
59
[60] Harvey CD, Yasuda R, Zhong H, et al. The spread of Ras
activity triggered by activation of a single dendritic spine.
Science, 2008, 321(5885): 136-40
[61] Harvey CD, Svoboda K. Locally dynamic synaptic
learning rules in pyramidal neuron dendrites. Nature,
2007, 450(7173): 1195-200
[62] Oh WC, Hill TC, Zito K. Synapse-specific and size-
dependent mechanisms of spine structural plasticity
accompanying synaptic weakening. Proc Natl Acad Sci
US A, 2013, 110(4): E305-12
[63] Hill TC, Zito K. LTP-induced long-term stabilization of
individual nascent dendritic spines. J Neurosci, 2013,
33(2): 678-86
[64] Engert F, Bonhoeffer T. Dendritic spine changes associated
with hippocampal long-term synaptic plasticity [see
comments]. Nature, 1999, 399(6731): 66-70
[65] Maletic-Savatic M, Malinow R, Svoboda K. Rapid
dendritic morphogenesis in CA1 hippocampal dendrites
induced by synaptic activity [see comments]. Science,
1999, 283(5409): 1923-7
[66] Matsuzaki M, Honkura N, Ellis-Davies GC, et al.
Structural basis of long-term potentiation in single
dendritic spines. Nature, 2004, 429(6993): 761-6
[67] Nager l UV, Eberhorn N, Cambridge SB, e t a l .
Bidirectional activity-dependent morphological plasticity
in hippocampal neurons. Neuron, 2004, 44(5): 759-67
[68] Zhou Q, Homma KJ, Poo MM. Shrinkage of dendritic
spines associated with long-term depression of
hippocampal synapses. Neuron, 2004, 44(5): 749-57
[69] Bourne J, Harris KM. Do thin spines learn to be
mushroom spines that remember? Curr Opin Neurobiol,
2007, 17(3): 381-6
[70] Kasai H, Matsuzaki M, Noguchi J, et al. Structure-
stability-function relationships of dendritic spines. Trends
Neurosci, 2003, 26(7): 360-8
[71] Segal M. Dendritic spines and long-term plasticity. Nat
Rev Neurosci, 2005, 6(4): 277-84
[72] Segal I, Korkotian I, Murphy DD. Dendritic spine
formation and pruning: common cellular mechanisms?
Trends Neurosci, 2000, 23(2): 53-7
[73] Lai KO, Ip NY. Structural plasticity of dendritic spines:
the underlying mechanisms and its dysregulation in brain
disorders. Biochim Biophys Acta, 2013, 1832(12): 2257-
63
[74] Hering H, Sheng M. Dendritic spines: structure, dynamics
and regulation. Nat Rev Neurosci, 2001, 2(12): 880-8
[75] Verpelli C, Piccoli G, Zibetti C, et al. Synaptic activity
controls dendritic spine morphology by modulating eEF2-
dependent BDNF synthesis. J Neurosci, 2010, 30(17):
5830-42
[76] Tyler WJ, Pozzo-Mil le r L . Minia ture synapt ic
transmission and BDNF modulate dendritic spine growth
and form in rat CA1 neurones. J Physiol, 2003, 553(Pt 2):
497-509
[77] Rauskolb S, Zagrebelsky M, Dreznjak A, et al. Global
deprivation of brain-derived neurotrophic factor in the
CNS reveals an area-specific requirement for dendritic
growth. J Neurosci, 2010, 30(5): 1739-49
[78] Brigidi GS, Bamji SX. Cadherin-catenin adhesion
complexes at the synapse. Curr Opin Neurobiol, 2011,
21(2): 208-14
[79] Arikkath J, Reichardt LF. Cadherins and catenins at
synapses: roles in synaptogenesis and synaptic plasticity.
Trends Neurosci, 2008, 31(9): 487-94
[80] Benson DL, Huntley GW. Synapse adhesion: a dynamic
equilibrium conferring stability and flexibility. Curr Opin
Neurobiol, 2012, 22(3): 397-404
[81] Tai CY, Kim SA, Schuman EM. Cadherins and synaptic
plasticity. Curr Opin Cell Biol, 2008, 20(5): 567-75
[82] Sudhof TC. Neuroligins and neurexins link synaptic
边文杰,等:树突棘的动态变化与调控机制第3期 305
function to cognitive disease. Nature, 2008, 455(7215):
903-11
[83] Giagtzoglou N, Ly CV, Bellen HJ. Cell adhesion, the
backbone of the synapse: “vertebrate” and “invertebrate”
perspectives. Cold Spring Harb Perspect Biol, 2009, 1(4):
a003079
[84] Li Z, Jo J, Jia JM, et al. Caspase-3 activation via
mitochondria is required for long-term depression and
AMPA receptor internalization. Cell, 2010, 141(5): 859-71
[85] Flavell SW, Cowan CW, Kim TK, et al. Activity-
dependent regulation of MEF2 transcription factors
suppresses excitatory synapse number. Science, 2006,
311(5763): 1008-12
[86] Pfeiffer BE, Zang T, Wilkerson JR, et al. Fragile X mental
retardation protein is required for synapse elimination by
the activity-dependent transcription factor MEF2. Neuron,
2010, 66(2): 191-7
[87] Tian X, Kai L, Hockberger PE, et al. MEF-2 regulates
activity-dependent spine loss in striatopallidal medium
spiny neurons. Mol Cell Neurosci, 2010, 44(1): 94-108
[88] Comery TA, Harris JB, Willems PJ, et al. Abnormal
dendritic spines in fragile X knockout mice: maturation
and pruning deficits. Proc Natl Acad Sci USA, 1997,
94(10): 5401-4
[89] Pan F, Aldridge GM, Greenough WT, et al. Dendritic
spine instability and insensitivity to modulation by sensory
experience in a mouse model of fragile X syndrome. Proc
Natl Acad Sci USA, 2010, 107(41): 17768-73
[90] Tsai NP, Wilkerson JR, Guo W, et al. Multiple autism-
linked genes mediate synapse elimination via proteasomal
degradation of a synaptic scaffold PSD-95. Cell, 2012,
151(7): 1581-94
[91] Mataga N, Mizuguchi Y, Hensch TK. Experience-
dependent pruning of dendritic spines in visual cortex by
tissue plasminogen activator. Neuron, 2004, 44(6): 1031-
41
[92] Chung WS, Clarke LE, Wang GX, et al. Astrocytes
mediate synapse elimination through MEGF10 and
MERTK pathways. Nature, 2013, 504(7480): 394-400
[93] Parkhurst CN, Yang G, Ninan I, et al. Microglia promote
learning-dependent synapse formation through brain-
derived neurotrophic factor. Cell, 2013, 155(7): 1596-609
[94] Stephan AH, Barres BA, Stevens B. The complement
system: an unexpected role in synaptic pruning during
development and disease. Annu Rev Neurosci, 2012, 35:
369-89
[95] Lee H, Brott BK, Kirkby LA, et al. Synapse elimination
and learning rules co-regulated by MHC class I H2-Db.
Nature, 2014, 509(7499): 195-200
[96] An JJ, Gharami K, Liao GY, et al. Distinct role of long 3
UTR BDNF mRNA in spine morphology and synaptic
plasticity in hippocampal neurons. Cell, 2008, 134(1):
175-87
[97] Kaneko M, Xie Y, An JJ, et al. Dendritic BDNF synthesis
is required for late-phase spine maturation and recovery of
cortical responses following sensory deprivation. J
Neurosci, 2012, 32(14): 4790-802
[98] Okuno H, Akashi K, Ishii Y, et al. Inverse synaptic tagging
of inactive synapses via dynamic interaction of Arc/Arg3.1
with CaMKIIbeta. Cell, 2012, 149(4): 886-98
[99] Mikuni T, Uesaka N, Okuno H, et al. Arc/Arg3.1 is a
postsynaptic mediator of activity-dependent synapse
elimination in the developing cerebellum. Neuron, 2013,
78(6): 1024-35
[100] Xu X, Miller EC, Pozzo-Miller L. Dendritic spine
dysgenesis in Rett syndrome. Front Neuroanat, 2014, 8:
97
[101] Zoghbi HY, Bear MF. Synapt ic dysfunct ion in
neurodevelopmental disorders associated with autism and
intellectual disabilities. Cold Spring Harb Perspect Biol,
2012, 4(3): a009886
[102] Hutsler JJ, Zhang H. Increased dendritic spine densities on
cortical projection neurons in autism spectrum disorders.
Brain Res, 2010, 1309: 83-94
[103] Tang G, Gudsnuk K, Kuo SH, et al. Loss of mTOR-
dependent macroautophagy causes autistic-like synaptic
pruning deficits. Neuron, 2014, 83(5): 1131-43
[104] Fiala JC, Spacek J, Harris KM. Dendritic spine pathology:
cause or consequence of neurological disorders? Brain
Res Brain Res Rev, 2002, 39(1): 29-54
[105] Jiang M, Ash RT, Baker SA, et al. Dendritic arborization
and spine dynamics are abnormal in the mouse model of
MECP2 duplication syndrome. J Neurosci, 2013, 33(50):
19518-33
[106] Chao HT, Zoghbi HY, Rosenmund C. MeCP2 controls
excitatory synaptic strength by regulating glutamatergic
synapse number. Neuron, 2007, 56(1): 58-65
[107] Stuss DP, Boyd JD, Levin DB, et al. MeCP2 mutation
results in compartment-specific reductions in dendritic
branching and spine density in layer 5 motor cortical
neurons of YFP-H mice. PLoS One, 2012, 7(3): e31896
[108] Chen WG, Chang Q, Lin Y, et al. Derepression of BDNF
transcription involves calcium-dependent phosphorylation
of MeCP2. Science, 2003, 302(5646): 885-9
[109] Zhou Z, Hong EJ, Cohen S, et al. Brain-specific
phosphorylation of MeCP2 regulates activity-dependent
Bdnf transcription, dendritic growth, and spine maturation.
Neuron, 2006, 52(2): 255-69
[110] Martinowich K, Hattori D, Wu H, et al. DNA methylation-
related chromatin remodeling in activity-dependent BDNF
gene regulation. Science, 2003, 302(5646): 890-3
[111] Castren ML,Castren E. BDNF in fragile X syndrome.
Neuropharmacology, 2014, 76 Pt C: 729-36