全 文 ：植物生理学报 Plant Physiology Journal 2016, 52 (3): 269–276　　doi: 10.13592/j.cnki.ppj.2015.0441 269
收稿 2015-10-15　　修定 2016-02-29
资助 山东省科技发展项目(2009GG10009022)、山东省自然科
学基金项目(ZR2011CL005)和山东省“泰山学者”建设工程
专项经费(BS2009NY040)。
* 共同第一作者。
** 通讯作者(E-mail: hhyan@qau.edu.cn)。
花生叶腐病菌分泌的细胞壁降解酶活性测定及致病性分析
王麒然1,*, 吴菊香2,*, 张茹琴1, 迟玉成2, 许曼琳2, 夏淑春1, 鄢洪海1,**
1青岛农业大学农学与植物保护学院, 山东青岛266109; 2山东省花生研究所, 山东青岛266100
摘要: 为了明确花生叶腐病菌分泌的细胞壁降解酶种类和致病作用以及花生品种木聚糖酶抑制剂基因与抗叶腐病的关系, 本
研究进行了花生品种对叶腐病的抗性鉴定, 测定了离体条件下和活体内病菌分泌的细胞壁降解酶活性与变化, 扩增了3种花
生木聚糖酶抑制剂基因。结果表明: 花生叶腐病菌能产生果胶酶、纤维素酶、木聚糖酶、漆酶等细胞壁降解酶, 无论活体外
培养还是接种植株体内都表现为果胶酶活性最高, 其次是漆酶和木聚糖酶, 活性最弱的是纤维素酶; 果胶酶中多聚半乳糖醛
酸酶(PG)和果胶甲基半乳糖醛酸酶(PMG)活性强, 而果胶甲基反式消除酶(PMTE)的活性较弱, 甚至在离体条件下没有测到
活性, 说明病菌产生的几种细胞壁降解酶活性有较大差异; 其次, 叶腐病菌分泌的细胞壁降解酶在花生不同抗性品种中的活
性和变化也不同, 感病品种中测得的细胞壁降解酶活性一般都比抗病品种高, 随接种时间增长的活性变化曲线也比抗病品种
增加的速度快。另外, 在花生品种中检测到3种木聚糖酶抑制剂基因XIP、TAXI和TLXI, 但品种间分布不均衡, 其中TAXI基因
与花生叶腐病抗性关系密切。
关键词: 花生叶腐病菌; 细胞壁降解酶; 致病性; 木聚糖酶抑制剂基因
花生是重要的经济作物、油料作物, 尤其山
东省花生种植水平和规模在我国占有重要的地位,
已经形成了以胶东半岛为核心的花生产业带。但
近年来随着花生种植模式的改变和花生种植密度
的增加, 一种由立枯丝核菌(Rhizoctonia solani)侵
染引起的新病害花生叶腐病在山东等省市花生种
植区不断发生, 并逐年加重(Yan等2013; 肖翔等
2013; 徐秀娟等2003)。该病害主要危害花生叶片,
经常造成花生下部叶片大量腐烂、脱落, 花生产
量大幅下降, 目前, 已经是花生生产上急需解决的
问题。
明确病原菌的致病因子和作用机制, 是解决
植物病害控制的关键问题和采取的主要依据。虽
然已有相当多的研究证实病菌分泌的细胞壁降解
酶是一些植物病原菌的重要致病因子 (杨媚等
2012; Hématy等2009; Brito等2006; Gomathi和
Gnanamanickam 2004; De Lorenzo和Ferrari 2002;
Ramanan等2005), 但目前尚缺少花生叶腐病菌分
泌的细胞壁降解酶种类及致病性的报道。陈捷等
(1998)运用电镜技术发现用茎腐病菌(Pythium
aphanidermatum)分泌的细胞壁降解酶处理玉米胚
根后, 玉米胚根出现严重的质壁分离现象, 细胞器
结构排列松散、局部变形甚至断裂 ; 陈尚武等
(1998)也曾报道植物组织中胶层能被匍枝根霉
(Rhizopus stolonifer)消解, 进而细胞电解质外渗, 出
现质壁分离和软腐现象; 苹果腐烂病菌(Valsa cer-
atosperma)等产生的细胞壁降解酶也是其重要的
致病因子, 在活体内和活体外都能测到活性较高
的果胶酶、纤维素酶和木聚糖酶, 其中木聚糖酶
是苹果腐烂病主要的致病因子之一, 强致病性菌
株活性显著高, 并且酶活峰值出现的早, 病菌能通
过酶解细胞壁的重要组分——半纤维素木聚糖来
破坏植物细胞壁, 导致寄主产生坏死症状或加速
病程发展, 并为病原菌自身生长和繁殖提供糖源
等营养物质(陈晓林等2012; 刘福昌等1980; Cale-
ro-Nieto等2008)。而另一方面, 植物为保护自身免
受病原物的危害, 往往通过启动抗病反应阻止病
菌对寄主的侵染, 激活植物的防御系统来保护自
身细胞壁的完整性。诸多研究表明, 木聚糖酶抑
制剂蛋白是一种有效的抗病因子, 它能抑制病菌
分泌的细胞壁降解酶的活性, 在病害生物防治及
抗病育种的应用中 , 已显示出良好的开发潜力
(Biely等2008; Vasconcelos等2011; Davies等2000;
Hahn等1981)。
材料与方法
1 实验材料
花生叶腐病菌(Rhizoctonia solani Kühn)由青
植物生理学报270
岛农业大学植物病理生理学研究室提供, 在PDA
(马铃薯+葡萄糖+琼脂培养基)平板上25°C下培养
活化7 d后, 保存备用。
供试花生(Arachis hypogaea Linn.)品种: ‘WZ1’、
‘鲁花9’、‘青花5号’、‘白沙1016’、‘花育25号’、
‘WZ2’和‘WZ3’由山东省花生研究所提供, ‘PH’由
平度市花生研究所提供。
2 实验方法
2.1 各花生品种抗叶腐病测定
用直径0.3 mL打孔器将PDA上培养活化的花
生叶腐病菌制成菌饼, 接种于结荚期的花生植株
中部叶片上后, 将植株置于相对湿度(RH)=100%、
温度为27°C的环境中, 10 d后, 对每个品种植株的
发病情况进行调查, 参照鄢洪海等(2015)方法用病
斑直径大小划定植株受害程度, 以‘花育25号’ (目
前生产上主推花生品种, 中等程度抗花生叶腐病)
为参照品种确定其他品种的抗感性。
2.2 病菌细胞壁降解酶制备
用灭菌打孔器将PDA培养基上的菌体打成直
径为0.5 cm的菌片, 取3个菌饼接种于装有100 mL
改良的Marcus培养液(含KNO3 2.0 g, KCl 0.5 g,
FeSO4 0.01 g, K2HPO4 1.0 g, MgSO4·7H2O 0.5 g,
VB1 0.1 mg, L-天冬酰胺0.5 g, 底物为10.0 g, 纤维
素酶制备底物采用羧甲基纤维素钠, 果胶酶制备
底物采用柑橘果胶, 木聚糖酶制备底物采用木聚
糖, 去离子水1 000 mL)中, 在摇床上培养(25°C、
150 r·min-1) 10 d后, 用4层纱布过滤除去菌丝和菌
饼, 滤液在8 000 r·min-1下离心10 min, 上清液即为
粗酶液, 于4°C冰箱中保存备用。
活体内花生叶腐病菌分泌的细胞壁降解酶提
取参照李宝聚等(2000)方法, 接种方法同上述抗病
性鉴定, 于接种后0、24、48、72、96、120、
144、168 h分别取样。具体操作略有改进: 取接种
叶腐病菌不同时间的花生叶片(对照为不接种花生
叶腐病菌) 0.5 g, 加入1 mol·L-1 NaCl提取液(20
mmol·L-1 Tris-HCl缓冲液, pH 7.4) 2 mL, 冰浴下研
磨, 匀浆在4°C、10 000 r·min-1下离心15 min, 上清
液即为酶液, 于–20°C冰箱中保存备用。
2.3 病菌细胞壁降解酶活性测定
按龚佑文等(2008)报道的方法测定多聚半乳
糖醛酸酶(polygalacturonase, PG)、果胶甲基半乳
糖醛酸酶(polymethylgalacturonase, PMG)、纤维素
酶(cellulose, Cx)和木聚糖酶(xylanase)的活性。用紫
外-分光光度计测定二硝基水杨酸(DNS)在540 nm处
反应混合物消光值, 用酶反应释放的还原糖量来代
表相应酶的活性。纤维素酶(Cx)活性测定所用底物
为1%羟甲基纤维素, 多聚半乳糖醛酸酶(PG)和果胶
甲基半乳糖醛酸酶(PMG)活性测定所用底物为
1%柑橘果胶, 木聚糖酶测定所用的底物为0.5%木
聚糖。酶活单位为50°C下1 min 1 mL (1 mg)催化
底物释放1 μmol还原糖(U·mL-1或U·mg-1)。
参考李宝聚等(2000)方法测定果胶甲基反式
消除酶(pectin methyltranseliminase, PMTE)的活性,
在232 nm处测定反应混合物消光值 , 按酶活性
(U·mg-1)=(0.1×∆OD232 nm×N)/0.17×C×T×∆OD232 nm计
算, 其中∆OD232 nm为酯酶和底物反应T时间后的
OD232 nm值与反应初始时的OD232 nm值之差, N为稀
释倍数, 0.17为每释放0.1 μmol不饱和醛酸在232
nm处增加的OD232 nm值, C为酶蛋白浓度, T为反应
时间。30°C下1 min 1 mL酶液催化底物释放1 μmol
不饱和醛酸为酶活单位(U·mL-1)。用考马斯亮兰
G-250显色, 在595 nm下比色测定酶蛋白浓度, 用南
京三生生物公司提供的牛血清蛋白作标准曲线。
漆酶(laccase)的活性测定参考Eggen (1999)的
方法。取2 mL的0.2 mol·L-1 pH 5.0醋酸-醋酸钠缓
冲液加入0.4 mL的ABTS [2,2-联氮-二(3-乙基-苯并
噻唑-6-磺酸)二铵盐]溶液, 再加入1.2 mL的去离子
水后加入0.4 mL的酶液, 放于30°C恒温水浴锅中保
温5 min, 对照为灭活的酶液。在420 nm处用对照
调零, 测定样品的吸光度值。活体内漆酶活性=处
理植株酶活性–对照植株酶活性, 所有酶活性测定
试验均重复3次。
2.4 木聚糖酶抑制剂基因检测
主要参考周浩等(2012)改进的CTAB法提取花
生叶片总DNA。
根据NCBI数据库中提供的TAXI-I、XIP-I、
TLXI (分别为TAXI型、XIP型、TLXI型木聚糖酶
抑制蛋白)序列的保守区, 把保守区和花生基因组
进行Blast比对, 根据保守区碱基序列用引物在线
设计方法设计TAXI、XIP和TLXI上下游引物(F/R)。
其中TAXI上游引物F为5′-ACTTGTGGTGCCTCT-
GCAAT-3′、TAXI下游引物R为5′-CTTGGTTCT-
王麒然等: 花生叶腐病菌分泌的细胞壁降解酶活性测定及致病性分析 271
GTCCCTCCATC-3′, XIP上游引物F为5′-TGGA-
CATCAACTATTGCCACA-3′、下游引物R为
5′-GAATGTTTTAGCCAGCACGA-3′, TLXI上游引
物F为5′-CGGTGTTTGCTGAAGGAAGA-3′、下游
引物R为5′-TTCGTCCATACCTCGATTACG-3′。
用3对特异引物, 分别对花生植株基因进行扩
增, 用于检测TAXI、XIP和TLXI三种木聚糖酶抑
制剂基因。
每样品反应体系为50 µL, 配比如下: 10×Re-
action Buffer 5 µL, 4×dNTPs 4 µL, 引物F 2.5 µL, 引
物R 2.5 µL, 模板 2.5 µL, Taq聚合酶 0.5 µL, Mg2+ 3
µL, 加ddH2O补足50 µL。将上述试剂置于0.5 mL
Eppendorf管中, 在PTC-200型PCR仪上扩增循环
(10×PCR Buffer、dNTPmix、Taq聚合酶购于Ta-
KaRa公司)。
PCR扩增循环: 94°C预变性3 min; 95°C变性3
min, 退火(TAXI为54°C、XIP为51°C、TLXI为
53°C) 55 s, 72°C延伸90 s, 35个PCR循环; 72°C延伸
10 min。
PCR扩增产物用1%琼脂糖凝胶, 以120 V恒压
电泳分离, 凝胶成像系统照相保存。
实验结果
1 花生叶腐病菌在花生体内外分泌的细胞壁降解
酶的活性
在离体条件下和接种到植株内的花生叶腐病
菌分泌的细胞壁降解酶测定结果(表1)表明: 在离
体条件下病菌分泌的多聚半乳糖醛酸酶(PG)、果
胶甲基半乳糖醛酸酶(PMG)、木聚糖酶、漆酶活
性都较高, 没有测到果胶甲基反式消除酶(PMTE)
的活性, 纤维素酶虽然有一定活性, 但相对较弱。
4 种细胞壁降解酶的活力大小依次是: 果胶酶(总
和)>漆酶>木聚糖酶>纤维素酶。在接种植株活体
内多聚半乳糖醛酸酶(PG)和果胶甲基半乳糖醛酸
酶(PMG)的活性依然很高, 虽然测到了果胶甲基反
式消除酶(PMTE), 但活性很低。上述试验说明花
生叶腐病菌分泌大量的果胶酶, 但主要是多聚半
乳糖醛酸酶(PG)和果胶甲基半乳糖醛酸酶(PMG),
果胶甲基反式消除酶(PMTE)活性相对很低。
2 花生叶腐病菌在寄主内产生的细胞壁降解酶活
性变化规律
2.1 病菌侵染与果胶酶的活性变化
从图1可以看出, 在接种病菌后的24 h时间内,
几种果胶酶的活性上升比较缓慢, 但之后随着接
种时间的延长, 果胶酶的活性变化都呈现出迅速
上升的趋势, 尤其是多聚半乳糖醛酸酶(PG)和果胶
甲基半乳糖醛酸酶(PMG)活性在接种24 h后开始
显著增高, 到168 h时活性并没表现明显减弱的趋
势, 和病害在田间发展特点比较一致, 只要条件适
宜病斑就不断扩大; 果胶甲基反式消除酶(PMTE)
活性在接菌后0~24 h阶段与24~168 h阶段上升速
表1 花生叶腐病菌分泌的细胞壁降解酶的活性
Table 1 Activity of cell wall degrading enzymes produced by
R. solani
酶种类 离体活性/U·mL-1 体内活性/U·mg -1
Cx 13.1±2.3c 7.1±1.3d
PG 569.9±24.2a 296.6±15.6a
PMG 553.6±19.6a 123.6±8.7b
PMTE 0±0d 2.7±0.6d
木聚糖酶 105.0±6.7b 43.2±6.7c
漆酶 565.0±21.2a 143.2±9.7b
　　同列数字旁不同小写字母表示差异达0.05显著水平。
图1 接种花生叶腐病菌后叶片内果胶酶活性的变化
Fig.1 Changes of pectinase activity in peanut leaves after inoculation with R. solani
植物生理学报272
度上有一定变化, 前期速度稍快, 总体呈直线上升
的趋势。另外, 果胶酶活性除与接种时间有关外,
还与品种抗性关系密切, 抗病品种‘WZ2’中的果胶
酶活性始终比感病品种‘白沙1016’弱, 不接病菌的
对照果胶酶活性没有明显的变化。综合3种果胶
酶的变化, 表明叶腐病菌侵染直接导致了花生植
株内果胶酶的活性变化, 而这种变化也受花生品
种的抗病性影响, 初步推断果胶酶在叶腐病菌侵
染花生叶片过程中起着重要作用, 并且3种果胶酶
的作用可能存在较大差别。
2.2 病菌侵染与纤维素酶的活性变化
从图2可以看出, 随着接种病菌时间的增加,
纤维素酶(Cx)活性呈现先缓慢上升, 之后又缓慢下
降的变化。抗病品种‘WZ2’和感病品种‘白沙1016’
在接种后72~96 h之间出现酶活性高峰, 之后逐渐
下降。抗病品种峰值小, 出现的早, 比感病品种提
前开始活性降低。但在接种的168 h内纤维素酶
(Cx)的活性变化没有其他细胞壁降解酶变化剧烈,
活性也相对弱, 说明纤维素酶(Cx)在花生叶腐病菌
侵染花生叶片初期起着一定的作用, 中后期随着
病害发展缓慢可能活性也随之下降。
2.3 病菌侵染与木聚糖酶的活性变化
从图3可以看出, 随着接种时间的增加, 木聚
糖酶活性呈现不断上升的趋势, 而对照不接病菌
植株的木聚糖酶活性没有明显变化。另外, 木聚
糖酶活性变化还与寄主的抗病性有关, 抗病品种
‘WZ2’的活性始终比感病品种‘白沙1016’的低, 变
化曲线处于其下方, 说明木聚糖酶的活性变化不仅
与病菌侵染关系密切, 还与寄主的抗病性有关。
2.4 漆酶的活性变化与病菌侵染
从图4可看出, 随着接种时间的增加, 病菌分
泌的漆酶活性先是缓慢上升, 从72 h开始活性上升
较快, 尤其是感病品种‘白沙1016’在接种后72 h迅
速上升, 至最后一次采集样品的活性还在快速增
高, 而对照没接病菌的植株漆酶活性没有明显变
化, 说明植株内漆酶活性变化与叶腐病菌侵染有
关, 但这种活性较高的漆酶是来自病菌还是寄主,
需进一步查证。另外, 接种植株内的漆酶活性变
化也与花生品种有关, 抗病品种漆酶活性变化始
终没有感病品种强, 说明活体内的漆酶活性也与
抗病性有关系, 可能也是花生叶腐病菌的一个致
病因子, 但在其他植物病原真菌致病机制中很少
有报道。
图2 接种花生叶腐病菌后叶片内纤维素酶活性的变化
Fig.2 Changes of cellulase activity in peanut leaves after
inoculation with R. solani
图3 接种花生叶腐病菌后叶片内木聚糖酶活性的变化
Fig.3 Changes of xylanase activity in peanut leaves after
inoculation with R. solani
图4 接种花生叶腐病菌后叶片内漆酶活性的变化
Fig.4 Changes of laccase activity in peanut leaves after
inoculation with R. solani
王麒然等: 花生叶腐病菌分泌的细胞壁降解酶活性测定及致病性分析 273
3 木聚糖酶抑制剂基因与花生植株抗病性关系
3.1 花生品种中木聚糖酶抑制剂基因的检测
采用参考设计的3对引物对8个花生品种的基
因组进行扩增, 部分扩增结果如表2。XIP基因在6
个品种中得到了扩增产物, 占检测品种的75%, 片
段大小在200~300 bp之间(图5); TAXI基因在其中的
3个品种中得到了扩增产物, 占检测品种的37.5%,
片段大小在500~700 bp之间; TLXI基因在7个品种
中得到了扩增产物, 占检测品种的87.5%, 片段大小
在700~1 000 bp之间(具体基因和品种详见表2)。
表2 几种花生品种中木聚糖酶抑制剂基因扩增及抗性测定结果
Table 2 Distribution of xylanase inhibitor genes and resistance identification in different peanut varieties
品种 TAXI基因 XIP基因 TLXI基因 病斑直径/cm DCK–DX 抗病性
‘WZ1’ – + + 3.97 –1.17 S
‘鲁花9’ – + + 3.86 –1.06 S
‘青花5号’ – – – 3.20 –0.4 MS
‘白沙1016’ – – + 4.86 –2.06 S
‘PH’ + + + 2.40 0.40 R
‘花育25’ + + + 2.80 0 CK
‘WZ2’ + + + 2.31 0.49 R
‘WZ3’ – + + 3.78 –0.98 S
　　0.4 cm≤DCK–DX≤2.8 cm为抗病(R), –1.0 cm≤DCK–DX<0.4 cm为较感病(MS), DCK–DX<–1.0 cm为感病(S)。DCK: 对照品种病斑直径;
DX: 其他品种病斑直径。+: 有谱带出现; –: 无谱带出现。
3.2 三种木聚糖酶抑制剂基因与花生抗叶腐病的
关系
供试花生接种叶腐病菌后, 各品种的发病程
度存在较大的差异, 感病品种‘白沙1016’接种2 d后
就能看到典型的坏死症状, 5 d后测定发病程度时
大部分叶片已被侵染。而抗病品种‘WZ2’接种5 d
时症状也仅仅是在接种点周围表现轻微症状, 表
现出较强的抗病性(表2)。
对花生品种中分布的木聚糖酶抑制剂基因与
抗性之间的相关性分析发现: 含有XIP基因、TLXI
基因或XIP基因+TLXI基因的花生品种叶片平均病
斑直径相对较大, 而含有TAXI基因和XIP基因+
TLXI基因+TAXI基因的叶片病斑直径都较小, 初步
研究结果表明TAXI基因与花生叶腐病抗性关系密
切。虽然在品种‘青花5号’中3个木聚糖酶抑制剂
基因都没有扩增到, 但也相对抗病, 说明除目标基
因外, 花生可能还存在其他抗叶腐病基因, 花生对
叶腐病的抗性还与其他因素有关。
讨　　论
1 花生叶腐病菌产生的细胞壁降解酶是病菌重要
的致病因子
研究发现玉米茎腐病菌在活体内和活体外都
能分泌细胞壁降解酶, 其产生的果胶酶、纤维素
酶等都对玉米胚根有明显的浸解作用, 并且随着
酶液浓度的升高浸解能力也逐渐增强, 表明果胶
酶、纤维素酶等细胞壁降解酶是玉米茎腐病菌的
重要致病因子(陈捷等1998; 高增贵等2000)。另外,
研究发现木聚糖酶既在菜豆褐斑病菌(Phyllosticta
phaseolina)致病中起重要作用(Lalaoui等2000), 也
在苹果腐烂病菌致病中起重要作用 (陈晓林等
2012), 因此, 细胞壁降解酶是一些植物病原菌的重
图5 XIP基因扩增结果电泳图谱
Fig.5 Electrophoresis of XIP genes PCR products
1: ‘WZ1’; 2: ‘鲁花9’; 3: ‘青花5号’; 4: ‘白沙1016’; 5: ‘PH’; 6:
‘花育25号’; 7: ‘WZ2’; 8: ‘WZ3’; M: DNA Marker (50~1 000 bp)。
植物生理学报274
要致病因子。本研究通过活体内外花生叶腐病菌
产生的细胞壁降解酶活性分析, 也表明果胶酶、
木聚糖酶、纤维素酶、漆酶与病菌侵染花生, 及
叶腐病发生密切相关, 进一步明确了细胞壁降解
酶在一些病菌致病中起着重要作用, 是主要的致
病因子的观点。
2 几种细胞壁降解酶活性及在花生叶腐病菌侵染
中的变化不同
从测定的纤维素酶、果胶酶、木聚糖酶、漆
酶活性及曲线变化趋势看, 不论是离体条件下培
养还是接种植株活体内, 病菌分泌的细胞壁降解
酶活性都是果胶酶活性最强, 其次是漆酶和木聚
糖酶, 纤维素酶活性最低, 说明果胶酶是花生叶腐
病菌分泌的主要细胞壁降解酶, 在该病菌致病中
可能发挥主导作用; 另外, 病菌分泌的几种果胶酶
活性也不相同, 存在显著差异, 本研究在活体外没
有检测到果胶甲基反式消除酶(PMTE), 在活体内
检测的果胶甲基反式消除酶(PMTE)活性也很低,
而多聚半乳糖醛酸酶(PG)和果胶甲基半乳糖醛酸
酶(PMG)两种果胶酶活性相对很高。据报道, 其他
植物病原菌也存在细胞壁降解酶活性差异显著,
各降解酶活性高峰出现的时间和变化曲线不一致
现象(杨媚等2012; 董章勇等2010; 杨志敏等2012)。
引起小麦根腐的禾谷镰孢菌(Fusarium gramin-
earum)分泌果胶酶活性高的菌株致病性相对强, 且
果胶甲基半乳糖醛酸酶(PME)和多聚半乳糖醛酸
酶(PG)不仅比其他酶活性高, 而且它们间还存在协
同作用, 突显果胶酶是该病菌的主要致病因子(Kang
和Buchenauer 2000; Hamann 2012)。除果胶酶外,
花生叶腐病菌分泌的漆酶和木聚糖酶活性也较高,
且与花生抗叶腐病菌侵染关系密切, 说明该病菌致
病性除有果胶酶间的协同作用外, 也有果胶酶与其
他酶的协同作用。关于漆酶在植物病害中的作用
争议较大, 有报道漆酶在植物病原菌侵入寄主过程
中, 具有解除寄主体内植保素和单宁酸保护的作
用, 增强了病菌侵染能力(Pezet 1998; 詹旭等2011),
但也有报道漆酶与植物病原菌致病性无关。
总之, 细胞壁降解酶在病原菌致病中的作用
机制比较复杂, 不同的病原菌侵入植物分泌的细
胞壁降解酶在种类及活性上往往不同, 作用大小
也有差异。
3 木聚糖酶抑制剂基因与花生叶腐病抗性有关
有报道称木聚糖酶抑制剂在一些植物病害抗
性中起重要作用。Fierens等(2007)在小麦提取物
中发现了木聚糖酶抑制蛋白TAXI, 随后又纯化出
XIP和TLXI两种类型的抑制蛋白。Igawa等(2004)
研究证实了小麦叶片在受禾谷镰孢菌和白粉菌(Ery-
siphe graminis)侵染时木聚糖酶抑制剂基因TAXI-
III和TAXI-IV基因会大量转录, 并表现抗病性增
强。目前, 还没有在花生中获得木聚糖酶抑制蛋
白。本研究发现花生中也含有木聚糖酶抑制剂基
因TAXI、XIP和TLXI, 但在花生品种中的分布不一
致, 品种‘PH’、‘花育25’和‘WZ2’同时含有TAXI、
XIP、TLXI基因, 而‘青花5号’则还没有检测到上
述3个基因的任1种基因。检测到的木聚糖酶抑制
剂基因TAXI、XIP、TLXI与花生抗叶腐病相关性
也不同, TAXI基因与花生叶腐病抗性关系相对密
切, 而XIP和TLXI基因与花生叶腐病抗性无明显
关系。
参考文献
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Analysis of cell wall degrading enzymes secreted by Rhizoctonia solani and its
pathogenicity
WANG Qi-Ran1,*, WU Ju-Xiang2,*, ZHANG Ru-Qin1, CHI Yu-Cheng2, XU Man-Lin2, XIA Shu-Chun1, YAN Hong-Hai1,**
1College of Agronomy and Plant Protection, Qingdao Agricultural University, Qingdao, Shandong 266109, China; 2Shandong Re-
search Institute of Peanuts, Qingdao, Shandong 266100, China
Abstract: In order to define the types and pathogenicity of cell wall degrading enzymes secreted by peanut leaf
rot fungus (Rhizoctonia solani), the relationship between peanut resistance to leaf rot and the xylanase inhibitor
genes were analyzed, and the cell wall degrading enzyme activities in vivo and in vivo were determined. The re-
sults indicated that, cell wall degrading enzymes including pectinase, cellulase, xylanase and laccase could be
secreted by R. solani. Among them, whether in vivo or in vitro, pectinase activity was the highest, followed by
xylanase and laccase activity, and cellulase activity was the lowest; for pectinase, polygalacturonase (PG) or
polymethylgalacturonase (PMG) activity was the highest, however, pectin methyltranseliminase (PMTE) activ-
ity was the lowest, and even it had no activity in vitro. The cell wall degrading enzyme activities in disease tis-
sues also showed differences. Both the cell wall degrading enzyme activities and the enzyme activity increasing
speed were higher in peanut susceptible varieties than in the resistant varieties. In addition, three kinds of xy-
lanase inhibitor genes XIP, TAXI and TLXI were detected in peanut varieties, but they unevenly distributed in
different varieties, and only the TAXI gene was closely related to resistance against peanut leaf rot.
Key words: Rhizoctonia solani; cell wall degrading enzymes; pathogenicity; xylanase inhibitor genes
Received 2015-10-15 Accepted 2016-02-29
This work was supported by Science and Technology Development Program of Shandong Province (Grant No. 2009GG10009022), Natural Sci-
ence Fund Project of Shandong Province (Grant No. ZR2011CL005), and the Project of “Taishan Scholar” Construction with Special Funding in
Shandong Province (Grant No. BS2009NY040).
*Co-first author.
**Corresponding author (E-mail: hhyan@qau.edu.cn).