全 文 ：植物生理学报 Plant Physiology Journal 2016, 52 (5): 615–627　　doi: 10.13592/j.cnki.ppj.2016.0052 615
收稿 2016-02-24　　修定 2016-04-21
资助 国家自然科学基金项目(31000921)和教育部留学回国启动
基金([2011]1568)。
* 通讯作者(E-mail: xuhuiaa@126.com)。
高等植物褪黑素的合成和代谢研究进展
王蕊, 杨小龙, 须晖*, 李天来
沈阳农业大学园艺学院, 设施园艺省部共建教育部重点试验室, 辽宁省设施园艺重点实验室, 沈阳110866
摘要: 褪黑素是生物进化过程中一种保守的小分子物质, 不仅在动物和人体中具有重要的作用, 在植物中也具有广泛的生
理功能。阐明植物褪黑素的合成代谢途径有助于理解褪黑素的动态积累和作用机理。在植物细胞中色氨酸经过TDC、
T5H、SNAT、ASMT四种酶催化形成褪黑素, 在M2H作用下褪黑素分解产生2-羟基褪黑素, 合成和分解之间的平衡决定了
植物组织中褪黑素的含量。本文简要介绍了植物褪黑素的发现, 重点综述了植物褪黑素的合成和代谢途径以及在植物中
的积累。
关键词: 褪黑素; 合成; 代谢; 2-羟基褪黑素; 抗逆
褪黑素(melatonin, 简称MT)又称松果体素, 因
其能使某些鱼、爬行动物、两栖动物的皮肤颜色
变浅而被命名为“褪黑素”, 是一种生命必需的吲哚
胺类物质, 分子式为C13N2H16O2, 熔点为116.5~
118°C, 分子量为232.27 Da, 化学名称为N-乙酰
基-5-甲氧基色胺(N-acetyl-5-methoxytryptamine),
其结构中的N-乙酰基和5-甲氧基官能团既决定了
自身高亲脂性和亲水性, 也决定了与受体结合的
特异性(Arnao和Hernández-Ruiz 2015)。1958年, 耶
鲁大学皮肤专家Lerner从牛的松果体组织匀浆中
首次提取出褪黑素并鉴定了其化学结构(Lerner等
1958, 1959)。褪黑素最初被认为是一种只存在于
人和动物中的信号物质, 作为自由基清除剂和抗
氧化剂保护有机体免受环境和内在的氧化胁迫,
在人体中褪黑素具有增强免疫力、延缓衰老、调
节昼夜节律等作用(Chu等1964; Jan等2009; Tan等
1993; Hardeland等2012; Carrillo-Vico等2013; Reiter
等2013, 2005)。作为广谱的生理调节剂, 褪黑素存
在于绝大多数生物有机体中, 包括原始的单细胞
生物、微生物和藻类以及脊椎动物和植物等。
Jackson (1969)观察了动物褪黑素对非洲百合
细胞有丝分裂的影响, 随后, 对褪黑素在光合自养
生物鞭毛藻类的作用进行了研究, 这鼓舞了人们
对自养生物褪黑素作用的探索。Tan等(1993)发现
褪黑素是一种潜在的自由基清除剂和抗氧化剂,
而细胞和组织的抗氧化保护作用在许多生物中是
高度保守的, 从进化的角度推测植物中很有可能
含有褪黑素。Van Tassel等(1993)以摘要的形式报
告了在日本牵牛花中发现了褪黑素 , 但是直到
1995年两个研究组才分别独立的以全文形式报道
了在植物(烟草、水稻、玉米、小麦、番茄、黄
瓜、香蕉等)中检测到褪黑素(Dubbels等1995; Hat-
tori等1995)。Dubbels等(1995)利用气相色谱-质谱
联用(GC-MS)技术证实了番茄、香蕉、黄瓜和烟
草的叶片组织中都含有褪黑素, 但是相同材料中
褪黑素含量差别很大; Hattori等(1995)利用放射免
疫(RIA)技术测定了双子叶和单子叶12个家族中的
24个可食用植物褪黑素的含量, 所检测的植物中
都含有褪黑素。这两项几乎同时发表的成果开启
了植物褪黑素研究的大门, 之后, 科研人员利用
RIA、高效液相色谱(HPLC)、液相色谱-质谱联用
(LC-MS)、GC-MS、酶联免疫(ELISA)和亲和层析
(IAC)等方法几乎在所有被测试植物的根、茎、
叶、果实及种子中检测出褪黑素。
近些年国内外在植物褪黑素的研究上取得了
丰硕的成果, 揭示了褪黑素在植物中广泛而特殊
的生物学功能。由于具有与生长素类似的结构和
功能、可以在组织内自由移动、直接清除自由
基、对光照敏感等特性, 褪黑素被认为是一种新
的植物生长调节剂和生物刺激剂(Hernández-Ruiz
等2004; Kim等2016)。关于植物褪黑素生理作用
方面已有多篇综述(姜超强和祖朝龙2015; Arnao和
Hernández-Ruiz 2014; Zhang等2015), 褪黑素能够
调节种子发芽、根系生长、开花、叶片衰老、果
实成熟等生育过程(Pelagio-Flores等2012; Park和
Back 2012; 刘梦昕2015; Kolář等2003), 还能通过缓
解重金属、盐碱离子、紫外辐射、低温、干旱等
环境胁迫以及病菌、害虫等生物胁迫对高等植物
植物生理学报616
的损伤, 赋予植物抵抗不良环境的能力, 不仅帮助
植物生存还有利于植物繁荣(Lei等2004; Park等
2013a, c; Wei等2015; Liu等2015; Arnao和Hernán-
dez-Ruiz 2007; Wang等2012, 2013; Reiter等2015)。
植物褪黑素的研究是一个新的、富有吸引力的领
域, 也是植物生理学的一个重要补充。目前越来越
多的植物学家和农业科学家开始关注植物褪黑素,
一些先进的生物技术如转录组、蛋白质组、代谢
组学的应用使植物褪黑素的研究越来越深入, 发表
的相关论文数量迅速提高。阐明合成和代谢途径
有助于理解植物褪黑素的动态积累和多种生理功
能。本文结合近年来国内外有关植物褪黑素的研
究进展, 对植物褪黑素的合成和代谢途径以及积累
的调节进行了综述。
1 高等植物褪黑素的合成
动物褪黑素的合成和分泌途径已经被研究的
很清楚, 在植物中的合成规律及作用研究起步较
晚, 近几年有关植物褪黑素合成途径的报道越来
越多。20世纪50年代就已经从水果和蔬菜中检测
出褪黑素的合成前体物质5-羟色胺。利用14C标记
的色氨酸体外供给贯叶连翘、金丝桃、水葫芦等,
发现动物体内褪黑素合成过程的中间产物在这些
植物中均检测出了放射性, 植物中褪黑素的合成
也经历了与动物相似的路径, 合成的前体物质均
为色氨酸(Van Tassel和ONeill 2001; Facchini等
2000; Murch等2000), 但植物褪黑素的合成要比动
物中灵活的多, 植物自身可以合成褪黑素的前体
色氨酸, 而动物中的色氨酸只能从食物中获取(Tan
等2015)。在过去的5年中植物褪黑素合成途径的
研究取得重要的突破, 与植物褪黑素合成相关的
基因相继被发现并且均已得到克隆, 其合成位点
也得到了证明。由色氨酸生成褪黑素需要经过4
个连续的酶促反应, 这4个酶分别为色氨酸脱羧酶
(tryptophan decarboxylase, TDC, EC 4.1.1.28)、色
胺-5-羟化酶(tryptamine 5-hydroxylase, T5H, EC
1.1.13)、5-羟色胺-N-乙酰基转移酶(serotonin N-
acetyltransferase, SNAT, EC 2.3.1.87)、N-乙酰基-5-
羟色胺-甲基转移酶(N-acetylserotonin methyltrans-
ferase, ASMT, EC 2.1.1.4), 此外咖啡酸-O-甲基转
移酶(caffeic acid O-methyltransferase, COMT, EC
2.1.1.68)在催化褪黑素合成的后两步反应中也起
着重要作用(图1)。TDC、T5H主要催化色氨酸产
图1 高等植物褪黑素的合成和代谢途径
Fig.1 Biosynthesis and metabolism pathway of melatonin in higher plant
参考Tan等(2015)、Byeon等(2015d)、Rajniak等(2015)文献修改。图中虚线箭头表示未经证实的途径, 实线箭头表示已经证实的途径,
双实线箭头表示多步反应。
王蕊等: 高等植物褪黑素的合成和代谢研究进展 617
生血清素, SNAT、ASMT主要催化血清素形成褪
黑素 , T5H、SNAT由单拷贝基因编码 , TDC、
ASMT由至少三拷贝的小基因家族编码, 4种酶基
因的过表达或抑制分析表明TDC和SNAT可能是
植物褪黑素合成的限速酶(Fujiwara等2010; Kang
等2013, 2009, 2007a, b, 2011; Kanjanaphachoat等
2012)。
1.1 TDC
褪黑素合成的第一步酶促反应产物是色胺,
而不是5-羟基色氨酸, 第二步反应则是色胺-5-羟
化酶催化色胺形成5-羟基色胺, 这与动物中褪黑素
合成的前两步截然相反, 这在植物血清素的合成
研究中就已得到阐明(De Luca等1989; Schröder等
1999; Murch等2000), TDC属于芳香族-L-氨基酸脱
羧酶, 高度特异的催化色氨酸转化为色胺(Kang
2007a), 在催化色氨酸时该酶具有较高的活性, 在
较高的温度(45°C)和pH (7.5~8.5)下酶活最高, 并认
为TDC可能是褪黑素合成过程中的第一个限速酶
(Kang等2008)。Park等(2009)在辣椒上克隆了2个
TDC基因, 发现在响应病菌侵染和乙烯诱导时,
PepTDC1的表达被显著加强, 而PepTDC2的表达
量依然较低, PepTDC1 mRNA和TDC酶的活性主
要在未成熟的绿色果实中检测到, 而成熟的红色
果实中未发现, 且这种诱导与色胺、血清素及其
衍生物相关。在衰老过程中水稻叶片血清素积累
显著提高, 而这种积累和TDC活性相关。过表达
TDC的水稻叶片积累较高水平的血清素, 并延迟了
水稻叶片的衰老; 进一步通过RNA干扰(RNAi)技
术抑制TDC的表达发现血清素的含量降低且衰老
加速 , 这些结果也证实了在血清素积累过程中
TDC酶起着限速的作用(Kang等2009)。虽然TDC
过表达具有延迟衰老、抵抗病菌的作用, 但在另
一项研究中发现通过插入包含TDC-1、TDC-3的
T-DNA和过表达TDC-1和TDC-3提高血清素和血
清素二聚体积累的同时导致水稻发育不良、生育
力降低并呈现暗棕色的表型(Kanjanaphachoat等
2012)。Zhao等(2013)发现在樱桃果实发育过程中
TDC基因的表达与褪黑素的积累相一致, 在短期的
昼夜变化中TDC的表达量也与褪黑素积累量正相
关。Byeon等(2014d)过表达了水稻3个TDC同源基
因, TDC3转基因水稻种子中褪黑素含量与野生型
相比提高了31倍, 并表现出在种子中特异积累的
现象, 褪黑素合成中间产物包括5-羟基色氨酸、色
胺、血清素的含量提高的同时其他相关的mRNA
没有提高, 表明褪黑素的积累主要是由TDC3基因
决定的。这些结果表明, 对TDC基因的遗传改良更
宜用于提高植物特定组织中褪黑素的含量。
1.2 T5H
色胺-5-羟化酶是褪黑素合成的第二个酶, 催
化色胺转化为5-羟色胺(serotonin)。Kang等(2007b)
在水稻中首次研究了T5H的酶活特性, 发现T5H是
一种可溶性酶, 在根中活性最高, 这种高活性与根
中高血清素含量相关, T5H的酶活被色氨酸、5-羟
色氨酸、色胺等多种褪黑素合成的中间物质所抑
制 , 而且这种现象在随后的研究中也得到了证
实。Fujiwara等(2010)发现水稻中sl基因通过编码
一个具有T5H活性的P450单加氧酶CYP71P1, 催化
色胺转化为血清素, 稻瘟病菌感染能够促进该基
因的表达。T5H的过表达和抑制表达对褪黑素合
成的影响与其他褪黑素合成酶表现出不一致的趋
势。在衰老过程中缺失T5H活性的水稻突变体诱
导色胺和N-乙酰色胺的合成, N-乙酰色胺抑制了褪
黑素的合成, 并且外源处理N-乙酰色胺完全阻止
了褪黑素的合成(Park等2012)。进一步的研究表
明, 在水稻中过表达T5H降低了褪黑素、色胺和血
清素的含量, 而抑制T5H的表达却提高褪黑素、色
胺的含量, 这与TDC1的提高密切相关, 但在受到
氧化胁迫时, 抑制表达的植株中褪黑素含量高于
对照和过表达植株。这一过程中色胺可能起着重
要的信号作用(Park等2013b)。到目前为止, 对植
物褪黑素合成过程中的T5H的相关研究还很少,
T5H的活性易受褪黑素合成中间产物的抑制, 且过
表达该基因没有显著提高褪黑素的含量, 表明T5H
不是植物褪黑素合成的限速酶。
1.3 SNAT
将莱茵衣藻的芳烷基胺-N-乙酰转移酶基因
CrAANAT转入番茄‘Micro-Tom’基因组中, 番茄的
褪黑素含量显著提高(Okazaki等2009); 将人的
SNAT基因转入水稻, 转基因后代褪黑素含量得到
提高, 也提高了叶绿素含量并表现出对低温胁迫
的抗性(Kang等2010); 将羊的OaSNAT基因转入水
稻, 褪黑素含量得到提高并促进了根系生长, 其T3
植物生理学报618
后代植株表现出较强的抗除草剂诱导的氧化胁迫,
而转入的基因被定位在细胞质中(Park和Back
2012; Park等2013f; Byeon等2014a)。然而, 至今仍
没有直接的证据表明植物中存在AANAT活性或拥
有AANAT类似物, 高等植物中也没有克隆到相应
基因, 但是在水稻和裸子植物厚皮刺果松中克隆
到了另外一个基因SNAT, 这个基因编码的SNAT能
够代替AANAT催化5-羟色胺形成N-乙酰基-5-羟色
胺(Kang等2013; Park等2014)。Lee等(2014)在拟南
芥中克隆到了AtSNAT, 发现SNAT在催化5-甲氧基
色胺转化为褪黑素的过程中也具有较高的活性,
而AtCOMT具有甲基化5-羟色胺转化为5-甲氧基
色胺的活性, 这表明5-羟色胺既可以被SNAT催化
为N-乙酰-5羟色胺, 也可以被COMT催化为5-甲氧
基色胺, 然后再分别被COMT和SNAT催化为褪黑
素。植物中的SNAT与动物几乎完全不同, 动物中
的SNAT起源于革兰氏阳性细菌, 被定位于线粒体
中, 而植物SNAT被认为起源于蓝藻细菌, 定位于
叶绿体中(Lee等2015; Kang等2013; Byeon等2013;
Lei等2013; Park等2014), 植物SNAT更耐高温, 在
95°C下仍能起作用(Byeon等2014c)。在SNAT基因
失活的拟南芥突变体植株中褪黑素含量降低了
50%, 水杨酸的含量也显著降低, 强烈抑制了病菌
防御蛋白PR1和PR2的活性, 表现出对番茄假丁香
单胞杆菌DC3000更敏感。胁迫条件下SNAT的表
达被显著上调, 褪黑素的含量也随之升高, 这些结
果表明SNAT很可能是植物褪黑素合成的一个限
速酶(Lee等2015); 在叶绿体和细胞质中过表达
SNAT基因提高了SNAT酶活但是没有提高褪黑素
的含量, 这是因为植物褪黑素的合成过程受多种
因子的影响, SNAT在调节褪黑素积累平衡的过程
中可能发挥更重要的作用(Byeon等2015b)。
1.4 ASMT
褪黑素合成的最后一步由ASMT催化, 该酶和
动物褪黑素合成途径的最后一个酶HIOMT高度同
源。Kang等(2011)首次在水稻中克隆了ASMT, 该
酶属于O-甲基转移酶OMT家族, 通过将水稻OMT
的cDNA与大肠杆菌重组, 表达了与小麦COMT同
源的18个cDNA, 发现只有AK072740基因具有合成
褪黑素的能力, 进一步研究表明ASMT的表达可以被
衰老和一些胁迫因素所诱导。转AANAT和HIOMT的
烟草褪黑素含量也得到提高并缓解了UVB对DNA
的伤害(Zhang等2012)。Park等(2013c)首次在大肠
杆菌中纯化了水稻的OsASMT并进行了酶动力学
分析, 发现黑暗上调了褪黑素的含量, 这种上调与
OsASMT的表达相一致。随后对ASMT基因家族的
ASMT1 (AK072740)、ASMT2 (AK069308)、ASMT3
(AAL34945)进行了功能分析, 这3个基因的表达均
受脱落酸和茉莉酸甲酯的诱导, 但是所有ASMT的
催化活性均较低, 因此认为这些酶不适宜通过基
因工程来提高植物褪黑素的含量(Park等2013a)。
Zuo等(2014)克隆了苹果ASMT的基因MzASMT1
(KJ123721), 在拟南芥中的过表达使褪黑素的含量
提高了2~4倍, 同时也降低了ROS的产生, 该基因
的表达与苹果和拟南芥的抗旱性有关。苹果中
ASMT氨基酸与水稻的一致性为39.7%, 在拟南芥
中ASMT基因At4g35160与水稻ASMT基因的一致性
为31% (Byeon等2016)。一些研究表明, 在拟南芥
中使N-乙酰-5-羟基色胺甲基化产生褪黑素的过程
中, COMT的催化活性远远高于ASMT, 而COMT敲
除突变体显著降低了褪黑素的含量 (Byeon等
2014b); COMT可催化的底物更多, 并且发现血清
素可以通过SNAT催化产生N-乙酰-5-羟基色胺、
通过COMT催化为5-甲基色胺 , 然后再分别被
COMT和SNAT催化生成褪黑素(Lee等2014)。
Byeon等(2015a)首次在水稻中评估了COMT的
ASMT活性, 发现拟南芥中COMT表现出较强的
ASMT活性, 过表达COMT提高了褪黑素含量, 而
抑制COMT的表达显著降低了褪黑素的含量。因
此催化产生褪黑素的后两步过程仍需要进一步的
研究来证明。
1.5 合成场所
褪黑素是一种既具有亲水性又具有亲脂性的
小分子物质, 很容易在组织细胞间转移, 并且植物
褪黑素的积累受环境因素影响较大, 这为研究其
合成部位带来了很大的困难。Tan等(2013)认为植
物中线粒体和叶绿体是褪黑素的合成场所, 并且
在大多有机体中褪黑素从线粒体和叶绿体中合成
并转移到其他组织或器官中发挥作用。线粒体是
氧化磷酸化合成ATP的场所, 叶绿体是光合作用进
行的场所, 同时他们也是产生自由基和氧化胁迫
的最主要部位, 这些自由基的快速产生能对蛋白
王蕊等: 高等植物褪黑素的合成和代谢研究进展 619
质、膜、核酸等造成伤害, 为了避免遭受这种损
伤, 植物需要强烈的保护作用来维持正常的生理
功能(Bergamini等2004; Lenaz 2012)。褪黑素能高
效的清除自由基, 从进化的角度来说褪黑素在线
粒体和叶绿体中产生是可以解释的。在动物中褪
黑素的合成和代谢主要在线粒体中进行, 合成过
程的限速酶AANAT、高水平的褪黑素、作用受体
MT1、代谢产物AFMK以及催化该步反应的属于
细胞色素P450蛋白超家族(cytochrome P450 pro-
teins, CYP)的酶均在线粒体中被发现(Tan等2015,
2013)。
褪黑素在植物中的主要功能是作为保护氧化
胁迫的第一道防线, 但在植物中褪黑素的含量高
于动物, 这很可能与植物中含有线粒体和叶绿体
两个褪黑素合成场所而动物中只有线粒体有关。
免疫组织化学定位发现衰老水稻叶片中TDC和血
清素主要位于维管束薄壁细胞中(Kang等2009)。
在水稻叶绿体和细胞质中过表达羊的SNAT, 提高
了酶的活性, 但是褪黑素的含量没有提高(Byeon等
2015b)。裸子植物厚皮刺果松的PtSNAT和拟南芥
AtSNAT都被定位在叶绿体中, AtCOMT定位在细
胞质中(Park等2014; Lee等2014)。植物褪黑素合
成第一个酶TDC定位在细胞质中, 第二个酶定位
在内质网上, 因此推测植物褪黑素的合成与细胞
质、内质网和叶绿体三个细胞成分有关, 由于缺
少N端叶绿素转运蛋白, 条斑紫菜SNAT位于细胞
质中(Byeon等2015c)。利用激光共聚焦显微镜观
察到水稻合成酶ASMT位于细胞质而SNAT位于叶
绿体中(Byeon等2014c)。将苹果砧木ASMT基因在
烟草叶片中瞬时表达也发现ASMT位于细胞质中
(Zuo等2014)。在植物中线粒体和叶绿体都涉及褪
黑素的合成, 正常情况下叶绿体是植物产生褪黑
素的主要场所, 如果正常的过程被阻断, 例如T5H
转录被抑制, 褪黑素的主要合成部位由叶绿体转
为线粒体(Tan等2015; Park等2013b)。
2 高等植物褪黑素的代谢
植物褪黑素合成途径中的几个基因均已被克
隆, 但是代谢途径的相关研究却鲜有报道, 其代谢
机制仍然很不清楚。在动物中, 褪黑素通过酶促
反应、假酶反应以及与自由基的级联互作等非酶
促反应分解产生多种代谢物, 包括2-羟基褪黑素、
4-羟基褪黑素、6-羟基褪黑素、7-羟基褪黑素、
环3-羟基褪黑素、N-乙酰基血清素、5-甲氧基色
胺(5-MT)、N1-乙酰基-N2-甲酰基-5-甲氧基犬尿酰
胺(AFMK)、N1-乙酰基-5-甲氧基犬尿酰胺(AMK)
等, 其中6-羟基褪黑素被认为是动物褪黑素的最主
要的代谢物并进行了大量的研究(Tan等2007b,
2015; Hardeland 2015)。Tan等(2007a)首次证实水
葫芦中褪黑素的代谢物AFMK具有较高的抗氧化
作用, 并且发现强光下AFMK和MT含量较高, 认为
这可能与植物的光合作用或光保护有关。
2.1 酶促反应
具有催化褪黑素形成AFMK的吲哚胺-2,3-双
加氧酶(indoleamine 2,3-dioxygenase, IDO)在水稻
中被证实并转化到番茄中, 该基因在番茄中表达
并降低了褪黑素的含量, 表明IDO可能涉及植物褪
黑素的降解(Okazaki等2010)。许多植物激素以及
次级代谢物都是通过CYP和2-酮戊二酸依赖性双
加氧酶(2-oxoglutarate-dependent dioxygenase,
2-ODD)的羟基化作用被进一步分解, 依据褪黑素
保守的合成基因和相对较低的含量, 植物褪黑素
很有可能像其他次级代谢物质一样在植物中通过
羟基化作用被快速分解(Park等2013d; Bugg 2003)。
在水稻中大约有300个P450和100个2-ODD基因
(Nelson等2004; Kawai等2014), Byeon和Back
(2015)通过在大肠杆菌中异位表达35个水稻2-ODD
基因以及蛋白质的纯化分析 , 表明2-ODD11、
2-ODD19、2-ODD21、2-ODD33四种基因编码的
蛋白质能使褪黑素代谢产生2-羟基褪黑素。6-羟
基褪黑素和4-羟基褪黑素都不是由2-ODD蛋白合
成的, 这也表明2-羟基褪黑素途径可能是植物褪黑
素分解的主要途径。在这项研究中催化褪黑素分
解形成2-羟基褪黑素的酶基因M2H首次在水稻中
克隆 , 这些基因属于2-ODD基因家族而不属于
P450。水稻幼苗根中2-羟基褪黑素的含量高于芽,
并且与其他基因相比在根中只有2-ODD21显著表
达, 这与根中M2H的高活性相一致, 此外2-ODD21
广泛存在于植物中, 表明2-ODD21似乎是主要的
M2H基因。这些结果有利地支持了褪黑素在植物
中分解产生2-羟基褪黑素这一推论(图1)。但是在
芽中即使没有2-ODD21的mRNA表达也能产生2-
羟基褪黑素, 这表明其他2-ODD基因也可能参与
植物生理学报620
到2-羟基褪黑素的形成。2-羟基褪黑素不仅可以
通过褪黑素的羟化反应产生, 也能被紫外辐射所
诱导, 这说明2-羟基褪黑素在植物中也可能起着抗
氧化作用, 但这一推论有待进一步证明。
编码M2H基因的克隆以及2-羟基褪黑素的检
测推进了植物褪黑素代谢的研究步伐。Byeon等
(2015e)进一步研究了来自16个家族的24个植物品
种内源褪黑素和2-羟基褪黑素的含量, 发现大部分
植物褪黑素含量不足1 ng·g-1, 而2-羟基褪黑素含量
高达6.2 ng·g-1, 这与先前报道的褪黑素相关酶活动
力学相一致。同时也发现水稻幼苗中褪黑素的代
谢产物主要是2-羟基褪黑素(99%), 其次是4-羟基
褪黑素(0.05%), 而6-羟基褪黑素没有检测到。通
过酶动力学分析发现M2H的催化效率比褪黑素合
成酶SNAT、ASMT高很多, 这表明植物褪黑素的
代谢速度很快, 也在一定程度上解释了植物褪黑
素相对较低的含量和积累的快速变化。Kołodzie-
jczyk等(2015)在黄瓜和玉米种子中均检测到2-羟
基褪黑素, 也检测到了环-3-羟基褪黑素的存在, 但
是他们的形成方式仍然未知。2-羟基褪黑素被认
为是AFMK的中间产物, 因此先前报道水葫芦中发
现的AFMK可能来源于2-羟基褪黑素。分解褪黑
素产生2-羟基褪黑素的4种M2H蛋白质定位在水稻
的细胞质和叶绿体中, 且2-羟基褪黑素也是一种诱
导防御基因表达的信号分子, 其生物活性是褪黑
素的50% (Byeon等2015d)。
2.2 非酶反应
在动物中褪黑素具有多样的代谢途径且其丰
富的代谢物都已得到证实, 除了酶促反应外褪黑
素及其代谢物还能通过假酶反应或者与多种自由
基互作发生一系列级联反应被逐步分解, 并高效
的清除自由基保护有机体免受氧化胁迫, 这一过
程被认为是褪黑素与其他传统抗氧化剂不同的新
特性(Hardeland等2009; Hardeland 2015; Posmyk和
Janas 2009; Tan等2000)。通过与自由基的级联反
应, 一个褪黑素可以清除10个ROS, 并且其抗氧化
能力高于抗坏血酸、生育酚、谷胱甘肽等抗氧化
剂(Tan等2002, 2015; Gitto等2001)。非酶促羟基化
现象存在于所有生物中, 且通过该反应产生的环-3
羟基褪黑素在植物中也被检测到(Kołodziejczyk等
2015), 在进化上保守的褪黑素在植物中很可能通
过与自由基的级联互作而发生非酶促分解。Byeon
等(2015d)认为褪黑素首先被M2H催化降解为2-羟
基褪黑素, 随后可能与动物中一样通过与自由基
的级联反应进一步分解为AFMK, 但相关研究还很
少。在没有阐明植物褪黑素代谢途径之前, 无法
真正的理解植物褪黑素的动态积累规律和作用机
理, 因此植物褪黑素的代谢途径有待进一步证实。
3 植物组织中褪黑素的积累
褪黑素不仅具有很强的营养和药用价值, 对
自身也有广泛的生理作用, 因此褪黑素在植物组
织中的适量积累十分重要。不同的植物、不同组
织、不同生长时期和生长环境下植物褪黑素的含
量不同, 早期报道的植物褪黑素含量变化幅度较
大, 这既与不同的提取、测定方法有关, 也与褪黑
素积累的快速变化有关(表1)。植物既可以合成褪
黑素, 也可以从周围环境中吸收。在动物中褪黑
素对光照敏感, 表现出明显的昼夜节律, 但在植物
中褪黑素受光信号的调节复杂得多。许多研究表
明逆境能上调褪黑素的含量, 而这与植物体内褪
黑素合成与代谢之间的平衡关系密切。
3.1 不同植物组织、不同发育时期褪黑素的积累
褪黑素与植物的生长发育关系密切, 植物的
不同生长阶段不同组织中褪黑素含量差异很大
(Hernández-Ruiz等2004, 2005; Pelagio-Flores等
2012)。樱桃果实中富含褪黑素, 但是不同品种之
间含量差异很大, 樱桃果实在胚胎发育、内果皮
木质化阶段褪黑素含量最高(González-Gómez等
2009; Zhao等2013); 在番茄中褪黑素含量随着果实
的成熟、完熟和后熟呈升高趋势; 葡萄成熟过程
中褪黑素的浓度变化范围也很大 , 在100~200
µg·g-1之间; 这些结果表明褪黑素与果实发育过程
密切相关(Van等2001; Murch等2010)。在桑叶的顶
端褪黑素含量最高, 其次是幼嫩的叶片, 老叶中褪
黑素含量最少(Pothinuch和Tongchitpakdee 2011)。
在种子中往往含有较高水平的褪黑素, 这有利于
缓解后期产生氧化胁迫造成的损伤(Iriti等2006;
Manchester等2000)。Korkmaz等(2014)发现辣椒在
苗期褪黑素含量较高, 随后逐渐降低, 在成熟的种
子中含量最高, 叶、根、果实中褪黑素的含量随
着不同发育阶段而不同, 表现出调节辣椒发育的
作用。褪黑素在水稻花序中的含量是旗叶中的6
王蕊等: 高等植物褪黑素的合成和代谢研究进展 621
倍(Park等2013e), 而乌拉尔甘草根部组织中含量最
高, 并且随着生长发育而不断提高(Afreen等2006)。
芦荟花中的褪黑素含量均普遍高于同种的芦荟叶,
为同种叶含量的3~6倍, 且不同品种的芦荟褪黑素
含量也差异较大(王英娟等2008)。
3.2 植物褪黑素的积累与光照有关
褪黑素对光照敏感, 在人体和动物中褪黑素
的合成呈现昼夜节律性, 在植物中似乎表现出了
相似的现象。一些研究表明暗期植物褪黑素得到
积累: 在光照期间红叶黎中几乎检测不到褪黑素,
而在暗期含量上升, 且于黑暗4~6 h时达到高峰, 这
与动物体中褪黑素的昼夜合成节律非常相似(Wolf
等2001; Kolář等1997, 2002); 黄芩在夜间褪黑素的
积累量大约是白天的3倍(刘伟华等2003); 黎明前
水葫芦中的褪黑素得到积累, 这可能与褪黑素淬
灭光合作用过程中产生的ROS从而保护光合色素
有关(Tan等2007b)。而许多研究却表现出相反的
结果: 李超(2014)研究表明, 树冠外围苹果果皮褪
表1 部分食用植物和中草药褪黑素的含量
Table 1 Melatonin content of some edible plants and Chinese herbal medicine
植物 器官 检测方法 干重含量/ng·g-1 (DW) 鲜重含量/ng·g-1 (FW) 参考文献
粮食作物 玉米 种子 HPLC-FD 96.5 王金英等2009
水稻 种子 HPLC-FD 16.0 王金英等2009
燕麦 种子 HPLC-FD 98.7 王金英等2009
绿豆 种子 HPLC-FD 302 王金英等2009
蔬菜 番茄 果实 UHPLC-MS/MS 7.5~250 Riga等2014
辣椒 果实 UHPLC-MS/MS 31~93 Riga等2014
芥菜 种子 HPLC-EC 129~189 Manchester等2000
黄瓜 果实 RIA/LC-MS 0.005 Dubbels等1995
洋葱 球茎 RIA/HPLC 0.03 Hattori等1995
大白菜 叶片 RIA/HPLC 0.113 Hattori等1995
萝卜 根 LC-MS/MS 3.46 Byeon等2015e
菠菜 叶片 LC-MS/MS 0.457 Byeon等2015e
生菜 叶片 LC-MS/MS 0.036 Byeon等2015e
果树 苹果 果实 HPLC-FD 14~42 李超2014
香蕉 果实 RIA/LC-MS 0.002 Dubbels等1995
草莓 果实 LC-MS 1.4~11.3 Stürtz等2011
菠萝 果实 RIA/HPLC 0.04 Hattori等1995
葡萄 果皮 UHPLC-MS/MS 120~160 Gomez等2012
中草药 芦荟 叶片 HPLC-UV 46.6 赵建芬等2015
黄芩 叶片 HPLC 0.5~1.6 刘伟华等2003
黄连 全株 HPLC-FD/MS 1008 Chen等2003
青蒿 全株 HPLC-FD/MS 84 Chen等2003
益母草 全株 HPLC-FD/MS 169 Chen等2003
五味子 全株 HPLC-FD/MS 86 Chen等2003
枸杞 叶片 HPLC-UV 1.235 赵建芬等2015
黑素含量高于内膛果, 东南向苹果果皮高于西北
向, 未套袋果的果肉和果皮中褪黑素含量显著高
于套袋果, 而摘袋后果皮中的褪黑素浓度明显增
加, 较套袋果果皮高出近10倍; Byeon等(2012)将衰
老的离体水稻叶片暴露在连续光照下, 褪黑素及
其合成中间产物色胺、5-羟基色胺、N-乙酰-5-羟
基色胺的含量显著高于处于黑暗中的叶片。在遮
阴条件下大部分番茄褪黑素含量得到提高, 而大
部分辣椒的褪黑素含量却呈现降低的趋势(Riga等
2014)。番茄和牵牛花植株的器官中褪黑素含量并
未表现昼夜节律性; 芦荟和贯叶连翘中褪黑素的
含量也不存在昼夜差异(Van Tassel等2001); 而樱桃
果实中褪黑素的含量在昼夜24 h表现出两个高峰
的节律(Zhao等2013)。此外光质对褪黑素含量也
有很大的影响, 红光下生长的乌拉尔甘草褪黑素
含量显著高于蓝光和白光处理; 短期(3 d)强UVC
辐射下植株根部褪黑素含量高于长期(15 d)弱
UVC辐射, 表明褪黑素的积累与UVC的辐射总量
植物生理学报622
有关(Afreen等2006)。这些结果表明植物褪黑素积
累的变化与光信号密切相关, 但不同植物可能差
异很大, 褪黑素受光信号的影响以及是否参与调
节光周期现象仍有待进一步的研究。
3.3 逆境加强植物褪黑素的积累
几乎所有的胁迫因素都能诱导植物褪黑素的
积累, 褪黑素含量的升高反过来又能缓解氧化胁
迫对植物造成的伤害, 这种现象在植物中已被广
泛证实。室外生长的番茄各组织中褪黑素含量均
较高, 其叶片中褪黑素含量高达142.5 ng·g-1, 而室
内生长的番茄叶片褪黑素含量只有15~20 ng·g-1,
这种差异主要是由室外各种变化的不利环境条件
引起的(Arnao和Hernández 2013a)。根部NaCl、
ZnSO4和H2O2胁迫显著提高了大麦根和羽扇豆褪
黑素的含量(Arnao和Hernández 2013b, 2009); 高温
和强光诱导产生的MDA直接与上调褪黑素的合成
相关(Zhao等2013); 暴露在紫外光下的植株褪黑素
含量更高, 这被认为是褪黑素清除紫外光辐射诱
导产生的自由基和光保护作用(Afreen等2006)。
Mukherjee等(2014)研究表明NaCl胁迫提高了向日
葵根部和子叶5-羟基色胺和褪黑素的含量, 并显著
提高了褪黑素合成酶HIOMT的活性。合成褪黑素
的最后一个关键酶ASMT在叶片衰老和各种逆境
(包括重金属、盐、干旱、除草剂等)下被显著诱
导表达, 高温和黑暗也能增强SNAT和ASMT的酶
活性而使褪黑素的合成增加(Byeon和Back 2014),
4°C低温胁迫显著诱导了拟南芥内源褪黑素的积
累(Shi和Chan 2014), 干旱诱导了苹果MzASMT1的
表达, 提高了褪黑素的含量(Zuo等2014)。Byeon等
(2015d)发现褪黑素的合成没有被植物激素IAA、
JA3、ABA、JA、SA及乙烯所诱导, ABA轻微降
低了褪黑素的含量, 而重金属镉显著诱导了水稻
褪黑素的积累, 其次是除草剂氟丙嘧草酯, 而重金
属铅对褪黑素含量没有影响。
3.4 合成和代谢之间的平衡决定植物褪黑素的积累
植物褪黑素的积累既受自身遗传特性的影响
也受外界环境的诱导。从色氨酸到褪黑素至少需
要经过4种酶的催化, 这4种酶的表达水平对于促
进褪黑素的合成具有重要的作用。SNAT和ASMT
的催化活性极低, 而褪黑素的代谢酶M2H具有很
强的活性, 使代谢比合成更高效, 褪黑素被快速代
谢为2-羟基褪黑素, 使正常条件下植物褪黑素的含
量保持在极低的水平, 从而调节植物的生长发育,
2-羟基褪黑素的含量远高于褪黑素并且比褪黑素
更稳定(Byeon等2014c, 2015e)。而一些富含褪黑
素的植物很可能改变了褪黑素的合成途径, 这涉
及COMT的作用(Lee等2014; Byeon等2015a)。此
外, 褪黑素及其代谢物还能与氧化胁迫产生的自
由基互作发生级联反应而分解, 逆境胁迫下褪黑
素含量的提高是植物清除自由基的一种重要保护
机制, 因此植物褪黑素的积累十分复杂(Byeon等
2015e; Tan等2007b, 2000)。稳定状态的褪黑素是
由合成和降解共同决定的, 当植物被镉胁迫诱导
时, 除了SNAT在褪黑素诱导时被抑制外, 其他3种
合成酶以及降解酶M2H均被促进, 同时提高了褪
黑素的积累量, 这表明植物细胞中褪黑素的积累
精确地被合成和分解所共同调控(Byeon等2015d)。
组织中高含量的褪黑素赋予植物较高的营养价值
和抗逆性, 在特定条件下合成和代谢之间的动态
平衡使植物褪黑素的积累维持在一定范围的水平,
这对植物具有重要的生理意义。
4 总结与展望
在植物褪黑素研究的20年(1995~2015年)间,
早期大多集中于含量的检测, 但由于多样而重要的
生理学功能, 褪黑素很快在中草药、园艺植物以及
农作物的研究上受到越来越多的关注。本文主要
综述了近些年植物褪黑素的合成与代谢途径方面
的研究, 而植物褪黑素多样的生物学功能方面的研
究也已经取得许多重要的进展。作为一种保守的
小分子化合物, 褪黑素在多种植物的不同组织中检
测到, 其含量在不同植物、不同组织及不同环境下
差别较大; 褪黑素由色氨酸经过4步酶促反应合成,
合成场所为线粒体和叶绿体, 褪黑素合成相关基
因均被证实并在拟南芥、水稻等植物中得到克隆,
而关于植物褪黑素的代谢研究相对较少, 目前只
有2-羟基褪黑素被证实是植物褪黑素的主要代谢
产物; 褪黑素的合成和代谢灵活而复杂, 在植物中
的积累由合成和代谢之间的平衡决定, 受内在遗
传特性和外部环境因素的影响变化较大。
虽然植物褪黑素的研究取得了较大进展, 但
是相比于生长素、脱落酸、乙烯、多胺、油菜素
内酯等植物激素仍然存在很多需要阐明的问题,
王蕊等: 高等植物褪黑素的合成和代谢研究进展 623
结合已有的研究对其总结如下: (1)植物褪黑素的
相关研究主要在模式植物拟南芥和水稻中进行,
在其他植物中的研究相对较少, 因此扩大研究对
象的范围对于许多生理过程的深入探索和解释十
分必要; (2)褪黑素含量的快速变化与多种生理状
态相关, 阐明其合成和分解机制对于研究植物褪
黑素的功能具有重要意义, 但是目前只有少数几
个研究组进行这方面的研究, 其合成与代谢途径
仍然不够清楚; (3)相比于植物褪黑素的合成, 其代
谢过程要复杂得多, 可能包括酶促降解、假酶反
应降解和自由基互作降解等多种代谢途径, 在严
重的胁迫条件下与自由基互作可能是褪黑素降解
的主要途径, 但在植物中的这些代谢过程仍需要
证实; (4)褪黑素具有广泛的生理作用, 但是相比于
其他激素其深入的分子机理以及调控网络仍然未
知; (5)褪黑素合成代谢过程中的一系列中间产物
如2-羟基褪黑素在植物中同样具有重要的生理作
用, 在响应某种生理变化时这些代谢物相互之间
的关系有待阐明; (6)褪黑素具有直接清除自由基
的能力, 但是在发挥其他功能时的作用受体以及
信号传导途径仍未知, 是否和动物中利用MT1和
MT2作为受体仍需进一步的研究; (7)褪黑素对光
照敏感, 在动、植物中似乎均有一定的昼夜节律,
但是褪黑素对光信号(光强、光质、光向、光周
期)介导的植物光形态建成与光合作用的响应及是
否参与调节植物光周期等都需要进一步的研究;
(8)外源褪黑素在农作物生产中的应用以及通过现
代育种手段提高内源褪黑素的含量从而提高作物
抗逆性将是未来利用褪黑素提高作物产量、改善
产品品质的重点研究领域。
参考文献
Afreen F, Zobayed SMA, Kozai T (2006). Melatonin in Glycyrrhiza
uralensis: response of plant roots to spectral quality of light and
UV-B radiation. J Pineal Res, 41 (2): 108–115
Arnao MB, Hernández-Ruiz J (2007). Melatonin promotes adven-
titious- and lateral root regeneration in etiolated hypocotyls of
Lupinus albus L. J Pineal Res, 42 (2): 147–152
Arnao MB, Hernández-Ruiz J (2009). Chemical stress by different
agents affects the melatonin content of barley roots. J Pineal Res,
46 (3): 295–299
Arnao MB, Hernández-Ruiz J (2013a). Growth conditions influence
the melatonin content of tomato plants. Food Chem, 138 (2):
1212–1214
Arnao MB, Hernández-Ruiz J (2013b). Growth conditions determine
different melatonin levels in Lupinus albus L. J Pineal Res, 55 (2):
149–155
Arnao MB, Hernández-Ruiz J (2014). Melatonin: plant growth regu-
lator and/or biostimulator during stress? Trends Plant Sci, 19 (12):
789–797
Arnao MB, Hernández-Ruiz J (2015). Functions of melatonin in
plants: a review. J Pineal Res, 59 (2): 133–150
Bergamini CM, Gambetti S, Dondi A, Cervellati C (2004). Oxygen,
reactive oxygen species and tissue damage. Curr Pharm Design,
10 (14): 1611–1626
Bugg TDH (2003). Dioxygenase enzymes: catalytic mechanisms and
chemical models. Tetrahedron, 59 (36): 7075–7101
Byeon Y, Back K (2014). Melatonin synthesis in rice seedlings in vivo
is enhanced at high temperatures and under dark conditions due
to increased serotonin N-acetyltransferase and N-acetylserotonin
methyltransferase activities. J Pineal Res, 56 (2): 189–195
Byeon Y, Back K (2015). Molecular cloning of melatonin 2-hydroxy-
lase responsible for 2-hydroxymelatonin production in rice (Ory-
za sativa). J Pineal Res, 58 (3): 343–351
Byeon Y, Choi GH, Lee HY, Back K (2015a). Melatonin biosynthesis
requires N-acetylserotonin methyltransferase activity of caffeic
acid O-methyltransferase in rice. J Exp Bot, 66: 6917–6925
Byeon Y, Lee HJ, Lee HY, Back K (2016). Cloning and functional
characterization of the Arabidopsis N-acetylserotonin O-methyl-
transferase responsible for melatonin synthesis. J Pineal Res, 60
(1): 65–73
Byeon Y, Lee HY, Back K (2015b). Chloroplastic and cytoplasmic
overexpression of sheep serotonin N-acetyltransferase in trans-
genic rice plants is associated with low melatonin production
despite high enzyme activity. J Pineal Res, 58 (4): 461–469
Byeon Y, Lee HY, Choi DW, Back K (2015c). Chloroplast-encoded
serotonin N-acetyltransferase in the red alga Pyropia yezoensis:
gene transition to the nucleus from chloroplasts. J Exp Bot, 66 (3):
709–717
Byeon Y, Lee HY, Hwang OJ, Lee HJ, Lee K, Back K (2015d). Coor-
dinated regulation of melatonin synthesis and degradation genes
in rice leaves in response to cadmium treatment. J Pineal Res, 58
(4): 470–478
Byeon Y, Lee HY, Lee K, Back K (2014a). A rice chloroplast transit
peptide sequence does not alter the cytoplasmic localization of
sheep serotonin N-acetyltransferase expressed in transgenic rice
plants. J Pineal Res, 57 (2): 147–154
Byeon Y, Lee HY, Lee K, Back K (2014b). Caffeic acid O-methyl-
transferase is involved in the synthesis of melatonin by meth-
ylating N-acetylserotonin in Arabidopsis. J Pineal Res, 57 (2):
219–227
Byeon Y, Lee HY, Lee K, Park S, Back K (2014c). Cellular local-
ization and kinetics of the rice melatonin biosynthetic enzymes
SNAT and ASMT. J Pineal Res, 56 (1): 107–114
Byeon Y, Lee K, Park YI, Park S, Back K (2013). Molecular cloning
and functional analysis of serotonin N-acetyltransferase from the
cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. J Pineal Res, 55
(4): 371–376
Byeon Y, Park S, Kim YS, Park DH, Lee S, Back K (2012). Light-reg-
植物生理学报624
ulated melatonin biosynthesis in rice during the senescence pro-
cess in detached leaves. J Pineal Res, 53 (1): 107–111
Byeon Y, Park S, Lee HY, Kim YS, Back K (2014d). Elevated produc-
tion of melatonin in transgenic rice seeds expressing rice trypto-
phan decarboxylase. J Pineal Res, 56 (3): 275–282
Byeon Y, Tan DX, Reiter RJ, Back K (2015e). Predominance of 2-hy-
droxymelatonin over melatonin in plants. J Pineal Res, 59 (4):
448–454
Carillo-Vico A, Lardone PJ, Álvarez-Sánchez N, Rodríguez-Rodrí-
guez A, Guerrero JM (2013). Melatonin: buffering the immune
system. Int J Mol Sci, 14 (4): 8638–8683
Chu EW, Wurtman RJ, Axelrod J (1964). An inhibitory effect of mel-
atonin on the estrous phase of the estrous cycle of the rodent.
Endocrinology, 75 (2): 238–242
Chen GF, Huo YS, Tan DX, Liang Z, Zhang WB, Zhang YK (2003).
Melatonin in Chinese medicinal herbs. Life Sci, 73 (1): 19–26
De Luca V, Marineau C, Brisson N (1989). Molecular cloning and
analysis of cDNA encoding a plant tryptophan decarboxylase:
comparison with animal dopa decarboxylases. Proc Natl Acad
Sci USA, 86 (8): 2582–2586
Dubbels R, Reiter RJ, Klenke E, Goebel A, Schnakenberg E, Ehlers
C, Schiwara HW, Schloot W (1995). Melatonin in edible plants
identified by radioimmunoassay and by high performance liquid
chromatography-mass spectrometry. J Pineal Res, 18 (1): 28–31
Facchini PJ, Huber-Allanach KL, Tari LW (2000). Plant aromatic
L-amino acid decarboxylases: evolution, biochemistry, regula-
tion, and metabolic engineering applications. Phytochemistry, 54
(2): 121–138
Fujiwara T, Maisonneuve S, Isshiki M, Mizutani M, Chen L, Wong
HL, Kawasaki T, Shimamoto K (2010). Sekiguchi lesion gene
encodes a cytochrome P450 monooxygenase that catalyzes con-
version of tryptamine to serotonin in rice. J Biol Chem, 285 (15):
11308–11313
Gitto E, Tan DX, Reiter RJ, Karbownik M, Manchester LC, Cuzzo-
crea S, Fulia F, Barberi I (2001). Individual and synergistic anti-
oxidative actions of melatonin: studies with vitamin E, vitamin
C, glutathione and desferrrioxamine (desferoxamine) in rat liver
homogenates. J Pharm Pharmacol, 53 (10): 1393–1401
Gomez FJV, Raba J, Cerutti S, Silva MF (2012). Monitoring mela-
tonin and its isomer in Vitis vinifera cv. Malbec by UHPLC-MS/
MS from grape to bottle. J Pineal Res, 52 (3): 349–355
González-Gómez D, Lozano M, Fernández-León MF, Ayuso MC,
Bernalte MJ, Rodríguez AB (2009). Detection and quantification
of melatonin and serotonin in eight sweet cherry cultivars (Prunus
avium L.). Eur Food Res Technol, 229 (2): 223–229
Hardeland R (2015). Melatonin in plants and other phototrophs: ad-
vances and gaps concerning the diversity of functions. J Exp
Bot, 66 (3): 627–646
Hardeland R, Madrid JA, Tan DX, Reiter RJ (2012). Melatonin, the
circadian multioscillator system and health: the need for detailed
analyses of peripheral melatonin signaling. J Pineal Res, 52 (2):
139–166
Hardeland R, Tan D X, Reiter RJ (2009). Kynuramines, metabolites
of melatonin and other indoles: the resurrection of an almost for-
gotten class of biogenic amines. J Pineal Res, 47 (2): 109–126
Hattori A, Migitaka H, Iigo M, Itoh M, Yamamoto K, Ohtani-Kaneko
R, Hara M, Suzuki T, Reiter RJ (1995). Identification of mel-
atonin in plants and its effects on plasma melatonin levels and
binding to melatonin receptors in vertebrates. Biochem Mol Biol
Int, 35 (3): 627–634
Hernández-Ruiz J, Cano A, Arnao MB (2004). Melatonin: a
growth-stimulating compound present in lupin tissues. Planta,
220 (1): 140–144
Hernández-Ruiz J, Cano A, Arnao MB (2005). Melatonin acts as a
growth-stimulating compound in some monocot species. J Pineal
Res, 39 (2): 137–142
Iriti M, Rossoni M, Faoro F (2006). Melatonin content in grape: myth
or panacea? J Sci Food Agr, 86 (10): 1432–1438
Jackson WT (1969). Regulation of mitosis. II. Interaction of isopropyl
N-phenyl-carbamate and melatonin. J Cell Sci, 5 (3): 745–755
Jan JE, Reiter RJ, Wasdell MB, Bax M (2009). The role of the thala-
mus in sleep, pineal melatonin production, and circadian rhythm
sleep disorders. J Pineal Res, 46 (1): 1–7
Jiang CQ, Zu CL (2015). Advances in melatonin and its roles in abi-
otic stress resistance in plants. Biotechnol Bull, 31 (4): 47–55 (in
Chinese with English abstract) [姜超强, 祖朝龙(2015). 褪黑素
与植物抗逆性研究进展. 生物技术通报, 31 (4): 47–55]
Kang K, Kang S, Lee K, Park M, Back K (2008). Enzymatic features
of serotonin biosynthetic enzymes and serotonin biosynthesis in
plants. Plant Signal Behav, 3 (6): 389–390
Kang K, Kim YS, Park S, Back K (2009). Senescence-induced se-
rotonin biosynthesis and its role in delaying senescence in rice
leaves. Plant Physiol, 150 (3): 1380–1393
Kang K, Kong K, Park S, Natsagdorj U, Kim YS, Back K (2011).
Molecular cloning of a plant N-acetylserotonin methyltransfer-
ase and its expression characteristics in rice. J Pineal Res, 50:
304–309
Kang K, Lee K, Park S, Byeon Y, Back K (2013). Molecular cloning
of rice serotonin N-acetyltransferase, the penultimate gene in
plant melatonin biosynthesis. J Pineal Res, 55 (1): 7–13
Kang K, Lee K, Park S, Kim YS, Back K (2010). Enhanced produc-
tion of melatonin by ectopic overexpression of human serotonin
N-acetyltransferase plays a role in cold resistance in transgenic
rice seedlings. J Pineal Res, 49 (2): 176–182
Kang S, Kang K, Lee K, Back K (2007a). Characterization of rice
tryptophan decarboxylases and their direct involvement in sero-
tonin biosynthesis in transgenic rice. Planta, 227 (1): 263–272
Kang S, Kang K, Lee K, Back K (2007b). Characterization of trypt-
amine 5-hydroxylase and serotonin synthesis in rice plants. Plant
Cell Rep, 26 (11): 2009–2015
Kanjanaphachoat P, Wei BY, Lo SF, Wang IW, Wang CS, Yu SM, Yen
ML, Chiu SH, Chen LJ (2012). Serotonin accumulation in trans-
genic rice by over-expressing tryptophan decarboxlyase results
in a dark brown phenotype and stunted growth. Plant Mol Biol,
78 (6): 525–543
Kawai Y, Ono E, Mizutani M (2014). Evolution and diversity of the
2-oxoglutarate-dependent dioxygenase superfamily in plants.
Plant J, 78 (2): 328–343
王蕊等: 高等植物褪黑素的合成和代谢研究进展 625
Kim M, Seo H, Park C, Park WJ (2016). Examination of the auxin
hypothesis of phytomelatonin action in classical auxin assay sys-
tems in maize. J Plant Physiol, 190: 67–71
Kolár J, Johnson CH, Machácková I (2002). Presence and possible
role of melatonin in a short-day flowering plant, Chenopodium
rubrum. In: Olcese J (ed). Melatonin after Four Decades. US:
Springer, 391–393
Kolář J, Johnson CH, Macháčková I (2003). Exogenously applied
melatonin (N-acetyl-5-methoxytryptamine) affects flowering of
the short-day plant Chenopodium rubrum. Physiol Plant, 118 (4):
605–612
Kolář J, Macháčková I, Eder J, Prinsen E, Van Dongen W, Van On-
ckelen H, Illnerová H (1997). Melatonin: occurrence and daily
rhythm in Chenopodium rubrum. Phytochemistry, 44 (8): 1407–
1413
Kołodziejczyk I, Bałabusta M, Szewczyk R, Posmyk MM (2015). The
levels of melatonin and its metabolites in conditioned corn (Zea
mays L.) and cucumber (Cucumis sativus L.) seeds during stor-
age. Acta Physiol Plant, 37 (6): 1–11
Korkmaz A, Değer Ö, Cuci Y (2014). Profiling the melatonin content
in organs of the pepper plant during different growth stages. Sci
Hortic, 172: 242–247
Lee HY, Byeon Y, Lee K, Lee HJ, Back K (2014). Cloning of Arabi-
dopsis serotonin N-acetyltransferase and its role with caffeic acid
O-methyltransferase in the biosynthesis of melatonin in vitro
despite their different subcellular localizations. J Pineal Res, 57
(4): 418–426
Lee HY, Byeon Y, Tan DX, Reiter RJ, Back K (2015). Arabidopsis
serotonin N-acetyltransferase knockout mutant plants exhibit
decreased melatonin and salicylic acid levels resulting in suscep-
tibility to an avirulent pathogen. J Pineal Res, 58: 291–299
Lei Q, Wang L, Tan DX, Zhao Y, Zheng XD, Chen H, Li QT, Kong J
(2013). Identification of genes for melatonin synthetic enzymes
in ‘Red Fuji’ apple (Malus domestica Borkh. cv. Red) and their
expression and melatonin production during fruit development. J
Pineal Res, 55 (4): 443–451
Lei XY, Zhu RY, Zhang GY, Dai YR (2004). Attenuation of cold-in-
duced apoptosis by exogenous melatonin in carrot suspension
cells: the possible involvement of polyamines. J Pineal Res, 36
(2): 126–131
Lenaz G (2012). Mitochondria and reactive oxygen species. Which
role in physiology and pathology. In: Scatena R, Bottoni P, Giar-
dina B (eds). Advances in Mitochondrial Medicine, Advances in
Experimental Medicine and Biology 942. Netherlands: Springer,
93–136
Lerner AB, Case JD, Heinzelman RV (1959). Structure of melatonin1.
J Am Chem Soc, 81 (22): 6084–6085
Lerner AB, Case JD, Takahashi Y, Lee TH, Mori W (1958). Isolation
of melatonin, the pineal gland factor that lightens melanocytes. J
Am Chem Soc, 80 (10): 2587
Li C (2014). Effects of light and fruit development period on apple
endogenous melatonin content (Masters thesis). Yangling:
Northwest A&F University (in Chinese with English abstract) [李
超(2014). 光照及果实发育期对苹果果实内源褪黑素含量的
影响(硕士论文). 杨凌: 西北农林科技大学]
Liu MX (2015). Regulatory function of exogenous melatonin on
flowering time in Arabidopsis thaliana (Masters thesis). Xi’an:
Northwest University (in Chinese with English abstract) [刘梦
昕(2015). 外源褪黑素对拟南芥开花时间的调节作用(硕士论
文). 西安: 西北大学]
Liu N, Jin ZY, Wang SS, Gong B, Wen D, Wang XF, Wei M, Shi QH
(2015). Sodic alkaline stress mitigation with exogenous mela-
tonin involves reactive oxygen metabolism and ion homeostasis
in tomato. Sci Hortic, 181: 18–25
Liu WH, Zhang GY, Dai RR (2003). Detection and quantification of
melatonin in leaves, flowers and seeds of baikal skullcap (Scute-
llaria baicalensis) by HPLC. Chin Bull Bot, 20 (1): 75–79 (in
Chinese with English abstract) [刘伟华, 张贵友, 戴尧仁(2003).
HPLC法测定黄芩叶、花、种子中褪黑激素的含量. 植物学
通报, 20 (1): 75–79]
Manchester LC, Tan DX, Reiter RJ, Park W, Monis K, Qi W (2000).
High levels of melatonin in the seeds of edible plants: possible
function in germ tissue protection. Life Sci, 67 (25): 3023–3029
Mukherjee S, David A, Yadav S, Baluška F, Bhatla SC (2014). Salt
stress-induced seedling growth inhibition coincides with differ-
ential distribution of serotonin and melatonin in sunflower seed-
ling roots and cotyledons. Physiol Plant, 152 (4): 714–728
Murch SJ, Hall BA, Le CH, Saxena PK (2010). Changes in the levels
of indoleamine phytochemicals during véraison and ripening of
wine grapes. J Pineal Res, 49 (1): 95–100
Murch SJ, KrishnaRaj S, Saxena PK (2000). Tryptophan is a precursor
for melatonin and serotonin biosynthesis in in vitro regenerated
St. Johns wort (Hypericum perforatum L. cv. Anthos) plants.
Plant Cell Rep, 19 (7): 698–704
Nelson DR, Schuler MA, Paquette SM, Werck-Reichhart D, Bak S
(2004). Comparative genomics of rice and Arabidopsis. Analysis
of 727 cytochrome P450 genes and pseudogenes from a monocot
and a dicot. Plant Physiol, 135 (2): 756–772
Okazaki M, Higuchi K, Aouini A, Ezura H (2010). Lowering inter-
cellular melatonin levels by transgenic analysis of indoleamine
2,3-dioxygenase from rice in tomato plants. J Pineal Res, 49 (3):
239–247
Okazaki M, Higuchi K, Hanawa Y, Shiraiwa Y, Ezura H (2009). Clon-
ing and characterization of a Chlamydomonas reinhardtii cDNA
arylalkylamine N-acetyltransferase and its use in the genetic
engineering of melatonin content in the Micro-Tom tomato. J
Pineal Res, 46 (4): 373–382
Park S, Back K (2012). Melatonin promotes seminal root elongation
and root growth in transgenic rice after germination. J Pineal
Res, 53 (4): 385–389
Park S, Byeon Y, Back K (2013a). Functional analyses of three ASMT
gene family members in rice plants. J Pineal Res, 55 (4): 409–415
Park S, Byeon Y, Back K (2013b). Transcriptional suppression of
tryptamine 5-hydroxylase, a terminal serotonin biosynthetic
gene, induces melatonin biosynthesis in rice (Oryza sativa L.). J
Pineal Res, 55 (2): 131–137
Park S, Byeon Y, Kim YS, Back K (2013c). Kinetic analysis of puri-
fied recombinant rice N-acetylserotonin methyltransferase and
植物生理学报626
peak melatonin production in etiolated rice shoots. J Pineal Res,
54 (2): 139–144
Park S, Byeon Y, Lee HY, Kim YS, Ahn T, Back K (2014). Cloning
and characterization of a serotonin N-acetyltransferase from a
gymnosperm, loblolly pine (Pinus taeda). J Pineal Res, 57 (3):
348–355
Park S, Kang K, Lee K, Choi D, Kim YS, Back K (2009). Induction
of serotonin biosynthesis is uncoupled from the coordinated
induction of tryptophan biosynthesis in pepper fruits (Capsicum
annuum) upon pathogen infection. Planta, 230 (6): 1197–1206
Park S, Kim YS, Rupasinghe SG, Schuler MA, Back K (2013d). Rice
P450 reductases differentially affect P450-mediated metabolism
in bacterial expression systems. Bioproc Biosyst Eng, 36 (3):
325–331
Park S, Le TNN, Byeon Y, Kim YS, Back K (2013e). Transient induc-
tion of melatonin biosynthesis in rice (Oryza sativa L.) during
the reproductive stage. J Pineal Res, 55 (1): 40–45
Park S, Lee DE, Jang H, Byeon Y, Kim YS, Back K (2013f). Mel-
atonin-rich transgenic rice plants exhibit resistance to herbi-
cide-induced oxidative stress. J Pineal Res, 54 (3): 258–263
Park S, Lee K, Kim YS, Back K (2012). Tryptamine 5-hydroxy-
lase-deficient Sekiguchi rice induces synthesis of 5-hydroxy-
tryptophan and N-acetyltryptamine but decreases melatonin bio-
synthesis during senescence process of detached leaves. J Pineal
Res, 52 (2): 211–216
Pelagio-Flores R, Muñoz-Parra E, Ortiz-Castro R, López-Bucio J
(2012). Melatonin regulates Arabidopsis root system architecture
likely acting independently of auxin signaling. J Pineal Res, 53
(3): 279–288
Posmyk MM, Janas KM (2009). Melatonin in plants. Acta Physiol
Plant, 31 (1): 1–11
Pothinuch P, Tongchitpakdee S (2011). Melatonin contents in mulber-
ry (Morus spp.) leaves: effects of sample preparation, cultivar,
leaf age and tea processing. Food Chem, 128 (2): 415–419
Rajniak J, Barco B, Clay NK, Sattely ES (2015). A new cyanogenic
metabolite in Arabidopsis required for inducible pathogen de-
fence. Nature, 525: 376–395
Reiter RJ, Manchester LC, Tan DX (2005). Melatonin in walnuts:
influence on levels of melatonin and total antioxidant capacity of
blood. Nutrition, 21 (9): 920–924
Reiter RJ, Tan DX, Rosales-Corral S, C Manchester L (2013). The
universal nature, unequal distribution and antioxidant functions
of melatonin and its derivatives. Mini Rev Med Chem, 13 (3):
373–384
Reiter RJ, Tan DX, Zhou Z, Cruz MHC, Fuentes-Broto L, Galano A
(2015). Phytomelatonin: assisting plants to survive and thrive.
Molecules, 20 (4): 7396–7437
Riga P, Medina S, García-Flores LA, Gil-Izquierdo Á (2014). Mela-
tonin content of pepper and tomato fruits: effects of cultivar and
solar radiation. Food Chem, 156: 347–352
Schröder P, Abele C, Gohr P, Stuhlfauth-Roisch U, Grosse W (1999).
Latest on enzymology of serotonin biosynthesis in walnut seeds.
In: Huether G, Kochen W, Simat TJ, Steinhart H (eds). Trypto-
phan, Serotonin, and Melatonin. US: Springer, 637–644
Shi H, Chan Z (2014). The cysteine2/histidine2-type transcription
factor ZINC FINGER OF ARABIDOPSIS THALIANA 6-activated
C-REPEAT-BINDING FACTOR pathway is essential for mela-
tonin-mediated freezing stress resistance in Arabidopsis. J Pineal
Res, 57 (2): 185–191
Stürtz M, Cerezo AB, Cantos-Villar E, Garcia-Parrilla MC (2011).
Determination of the melatonin content of different varieties of
tomatoes (Lycopersicon esculentum) and strawberries (Fragaria
ananassa). Food Chem, 127 (3): 1329–1334
Tan DX, Chen LD, Poeggeler B, Manchester LC, Reiter RJ (1993).
Melatonin: a potent, endogenous hydroxyl radical scavenger.
Endocr J, 1 (4): 57–60
Tan DX, Manchester LC, Di Mascio P, Martinez GR, Prado FM,
Reiter RJ (2007a). Novel rhythms of N1-acetyl-N2-formyl-5-me-
thoxykynuramine and its precursor melatonin in water hyacinth:
importance for phytoremediation. FASEB J, 21 (8): 1724–1729
Tan DX, Manchester LC, Esteban-Zubero E, Zhou Z, Reiter RJ (2015).
Melatonin as a potent and inducible endogenous antioxidant:
synthesis and metabolism. Molecules, 20 (10): 18886–18906
Tan DX, Manchester LC, Liu X, Rosales-Corral SA, Acuna-Castro-
viejo D, Reiter RJ (2013). Mitochondria and chloroplasts as the
original sites of melatonin synthesis: a hypothesis related to mel-
atonins primary function and evolution in eukaryotes. J Pineal
Res, 54 (2): 127–138
Tan DX, Manchester LC, Reiter RJ, Plummer BF, Limson J, Wein-
traub ST, Qi W (2000). Melatonin directly scavenges hydrogen
peroxide: a potentially new metabolic pathway of melatonin bio-
transformation. Free Radical Biol Med, 29 (11): 1177–1185
Tan DX, Manchester LC, Terron MP, Flores LJ, Reiter RJ (2007b).
One molecule, many derivatives: a never-ending interaction of
melatonin with reactive oxygen and nitrogen species? J Pineal
Res, 42 (1): 28–42
Tan DX, Reiter RJ, Manchester LC, Yan MT, El-Sawi M, Sainz RM,
Mayo JC, Kohen R, Allegra MC, Hardeland R (2002). Chemical
and physical properties and potential mechanisms: melatonin as
a broad spectrum antioxidant and free radical scavenger. Curr
Top Med Chem, 2 (2): 181–197
Van Tassel DL, Li J, ONeill SD (1993). Melatonin: identification of
a potential dark signal in plants (Abstract). Plant Physiol, 102
(Suppl 1): 117
Van Tassel DL, ONeill SD (2001). Putative regulatory molecules in
plants: evaluating melatonin. J Pineal Res, 31 (1): 1–7
Van Tassel DL, Roberts N, Lewy A, ONeill SD (2001). Melatonin in
plant organs. J Pineal Res, 31 (1): 8–15
Wang JY, Jiang C, Li SK, Zheng JG (2009). Study on analysis method
of melatonin and melatonin content in corn and rice seeds. Chin
Agric Bull, 25 (17): 20–24 (in Chinese with English abstract) [王
金英, 江川, 李书柯, 郑金贵(2009). 褪黑素测定方法及玉米、
水稻种子中褪黑素含量的分析研究. 中国农学通报, 25 (17):
20–24]
Wang P, Sun X, Li C, Wei ZW, Liang D, Ma FW (2013). Long-term
exogenous application of melatonin delays drought-induced leaf
senescence in apple. J Pineal Res, 54 (3): 292–302
Wang P, Yin LH, Liang D, Li C, Ma FW, Yue ZY (2012). Delayed
王蕊等: 高等植物褪黑素的合成和代谢研究进展 627
senescence of apple leaves by exogenous melatonin treatment:
toward regulating the ascorbate–glutathione cycle. J Pineal Res,
53 (1): 11–20
Wang YJ, Bu HY, Jia JF, Suo ZR (2008). RP-HPLC analysis of mela-
tonin content in different aloe tissues. Food Sci, 29 (6): 350–352
(in Chinese with English abstract) [王英娟, 步怀宇, 贾敬芬, 索
志荣(2008). RP-HPLC法测定不同芦荟中褪黑激素含量. 食品
科学, 29 (6): 350–352]
Wei W, Li QT, Chu YN, Reiter RJ, Yu XM, Zhu DH, Zhang WK, Ma
B, Lin Q, Zhang JS, Chen SY (2015). Melatonin enhances plant
growth and abiotic stress tolerance in soybean plants. J Exp Bot,
66 (3): 695–707
Wolf K, Kolář J, Witters E, van Dongen W, van Onckelen H,
Macháčková I (2001). Daily profile of melatonin levels in Che-
nopodium rubrum L. depends on photoperiod. J Plant Physiol,
158 (11): 1491–1493
Zhang L, Jia J, Xu Y, Wang Y, Hao J, Li T (2012). Production of
transgenic Nicotiana sylvestris plants expressing melatonin syn-
thetase genes and their effect on UV-B-induced DNA damage. In
Vitro Cell Dev—Plant, 48 (3): 275–282
Zhang N, Sun QQ, Zhang HJ, Cao YY, Weeda S, Ren SX, Guo YD
(2015). Roles of melatonin in abiotic stress resistance in plants. J
Exp Bot, 66 (3): 647–656
Zhao JF, Yang HG, Li JY (2015). Detection and quantification of
melatonin from Aloe vera, medlar leaves and mulberry leaves
by HPLC-UV. Food Ind, 36 (2): 266–270 (in Chinese with
English abstract) [赵建芬, 杨海贵, 李静仪(2015). HPLC-UV
法检测芦荟、枸杞叶和桑叶中的褪黑素. 食品工业, 36 (2):
266–270]
Zhao Y, Tan DX, Lei Q, Chen H, Wang L, Li QT, Gao YN, Kong J
(2013). Melatonin and its potential biological functions in the
fruits of sweet cherry. J Pineal Res, 55 (1): 79–88
Zuo BX, Zheng XD, He PL, Wang L, Lei Q, Feng C, Zhou JZ, Li QT,
Han ZH, Kong J (2014). Overexpression of MzASMT improves
melatonin production and enhances drought tolerance in trans-
genic Arabidopsis thaliana plants. J Pineal Res, 57: 408–417
Research progress of melatonin biosynthesis and metabolism in higher plants
WANG Rui, YANG Xiao-Long, XU Hui*, LI Tian-Lai
Key Laboratory of Protected Horticulture of Liaoning Province, Key Laboratory of Protected Horticulture of Education Ministry
and Liaoning Province, College of Horticulture, Shenyang Agriculture University, Shenyang 110866, China
Abstract: Melatonin is a conservative small molecule in the process of biological evolution which not only
plays an important role in animals and human body, but also has extensive physiological function in plants.
Tryptophan turns into melatonin with the catalytic action of four synthetizes: TDC, T5H, SNAT and ASMT.
Melatonin can have resolved into 2-hydroxymelatonin by M2H in plant cell. The content of melatonin in plants
is impacted by internal genetic characteristics and external environment factors. This paper presents the re-
search progress of melatonin synthesis and metabolic pathways, and accumulation in plants.
Key words: melatonin; biosynthesis; metabolism; 2-hydroxymelatonin; stress resistance
Received 2016-02-24 Accepted 2016-04-21
This work was supported by the National Natural Science Foundation of China (Grant No. 31000921) and Scientific Research Foundation for the
Returned Overseas Chinese Scholars, Ministry of Education of China (Grant No. [2011]1568).
*Corresponding author (E-mail: xuhuiaa@126.com).