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种子萌发过程中胚乳的突破性研究



全 文 :植物生理学报 Plant Physiology Journal 2012, 48 (9): 853~863 853
收稿 2012-06-04  修定 2012-07-19
资助 国家自然科学基金(30870224)和广东省自然科学基金
(07006658)。
* 通讯作者(E-mail: xfwang@scau.edu.cn; Tel: 020-38632105)。
种子萌发过程中胚乳的突破性研究
徐振江, 陈兵先, 赵晟楠, 袁红霞, 郜珊珊, 张瑜, 陈靖, 王晓峰*
华南农业大学生命科学学院种子科学与技术研究室, 广州510642
摘要: 胚乳将许多种子的胚完全包裹, 是这些种子萌发的物理屏障, 其破裂与否是决定种子萌发与否的最后开关。胚乳破
裂是胚生长产生由内向外“顶”的机械力量以及胚乳组织本身机械强度下降(胚乳弱化)的共同结果, 而胚乳弱化则包括细胞
壁的酶促和非酶促松弛机制。本文综述胚生长产生的机械力量、胚乳破裂的部位和方式、胚乳的组织结构及其细胞壁的
化学组成、各种细胞壁降解酶及非酶的扩展蛋白(expansin)和活性氧在胚乳弱化中的作用等方面的研究进展。
关键词: 种子萌发; 胚乳弱化; 细胞壁降解酶; 扩展蛋白; 活性氧
Breaking through the Endosperm during Seed Germination
XU Zhen-Jiang, CHEN Bing-Xian, ZHAO Sheng-Nan, YUAN Hong-Xia, GAO Shan-Shan, ZHANG Yu, CHEN Jing, WANG
Xiao-Feng*
Laboratory of Seed Science and Technology, College of Life Sciences, South China Agricultural University, Guangzhou 510642, China
Abstract: Endosperm completely encloses the embryo of many seeds and is a mechanical restraint for the com-
pletion of germination. Thus, rupture of the endosperm is the last key step controlling the process of germina-
tion. Rupture of the endosperm requires the growth potential of embryo and weakening of the endosperm after
imbibition. Weakening of the endosperm involves enzymatic and non-enzymatic mechanisms. This review sum-
marizes research progress in growth potential of embryo, location and ways of endosperm rupture, structure of
the endosperm and chemical composition of endosperm cell walls, roles of cell-wall-degrading enzymes, ex-
pansin and reactive oxygen species.
Key words: seed germination; endosperm weakening; cell-wall-degrading enzymes; expansin; reactive oxygen
species
种子是重要的农业生产资料, 其萌发质量的
好坏将直接关系到农业生产的成败。种子萌发
(seed germination)是指具有生活力的干种子从吸
水开始至胚根露出种子被覆物(seed coverings)的
过程, 期间包含了一系列肉眼不可见的生理、生
化和分子生物学变化以及唯一可见的胚根露出种
子被覆物的形态特征(Bewley和Black 1994; Bew-
ley 1997a; Finch-Savage和Leubner-Metzger 2006;
Nonogaki等2010)。根据定义, 胚根露出种子被覆
物之后的过程则属于后萌发(post-germination)和
幼苗生长阶段。
对一些植物如豌豆(Pisum sativum)而言, 种子
被覆物只有种皮(testa或seed coat); 但对另一些植
物如十字花科的拟南芥(Arabidopsis thaliana)、独
荇菜(Lepidium sativum)、钻果大蒜芥(Sisymbrium
officinale)等, 菊科的莴苣(Lactuca sativa)等, 茄科
的番茄(Solanum lycopersicum)、烟草(Nicotiana ta-
bacum)、辣椒(Capsicum annuum)、茄子(Solanum
melongena)、曼陀罗(Datura ferox)、洋茄(Solanum
lycocarpum)等, 豆科的葫芦巴(Trigonella foenum-
graecum)、长角豆(Ceratonia siliqua)、瓜尔豆(Cy-
amopsis tetragonoloba)等, 茜草科的咖啡(Coffea
arabica)等, 伞形科的旱芹(Apium graveolens)等, 葫
芦科的甜瓜(Cucumis melo)、黄瓜(Cucumis sativus)
等, 柏科的黄柏(Chamaecyparis nootkatensis)等而
言, 种子被覆物除种皮外还包括一至几层生活细
胞所组成的胚乳(endosperm)组织, 而且胚乳像套
子一样完全将胚包围在其中。胚根所正对的那部
分胚乳被称为珠孔端胚乳(micropylar endosperm)
或胚乳帽(endosperm cap), 而珠孔端胚乳以外的部
分胚乳则被称为非珠孔端胚乳(non-micropylar en-
植物生理学报854
dosperm)。
被覆物包括种皮和胚乳的种子, 萌发过程分
为两个阶段: 第一阶段从吸水开始至种皮破裂(tes-
ta rupture), 生活和死亡种子皆可发生(因为成熟种
皮是死亡组织, 其破裂是一个物理过程); 第二阶段
从种皮破裂至胚乳破裂(endosperm rupture), 只在
可萌发的种子中发生(因为死亡和休眠种子胚乳不
破裂)。因此, 胚乳成为这类种子萌发的限制因子,
其能否被突破(胚乳的突破性)是种子感受外界环
境条件决定自身萌发与否的最后开关。本文综述
种子萌发过程中有关胚乳破裂研究的相关问题及
进展。
1 胚乳破裂的部位和方式
种子萌发时, 胚乳破裂一般发生在珠孔端胚
乳处。但钻果大蒜芥胚乳破裂的位置不是正好在
珠孔端胚乳, 而是在珠孔端胚乳的附近(Iglesias-
Fernández和Matilla 2010)。
珠孔端胚乳的破裂可能存在两种方式: 一是
裂口处胚乳细胞的胞间层降解后, 细胞彼此分离
产生裂缝, 但细胞还保持完整性, 比如旱芹种子
(Jacobsen等1976); 二是裂口处胚乳细胞的整个细
胞壁(包括胞间层、初生壁甚至次生壁)都降解, 细
胞被撕裂, 细胞完整性丧失, 如da Silva等(2004)发
现咖啡种子的珠孔端胚乳在破裂前, 细胞被挤压
变形且丧失完整性。我们对莴苣珠孔端胚乳破裂
后的断面进行扫描电镜观察, 也发现破裂处的细
胞不完整, 细胞壁被明显撕裂(未发表资料)。
2 胚生长产生的机械力量是胚根突破胚乳的前提
条件但不是唯一条件
胚根能否突破胚乳从而完成萌发过程, 首先
取决于种子吸水后胚生长产生由内向外“顶”的力
量(growth potential)大小。若胚的生长被抑制,
“顶”的力量缺失, 种子就无法完成萌发过程。例
如, ABA抑制番茄种子萌发就是因为ABA抑制了
胚的生长(Wu等2001)。
2.1 胚轴细胞伸长是种子萌发完成前胚生长的主
要方式
组织或器官的生长是通过细胞分裂(增加细
胞总数)和细胞伸长(增加细胞体积)实现的。但是,
研究发现莴苣、拟南芥等种子的被覆物被突破前,
胚细胞并未发生细胞分裂(Haber和Luippold 1960;
Sliwinska等2009)。因此, 种子萌发完成前, 胚生长
主要是通过细胞伸长完成的。定位细胞伸长发生
具体部位的实验结果表明, 番茄、拟南芥等种子
萌发时, 发生细胞伸长的部位不在胚根区域, 而在
下胚轴及下胚轴与胚根之间的过渡区域(Chen等
2001; Sliwinska等2009; Gimeno-Gilles等2009)。
2.2 单靠胚轴伸长产生的力量不足以将珠孔端胚
乳顶破
有学者认为, 种子吸水后, 下胚轴及下胚轴与
胚根之间过渡区域细胞伸长产生的由内向外“顶”
的机械力量就足以使胚根穿透珠孔端胚乳(Nabors
和Lang 1971)。但Pavlišta和Haber (1970)却发现,
当利用含氯化合物处理莴苣种子时, 一些种子出
现胚轴能正常伸长但珠孔端胚乳不破裂的情况,
结果生长的胚由于受到胚乳的限制而在里面成卷
曲状, 有些种子的胚乳甚至在子叶端破裂, 但珠孔
端胚乳始终不破裂。Arcila和Mohapatra (1983)研
究烟草种子萌发时也发现, 珠孔端胚乳破裂可能
不是由于胚根“顶”的结果, 而是由于胚乳本身“溶
解”造成。因此, 单靠“顶”的力量还不足以将珠孔
端胚乳顶破, 可能还需要珠孔端胚乳本身的机械
强度在吸水后下降相配合。胚乳的机械强度与其
组织结构和细胞壁特性相关, 因此, 很有必要对胚
乳(特别是珠孔端胚乳)的组织结构及细胞壁化学
组成做一番了解。
3 胚乳组织的结构及胚乳细胞壁的化学组成
3.1 胚乳组织的结构特点
成熟种子中胚乳组织的厚度因植物种类不同
而异, 如拟南芥、钻果大蒜芥的胚乳只有一层细
胞(Müller等2006; Iglesias-Fernández和Matilla
2010), 独行菜的只有1~2层细胞(Müller等2006), 莴
苣只有2~3层细胞(Jones 1974), 番茄、烟草、咖啡
等则有多层细胞(Bewley 1979a)。一般珠孔端胚乳
的细胞层数比非珠孔端胚乳的要少, 但独行菜珠
孔端胚乳细胞层数(2层)比非珠孔端胚乳(1层)要多
(Müller等2006)。这类种子胚乳细胞的一个显著特
征是细胞壁明显加厚, 因而使胚乳组织具有很高
的机械强度(Jones 1974; Gong等2005)。此外, 莴苣
胚乳细胞壁还从四周向内形成一些凸起伸入到细
胞质中, 凸起常常相连成桥穿透细胞质(就像一些
建筑物的大厅里的柱子将天花板和地板连在一起
徐振江等: 种子萌发过程中胚乳的突破性研究 855
一样), 使细胞壁更加坚固(Jones 1974)。一般珠孔
端胚乳的细胞壁比非珠孔端胚乳的要薄(Nijsse等
1998; Toorop等2000; Williams等2001; da Silva等
2004; Gong等2005), 而曼陀罗种子珠孔端胚乳与
非珠孔端胚乳细胞壁在加厚程度上则没有明显差
别, 但珠孔端胚乳细胞比非珠孔端细胞要小(Sán-
chez等1990)。珠孔端胚乳与非珠孔端胚乳在细胞
层数及细胞壁结构上的差异, 可能决定了种子萌
发时胚根突破胚乳的具体位置。
3.2 胚乳细胞壁的化学组成
与其他组织相比, 这类种子的胚乳在细胞壁
的化学组成上也有自己的特点, 一般纤维素含量
较低, 而半纤维素含量较高(Otegui 2007)。Halmer
等(1975)认为, 莴苣种子萌发时, 胚根细胞壁不会
被胚乳产生的细胞壁降解酶破坏的原因, 可能正
是胚乳与胚根在细胞壁化学组成上的差别造成
的。组成胚乳细胞壁的单糖包括葡萄糖、鼠李
糖、岩藻糖、核糖、阿拉伯糖、木糖、半乳糖、
甘露糖和糖醛酸等, 莴苣、番茄、海枣(Phoenix
dactylifera)、咖啡、长角豆、葫芦巴等胚乳细胞
壁化学组成的显著特点是甘露糖和半乳糖的含量
非常高, 推测其可能以半乳甘露聚糖的形式存在
(Halmer等1975; Reid和Bewley 1979)。前面提到的
莴苣胚乳细胞壁形成一些向内的凸起, 可能就是
半乳甘露聚糖形成的微纤丝(Halme等1975)。海枣
和咖啡种子胚乳细胞壁中水不溶晶状体甘露聚糖
的存在是种子异常坚硬的原因所在(Bewley和Reid
1985), 而长角豆(McCleary和Matheson 1975)和葫
芦巴(Reid 1971)种子中因含有亲水性的半乳甘露
聚糖, 吸水一段时间后通常会变得很黏稠。
胚乳细胞壁的化学组成除了与其他组织不同
外, 就胚乳本身而言, 珠孔端胚乳与非珠孔端胚乳
之间也有显著差别。Dutta等(1994)发现莴苣珠孔
端胚乳细胞壁中甘露糖的含量仅为非珠孔端胚乳
的52%, 而阿拉伯糖和半乳糖的含量则分别是非珠
孔端的3.8倍和2倍。因此, 珠孔端胚乳之所以成为
胚根突破的位置, 除了与前面提到的细胞层数和
细胞壁加厚程度与非珠孔端胚乳不同外, 还可能
与珠孔端胚乳细胞壁的化学成分不同有关。
4 胚乳弱化
前已述, 胚乳组织由于细胞壁加厚具有较高
的机械强度, 单靠胚轴伸长产生的机械力量还不
足以被顶破。因此, 种子吸涨后胚乳本身的机械
强度可能还有一个逐渐下降的过程, 这一过程被
称为胚乳弱化(endosperm weakening)。
4.1 珠孔端胚乳机械强度的测定
分离种子的珠孔端胚乳, 利用与胚根差不多
大小的玻璃或金属棒穿透珠孔端胚乳, 棒的另一
端连接传感器, 就可测定穿透珠孔端胚乳所需机
械力量(puncture force)的大小。Nabors和Lang
(1971)首先采用该方法测定了莴苣胚乳的穿透力,
此后该方法被用于辣椒 (Wa tk in s和Can t l i f f e
1983)、番茄(Groot和Karssen 1987; Toorop等1998;
Wu等2001; Chen和Bradford 2000)、甜瓜(Welbaum
等1995)、咖啡(da Silva等2004, 2005)、独荇菜
(Müller等2006, 2007; Graeber等2010)和洋茄(Pinto
等2007; Anese等2011)等种子珠孔端胚乳穿透力的
测定。结果表明, 这些种子吸涨后, 珠孔端胚乳破
裂之前穿透力逐渐下降。因此, 研究者普遍认为
胚根突破珠孔端胚乳之前, 珠孔端胚乳已经弱化,
说明珠孔端胚乳的弱化是种子萌发时胚根突破胚
乳的另一前提条件。目前认为, 胚乳弱化存在细
胞壁酶促和非酶促松弛两种机制。
4.2 胚乳弱化的细胞壁酶促松弛机制
有关种子萌发过程中胚乳弱化的机制, 早在
1963年Ikuma和Thimann就提出了孵化酶假说
(hatching-enzyme hypothesis), 认为控制莴苣种子
萌发过程的最后步骤是产生一种酶, 能够使胚根
穿过种皮(胚乳), 但作者并未明确是胚还是胚乳本
身产生了这种酶。现在研究者普遍认为, 是胚乳
本身产生了细胞壁降解酶导致了自身的降解(一种
程序化死亡事件), 而且胚乳弱化不可能由一种细
胞壁降解酶来完成, 而是多种细胞壁降解酶协同
作用的结果(Bewley 1997a, b; Finch-Savage和Leu-
bner-Metzger 2006)。细胞壁由纤维素、果胶和半
纤维素等组成, 降解这些细胞壁多糖的酶可能都
在胚乳弱化中发挥作用。下面分别叙述各种细胞
壁降解酶与胚乳弱化的关系。
4.2.1 纤维素酶与胚乳弱化的关系 纤维素是葡萄
糖以β-1,4-糖苷键相连形成的多糖, 纤维素酶(EC
3.2.1.4)可打断β-1,4-葡萄糖苷键从而可使纤维素
发生降解。
植物生理学报856
纤维素酶可能在曼陀罗和咖啡种子的胚乳弱
化过程中发挥作用。曼陀罗种子萌发时, 胚乳中
纤维素酶活性的增加发生在胚乳破裂之前(Sán-
chez等1986)。在咖啡种子中, Takaki和Dietrich
(1980)检测到纤维素酶活性, Giorgini (1992)从胚乳
中提纯了两种纤维素酶的同工酶, da Silva等(2004)
用组织印迹法(tissue-printing)发现纤维素酶活性存
在于咖啡种子的各种组织中, 其活性的增加与珠
孔端胚乳穿透力下降的第一阶段相对应。
纤维素酶与莴苣种子胚乳弱化的关系则还存
在争论: Ikum和Thimann (1963)首次提出纤维素酶
可能与胚乳弱化相关, Pavlišta和Valdovinos (1975)
也发现从整粒种子中用低盐缓冲液提取的纤维素
酶活性在胚乳破裂前有增加的趋势; 但Bewley等
(1983)发现莴苣种子中纤维素酶的活性非常低, 且
酶活性在胚乳破裂前没有增加, 胚乳破裂后也保
持在非常低的水平, 因而认为纤维素酶与莴苣种
子胚乳弱化的关系不大。
然而纤维素酶与番茄和辣椒种子胚乳弱化的
关系可能不大。Leviatov等(1995)发现番茄种子萌
发时, 纤维素酶活性的增加发生在胚乳破裂之后,
认为纤维素酶不是控制胚乳破裂的关键酶。赤霉
素缺陷型突变体番茄种子只有在添加GA的萌发介
质中才能萌发, 但Groot等(1988)发现添加GA后并
没有在突变体种子中检测到纤维素酶的活性。
Watkins等(1985)则未能在萌发辣椒种子的胚乳中
检测到纤维素酶的活性。
4.2.2 降解果胶的酶与胚乳弱化的关系 果胶主要
由两类多糖组成(Carpita和McCann 2000), 一类是
同半乳糖醛酸聚糖(homogalacturonan), 另一类是
鼠李半乳糖醛酸聚糖(rhamnogalacturonan)。同半
乳糖醛酸聚糖主链是由单一的半乳糖醛酸以α-1,4-
糖苷键相连而成, 主链上一些半乳糖醛酸的羧基
被甲基化。而鼠李半乳糖醛酸聚糖主链则是由鼠
李糖和半乳糖醛酸交替地以α-1,4-和α-1,2-糖苷键
连接而成, 主链上的鼠李糖上还常常连接有阿拉
伯聚糖(阿拉伯糖以α-1,5-糖苷键连接而成)和半乳
聚糖(半乳糖以β-1,4-糖苷键连接而成)侧链。因此,
果胶的降解需要多种酶的参与。
(1)果胶甲酯酶(EC 3.1.1.11)。果胶甲酯酶可
将甲酯化的多聚半乳糖醛酸上的甲基脱去。有关
果胶甲酯酶与种子胚乳弱化的关系研究不多。
Ren和Kermode (2000)发现黄柏种子的胚乳中存在
果胶甲酯酶的活性, ABA抑制、GA促进种子萌发
的同时, 也抑制、促进了果胶甲酯酶的活性, 推测
果胶甲酯酶在黄柏种子胚乳弱化中起作用。
Salanenka等(2009)发现果胶甲酯酶在酶活性水平
上可能与黄瓜种子的胚乳弱化相关。
(2)多聚半乳糖醛酸酶(EC 3.2.1.15)。多聚半
乳糖醛酸酶水解两个相邻的没有酯化的半乳糖醛
酸间的α-1,4-糖苷键。在酯化度很高的果胶中, 需
要果胶甲酯酶先脱去主链上半乳糖醛酸的甲基后,
多聚半乳糖醛酸酶才能发挥作用。多聚半乳糖醛
酸酶与胚乳弱化的关系也只有少量报道。Sitrit等
(1999)在萌发番茄种子中检测到依赖钙离子的外
(exo)-多聚半乳糖醛酸酶活性, 发现酶活性在萌发
完成前升高, 并克隆了编码番茄多聚半乳糖醛酸
酶的一个基因LeXPG1, 转录水平分析结果表明,
LeXPG1主要在萌发种子的珠孔端胚乳与胚根尖中
表达, 胚乳破裂前表达水平升高。因此, 多聚半乳
糖醛酸酶在酶活性和mRNA水平上与番茄种子的
胚乳弱化可能相关。
(3)其他果胶降解酶。果胶裂解酶(EC 4.2.2.2)
催化两个相邻的、皆甲酯化的半乳糖醛酸间α-1,4-
糖苷键的断裂, 这种断裂不是通过水解, 而是通过
将半乳糖醛酸第5位β-碳原子上的氢转移到糖苷键
的氧原子上、在半乳糖醛酸第4和第5位碳原子之
间形成双键从而导致糖苷键断裂。但果胶裂解酶
与种子胚乳弱化是否存在相关性还不清楚。而降
解位于鼠李半乳糖醛酸聚糖侧链的阿拉伯聚糖和
半乳聚糖的酶, 如α-阿拉伯聚糖酶(EC 3.2.1.99)、
α-阿拉伯糖苷酶(EC 3.2.1.55)、β-半乳聚糖酶(EC
3.2.1.89)和β-半乳糖苷酶(EC 3.2.1.23)与种子胚乳
弱化的关系也不清楚。
4.2.3 降解半纤维素的酶与胚乳弱化的关系 半纤
维素由更复杂的细胞壁多糖组成, 主要包括木葡
聚糖、木聚糖、甘露聚糖、β-1,3-葡聚糖等。因
此, 降解半纤维素的酶也多种多样。
(1)降解木葡聚糖的酶。木葡聚糖的主链与纤
维素分子相似, 由单一的葡萄糖分子以β-1,4-糖苷
键连接而成, 但主链上一些葡萄糖分子以α-1,6-糖
苷键的形式与木糖相连, 且木糖还可能与阿拉伯
徐振江等: 种子萌发过程中胚乳的突破性研究 857
糖或半乳糖相连。降解木葡聚糖的酶主要是木葡
聚糖内转糖基/水解酶(EC 2.4.1.207/3.2.1.151), 是
一种具有双功能的酶。首先, 该酶发挥水解酶的
功能, 将一条木葡聚糖分子内切, 切口的非还原端
游离, 而还原端却与酶结合在一起; 然后, 该酶发
挥转糖基酶的功能, 将与之结合的还原端产物与
另一木葡聚糖分子的非还原端连接在一起(Rose等
2002), 从而将一条木葡聚糖分子的一段“嫁接”到
另一木葡聚糖分子上导致细胞壁松弛。关于木葡
聚糖内转糖基/水解酶与种子胚乳弱化关系的研究
较少。Chen等(2002)从番茄种子中克隆了一个木
葡聚糖内转糖基/水解酶基因LeXET4, 发现该基因
特异地在珠孔端胚乳中表达, 且表达水平在胚乳
破裂前出现高峰, 因而认为LeXET4可能与番茄种
子的胚乳弱化相关。
(2)降解木聚糖的酶。木聚糖是木糖分子通过
β-1,4-糖苷键连接而成的多糖, 主链上的一些木糖
分子还可能通过α-1,2或α-1,3糖苷键与阿拉伯糖相
连, 形成阿拉伯木聚糖。水解木聚糖和阿拉伯木
聚糖的是β-1,4-木聚糖酶(EC 3.2.1.8)和α-阿拉伯糖
苷酶。前已述, α-阿拉伯糖苷酶与种子胚乳弱化的
关系还不清楚, 而β-1,4-木聚糖酶与胚乳弱化的关
系也仅有Bewley等(1983)在莴苣整粒种子中检测
到该酶的活性, 但发现种子吸涨过程中酶活性没
有变化, 因而认为该酶与莴苣种子胚乳弱化的关
系可能不大。
(3)降解甘露聚糖的酶。甘露聚糖主链由甘露
糖以β-1,4-糖苷键连接而成, 主链上的一些甘露糖
以α-1,6-糖苷键与半乳糖残基相连, 则被称为半乳
甘露聚糖(galactomannan), 有时主链上还会夹杂一
段以β-1,4-糖苷键连接的葡聚糖, 则被称为葡甘露
聚糖(glucomannan)。种子中的甘露聚糖多为半乳
甘露聚糖(Dea和Morrison 1975), 其彻底降解需要
β-甘露聚糖酶(EC 3.2.1.78)、α-半乳糖苷酶(EC
3.2.1.22)和β-甘露糖苷酶(EC 3.2.1.25)的协同作用:
α-半乳糖苷酶负责切割位于侧链位置的半乳糖, β-
甘露聚糖酶随机地打断主链上的β-1,4糖苷键生成
甘露二糖和三糖, 而β-甘露糖苷酶则将甘露二糖和
三糖彻底水解为甘露单糖。
β-甘露聚糖酶与胚乳弱化的关系是所有细胞
壁降解酶中被研究得最多的(Bewley 1997b)。
Groot等(1988)发现在水中添加GA促进赤霉素缺陷
型突变体番茄种子萌发的同时, 提高了胚乳中β-甘
露聚糖酶的活性。随后发现非突变体番茄种子萌
发时, 珠孔端胚乳中β-甘露聚糖酶活性的增加发生
在胚乳破裂之前, 而非珠孔端胚乳中酶活性的增
加则发生在胚乳破裂之后 (Nonogak i等1992;
Nomaguchi 等1995; Toorop等 1996; Nonogaki和
Morohashi 1996)。Bewley等(1997)从番茄种子中
克隆了植物的第一个β-甘露聚糖酶基因LeMan1,
但发现其转录发生在胚乳破裂之后。Nonogaki等
(2000)从番茄种子中克隆了第二个β-甘露聚糖酶
基因LeMan2, 发现LeMan2只在胚乳破裂之前的珠
孔端胚乳中表达, 而LeMan1只在胚乳破裂之后的
非珠孔端胚乳中表达, 表明LeMan2与珠孔端胚乳
弱化相关。Belotserkovsky等(2007)将番茄的第三
个β-甘露聚糖酶基因LeMan3在番茄中过表达, 反
而抑制了转基因种子的萌发, RT-PCR分析发现过
表达LeMan3抑制了LeMan2的转录, 进一步证实了
LeMan2在番茄胚乳弱化中的功能。曼陀罗种子萌
发时, 珠孔端胚乳中β-甘露聚糖酶活性在胚乳破裂
之前已有显著增加, 红光促进、远红光抑制种子
萌发的同时, 也促进、抑制了β-甘露聚糖酶活性的
增加(Sánchez等1990; Sánchez和de Miguel 1997;
Arana等2006), 因此, β-甘露聚糖酶与曼陀罗种子
的胚乳弱化可能存在关系。拟南芥整粒种子的β-
甘露聚糖酶活性在种子萌发完成前有两次升高过
程, 编码拟南芥β-甘露聚糖酶的8个基因中, 有4个
(AtMAN7、AtMAN6、AtMAN5和AtMAN2)在萌发
种子中表达, 原位杂交分析结果表明4个基因只在
胚乳破裂前的珠孔端胚乳和胚根中表达, 基因敲
除实验进一步表明AtMAN7、AtMAN6和AtMAN5
与拟南芥的胚乳弱化相关(Iglesias-Fernández等
2011a和b)。本文作者参与的关于独行菜种子萌发
机理的研究发现, 独行菜种子萌发时, 珠孔端胚乳
中β-甘露聚糖酶的活性在胚乳破裂前增加, 克隆的
β-甘露聚糖酶基因LesaMAN7的转录水平也在胚乳
破裂前上升, 表明β-甘露聚糖酶可能在独行菜种子
的胚乳弱化中发挥作用(Morris等2011)。黄瓜和甜
瓜种子珠孔端胚乳中存在β-甘露聚糖酶活性, 而且
在胚乳破裂前增加, 表明β-甘露聚糖酶可能与黄瓜
和甜瓜种子的胚乳弱化相关(Ramakrishna和Amrit-
植物生理学报858
phale 2005)。虽然莴苣种子是最早被用来研究β-
甘露聚糖酶与胚乳弱化关系的材料(Halmer等
1975), 但关于该酶是否在莴苣胚乳弱化中发挥作
用却还存在争论: 一些研究者发现β-甘露聚糖酶活
性的增加发生在胚乳破裂之后(Halmer等1975,
1976, 1978; Halmer和Bewley 1979; Bewley等1983;
Powell等1984; Halmer 1989; Dulson和Bewley 1989;
Bewley 1997b; Toorop等1999; Nonogaki和Moro-
hashi 1999), 认为该酶的作用是降解和动员胚乳细
胞壁中的多糖为幼苗生长提供养料。Wang等
(2004)从莴苣种子中克隆了β-甘露聚糖酶基因Ls-
Man1, 也发现其转录发生在胚乳破裂之后, 因而他
们认为β-甘露聚糖酶与莴苣种子的胚乳弱化关系
不大。而另一些研究者却发现β-甘露聚糖酶活性
的增加发生在胚乳破裂之前(Dutta等1997; Nasci-
mento等2000, 2001, 2004, 2005), 因此认为β-甘露
聚糖酶与莴苣的胚乳弱化相关。而咖啡(Marracci-
ni等2001)、辣椒(Watkins等1985)、芦笋(Williams
等2001)和一些豆科(Bewley 1997b; Gong等2005)
种子萌发时, β-甘露聚糖酶活性或基因转录水平的
增加主要发生在胚乳破裂之后, 因此β-甘露聚糖酶
与这些种子胚乳弱化的关系可能不大。
Leung等(1979)在莴苣胚乳中检测到α-半乳糖
苷酶活性, 发现酶活性在萌发完成前逐渐增加。
Leung和Bewley (1981a, b)发现红光和GA促进种子
萌发的同时, 也促进了α-半乳糖苷酶活性在萌发完
成前增加, 但他们认为萌发与α-半乳糖苷酶并不一
定关联, 因为在萌发被抑制时, α-半乳糖苷酶活性
也会增加(Leung和Bewley 1981b)。Bewley等(1983)
不能断定胚乳中的α-半乳糖苷酶是胚乳自己产生
的, 还是从子叶中扩散过去的。Leung和Bewley
(1983)证明α-半乳糖苷酶需要β-甘露聚糖酶先将半
乳甘露聚糖降解成寡糖后才能发挥作用。因此, α-
半乳糖苷酶与莴苣种子胚乳弱化的关系还不是很
清楚。Groot等(1988)发现GA处理可恢复赤霉素缺
陷型突变体番茄种子在水中的萌发, GA处理也增
加了α-半乳糖苷酶的活性。Reid和Meier (1973)在
葫芦巴种子萌发早期的胚乳中未检测到α-半乳糖
苷酶活性, 酶活性在胚乳破裂之后才出现, 因此α-
半乳糖苷酶可能与葫芦巴种子的胚乳弱化关系不
大。
β-甘露糖苷酶与番茄种子的胚乳弱化可能存
在相关性。Groot等(1988)发现GA处理促进赤霉素
缺陷型突变体番茄种子在水中萌发的同时, 也提
高了β-甘露糖苷酶活性。Mo和Bewley (2002)发现
番茄种子珠孔端胚乳中β-甘露糖苷酶的活性大于
非珠孔端胚乳中的酶活性, 且活性在胚乳破裂前
上升, 并从番茄种子中提纯了β-甘露糖苷酶, 克隆
了其基因LeMside1, 发现种子萌发过程中, 该基因
首先在珠孔端胚乳中表达, 萌发完成后表达水平
下降。曼陀罗种子萌发时, 珠孔端胚乳中β-甘露糖
苷酶活性的增加发生在胚乳破裂前, GA和红光促
进种子萌发的同时促进了酶活性的增加, 因此β-甘
露糖苷酶可能与曼陀罗种子的胚乳弱化相关(Sán-
chez和de Miguel 1997)。关于β-甘露糖苷酶与莴苣
种子胚乳弱化的关系, 研究者虽然在种子中检测
到酶活性, 但活性在种子萌发过程中没有变化, 因
而认为该酶可能与莴苣种子的胚乳弱化关系不大
(Leung等1979; Bewley等1983; Quellette和Bewley
1986)。而葫芦巴(Reid和Meier 1973)和芦笋(Wil-
liams等2001)种子萌发时, β-甘露糖苷酶活性的出
现都是在胚乳破裂之后, 因此β-甘露糖苷酶可能与
这两种种子胚乳弱化的关系不大。
(4) β-1,3-葡聚糖酶(EC 3.2.1.39)。植物细胞壁
中含有的少量β-1,3-葡聚糖由葡萄糖以β-1,3-糖苷
键相连而成, β-1,3-葡聚糖酶可打断β-1,3-葡萄糖苷
键使其发生降解。β-1,3-葡聚糖酶集中在烟草种子
珠孔端胚乳中, 胚乳破裂前, 酶在活性、蛋白质和
mRNA水平上增加, GA促进、ABA抑制胚乳破裂
的同时, 也促进、抑制了β-1,3-葡聚糖酶在珠孔端
胚乳中的表达(Vögeli-Lange等1994; Leubner-
Metzger等1995, 1996; Leubner-Metzger 2003)。
Leubner-Metzger和Meins (2000)利用胚乳特异性启
动子将β-1,3-葡聚糖酶基因β-GLUI在烟草中过表
达, 促进了转基因烟草种子胚乳的破裂, 但转反义
基因的烟草种子的胚乳破裂情况却没有变化(Leu-
bner-Metzger和Meins 2001)。以上结果表明, β-1,3-
葡聚糖酶可能与烟草种子的胚乳弱化相关。Mo-
rohashi和Matsushima (2000)发现β-1,3-葡聚糖酶集
中在萌发已完成的番茄种子的珠孔端胚乳中, 但
原本不存在酶活性的非珠孔端胚乳被机械伤害(被
切割或被穿破)后酶活性也增强, 因此认为珠孔端
徐振江等: 种子萌发过程中胚乳的突破性研究 859
胚乳中β-1,3-葡聚糖酶活性可能是由胚根突破珠孔
端胚乳时带来的伤害造成的。Wu等(2001)虽然发
现β-1,3-葡聚糖酶特异地存在于番茄种子珠孔端胚
乳中, 胚乳破裂前酶在活性、蛋白质和mRNA水平
上增加, 但却发现番茄胚乳细胞壁中不存在β-1,3-
葡聚糖酶的底物, 而且ABA不抑制胚乳弱化但却
降低了酶的表达水平。因此, β-1,3-葡聚糖酶与番
茄种子的胚乳弱化可能无关。
4.3 胚乳弱化的细胞壁非酶促松弛机制
除了上述的细胞壁降解酶外, 一些非酶因子
也可能在胚乳弱化中发挥重要作用, 主要包括扩
展蛋白(expansin)和活性氧(reactive oxygen species,
ROS)。
4.3.1 扩展蛋白与胚乳弱化的关系 扩展蛋白是不
具有水解等酶促活性, 但可打断纤维素和半纤维
素之间的非共价键(如氢键)从而使细胞壁松弛的
一类细胞壁蛋白(Cosgrove 2000)。
关于扩展蛋白和胚乳弱化的关系有一些研究
报道。Chen和Bradford (2000)从番茄种子中克隆
了3个扩展蛋白基因LeEXP4、LeEXP8和LeEXP10,
发现LeEXP4特异地在珠孔端胚乳中表达, 且胚乳
破裂前表达量达到最大值, 破裂后表达量降低。
GA处理恢复GA缺陷型番茄突变体种子在水中萌
发的同时, 促进了LeEXP4的表达。而LeEXP8和
LeEXP10不在胚乳中表达, 只在胚中表达(Chen等
2001)。表明3个扩展蛋白基因中只有LeEXP4可能
与番茄胚乳弱化相关, 而LeEXP8和LeEXP10则可
能与胚的生长相关。
Mella等(2004)从曼陀罗种子中克隆了2个扩
展蛋白基因片段(AF442772和AF442773), 发现
AF442773在胚乳破裂前的珠孔端胚乳中表达, 红
光促进、远红光抑制种子萌发的同时, 也促进、
抑制了该基因在珠孔端胚乳中的表达。结果表明,
扩展蛋白可能与曼陀罗种子的胚乳弱化相关。
Soós等(2009)发现烟水溶液可促进莴苣种子
的萌发, 他们克隆了两个莴苣扩展蛋白基因EXP-
LIKE和EXP5, 发现烟水溶液处理在种子吸涨的早
期阶段提高了整粒种子中EXP5的转录水平, 但降
低了EXP-LIKE的转录水平。由于他们是从整粒种
子中提取RNA用于RT-qPCR分析, 没有单独分析珠
孔端胚乳中的情况, 因此其结果只能说明EXP5可
能与莴苣种子的萌发相关, 但是否与胚乳弱化相
关则还不清楚。
扩展蛋白可能在独行菜种子珠孔端胚乳弱化
中发挥作用(Voegele等2011)。
4.3.2 活性氧与胚乳弱化的关系 活性氧是直接或
间接由氧转变而来, 但具有比氧更强氧化活性的
含氧物质的统称, 在植物体内主要包括超氧阴离
子自由基(O2¯·)、羟自由基(·OH)、过氧化氢(H2O2)
等(Apel和Hirt 2004)。活性氧可以攻击细胞中的
生物大分子, 包括细胞壁多糖, 其中以·OH的攻击
性最强(Fry 1998)。由于ROS可攻击细胞壁导致其
松弛, 因而可能与胚乳弱化也存在相关性。Moro-
hashi (2002)发现番茄种子胚乳破裂前, H2O2和过
氧化物酶特异地在珠孔端胚乳中积累, 但他们认
为H2O2和过氧化物酶的功能可能是与抵御病原微
生物的侵入有关, 没有意识到与胚乳弱化的相关
性。Müller等(2007)首次提出活性氧(特别是·OH)
可能在胚乳弱化过程中发挥重要作用的假设, 他
们发现外源H2O2处理可以解除ABA对独行菜种子
胚乳破裂的抑制作用, 定量测定和组织化学染色
进一步发现, 胚乳破裂前·OH和O2¯·在珠孔端胚乳中
积累 , GA促进、ABA抑制胚乳破裂的同时 , 促
进、抑制了·OH的积累(Müller等2009)。Linkies等
(2010)发现过氧化物酶特异地在珠孔端胚乳和胚
根尖表达。以上结果表明, 活性氧可能在番茄和
独行菜种子的胚乳弱化过程中发挥作用。
5 展望
生活的胚乳组织是许多种子完成萌发的物理
障碍, 其破裂与否是这些种子能否萌发的最后开
关, 而胚乳弱化是胚乳破裂的前提条件, 许多细胞
壁降解酶及非酶的扩展蛋白及ROS可能在其中发
挥重要作用。一种种子的胚乳弱化可能有多种细
胞壁降解酶的参与, 但是否所有酶都是必需的或
者说是否只有一两种酶起主要作用, 是一个值得
研究的问题。此外, 一种细胞壁降解酶可能在某
种种子的胚乳弱化中发挥作用, 但可能与另一种
种子的胚乳弱化并不相关, 是否与酶的底物(细胞
壁多糖)在不同种子胚乳中的存在与否以及含量不
同相关?而扩展蛋白和ROS非酶, 不存在底物特异
性, 是否在不同种子的胚乳弱化中发挥普遍作用
也是一个非常有意义的问题。为了验证细胞壁降
植物生理学报860
解酶及扩展蛋白在胚乳弱化中的功能, 需要研究
过表达和敲除这些酶或蛋白质对胚乳弱化的影响,
但目前仅有研究者在烟草中开展了转β-1,3-葡聚糖
酶基因、在番茄和拟南芥中转β-甘露聚糖酶基因
对胚乳弱化影响的研究。总之, 胚乳的突破性决
定了种子萌发的速度及整齐度, 有关其机理的研
究具有重要的理论和实践意义, 但还有许多未知
的问题有待探索。
参考文献
Anese S, da Silva EAA, Davide AC, Rocha Faria JM, Soares GCM,
Matos ACB, Toorop PE (2011). Seed priming improves en-
dosperm weakening, germination, and subsequent seedling de-
velopment of Solanum lycocarpum St. Hil. Seed Sci Technol, 39:
125~139
Apel K, Hirt H (2004). Reactive oxygen species: metabolism, oxida-
tive stress, and signal transduction. Annu Rev Plant Biol, 55:
373~399
Arana MV, de Miguel LC, Sánchez RA (2006). A phytochrome-
dependent embryonic factor modulates gibberellin responses in
the embryo and micropylar endosperm of Datura ferox seeds.
Planta, 223: 847~857
Arcila J, Mohapatra SC (1983). Development of tobacco seedling.
2. Morphogenesis during radicle protrusion. Tobacco Sci, 27:
35~40
Belotserkovsky H, Berger Y, Shahar R, Wolf S (2007). Specific role
of LeMAN2 in the control of seed germination exposed by over-
expression of the LeMAN3 gene in tomato plants. Planta, 227:
199~209
Bewley JD (1997a). Seed germination and dormancy. Plant Cell, 9:
1055~1066
Bewley JD (1997b). Breaking down the walls—a role for endo-β-
mannanase in release from seed dormancy? Trends Plant Sci, 2:
464~469
Bewley JD, Black M (1994). Seeds: Physiology of Development and
Germination. New York: Plenum Press
Bewley JD, Burton RA, Morohashi Y, Fincher GB (1997). Molecular
cloning of a cDNA encoding a (1→4)-β-mannan endohydrolase
from the seeds of germinated tomato (Lycopersicon esculentum).
Planta, 203: 454~459
Bewley JD, Leung DWM, Ouelette FB (1983). The cooperative role
of endo-β-mannanase, β-mannosidase and α-galactosidase in the
mobilization of endosperm cell wall hemicelluloses of germi-
nated lettuce seed. In: Nozzolillo C, Lea PJ, Loewus FA (eds).
Mobilization of Reserves in Germination. New York: Plenum
Press, 137~152
Bewley JD, Reid JSG (1985). Mannans and glucomannans. In: Dey
PM, Dixon RA (eds). Biochemistry of Storage Carbohydrates in
Green Plants. London: Academic Press, 289~304
Carpita N, McCann M (2000). Cell wall. In: Buchanan BB, Gruis-
sem W, Jones RL (eds). Biochemistry and Molecular Biology of
Plants. Rockville, MD: The American Society of Plant Physiolo-
gists, 52~108
Chen F, Bradford KJ (2000). Expression of an expansin is associated
with endosperm weakening during tomato seed germination.
Plant Physiol, 124: 1265~1274
Chen F, Dahal P, Bradford KJ (2001). Two tomato expansin genes
show divergent expression and localization in embryos during
seed development and germination. Plant Physiol, 127: 928~936
Chen F, Nonogaki H, Bradford KJ (2002). A gibberellin-regulated xylo-
glucan endotransglycosylase gene is expressed in the endosperm
cap during tomato seed germination. J Exp Bot, 53: 215~223
Cosgrove DJ (2000). Loosening of plant cell walls by expansins. Na-
ture, 407: 321~326
da Silva EAA, Toorop PE, Nijsse J, Bewley JD, Hilhorst HWM (2005).
Exogenous gibberellins inhibit coffee (Coffea arabica cv. Rubi)
seed germination and cause cell death in the embryo. J Exp Bot,
56: 1029~1038
da Silva EAA, Toorop PE, van Aelst AC, Hilhorst HWM (2004). Ab-
scisic acid controls embryo growth potential and endosperm cap
weakening during coffee (Coffea Arabica cv. Rubi) seed germi-
nation. Planta, 220: 251~261
Dea ICM, Morrison A (1975). Chemistry and interactions of seed ga-
lactomannan. Adv Carbohydr Chem Biochem, 31: 241~312
Dulson J, Bewley JD (1989). Mannanase from Lactuca sativa: meta-
bolic requirements for production and partial purification. Phy-
tochemistry, 28: 363~369
Dutta S, Bradford KJ, Nevins DJ (1994). Cell-wall autohydrolysis in
isolated endosperms of lettuce (Lactuca sativa L.). Plant Physiol,
104: 623~628
Dutta S, Bradford KJ, Nevins DJ (1997). Endo-β-mannanase activity
present in cell wall extracts of lettuce endosperm prior to radicle
emergence. Plant Physiol, 113: 155~161
Finch-Savage WE, Leubner-Metzger G (2006). Seed dormancy and
the control of germination. New Phytol, 171: 501~523
Fry SC (1998). Oxidative scission of plant cell wall polysaccha-
rides by ascorbate-induced hydroxyl radicals. Biochem J, 332:
507~515
Gimeno-Gilles C, Lelievre E, Viau L, Malik-Ghulam M, Ricoult C,
Niebel A, Leduc N, Limami AM (2009). ABA-mediated inhibi-
tion of germination is related to the inhibition of genes encoding
cell-wall biosynthetic and architecture: modifying enzymes and
structural proteins in Medicago truncatula embryo axis. Mol
Plant, 2: 108~119
Giorgini JF (1992). Purification and partial characterization of two
isozymes of cellulase from GA3-treated coffee endosperm. R
Bras Fisiol Veg, 4: 75~80
Gong X, Bassel GW, Wang A, Greenwood JS, Bewley JD (2005). The
emergence of embryos from hard seeds is related to the structure
of the cell walls of the micropylar endosperm, and not to endo-β-
mannanase activity. Ann Bot, 96: 1165~1173
Graeber K, Linkies A, Müller K, Wunchova A, Rott A, Leubner-
Metzger G (2010). Cross-species approaches to seed dormancy
and germination: conservation and biodiversity of ABA-regu-
lated mechanisms and the Brassicaceae DOG1 genes. Plant Mol
徐振江等: 种子萌发过程中胚乳的突破性研究 861
Biol, 73: 67~87
Groot SPC, Karssen CM (1987). Gibberellins regulate seed germina-
tion in tomato by endosperm weakening: a study with gibberel-
lin-deficient mutants. Planta, 171: 525~531
Groot SPC, Kieliszewska-Rokicka B, Vermeer E, Karssen CM (1988).
Gibberellin-induced hydrolysis of endosperm cell walls in gib-
berellin-deficient tomato seeds prior to radicle protrusion. Planta,
174: 500~504
Haber AH, Luippold HJ (1960). Separation of mechanisms initiat-
ing cell division and cell expansion in lettuce seed germination.
Plant Physiol, 35: 168~173
Halmer P (1989). De novo synthesis of mannanase by the endosperm
of Lactuca sativa. Phytochemistry, 28: 371~378
Halmer P, Bewley JD (1979). Mannanase production by the lettuce
endosperm control by the embryo. Planta, 144: 333~340
Halmer P, Bewley JD, Thorpe TA (1975). Enzyme to break down let-
tuce endosperm cell wall during gibberellin- and light-induced
germination. Nature, 258: 716~718
Halmer P, Bewley JD, Thorpe TA (1976). An enzyme to degrade let-
tuce endosperm cell walls. Appearance of a mannanase follow-
ing phytochrome- and gibberellin-induced germination. Planta,
130: 189~196
Halmer P, Bewley JD, Thorpe TA (1978). Degradation of the en-
dosperm cell walls of Lactuca sativa L., cv. Grand Rapids: tim-
ing of mobilisation of soluble sugars, lipid and phytate. Planta,
139: 1~8
Iglesias-Fernández R, Matilla AJ (2010). Genes involved in ethylene
and gibberellins metabolism are required for endosperm-limited
germination of Sisymbrium officinale L. seeeds. Planta, 231:
653~664
Iglesias-Fernández R, Rodríguez-Gacio MC, Barrero-Sicilia C, Car-
bonero P, Matilla A (2011a). Three endo-β-mannanase genes ex-
pressed in the micropylar endosperm and in the radicle influence
germination of Arabidopsis thaliana seeds. Planta, 233: 25~36
Iglesias-Fernández R, Rodríguez-Gacio MC, Barrero-Sicilia C,
Carbonero P, Matilla AJ (2011b). Molecular analysis of endo-
β-mannanase genes upon seed imbibition suggest a cross-talk
between radicle and micropylar endosperm during germination
of Arabidopsis thaliana. Plant Signal Behav, 6: 80~82
Ikuma H, Thimann KV (1963). The role of the seed-coats in germi-
nation of photosenstitive lettuce seeds. Plant Cell Physiol, 4:
169~185
Jacobsen JV, Pressman E, Pyliotis NA (1976). Gibberellin-induced
separation of cells in isolated endosperm of celery seed. Planta,
129: 113~122
Jones RL (1974). The structure of the lettuce endosperm. Planta, 121:
133~146
Leubner-Metzger G (2003). Functions and regulation of β-1,3-
glucanase during seed germination, dormancy release and after-
ripening. Seed Sci Res, 13: 17~34
Leubner-Metzger G, Fründt C, Meins F Jr (1996). Effects of gibberel-
lins, darkness and osmotica on endosperm rupture and class I
β-1,3-glucanase induction in tobacco seed germination. Planta,
199: 282~288
Leubner-Metzger G, Fründt C, Vögeli-Lange R, Meins F Jr (1995).
Class I β-1,3-glucanase in the endosperm of tobacco during ger-
mination. Plant Physiol, 109: 751~759
Leubner-Metzger G, Meins F Jr (2000). Sense transformation reveals
a novel role for class I β-1,3-glucanase in tobacco seed germina-
tion. Plant J, 23: 215~221
Leubner-Metzger G, Meins F Jr (2001). Antisense-transformation
reveals novel roles for class I β-1,3-glucanase in tobacco seed
after-ripening and photodormancy. J Exp Bot, 52: 1753~1759
Leung DWM, Bewley JD (1981a). Immediate phytochrome action in
inducting α-galactosidase in lettuce seeds. Nature, 289: 587~588
Leung DWM, Bewley JD (1981b). Red-light- and gibberellic-acid-
enhanced α-galactosidase activity in germinating lettuce seeds,
cv. Grand Rapids: control by the axis. Planta, 152: 436~441
Leung DWM, Bewley JD (1983). A role for α-galactosidase in the
degradation of the endosperm cell walls of lettuce seeds, cv.
Grand Rapids. Planta, 157: 274~277
Leung DWM, Reid JSG, Bewley JD (1979). Degradation of the en-
dosperm cell walls of Lactuca sativa L., cv. Grand Rapids in
relation to the mobilisation of proteins and the production of hy-
drolytic enzymes in the axis, cotyledons and endosperm. Planta,
146: 335~341
Leviatov S, Shoseyov O, Wolf S (1995). Involvement of endoman-
nanase in the control of tomato seed germination under low tem-
perature conditions. Ann Bot, 76: 1~6
Linkies A, Schuster-Sherpa U, Tintelnot S, Leubner-Metzger G,
Müller K (2010). Peroxidases identified in a subtractive cDNA
library approach show tissue-specific transcript abundance and
enzyme activity during seed germination of Lepidium sativum. J
Exp Bot, 61: 491~502
Marraccini P, Rogers WJ, Allard C, André ML, Gaillet V, Lacoste
N, Lausanne F, Michaux S (2001). Molecular and biochemical
characterization of endo-β-mannanases from germinating coffee
(Coffea arabica) grains. Planta, 213: 296~308
McCleary BV, Matheson NK (1975). Galactomannan structure and
β-mannanase and β-mannosidase activity in germinating legume
seeds. Phytochemistry, 14: 1187~1194
Mella RA, Burdin MJ, Sánchez RA (2004). Expansin gene expres-
sion in Datura ferox L. seeds is regulated by the low-fluence
response, but not by the high-irradiance response, of phyto-
chromes. Seed Sci Res, 14: 61~71
Mo B, Bewley JD (2002). β-Mannosidase (EC 3.2.1.25) activity dur-
ing and following germination of tomato (Lycopersicon escu-
lentum Mill.) seeds. Purification, cloning and characterization.
Planta, 215: 141~152
Morohashi Y (2002). Peroxidase activity develops in the micropylar
endosperm of tomato seeds prior to radicle protrusion. J Exp
Bot, 53: 1643~1650
Morohashi Y, Matsushima H (2000). Development of β-1,3-glucanase
activity in germinated tomato seeds. J Exp Bot, 51: 1381~1387
Morris K, Linkies A, Müller K, Oracz K, Wang X, Lynn JR, Leubner-
Metzger G, Finch-Savage WE (2011). Regulation of seed ger-
mination in the close Arabidopsis relative Lepidium sativum:
a global tissue-specific transcript analysis. Plant Physiol, 155:
植物生理学报862
1851~1870
Müller K, Hess B, Leubner-Metzger G (2007). A role for reactive oxy-
gen species in endosperm weakening. In: Adkins SW, Ashmore
SE, Navie SC (eds). Seeds: Biology, Development and Ecology.
Wallingford, Oxfordshire, UK: CAB International, 287~295
Müller K, Linkies A, Vreeburg RAM, Fry SC, Krieger-Liszkay A,
Leubner-Metzger G (2009). In vivo cell wall loosening by hy-
droxyl radicals during cress seed germination and elongation
growth. Plant Physiol, 150: 1855~1865
Müller K, Tintelnot S, Leubner-Metzger G (2006). Endosperm-limited
Brassicaceae seed germination: abscisic acid inhibits embryo-
induced endosperm weakening of Lepidium sativum (cress) and
endosperm rupture of cress and Arabidopsis thaliana. Plant Cell
Physiol, 47: 864~877
Nabors MW, Lang A (1971). The growth physics and water relations
of red-light-induced germination in lettuce seeds. I. Embryos
germinating in osmoticum. Planta, 101: 1~25
Nascimento WM, Cantliffe DJ, Huber DJ (2000). Thermotolerance in
lettuce seeds: association with ethylene and endo-β-mannanase.
J Am Soc Hortic Sci, 125: 518~524
Nascimento WM, Cantliffe DJ, Huber DJ (2001). Endo-β-mannanase
activity and seed germination of thermosensitive and thermo-
tolerant lettuce genotypes in response to seed priming. Seed Sci
Res, 11: 255~264
Nascimento WM, Cantliffe DJ, Huber DJ (2004). Ethylene evolution
and endo-β-mannanase activity during lettuce seed germination
at high temperature. Sci Agric, 61: 156~163
Nascimento WM, Cantliffe DJ, Huber DJ (2005). Seed aging affects
ethylene production and endo-β-mannanase activity during let-
tuce seed germination at high temperature. Seed Sci Technol, 33:
11~17
Nijsse J, Erbe E, Brantjes NBM, Schel JHN, Wergin WP (1998). Low-
temperature scanning electron microscopic observations on en-
dosperm in imbibed and germinated lettuce seeds. Can J Bot, 76:
509~516
Nomaguchi M, Nonogaki H, Morohashi Y (1995). Development
of galactomannan-hydrolyzing activity in the micropylar en-
dosperm tip of tomato seed prior to germination. Physiol Plant,
94: 105~109
Nonogaki H, Bassel GW, Bewley JD (2010). Germination—still a
mystery. Plant Sci, 179: 574~581
Nonogaki H, Gee OH, Bradford KJ (2000). A germination-specific
endo-β-mannanase gene is expressed in the micropylar rn-
dosperm cap of tomato seeds. Plant Physiol, 123: 1235~1245
Nonogaki H, Matsushima H, Morohashi Y (1992). Galactomannan
hydrolyzing activity develops during priming in the micropylar
endosperm tip of tomato seeds. Physiol Plant, 85: 167~172
Nonogaki H, Morohashi Y (1996). An endo-β-mannanase develops
exclusively in the micropylar endosperm of tomato seeds prior to
radicle emergence. Plant Physiol, 110: 555~559
Nonogaki H, Morohashi Y (1999). Temporal and spatial pattern of the
development of endo-β-mannanase activity in germinating and
germinated lettuce seeds. J Exp Bot, 50: 1307~1313
Otegui MS (2007). Endosperm cell walls: formation, composition,
and functions. Plant Cell Monogr, 8: 159~177
Pavlišta AD, Haber AH (1970). Embryo expansion without protrusion
in lettuce seeds. Plant Physiol, 45: 636~637
Pavlišta AD, Valdovinos JG (1975). Carboxymethylcellulase activity
prior to the onset of germination of lettuce seeds. Plant Physiol,
56 (Suppl): 83
Pinto LVA, da Silva EAA, Davide AC, de Jesus VAM, Toorop PE,
Hilhorst HWM (2007). Mechanism and control of Solanum lyco-
carpum seed germination. Ann Bot, 100: 1175~1187
Powell AD, Dulson J, Bewley JD (1984). Changes in germination
and respiratory potential of embryos of dormant Grand Rapids
lettuce seeds during long-term imbibed storage, and related
changes in the endosperm. Planta, 162: 40~45
Quellette BFF, Bewley JD (1986). β-Mannoside mannohydrolase and
the mobilization of the endosperm cell wall of lettuce seeds, cv.
Grand Rapids. Planta, 169: 333~338
Ramakrishna P, Amritphale D (2005). The perisperm-endosperm
envelope in Cucumis: structure, proton diffusion and cell wall
hydrolysin activity. Ann Bot, 96: 769~778
Reid JSG (1971). Reserve carbohydrate metabolism in germinating
seeds of Trigonella foenum-graecum L. (Leguminosae). Planta,
100: 131~142
Reid JSG, Bewley JD (1979). A dual role for the endosperm and its
galactomannan reserves in the germinative physiology of fenu-
greek (Trigonella foenum-graecum L.), an endospermic legumi-
nous seed. Planta, 147: 145~150
Reid JSG, Meier H (1973). Enzymic activities and galactomarman
mobilisation in germinating seeds of fenugreek (Trigonella
foenum-graecum L. Leguminosae). Planta, 112: 301~308
Ren CW, Kermode AR (2000). An increase in pectin methyl esterase
activity accompanies dormancy breakage and germination of
yellow cedar seeds. Plant Physiol, 124: 231~242
Rose JKC, Braam J, Fry SC, Nishitani K (2002). The XTH family
of enzymes involved in xyloglucan endotransglucosylation and
endohydrolysis: current perspectives and a new unifying nomen-
clature. Plant Cell Physiol, 43:1421~1435
Salanenka YA, Goffinet MC, Taylor AG (2009). Structure and
histochemistry of the micropylar and chalazal regions of the
perisperm-endosperm envelope of cucumber seeds associated
with solute permeability and germination. J Am Soc Hortic Sci,
134: 479~487
Sánchez RA, de Miguel L (1997). Phytochrome promotion of man-
nan-degrading enzyme activities in the micropylar endosperm of
Datura ferox seeds requires the presence of the embryo and gib-
berellin synthesis. Seed Sci Res, 7: 27~33
Sánchez RA, de Miguel L, Mercuri O (1986). Phytochrome control
of cellulase activity in Datura ferox L. seeds and its relationship
with germination. J Exp Bot, 37: 1574~1580
Sánchez RA, Sunell L, Labavitch JM, Bonner BA (1990). Changes in
the endosperm cell walls of two Datura species before radicle
protrusion. Plant Physiol, 93: 89~97
Sitrit Y, Hadfield KA, Bennett AB, Bradford KJ, Downie AB (1999).
Expression of a polygalacturonase associated with tomato seed
germination. Plant Physiol, 121: 419~428
徐振江等: 种子萌发过程中胚乳的突破性研究 863
Sliwinska E, Bassel GW, Bewley JD (2009). Germination of Arabi-
dopsis thaliana seeds is not completed as a result of elongation
of the radicle but of the adjacent transition zone and lower hypo-
cotyl. J Exp Bot, 60: 3587~3594
Soós V, Juhász A, Light ME, van Staden J, Balázs E (2009). Smoke-
water-induced changes of expression pattern in Grand Rapids
lettuce achenes. Seed Sci Res, 19: 37~49
Takaki M, Dietrich SMC (1980). Effect of GA3 and light on polysc-
charide levels and metabolism in germinating coffee seeds. J
Exp Bot, 31: 1643~1649
Toorop PE, Bewley JD, Abrams SR, Hilhorst HWM (1999). Structure-
activity studies with ABA analogs on germination and endo-β-
mannanase activity in tomato and lettuce seeds. J Plant Physiol,
154: 679~685
Toorop PE, Bewley JD, Hilhorst HWM (1996). Endo-β-mannanase
isoforms are present in the endosperm and embryo of tomato
seeds, but are not essentially linked to the completion of germi-
nation. Planta, 200: 153~158
Toorop PE, van Aelst AC, Hilhorst HWM (1998). Endosperm cap
weakening and endo-β-mannanase activity during priming of
tomato (Lycopersicon esculentum cv. moneymaker) seeds are
initiated upon crossing a threshold water potential. Seed Sci Res,
8: 483~491
Toorop PE, van Alest AC, Hilhorst HWM (2000). The second step
of the biphasic endosperm cap weakening that mediates tomato
(Lycopersicon esculentum) seed germination under the control of
ABA. J Exp Bot, 51: 1371~1379
Voegele A, Linkies A, Müller K, Leubner-Metzger G (2011). Mem-
bers of the gibberellin receptor gene family GID1 (GIBBEREL-
LIN INSENSITIVE DWARF1) play distinct roles during Lepidium
sativum and Arabidopsis thaliana seed germination. J Exp Bot,
62: 5131~5147
Vögeli-Lange R, Fründt C, Hart CM, Beffa R, Nagy F, Meins F Jr
(1994). Evidence for a role of β-1,3-glucanase in dicot seed ger-
mination. Plant J, 5: 273~278
Wang A, Li J, Bewley JD (2004). Molecular cloning and character-
ization of an endo-β-mannanase gene expressed in the lettuce
endosperm following radicle emergence. Seed Sci Res, 14:
267~276
Watkins JT, Cantliffe DL (1983). Mechanical resistance of the seed
coat and endosperm during germination of Capsicum annuum at
low temperature. Plant Physiol, 72: 146~150
Watkins JT, Huber DJ, Nell TA (1985). Gibberellic acid stimulated
degradation of endosperm in pepper. J Am Soc Hortic Sci, 110:
61~65
Welbaum GE, Muthui WJ, Wilson JH, Grayson RL, Fell RD (1995).
Weakening of muskmelon perisperm envelope tissue during ger-
mination. J Exp Bot, 46: 391~400
Williams HA, Bewley JD, Greenwood JS, Bourgault R, Mo B (2001).
The storage cell walls in the endosperm of Asparagus officinalis
L. seeds during development and following germination. Seed
Sci Res, 11: 305~315
Wu CT, Leubner-Metzger G, Meins F Jr, Bradford KJ (2001). Class
I β-1,3-glucanase and chitinase are expressed in the micropylar
endosperm of tomato seeds prior to radicle emergence. Plant
Physiol, 126: 1299~1313