全 文 ：植物生理学通讯 第 45 卷 第 5 期，2009 年 5 月 419
收稿 2009-02-06 修定 　2009-04-17
资助 辽宁省科技项目(20 0820 8001 )、辽宁省高校科研项目
(2008S211)、沈阳市科技项目(1081191 -3-00)和沈阳
农业大学青年基金(2 0 0 7 )。
* 通讯作者(E-mail: lijunzhang8@yahoo.com.cn; Tel: 024-
8 8 4 8 7 1 6 3 )。
植物的苹果酸代谢和转运
宋超, 张立军 *, 贾永光, 崔国瑞, 崔震海, 朱延姝
沈阳农业大学生物科学技术学院, 沈阳 110161
Malate Metabolism and Transport in Plants
SONG Chao, ZHANG Li-Jun*, JIA Yong-Guang, CUI Guo-Rui, CUI Zhen-Hai, ZHU Yan-Shu
College of Biological Science and Technology, Shenyang Agricultural University, Shenyang 110161, China
提要: 本文简要回顾了苹果酸代谢和转运的研究进展。
关键词: 苹果酸; 苹果酸代谢; 苹果酸转运; 苹果酸转运蛋白
苹果酸(malic acid, malate)是一种四碳二羧酸,
参与许多细胞代谢, 还作为碳素和还原力载体在细
胞质与细胞器以及细胞器之间传递碳素和还原力。
在线粒体中, 苹果酸是三羧酸(TCA)循环的中间产
物。在 C4 植物中, 苹果酸作为 CO2 的载体, 将碳
素由叶肉细胞转运到维管束鞘细胞中, 从而实现两
种不同类型细胞在光合碳同化中的协同作用。苹
果酸在CAM植物中, 在夜间贮藏于液泡中起CO2载
体的作用。苹果酸还参与气孔开闭的调节。在植
物细胞内, 苹果酸是将不同细胞器的多种代谢联系
起来的物质, 参与多种代谢反应的调控(Scheibe
2004)。因此, 了解苹果酸与细胞内各种代谢过程
的关系及其转运机制, 将有助于对植物细胞代谢整
合和代谢调控的理解, 并为在 C3 植物中建立 C4 光
合循环的研究提供理论依据。本文简要回顾这一
领域的研究进展。
1 植物苹果酸代谢的关键酶
细胞通过苹果酸的合成和氧化反应使其行使
还原力载体和碳素载体的功能。催化苹果酸合成
和氧化的酶有延胡索酸酶、苹果酸合酶、苹果酸
酶和苹果酸脱氢酶。
1.1 延胡索酸酶 延胡索酸酶(fumarase, EC4.2.1.2)
主要存在于线粒体中, 在三羧酸循环中催化延胡索
酸发生可逆水合反应生成苹果酸。延胡索酸酶在
动物和酵母的细胞质中也有存在, 虽然尚未见到此
酶存在于植物细胞质中的实验证据, 但胡萝卜的组
织培养细胞能够向胞外分泌延胡索酸酶(Kim和Lee
2002), 由此可推测此酶也可能存在于植物细胞质
中。在结构上, 延胡索酸酶可分为两类: 一类仅在
原核生物和低等藻类中发现, 是由2个相同含铁硫
亚基组成的二聚体, 亚基的分子量为 57~60 kDa
(Reaney等1993); 另一类存在于哺乳动物和高等植
物中, 是由 4 个相同亚基构成的四聚体, 亚基的分
子量为 48~50 kDa (Suzuki 等 1989)。
在三羧酸循环中, 由延胡索酸酶催化生成的苹
果酸, 可以被氧化产生NADH进入呼吸电子传递链
进行氧化磷酸化生成ATP, 还可以通过反向转运促
进线粒体吸收其它羧化底物。在非光合细胞中, 苹
果酸也可通过苹果酸/草酰乙酸穿梭从线粒体中转
运到细胞质中氧化产生还原力, 参与硝酸还原和过
氧化体的羟基丙酮酸还原(Kromer 1995)。延胡索
酸酶是三羧酸循环的重要控制点, 其活性受丙酮
酸、α- 酮戊二酸、ATP、ADP 和 AMP 的抑制
(Behal 和 Oliver 1997)。在油料作物种子萌发的早
期阶段, 脂肪酸部分通过乙醛酸途径转化为其它物
质, 只有少部分中间产物进入三羧酸循环进行能量
的产生。Falk 等(1998)的研究表明, 随着油菜幼苗
发育对能量需求的增加, 乙醛酸循环逐渐消失, 延
胡索酸酶的活性逐渐提高, 而且, 延胡索酸酶活性
在种子萌发期和幼苗发育早期主要受 mRNA水平
调控。转延胡索酸酶反义基因的研究表明, 抑制此
酶的活性会降低呼吸速率, 但转基因的番茄植株在
专论与综述 Review
植物生理学通讯 第 45 卷 第 5 期，2009 年 5 月420
发育早期阶段高于野生型(Nunes-Nesi 等 2007), 这
可能是由于此酶活性的下降有利于种子贮存物质向
其它物质的转化, 这也提示人们, 在种子萌发的早
期阶段适当的抑制呼吸作用可以促进幼苗的伸长生
长。然而, 乙醛酸途径向三羧酸循环途径转换的调
节机制尚不清楚。Shen 和 Oden (2002)的研究表
明, 延胡索酸酶活性与欧洲云杉(Picea abies)、小
干松(Pinus contorta)、垂枝桦(Betula pendula)和
欧洲山毛榉(Fagus sylvatica)种子的休眠程度密切相
关, 是衡量这些植物种子休眠程度的可靠指标。这
暗示高浓度的苹果酸可能与休眠种子的萌发启动有
关。
Nast和Rober (1996)从马铃薯中克隆出延胡索
酸酶基因(StFum-1), 此基因在花、幼叶、保卫细
胞和块茎中高效表达, 其产物均含有典型的导肽序
列。拟南芥的延胡索酸酶基因长 1 770 bp, 酶蛋白
的预测分子量为52.8 kDa, 与来自其它真核生物和
细菌中的 Fum1 基因高度同源(Behal 和 Oliver
1997)。Nunes-Nesi 等(2007)从番茄中克隆出延胡
索酸酶的 cDNA。在动物和酵母中, 线粒体和细胞
质型延胡索酸酶是由同一个基因编码的。在大鼠
中, 胞质型和线粒体型酶通过不同的翻译起始点形
成(Tuboi等1990); 而在酵母中, 同一翻译产物在内
切蛋白酶作用下形成不同类型的酶( S t e i n 等
1994)。在植物中还缺少这方面的研究资料。
1.2 苹果酸合酶 苹果酸合酶(malate synthase, EC
4.1.3.2)是乙醛酸体特有的酶类, 在乙醛酸循环过程
中催化乙醛酸与乙酰 CoA反应生成苹果酸。在许
多高等植物种子中, 脂肪都是重要的储存物质之
一。种子萌发过程中, 在乙醛酸体内, 脂肪氧化分
解产生的乙酰 CoA在苹果酸合酶催化下与乙醛酸
反应生成苹果酸, 后者可进入细胞质通过糖的异生
途径生成蔗糖, 也可通过苹果酸穿梭进入线粒体中,
参与三羧酸循环。在种子萌发过程中, 苹果酸合酶
活性较高, 随着幼苗的生长, 种子中的脂肪不断减
少, 苹果酸合酶活性也不断减弱, 乙醛酸循环逐渐
消失。Comai 等(1989a)研究油菜中苹果酸合酶在
时间和空间上表达的结果表明, 在油菜种子胚形成
后期苹果酸合酶mRNA大量积累, 在子叶中的含量
最高; 在干燥种子和处于萌发后期的胚中均有苹果
酸合酶活性, 在幼苗期的子叶中活性最高, 而在新
长出真叶中无活性。但有研究表明, 苹果酸合酶缺
失的拟南芥幼苗的生长速度和脂肪分解速度只是略
低于野生型, 所以在拟南芥幼苗中可能存在其它脂
肪转化的酶类(Cornah 等 2004)。Comai 等(1989a)
采用RNA杂交等技术研究证明, 油菜的苹果酸合酶
和其它乙醛酸循环酶类(如异柠檬酸裂解酶)在种子
萌发过程中受转录和转录后调控。苹果酸合酶多
肽含有 561 个氨基酸残基, 分子量为 63.7 kDa。
Comai 等(1989b)从油菜中克隆出 5 种苹果酸合酶
cDNA, 这 5 种苹果酸合酶 mRNA 是由同一基因家
族的高度保守成员编码的。
1.3 苹果酸脱氢酶 苹果酸脱氢酶(malate dehydrog-
enase, MDH, EC1.1.1.37)催化苹果酸发生可逆的脱
氢反应, 将苹果酸脱氢转化为草酰乙酸或将草酰乙
酸还原成苹果酸, 还可作为苹果酸转运系统的一部
分, 平衡细胞各区域间的苹果酸分布( Sche ib e
2004)。植物的 MDH 包括 2 种类型: 以 NADP+ 为
辅基的MDH (NADP-MDH), 主要存在于叶绿体中,
也存在于细胞质; 而以NAD+为辅基的MDH (NAD-
MDH), 分布于线粒体、细胞质、过氧化体和乙醛
酸体中(Gietl 1992)。MDH是由相同或相似的亚基
组成的二聚体或四聚体, 亚基分子量为 3 0 ~ 3 5
kDa。不同MDH的一级结构相似性较低, 但是, 与
催化关键部位、辅助因子结合部位和亚基表面结
合部位相关的序列具有较高的同源性, 此外, 与催
化功能有关的三维结构组成元件高度保守且其三维
结构十分相似(Goward 和 Nicholls 1994)。
在叶绿体中, 苹果酸脱氢酶催化反应的氢受
体 / 氢供体为 NADP+/NADPH。在 C3 植物叶绿体
中, MDH催化草酰乙酸生成的苹果酸通过苹果酸/
草酰乙酸穿梭转运到细胞质中(Gietl 1992), 氧化产
生NADH为硝酸还原反应提供还原力(Backhausen
等 1 9 9 4 ) , 并且为氨基酸合成提供碳骨架。在
NADP-ME 型 C4 植物(如玉米、甘蔗、高粱和马
唐)叶肉细胞中, 由磷酸烯醇式丙酮酸(PEP)与
HCO3-反应生成的草酰乙酸进入叶绿体, 在那里被
MDH还原为苹果酸, 后者转运到维管束鞘细胞叶绿
体中, 脱羧释放CO2参与卡尔文循环。这类植物叶
肉细胞的叶绿体MDH活性是C3植物的10倍(Gietl
1992), 且活性受光调节(Scheibe 2004)。
在线粒体内, MDH 主要催化苹果酸发生氧化
反应, 生成的草酰乙酸参与三羧酸循环。线粒体
MDH催化苹果酸脱氢生成NADH, 这种催化反应与
植物生理学通讯 第 45 卷 第 5 期，2009 年 5 月 421
呼吸电子传递链的细胞色素途径相偶联, 因此受鱼
藤酮和抗霉素 A 的抑制(Rustin 等 1980)。在光呼
吸过程中, 线粒体 MDH 可以催化草酰乙酸生成苹
果酸, 转运到过氧化体为甘油酸的生成提供还原力
(Gietl 1992)。这表明苹果酸和线粒体MDH对线粒
体和过氧化体之间的还原力交换起作用。
Sänenstrand 和 Strid (2004)的研究表明: 在豌
豆乙醛酸体 β-氧化过程中, MDH催化苹果酸氧化
生成草酰乙酸; 镉元素能够诱导成熟豌豆叶片表达
乙醛酸体 MDH。这说明乙醛酸体 MDH的表达除
受植物生长发育调节外, 还受环境因子的调控。
在过氧化体中, MDH 催化苹果酸脱氢产生
NADH, 为羟基丙酮酸转化为甘油酸提供还原力
(Gietl 1992)。在拟南芥中有 2 种过氧化体 MDH
(pMDH1 和 pMDH2), pMDH1 在幼苗中表达, 而
pMDH2 在叶片中表达。在C3 植物叶肉细胞中, 过
氧化体参与光呼吸过程中的碳素和氮素的循环利
用, 是 C3 植物抵御逆境的重要机制。但Cousins等
(2008)的研究表明 pmdh双缺失的拟南芥突变体光
合效率只稍低于野生型, 具有较高的CO2补偿点, 但
在空气中仍能生长, 表明在过氧化体中存在其它为
羟基丙酮酸还原提供还原力的途径。这一事实说
明, 在植物体内苹果酸代谢网络的复杂性和不同代
谢途径的互补性。
在细胞质中, MDH 催化苹果酸氧化脱氢为硝
酸还原过程提供还原力(Scheibe 2004)。在大豆幼
苗和豆荚细胞质中, NAD-MDH催化苹果酸氧化生
成的草酰乙酸参与细胞质中的硝酸还原(Imsande等
2001)。拟南芥、菠菜和无根瘤的大豆在吸收同
化铵盐时, 根细胞质高水平表达NAD-MDH (Noctor
和 Foyer 1998)。这些实验都表明细胞质中的苹果
酸和 NAD-MDH 对硝酸还原非常重要。Scheibe
(2004)认为, 苹果酸还可能作为一种氧化还原信号
调控氮素的吸收和同化。
1.4 苹果酸酶 苹果酸酶(malate enzyme, ME)以二价
金属离子作为辅助因子, 催化苹果酸氧化脱羧生成
丙酮酸、CO2 和 NAD(P)H (Edwards 和 Andreo
1992)。植物的 ME 可分为两大类: (1) NAD-ME
(EC1.1 .1 .39) , 主要存在于线粒体中(Artus 和
Edwards 1985); (2) NADP-ME (EC1.1.1.40), 分为
胞质型 NADP-ME 和质体型 NADP-ME, 胞质型
NADP-ME存在于细胞质中, 而质体型NADP-ME存
在于质体和叶绿体中(程玉祥和柳参奎 2007)。
在 NAD-ME 型 C4 植物的叶肉细胞线粒体中,
MDH催化草酰乙酸还原为苹果酸, 后者转入维管束
鞘细胞线粒体, 在 NAD-ME 催化下脱羧形成 CO2,
CO2 转移到叶绿体中进入卡尔文循环(李卫华等
1999)。在CAM植物中, 胞质型NADP-ME催化苹
果酸脱羧, 生成的CO2参与叶绿体中的卡尔文循环
(王晨等1997), 生成的丙酮酸转运到线粒体中参与
三羧酸循环(Day 和 Hanson 1977)。
线粒体中NAD-ME催化苹果酸脱羧, 产生的丙
酮酸参与三羧酸循环(Jenner 等 2001), 具有调控氧
化磷酸化的作用。当植物受到伤害时, NAD-ME的
活性增强。Palmer (1976)的研究表明在有鱼藤酮
和氰化物存在的条件下, 外加NAD+促进马铃薯块
茎线粒体NAD-ME催化的苹果酸氧化, 说明线粒体
NAD-ME对鱼藤酮不敏感(Rustin等 1980), 并与抗
氰途径相偶联(Rustin和 Lance 1986)。线粒体苹果
酸的NAD-ME氧化途径是线粒体呼吸代谢多样性
的组成部分, 其存在可以增强植物适应外界环境变
化的能力。
C4植物叶片维管鞘细胞叶绿体中含有丰富的
NADP-ME, 能够催化来自叶肉细胞的苹果酸脱羧产
生 CO2, 为 Rubiso 提供碳源(Casati 等 1999), 这是
NADP-ME型C4植物有较高光合效率的重要原因。
Kromer和Scheibe (1996)的研究证明叶绿体中的质
体型NADP-ME催化苹果酸脱羧产生的一部分丙酮
酸, 参与叶绿体中脂肪酸的合成。在蓖麻等油料作
物种子中, 白色体中的质体型NADP-ME可为长链
脂肪酸合成提供 N A D P H 和丙酮酸( S mi t h 等
1992)。
细胞质中 NADP-ME 催化反应的产物丙酮酸
和 NADPH 参与植物防御反应和对环境胁迫的反
应。Crecelius 等(2003)发现, 经过寒冷锻炼的黑麦
具有较高的NADP-ME活性。Miszalski等(2008)研
究松叶菊属植物时发现, 盐胁迫下, NADP-ME 活
性增强3.9~17.7倍。植物受到物理损伤和UV-B伤
害时会诱导木质素合成, 并在细胞壁内和细胞壁间
逐渐沉积。还有研究表明, NADP-ME 催化的反应
可为木质素单体的合成提供 NADPH (Casati 等
1999)。NADP-ME 催化苹果酸脱羧形成的丙酮酸
还参与莽草酸途径, 并形成丙酮酸族氨基酸和一些
与防御反应有关的次生代谢物质(Casati 等 1999)。
植物生理学通讯 第 45 卷 第 5 期，2009 年 5 月422
2 植物苹果酸转运蛋白
在细胞质膜和细胞器膜上存在多种苹果酸转
运蛋白负责苹果酸的跨膜转运, 从而将细胞内各个
亚细胞区域的苹果酸代谢联系了起来, 从而实现碳
素和还原力在细胞质与线粒体、叶绿体、过氧化
体和乙醛酸体之间的有效分配。
2.1 叶绿体苹果酸转运蛋白 叶绿体内膜上存在 3
种苹果酸转运蛋白: 苹果酸 /α- 酮戊二酸转运蛋
白、苹果酸 / 谷氨酸转运蛋白和苹果酸 /草酰乙酸
转运蛋白(Brautigam等 2008)。
苹果酸/α-酮戊二酸转运蛋白(DiT1)主要负责
苹果酸向叶绿体外转运和 α- 酮戊二酸向内转运
(Weber 等 1995; Schneidereit 等 2006)。苹果酸 / 谷
氨酸转运蛋白(DiT2)负责苹果酸向内转运和谷氨酸
向外转运(Renné 等 2003)。在玉米中, DiT1 称为
DCT (1~3), 而DiT2称为OMT1 (Taniguchi等2002,
2004)。DCT1 和 OMT1 在叶肉细胞叶绿体膜上大
量表达, 而 DCT2/3 在维管束鞘细胞叶绿体膜上大
量表达(Taniguchi 等 2004; Majeran 等 2008)。
Taniguchi等(2004)认为, DCT2/3在维管束鞘细胞叶
绿体膜可能执行输入苹果酸的功能。这个观点与
Renné等(2003)的研究结果不一致。Schneidereit等
(2006)采用反义RNA技术促使烟草植株中的DiT1
表达沉默后, 苹果酸输出能力减弱, 因而叶片中有
机酸积累, 氨基酸的合成也受到抑制, 光合速率下
降, 蔗糖合成能力降低(Hodges 2002; Lancien 等
2000)。这表明光合作用与叶绿体的苹果酸输出和
α- 酮戊二酸的输入有关。Woo 等(1987)和 Renné
等(2003)研究苹果酸、α- 酮戊二酸和谷氨酸在叶
绿体膜上转运动力学的结果表明, DiT1 和DiT2通
过苹果酸穿梭将α-酮戊二酸的输入和谷氨酸的输
出偶联在一起(图 1)。
图 2 光下和暗中叶绿体膜的苹果酸 / 草酰乙酸转运(根据 Scheibe 等 2004, 略有改动)
T: 苹果酸 / 草酰乙酸转运蛋白; DHAP: 磷酸二羟丙酮; 1,3-PGA: 1,3- 二磷酸甘油酸; 3-PGA: 3- 磷酸甘油酸。
叶绿体膜上的苹果酸/草酰乙酸转运蛋白具有
输出苹果酸和输入草酰乙酸的作用。这种转运能
够为细胞质、过氧化体和线粒体提供还原力, 苹果
酸也可再转运到液泡储存(Martinoia 和 Rentsch
1994)。叶绿体草酰乙酸 / 苹果酸转运蛋白的转运
过程在光暗条件下都可进行(Scheibe 2004)。在光
照条件下, 绿色组织叶绿体光反应产生的还原力, 通
过苹果酸 /草酰乙酸穿梭转运到细胞质中(图2); 在
黑暗条件下, 绿色组织叶绿体及非绿色组织质体的
苹果酸/草酰乙酸穿梭将淀粉分解过程产生的还原
图 1 叶绿体苹果酸 / 谷氨酸和苹果酸 /α-酮戊二酸转运
的协同模式(根据 Renné等 2003, 稍有改动)
植物生理学通讯 第 45 卷 第 5 期，2009 年 5 月 423
力, 以苹果酸形式转运到细胞质中(图 2)。Heineke
等(1991)的工作表明菠菜叶绿体膜苹果酸 /草酰乙
酸穿梭受到叶绿体内NADP-MDH活性与跨叶绿体
内膜氧化还原梯度的调控, 他们认为叶绿体膜苹果
酸/草酰乙酸转运蛋白的转运作用能够维持叶绿体
和细胞质所需的氧化还原状态。
2.2 线粒体苹果酸转运蛋白 现已发现在线粒体内
膜上存在 4 种苹果酸转运蛋白: 苹果酸 / 柠檬酸转
运蛋白、苹果酸 / 磷酸转运蛋白、苹果酸 / 草酰
乙酸转运蛋白和苹果酸 /α - 酮戊二酸转运蛋白
(Martinoia 和 Rentsch 1994)。
线粒体苹果酸/柠檬酸转运蛋白负责苹果酸向
内转运和柠檬酸向外转运。细胞质中由 N A D -
MDH 脱氢酶催化生成的苹果酸, 可转运到线粒体
中。柠檬酸作为苹果酸转运的平衡离子, 由线粒体
转运到细胞质中, 转变为α-酮戊二酸, 参与NH3的
同化(Martinoia 和Rentsch 1994)。柠檬酸还是磷酸
果糖激酶的变构抑制剂, 可使糖酵解减速, 而实现
植物呼吸作用的反馈调节。与动物相比, 植物线粒
体苹果酸 / 柠檬酸转运蛋白的转运能力较低, 受高
浓度 1 , 2 , 3 - 苯三甲酸和 N - 丁基丙二酸的抑制
(McIntosh 和 Oliver 1992)。
苹果酸/磷酸转运蛋白负责苹果酸向内转运和
磷酸向外转运。这种苹果酸转运蛋白对苹果酸的
Km 值为 0.2 mmol·L-1, 对磷酸离子的 Km 值为 1.5
mmol·L-1 (Martinoia 和 Rentsch 1994)。采用单克
隆抗体技术获得的这种转运蛋白的分子量约为 26
kDa (Vivekananda 等 1988)。苹果酸 / 磷酸转运蛋
白和丙酮酸 /OH-转运蛋白能够为线粒体三羧酸循
环提供反应底物, 是三羧酸循环中间产物的补充机
制。
苹果酸/草酰乙酸转运蛋白在植物绿色组织和
非绿色组织的线粒体内膜上均有存在 (Zoglowek等
1988), 负责苹果酸向外和草酰乙酸向内转运。但
也有人认为线粒体内膜上苹果酸与草酰乙酸的交换
运输可能是通过两种单向转运蛋白分别催化完成
(Oliver 和 Walker 1984)。这方面还缺少蛋白和分
子水平的研究证据。由线粒体输出的苹果酸在细
胞质中氧化脱氢, 卸下的还原力用于细胞质中各种
代谢, 而形成的草酰乙酸转运回线粒体, 维持三羧
酸循环的草酰乙酸水平(图 3)。线粒体具有向过氧
化体高水平转运苹果酸的能力, 通过这种转运几乎
将甘氨酸氧化形成的全部还原力转运到过氧化体
中, 以维持光呼吸的进行(Ebbighausen 等 1987)。
Pastore等(2003)的工作表明, 硬粒小麦和烟草线粒
体中的NADH氧化速率受到苹果酸/草酰乙酸穿梭
的限制。在生理条件下的苹果酸 /草酰乙酸穿梭能
够逆浓度梯度进行, 以致细胞质中苹果酸浓度高出
草酰乙酸100倍(Stern等1952), 转运不受外界高浓
度苹果酸和其它二羧酸的抑制(Oliver 和 Walker
1 9 8 4 ) , 但受线粒体内草酰乙酸浓度的调控
(Zoglowek等 1988 )。这表明苹果酸向外转运对维
持线粒体内的氧化还原状态(NADH/NAD+)至关重
要。
线粒体苹果酸/α-酮戊二酸转运蛋白负责苹果
酸向外转运和 α- 酮戊二酸向内转运。这种转运蛋
白也可以进行 α- 酮戊二酸与丙二酸、琥珀酸、草
酰乙酸的反向转运(Lanoue 和 Schooiwerth 1979)。
关于这个蛋白还未见到其它的研究报道。
2.3 液泡苹果酸转运蛋白 液泡膜上负责苹果酸吸
收和释放的转运蛋白为阴离子通道, 其作用是通过
苹果酸的转运调节液泡内外的代谢反应、渗透势
和电化学环境(Luttge 1987)。
Hafke 等(2003)用膜片钳技术研究 CAM 植物
大叶落地生根(Kalanchoe daigremontiana)液泡膜苹
果酸转运蛋白, 确定一种内向整流的阴离子通道是
液泡吸收苹果酸的主要途径。它的转运是一个耗
能过程, 驱动力是 V-ATPase 和 V-Ppiase (Luttge 等
2002)。液泡每吸收1分子苹果酸, 需向内泵入2个
H+ (Luttge 1987)。这种转运蛋白对多种二羧酸具
有选择性, 延胡索酸较苹果酸更容易进入液泡
(White 和 Smith 1989)。
负责释放苹果酸的通道蛋白可能具有苹果酸
图 3 线粒体内膜的苹果酸 / 草酰乙酸转运
(根据 Zoglowek 等 1988, 略有改动)
植物生理学通讯 第 45 卷 第 5 期，2009 年 5 月424
特异性(Luttge 等 2002)。Hedrich 和 Neher (1987)
发现, 液泡膜上存在一种转运能力低的膜电压依赖
型通道蛋白, 可能负责苹果酸的向外转运。轮藻细
胞质中高浓度的 Ca2+ 能够促进液泡中苹果酸的释
放, 细胞质苹果酸浓度也影响液泡中苹果酸的释放
(Williamson和 Ashley 1982)。Hafke 等(2003)认为,
在不断变化的环境条件下, 液泡对苹果酸的吸收和
释放会受到不同程度调节, 以保持细胞内部代谢反
应平衡。
2.4 过氧化体苹果酸转运蛋白 过氧化体中的苹果
酸主要作用是为羟基丙酮酸转化成甘油酸提供还原
力(Agepati等1998)。过氧化体膜对NADH和NAD
的通透性非常小, 其跨膜转运必须依赖苹果酸穿梭
(李朝霞等 2003)。现在的看法认为细胞质中的苹
果酸通过过氧化体膜上的苹果酸/草酰乙酸转运蛋
白(Cousins 2008)和苹果酸 / 天冬氨酸转运蛋白
(Reumann 2000)转运到过氧化体中。
2.5 乙醛酸体苹果酸转运蛋白 Mettler 和 Beevers
(1980)认为乙醛酸体膜上存在苹果酸 /天冬氨酸转
运蛋白, 负责苹果酸的外向转运。Reumann 等
(1997)研究蓖麻乙醛酸体膜上的孔蛋白, 结果表明,
其电生理学性质与菠菜叶片过氧化体膜的孔蛋白极
其相似, 对 C4 酸具有较高的亲和力。
2.6 细胞膜苹果酸转运蛋白 植物细胞可以通过细
胞膜上的苹果酸转运蛋白, 在细胞之间或细胞与外
界之间进行苹果酸的交换。研究较多的是植物根
部铝敏感型苹果酸转运蛋白和保卫细胞膜阴离子通
道蛋白(张蜀秋等 2000)。Hoekenga 等(2006)发现
拟南芥根尖细胞细胞膜上存在一种铝敏感型苹果酸
转运蛋白( A t A L M T 1 ) , 在小麦根中也有存在
(TaALMT1) (Pineros 等 2008)。ALMT1 负责向胞
外分泌苹果酸, 与土壤中Al3+螯合成无毒复合物, 同
时可能向内转运Cl-、NO3-和SO42-等离子, 这对植
物解除铝毒害具有一定的意义(李德华等 2004)。
此外, 刘晓忠等(1993)的工作表明耐涝玉米品种的
根系能够积累一定量的苹果酸, 认为根部苹果酸代
谢是调节涝渍条件下乙醇发酵的重要因素。
Hedrich和Marten (1993)用膜片钳位技术在蚕豆保
卫细胞细胞膜上发现的一种阴离子通道(GCAC)有
微弱苹果酸转运能力(透过能力: NO3- > I- > Br-> Cl- >>
苹果酸)。但这种苹果酸转运的意义还不清楚。
3 苹果酸在植物联系不同亚细胞场所代谢中的作
用
苹果酸不仅参与许多亚细胞场所的代谢活动,
还作为碳素和还原力载体将不同亚细胞场所的相关
代谢活动联系起来(图4), 起稳定亚细胞场所内部环
境和协调不同亚细胞场所代谢活动的作用。在各
亚细胞场所(线粒体、叶绿体、过氧化体、液泡
和细胞质)苹果酸代谢和转运的主要作用是保持细
胞内不同区域还原力的代谢平衡。在强光下叶绿
体光反应生成的ATP和NADPH数量超出卡尔文循
环所需 ATP 和 NADPH 量的几个数量级(Huner 等
1998), 过剩的还原力需要在短时间内高效率的转运
出去, 苹果酸是其中的重要转运途径之一。线粒体
也可借助于苹果酸穿梭来维持自身的氧化还原状
态, 并与细胞质交换碳素和还原力( Kr omer 等
1988)。在过氧化体、叶绿体和线粒体共同完成
光呼吸代谢的过程中, 过氧化体甘油酸的合成所需
要 的 还 原 力 也 是 通 过 苹 果 酸 穿 梭 转 运 的
(Raghavendra 和 Padmasree 2003)。
以上事实说明, 在植物体内苹果酸代谢网络是
复杂的, 不同的代谢途径之间是互补的。
4 结语
综上所述, 苹果酸是将不同亚细胞场所多种代
谢过程联系起来的重要碳素和能量载体, 对细胞的
代谢调控有重要作用。由于苹果酸在细胞内的代
谢和转运涉及到多种细胞器、酶和转运蛋白, 其调
节机制非常复杂, 在某些方面的研究资料还有限, 所
以目前还不能清楚的了解苹果酸在植物细胞内代谢
和转运过程的每个细节, 也不能提出一个调节模
型。因此, 还需要深入研究, 否则将影响与苹果代
谢和转运有关的代谢调控研究的进展, 例如, 在 C3
植物中建立C4光合循环就离不开对苹果酸代谢和
转运的调控。因此我们认为, 在现有的研究工作的
基础上, 可在如下几个方面展开研究, 这将有助于
人们对植物苹果酸代谢和转运的进一步了解。
(1)苹果酸代谢酶在基因水平上的表达调节机
制, 例如, 在植物中是否存在细胞质型延胡索酸酶?
此外, 在种子萌发时的延胡索酸酶基因表达或活性
是如何调节的? 在不同环境条件下, 植物是如何控
制苹果酸脱氢酶的催化方向而调节细胞代谢的? 苹
果酸合酶在乙醛酸循环中的地位如何, 也需研究
(Cornah 等 2004)。
植物生理学通讯 第 45 卷 第 5 期，2009 年 5 月 425
(2)苹果酸转运蛋白的结构、转运调节及分子
基础。在叶绿体膜和线粒体膜上既存在苹果酸的
外向转运, 也存在内向转运, 这两种转运是由不同
类型的转运蛋白分别进行的, 还是由同一种类型的
转运蛋白进行的?如果是后者, 转运方向的转换是如
何调节的? 这个问题的阐明将会有助于在C3植物中
建立 C4 光合循环的尝试和探讨。在线粒体内膜上
苹果酸与草酰乙酸的交换运输如果可以通过两种单
向转运蛋白分别催化完成的话, 那么两种蛋白之间
的调控机制又是怎样的? 迄今还缺少蛋白和分子水
平上的证据。
(3)苹果酸的调节作用及机制。从理论上推测
苹果酸除作为碳源和还原力载体参与代谢活动以
外, 还可能对许多细胞代谢应具有直接的调节作用,
但迄今还很少见到这方面的研究报道。但有报道
暗示, 认为存在这方面的可能性。例如, 在兼性
CAM植物冰叶日中花叶片中, 延胡索酸酶活性远低
于C3植物(Miszalski等2008), 一般认为, CAM植物
中的苹果酸含量是较高的。此外, 延胡索酸酶活性
与云杉、小干松、垂枝桦和欧洲山毛榉种子的休
眠程度密切相关, 这些都暗示苹果酸参与延胡索酸
酶的基因表达或活性的调节(参与种子萌发启动的
调节 ) 。
(4)苹果酸在液泡膜、乙醛酸体膜、过氧化
体膜和细胞膜的转运蛋白的研究也应给予更多的关
注。
参考文献
程玉祥, 柳参奎(2007). 水稻 NADP- 苹果酸酶的原核表达、纯
化和抗体制备. 植物生理学通讯, 43 (5): 847~851
李朝霞, 赵世杰, 孟庆伟(2003). 光呼吸途径及其功能. 植物学通
报, 20 (2): 190~197
李德华, 黄升谋, 贺立源, 刘武定(2004). 植物根系有机酸的分泌
和解铝毒作用. 植物生理学通讯, 40 (4): 505~510
李卫华, 郝乃斌, 戈巧英, 张其德(1999). C3 植物中 C4 途径的研究
进展. 植物学通报, 16 (2): 97~106
刘晓忠, 汪宗立, 高煜珠(1993). 涝渍逆境下玉米根系苹果酸代谢
与耐涝性的关系. 植物生理学通讯, 26 (6): 413~415
王晨, 尉亚辉, 吴丽园(1997). NADP- 苹果酸酶活性变化及其在
CAM 运行中的调节. 西北植物学报, 17 (2): 200~204
张蜀秋, 刘新, 娄成后(2000). 保卫细胞碳代谢与气孔运动. 植物
学通报, 17 (4): 345~351
Artus N, Edwards G (1985). NAD-malic enzyme from plants. FEBS
Lett, 182: 225~233
图 4 光照条件下 C3 植物光合细胞的苹果酸转运
Mal: 苹果酸; OAA: 草酰乙酸; Glu: 谷氨酸; Oga: α- 酮戊二酸; Cit: 柠檬酸; Asp: 天冬氨酸; Pi: 磷酸; Gln: 谷氨酰胺; Fum: 延胡
索酸; Pyr: 丙酮酸; PEP: 磷酸烯醇式丙酮酸; Glycerate: 甘油酸; Ser: 丝氨酸。
植物生理学通讯 第 45 卷 第 5 期，2009 年 5 月426
Agepati SR, Sigrun R, Hans WH (1998). Participation of mito-
chondria metabolism in photorespira tion. Plant Physiol,
116: 1333~1337
Backhausen JE, Kitzmann C, Scheibe R (1994). Competition
between electron acceptors in photosynthesis: regulation of
the malate valve during CO2 fixation and nitrite reduction.
Photosynth Res, 42: 75~86
Behal RH, Oliver DJ (1997). Biochemical and molecular charac-
terization of fumarase from plants. Cloning, sequencing, and
expression of the Arabidopsis thaliana fumarase gene; puri-
fication and characterization of Pisum sativum fumarase
enzyme. Arch Biochem Biophys, 347: 65~74
Brautigam A, Hofmann-Benning S, Weber APM (2008). Com-
parative proteomics of chloroplast envelopes from C3 and
C4 plants reveals specific adaptations of the plastid envelope
to C4 photosynthesis and candidate proteins required for
maintaining C4 metabolite fluxes. Plant Physiol, 148: 568~579
Casati P, Drincovich MF, Edwards GE, Andreo CS (1999). Malate
metabolism by NADP-malic enzyme in plant defense.
Photosynth Res, 61: 99~105
Comai L, Baden CS, Harada JJ (1989b). Deduced sequence of a
malate synthase polypeptide encoded by a subclass of the
gene family. J Bio Chem, 264 (5): 2778~2782
Comai L, Dietrich RA, Maslyar DJ, Baden CS, Harada JJ (1989a).
Coordinate expression of transcriptionally regulated isocitrate
lyase and malate synthase genes in Brassica napus L. Plant
Cell, 1: 293~300
Cornah JE, Germain V, Ward JL, Beale MH, Smith SM (2004).
Lipid utilization, gluconeogenesis, and seedling growth in
Arabidopsis mutants lacking the glyoxylate cycle enzyme
malate synthase. J Biol Chem, 279 (41): 42916~42923
Cousins AB, Pracharoenwattana I, Zhou WX, Smith SM, Badger
MR (2008). Peroxisomal malate dehydrogenase is not essen-
tial for photorespiration in arabidopsis but its absence causes
an increase in the stoichiometry of photorespiratory CO2
release. Plant Physiol, 148: 786~795
Crecelius F, Streb P, Feierabend J (2003). Malate metabolism and
reactions of oxidoreduction in cold-hardened winter rye
(Secale cereale L.) leaves. J Exp Bot, 54 (384): 1075~1083
Day DA, Hanson JB (1977). Pyruvate and malate transport and
oxidation in corn mitochondria. Plant Physiol, 59: 630~635
Ebbighausen H, Hatch MD, Lilley RM, Kromer S, Stitt M, Heldt
HW (1987). On the functions of malate-oxalacetate shuttles
in a plant cell . In AL Moore, RB Beechey (eds). Plant
Mitochondria : Structural, Functional and Physiological
Aspects. New York Plenum Press, 171~180
Edwards GE, Andreo CS (1992). NADP-malic enzyme from plants.
Photosynth Res, 31: 1845~1857
Falk KL, Behal RH, Xiang CB, Oliver DJ (1998). Metabolic bypass
of the tricarboxylic acid cycle during lipid mobilization in
germinating oilseeds. Plant Physiol, 117: 473~481
Gietl C (1992). Partitioning of malate dehydrogenase isoenzymes
into glyoxysomes, mitochondria , and chloroplasts. Plant
Physiol, 100: 557~559
Goward CR, Nicholls DJ (1994). Malate dehydrogenase A model
for structure evolution and catalysis. Protein Sci, 3: 1883~1888
Hafke JB, Hafke Y, Smith JAC, Luttge U, Thiel G (2003). Vacuolar
malate uptake is mediated by an anion-selective inward
rectifier. Plant J, 35: 116~128
Hedrich R, Neher E (1987). Cytoplasmic calcium regulates volt-
age-dependent ion channels in plant vacuoles. Nature, 329:
833~836
Hedrich R, Marten I (1993). Malate-induced feedback regulation
of plasma membrane anion channels could provide a CO2
sensor to guard cells. EMBO J, 12 (3): 897~901
Heineke D, Riens B, Grosse H, Hoferichter P, Peter U, Flugge UI,
Heldt HW (1991). Redox transfer across the inner chloro-
plast envelope membrane. Plant Physiol, 95: 1131~1137
Hodges M (2002). Enzyme redundancy and the importance of 2-
oxoglutarate in plant ammonium assimilation. J Exp Bot, 53:
905~916
Hoekenga OA, Maron LG, Pineros MA, Cancado GMA, Shaff J,
Kobayashi Y, Ryan PR, Dong B, Delhaize E, Sasaki T et al
(2006). AtALMT1, which encodes a malate transporter,is
identified as one of several genes critical for aluminum tol-
erance in Arabidopsis. Proc Natl Acad Sci USA, 103 (25):
9738~9743
Huner NPA, Öquist G, Sarhan F (1998). Energy balance and
acclimation to light and cold. Trends Plant Sci, 3: 224~230
Imsande J, Berkemeyer M, Scheibe R, Schumann U, Gietl C, Palmer
RG (2001). A soybean plastid-targeted NADH-malate
dehydrogenase: cloning and expression analysis. Am J Bot,
88: 2136~2142
Jenner HL, Winning BM, Millar AH, Tomlinson KL, Leaver CJ,
Hill SA (2001). NAD-malic enzyme and the control of car-
bohydrate metabolism in potato tubers. Plant Physiol, 126:
1139~1149
Kim SH, Lee WS (2002). Participation of extracellular fumarase
in the utilization of malate in cultured carrot cells. Plant
Cell Rep, 20: 1087~1092
Kromer S (1995). Respiration during photosynthesis. Annu Rev
Plant Physiol Plant Mol Biol, 46: 45~70
Kromer S, Scheibe R (1996). Function of the chloroplastic malate
valve for respiration during photosynthesis. Biochem Soc
Trans, 24: 761~766
Kromer S, Stitt M, Heldt HW (1988). Mitochondrial oxidative
phosphorylation participating in photosynthetic metabo-
lism of a leaf cell. FEBS Lett, 226: 352~356
Lancien M, Gadal P, Hodges M (2000). Enzyme redundancy and
the importance of 2-oxoglutarate in higher plant ammo-
nium assimilation. Plant Physiol, 123: 817~824
Lanoue JF, Schooiwerth AC (1979). Metabolite transport in
mitochondria. Annu Rev Biochem, 48: 871~922
Luttge U (1987). Carbon dioxide and water demand: Crassulacean
acid metabolism (CAM), a versatile ecological adaptation
exemplifying the need for integration in ecophysiological
work. New Phytol, 106: 593~629
Luttge U, Pfeifer T, Schliebs EF, Ratajczak R (2002). The role of
vacuolar malate-transport capacity in Crassulacean acid
metabolism and nitrate nutrition. Higher malate-transport
植物生理学通讯 第 45 卷 第 5 期，2009 年 5 月 427
capacity in ice plant after Crassulacean acid metabolism-
induction and in tobacco under nitra te nutrition. Plant
Physiol, 124: 1335~1347
Majeran W, Zybailov B, Ytterberg AJ, Dunsmore J, Sun Q, van
Wijk KJ (2008). Consequences of C4 differentiation for chlo-
roplast membrane proteomes in maize mesophyll and bundle
sheath cells. Mol Cell Proteomics, 7: 1609~1638
Martinoia E, Rentsch D (1994). Malate compartmentation-
responses to a complex metabolism. Annu Rev Plant Physiol
Plant Mol Biol, 45: 447~467
McIntosh CA, Oliver DJ (1992). Isolation and characterization of
the tricarboxylate transporter from pea mitochondria. Plant
Physiol, 100: 2030~2034
Mettler IJ, Beevers H (1980). Oxidation of NADH in glyoxysomes
by a malate-aspartate shuttle. Plant Physiol, 66: 555~560
Miszalski Z, Niewiadomska E, Slesak I, Lüttge U, Kluge M,
Ratajczak R (2008). The effect of irradiance on carboxylat-
ing/decarboxylating enzymes and fumarase activities in
Mesembryanthemum crystallinum L. exposed to salinity
stress. Plant Biol, 3 (1): 17~23
Nast C, Rober MB (1996). Molecular characterization of potato
fumarate hydratase and functional expression in Escheri-
chia Coli. Plant Physiol, 112: 1219~1227
Noctor G, Foyer CH (1998). A re-evaluation of the ATP: NADP
budget during C3 photosynthesis: a contribution from nitrate
assimilation and its associated respiratory activity. J Exp Bot,
49: 1895~1908
Nunes-Nesi A, Carrari F, Gibon Y, Sulpice R, Lytovchenko A,
Fisahn J, Graham J, Ratcliffe RG, Sweetlove LJ, Fernie AR
(2007). Deficiency of mitochondrial fumarase activity in
tomato plants impairs photosynthesis via an effect on sto-
matal function. Plant J, 50 (6): 1093~1106
Oliver DJ, Walker GH (1984). Characterization of the transport
of oxalacetate by pea leaf mitochondria. Plant Physiol, 76:
409~413
Palmer JM (1976). The organization and regulation of electron
transport in plant mitochondria. Annu Rev Plant Physiol,
27: 133~157
Pastore D, Pede SD, Passarella S (2003). Isolated durum wheat and
potato cell mitochondria oxidize externally added NADH
mostly via the malate/oxaloacetate shuttle with a rate that
depends on the carrier-mediated transport. Plant Physiol,
133: 2029~2039
Pineros MA, Cancxado GMA, Kochian LV (2008). Novel prop-
erties of the wheat aluminum tolerance organic acid trans-
porter (TaALMT1) revealed by electrophysiological char-
acterization in Xenopus Oocytes: functional and structural
implications. Plant Physiol, 147: 2131~2146
Raghavendra AS, Padmasree K (2003). Beneficial interactions of
mitochondria l metabolism with photosynthetic carbon
assimilation. Trends Plant Sci, 8 (11): 546~553
Reaney SK, Bungard SJ, Guest JR (1993). Molecular and
enzymological evidence for two classes of fumarase in Bucillus
stearothermophilus (var. non-diastaticus). J Gen Microbiol,
139: 403~416
Renné P, Dresen U, Hebbeker U, Hille D, Flugge UI, Westhoff P,
Weber APM (2003). The Arabidopsis mutant dct is deficient
in the plastidic glutamate/malate translocator DiT2. Plant J,
35: 316~331
Reumann S, Bettermann M, Benz, R, Heldt HW (1997). Evidence
for the presence of a porin in the membrane of glyoxysomes
of Castor bean. Plant Physiol, 115: 891~899
Reumann S (2000). The structural properties of plant peroxisomes
and their metabolic significance. Biol Chem, 381: 639~648
Rustin P, Lance C (1986). Malate metabolism in leaf mitochondria
from the Crassulacean acid metabolism plant Kalanchoe
blossfeldiana poelln. Plant Physiol, 81: 1039~1043
Rustin P, Moreau F, Lance C (1980). Malate oxidation in plant
mitochondria via malic enzyme and the cyanide- insensitive
electron transport pathwayl. Plant Physiol, 66: 457~462
Sävenstrand H, Strid Å (2004). A Pisum sativum glyoxysomal
malate dehydrogenase induced by cadmium exposure. Mito-
chondrial DNA, 15 (3): 206~208
Scheibe R (2004). Malate valves to balance cellular energy supply.
Physiol Plant, 120: 21-26
Schneidereit J, Hausler RE, Fiene G, Kaiser WM, Weber APM
(2006). Antisense repression reveals a crucial role of the
plastidic 2-oxoglutarate/malate translocator DiT1 at the
interface between carbon and nitrogen metabolism. Plant J,
45: 206~224
Shen TY, Oden PC (2002). Relationship between seed vigour and
fumarase activity in Picea abies, Pinus contorta , Betula
pendula and Fagus sylvatica. Seed Sci Technol, 30: 177~186
Smith RG, Gauthier DA, Dennis DT, Turpin DH (1992). Malate
and pyruvate-dependent fatty acid synthesis in leucoplasts
from developing castor endosperm. Plant Physiol, 98:
1233~1238
Stern JR, Ochoa S, Lynen F (1952). Enzymatic synthesis of citric
acid. V. Reaction of acetyl coenzyme A. J Biol Chem, 198:
313~320
Suzuki T, Sato M, Yoshida T, Tuboi S (1989). Rat liver mitochon-
drial and cytosolic fumarases with identical amino acid se-
quences are encoded from a single gene. J Biol Chem, 264:
2581~2586
Stein I , Peleg Y, Even-Ram S, Pines O (1994). The single
translation product of the FUM1 gene (fumarase) is processed
in mitochondria before being distributed between the cytosol
and mitochondria in Saccharomyces cerevisiae. Mol Cell
Biol, 14: 4770~4778
Taniguchi Y, Nagasaki J, Kawasaki M, Miyake H, Sugiyama T,
Taniguchi M (2004). Differentiation of dicarboxylate trans-
porters in mesophyll and bundle sheath chloroplasts of maize.
Plant Cell Physiol, 45: 187~200
Taniguchi M, Taniguchi Y, Kawasaki M, Takeda S, Kato T, Sato
S, Tabata S, Miyake H, Sugiyama T (2002). Identifying and
cha ra cter i z in g pla st id ic 2 -oxoglu ta ra te /ma la te a nd
dicarboxylate transporters in Arabidopsis thaliana. Plant
Cell Environ, 43: 706~717
Tuboi S, Suzuki T, Sato M, Yoshida T (1990). Rat liver mitochon-
drial and cytosolic fumarases with identical amino acid se-
植物生理学通讯 第 45 卷 第 5 期，2009 年 5 月428
quences are encoded from a single mRNA with two alternative
in-phase AUG initiation sites. Adv Enzyme Regul, 30:
289~304
Vivekananda J, Beck CF, Oliver DJ (1988). Monoclonal antibodies
as tools in menbrane biochemistry. J Biol Chem, 263:
4782~4788
Weber A, Menzlaff E, Arbinger B, Gutensohn M, Eckerskorn C,
Flugge UI (1995). The 2-oxoglutarate/malate translocator
of chloroplast envelopemembranes: molecular cloning of a
transporter containing a 12-helix motif and expression of
the functional protein in yeast cells. Biochemistry, 34:
2621~2627
White PJ, Smith JAC (1989). Proton and anion transport at the
tonoplast in Crassulacean acid metabolism plants: specificity
of the malate-influx system in Kalanchoe daigremontiana .
Planta, 179: 265~274
Williamson RE, Ashley CC (1982). Free Ca2+ and cytoplasmic
streaming in the alga Chara. Nature, 296: 647~651
Woo KC, Flugge UI, Heldt HW (1987). A two-translocator model
for the transport of 2-oxoglutarate and glutamate in chloro-
plasts during ammonia assimilation in the light. Plant Physiol,
84: 624~632
Zoglowek C, Kromer S, Heldt HW (1988). Oxaloacetate and
malate transport by plant mitochondria. Plant Physiol, 87:
109~115