全 文 ：植物生理学通讯 第 44卷 第 2期，2008年 4月 363
葡萄花色苷的生物合成
刘闯萍 1，王军 1,2,*
东北林业大学 1林学院，2林木遗传育种与生物技术教育部重点实验室，哈尔滨 150040
Anthocyanin Biosynthesis in Grapevine
LIU Chuang-Ping1, WANG Jun1,2,*
1School of Forestry, 2Key Laboratory of Forest Tree Genetic Improvement and Biotechnology, Ministry of Education, Northeast
Forestry University, Harbin 150040, China
提要：文章介绍葡萄花色苷的生物合成途径，及与其相关酶的种类、结构基因和调节基因的研究进展，并对今后这一领
域需要进一步研究的问题作了展望。
关键词：葡萄；花色苷；生物合成
收稿 2007-12-03 修定 2008-03-05
资助 黑龙江省博士后科研启动基金(6 0 2 02 5 )。
* 通讯作者(E-mai l：junwa ng19 66 @1 26 .com；Tel：
0 45 1-82 1 91 82 9)。
黄酮类化合物(flavonoid)是植物次生代谢的一
大类化合物，具有防护紫外线损伤，抵抗病原物
侵染，促进豆科植物结瘤、种子传播及花粉管伸
长等作用(Koes等 1994；Sparvoli等 1994；Holton
和 Cornish 1995)。花色苷(anthocyanin)为黄酮类
化合物中的一类，除了赋予植物器官各种颜色
外，作为昆虫和一些动物的引诱剂，对授粉和种
子传播都有作用(Spa rvol i 等 1994；Wrols tad
2004)。正因为花色苷的多种作用，因此有关其
生物合成和调控引起了人们的兴趣。
有关花色苷合成的遗传学研究，可以追溯到
19世纪孟德尔的豌豆实验。此后，人们相继对不
同植物花色苷的遗传和生物合成进行了研究。早
期的研究主要集中在表型的遗传变异上，如花色
苷及其它黄酮类化合物结构的鉴定，这为研究控
制其生物合成的有关基因奠定了基础。同时，对
突变体的研究也促进了有关花色苷生物合成和调控
的工作。目前，已经克隆了与葡萄花色苷生物合
成有关的结构和调节基因( S pa rvo l i 等 1 9 9 4；
Kobayashi等 2001，2002，2004，2005)，并采
用重组DNA技术对其功能作了鉴定(Kobayashi等
2002；Deluc等 2006；Bogs等 2006)。
葡萄浆果的颜色对加工和鲜食品种都有作
用，而花色苷等黄酮类化合物对葡萄酒的颜色、
质量和营养价值的作用更大(González-Manzano等
2007；Fritz等 2006)。上世纪 90年代以来，借
助于玉米(Zea mays)、金鱼草(Antirrhinum majus)、
矮牵牛(Petunia hybridia)花色苷生物合成和调控的
研究成果，葡萄花色苷的相关研究也取得了很大
进展。本文介绍葡萄花色苷生物合成途径、有关
酶类、结构基因及调节基因的研究进展，并对今
后这一领域需要解决的问题作了展望。
1 葡萄花色苷的生物合成途径
花色苷主要在葡萄浆果的表皮细胞细胞质中
合成，在液泡中积累，最初合成的是花青素
(cyanidin)和花翠素(delphinidin)的葡萄糖苷，然后
转变为其它类型的花色苷 ( K o e s 等 2 0 0 5；
Castellarin等 2007a)。由于花色苷在果皮中的积
累，葡萄果实遂呈现红色、蓝色、紫色或黑色。
葡萄成熟时的果实颜色对其商品质量有影响，特
别是对于酿酒用的葡萄。不同种或品种葡萄都具
有自己独特的花色苷类型，各种花色苷的比例决
定着果皮颜色(Pomar等2005；Castellarin等2006；
Jeong等 2006)。欧亚洲种的葡萄(Vitis vinifera)品
种一般都只含有单糖苷化的花青素、花翠素、甲
基花青素(peonidin)、3-甲花翠素(petunidin)和二
甲花翠素(malvidin)的 3-葡萄糖苷、3-乙酰葡萄糖
苷、3-p-香豆酰葡萄糖苷和 3-咖啡酰葡萄糖苷衍
生物，其中二甲花翠素及其衍生物是其主要成
分，一般不含有天竺葵色素(pelargonidin)衍生物
植物生理与分子生物学 Plant Physiology and Molecular Biology
植物生理学通讯 第 44卷 第 2期，2008年 4月364
(Boss等 1996a；Arozarena等 2002；Ageorges等
2006)。但也有一些是例外，如‘黑比诺(Pinot
N o i r )’品种只含有非酰化的花色苷( F o n g 等
1971)，一些具有玫瑰香味的品种含有的二甲花翠
素衍生物比其它花色苷少(Cravero等 1994)。
两类基因为花色苷生物合成所必需，一类为
结构基因，这些基因是不同种植物所共有，其编
码的酶蛋白直接参与花色苷及其它黄酮类化合物的
合成和贮藏；另一类为调节基因，这类基因不仅
调节结构基因的表达，还控制色素类物质的时空
积累(Sparvoli等 1994；Holton和 Cornish 1995；
Winkel-Shirley 2001；Koes等 2005)。葡萄为非跃
变型果实，浆果的生长曲线表现为双 S形，即在
2个生长阶段[第一阶段(stage I)和第三阶段(stage
III)]中间有一个停滞期[(lag phase)，第二阶段
(stage II)] (Coombe和Hale 1973)。在葡萄栽培中
由停滞期过渡到第三阶段称为果实转色期，也就
意味着浆果开始成熟，浆果中糖份和花色苷的积
累从果实转色期开始，贯穿于整个成熟过程，品
种、栽培地区和栽培条件都会影响花色苷的含量
和各种花色苷的比例(Boss等 1996a；Jeong等
2004；Mori等 2005，2007；Ageorges等 2006；
Castellarin等 2006，2007a，2007b；Sanchez-
Ballesta等 2007)。花色苷的生物合成除依赖于基
因型外，还具有器官(组织)合成特异性(主要在果
皮中合成)，受光诱导，如红皮葡萄果皮中含有
花色苷而不含原花色素(proanthocyanidin)，白皮
葡萄果皮中含原花色素而不含花色苷；成熟的
‘西拉( S h i r a z )’品种果皮中含花色苷，叶片、
卷须、绿枝、根尖、花、花后 4 周的种子和成
熟果实果肉中只含原花色素，而不含花色苷(Boss
等 1996b) ；夜间高温抑制果皮花色苷的积累，但
对黄酮类物质的合成无影响(Mori 等 2005) ；水分
胁迫不仅可以提高果实花色苷的含量，而且可以
提高花色苷的O-甲基化和羟基化水平(Castellarin
等 2007a，b) ；外源生长调节物质和乙醇对花色
苷的生物合成也有影响(E l -Kereamy等 2002，
2003；Jeong等 2004) ；持续光照可以诱导花色
苷在下胚轴和根中合成，光质和光照时间也影响
花色苷的积累(Sparvoli等 1994)。
花色苷生物合成过程分为两个阶段，苯丙氨
酸先转化为 4- 香豆酰 CoA，后合成木质素、香
豆素和1,2-二苯乙烯等，这一阶段一般称为苯丙烷
类代谢途径(phenylpropanoid metabolic pathway) ；
第二个阶段为类黄酮途径(flavonoid pathway)，由
4-香豆酰 CoA转化为各种黄酮类化合物，如橙酮
(aurone)、黄酮(flavone)、黄酮醇(flavonol)、异
黄酮(isoflavonoid)、原花色素、花色苷，此途径
受光调节(Sparvoli等 1994；Boss等 1996b)。由
苯丙氨酸形成花色苷阶段包含很多反应，这些反
应分别由不同的酶催化。据文献报道，葡萄花色
苷生物合成途径如图 1所示(Goto-Yamamoto等
2002；Koes等 2005；Bogs等 2006；Jeong等
2006；Zhang等 2006)。苯丙氨酸在苯丙氨酸解
氨酶(PAL)、肉桂酸 4-羟化酶(C4H)、4-香豆酰
CoA连接酶(4CL)作用下生成 4-香豆酰 CoA；由
查尔酮合成酶(CHS)催化丙二酰 CoA 和 4-香豆酰
CoA形成黄色的查尔酮(chalcone) ；查尔酮异构化
形成无色的黄烷酮(flavanone)，此步骤可自发进
行，但在查尔酮异构酶(CHI)催化下可加速完成；
在黄烷酮 3-羟化酶(F3H)的催化下，黄烷酮在 C3
位置羟化形成无色的黄烷酮醇(dihydroflavonol) ；
进一步还原成无色花色素(leucoanthocyanidin)，由
黄烷酮醇 4-还原酶(DFR)催化完成；在无色花色
素双加氧酶(LDOX)作用下，无色花色素转变成有
色不稳定的花色素(anthocyanidin)，包括花翠素和
花青素；UDP-葡萄糖: 类黄酮 -3-O-葡萄糖基转
移酶(UFGT)催化不稳定的花色素糖苷化分别形成
花翠素 -3-葡萄糖苷和花青素 -3-葡萄糖苷；在O-
甲基转移酶(OMT)的催化下分别形成花翠素类(3-
甲花翠素、二甲花翠素)葡萄糖苷和花青素类(甲
基花青素)葡萄糖苷(Hol ton和 Cornish 1995；
Jaakola等 2002；Jenog等 2006；Castellarin等
2007a)。
在花色苷的生物合成过程中(图1)，由于大多
数中间产物是另一个生物合成过程的前体物质，
所以与花色苷生物合成相关酶基因在非花色苷合成
器官中同样可以表达(Boss等 1996b)。有研究表
明，在类黄酮途径中，不同器官(组织)中原花色
素含量与相关基因表达呈现出数量上的相关关系，
也就是说原花色素含量高的器官(组织)，其相关
基因(不包括UFGT)的表达水平也高；在非花色苷
合成器官(如叶片、卷须、绿枝、根、花、种
子)中类黄酮途径中相关基因(不包括UFGT)的表达
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是由于合成原花色素(Boss等 1996b)。UFGT表达
具有品种和时间特异性，也就是该基因只在花色
苷合成组织(红色品种一定发育时期的果皮)中表
达，其表达强度与花色苷含量呈正相关，白色品
种类黄酮途径可能止于 DFR (Boss等 1996b；
Kobayashi等 2001)。因此，认为葡萄花色苷生物
合成的关键酶是UFGT，而非 LDOX (Sparvoli等
1994；Boss等 1996a，b；Kobayashi等 2001)，
这与玉米、金鱼草和矮牵牛中花色苷生物合成关
键酶基因不同(Holton和 Cornish 1995)。果皮颜色
突变体的研究表明，虽然UFGT在白色葡萄果皮
中不表达，但该基因是存在的；白色果皮葡萄及
图 1 花色苷的生物合成途径(Goto-Yamamoto等 2002；Koes等 2005；Bogs等 2006；Jeong等 2006；Zhang等 2006)
PAL：苯丙氨酸解氨酶(phenyla lanine ammonia -lyase) ；C4 H：肉桂酸 4- 羟化酶(cinnamate 4-hydroxylase) ；4CL：4- 香
豆酰 CoA连接酶(4-coumarate: CoA ligase) ；StSy：二苯乙烯合酶(stilbene synthase) ；CHS：查尔酮合成酶(chalcone synthase)；
CHI：查尔酮异构酶(chalcone isomerase) ；F3H：黄烷酮 3-羟化酶(flavanone 3-hydroxylase) ；F3 H：类黄酮 3-羟化酶(flavonoid
3-hydroxylase) ；F35H：类黄酮 3,5-羟化酶(flavonoid 3,5-hydroxylase) ；DFR：黄烷酮醇 4-还原酶(dihydroflavonol 4-reductase) ；
LDOX：无色花色素双加氧酶(leucoanthocyanidin dioxygenase) ；UFGT或 3GT：UDP-葡萄糖: 类黄酮 -3-O-葡萄糖基转移酶(UDP-
glucose: flavonoid 3-O-glucosyltransferase) ；OMT：O-甲基转移酶(O-methyltransferase) ；5GT：UDP-葡萄糖: 花色苷 -5-O-葡
萄糖基转移酶(UDP-glucose: anthocyanin 5-O-glucosyltransferase) ；ACT：花色苷酰基转移酶(anthocyanin acyltransferase) ；GST：
谷胱甘肽 S-转移酶(glu tathione S-transferase)。
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其红色果皮突变体中的UFGT及启动子的碱基序
列相同(Boss等 1996a，b；Kobayashi等 2001)。
Kobayashi等(2002)认为果皮颜色由白色突变为红
色是由一个控制UFGT表达的调节基因发生了突
变之果。
2 结构基因
Sparvoli等(1994)以金鱼草和玉米的 cDNA为
异源探针，从葡萄实生苗中分离出编码 P A L、
CHS、CHI、F3H、DFR、LDOX 和 UFGT的
cDNA亚克隆。有关葡萄花色苷生物合成过程的
研究，主要集中在这 7 个酶基因上。
2.1 苯丙氨酸解氨酶(PAL)基因 PAL是植物次生
代谢中 3个关键酶之一，它催化 L-丙氨酸形成反
式肉桂酸。此反应为不可逆反应，是一个限速反
应。该酶参与植保素、木质素、花青素和水杨
酸等的生物合成(陈晓亚 1998)。除和防卫反应相
关外，木质素参与导管的形成，一些黄酮类物质
参与抗辐射、根瘤诱发、生长素极性运输或调节
一些苯丙烷类合成途径中酶活性(薛应龙和欧阳光
察 1998)。所以 PAL除在抗病时表达外(Bézier等
2002；Kortekamp 2006；Trotel-Aziz等 2006)，
在植物抗辐射(Teklemariam和 Blake 2004)、创伤
愈合(C ampos- Va rgas 等 2 00 5)、高低温胁迫
(Soleska和Kacperska 2003)、花青素合成(Boss等
1996a；Kobayashi等 2001)、施用外源激素后也
被激活而表达(Repka 2001；Lafuente等 2004；
Wen等 2005)。
作为植物次生代谢关键酶基因之一，PAL表
达的组织特异性不强，在葡萄中龄叶、卷须、绿
枝、根尖、花、花后 4 周的种子和成熟果皮中
都有较强的表达，而在老叶和成熟果实果肉中表
达较弱或不表达(Boss等 1996b)。PAL在花器中
表达最强烈；在果实中，花后 2周表达最强，然
后逐渐下降，至果实转色期趋于平稳(Waters等
2005)。葡萄幼苗叶子PAL的表达不受光诱导，在
持续光照和黑暗条件下都有很强的表达(Sparvoli等
1994)。不同颜色葡萄品种成熟果实的果皮或果实
中的研究表明，PAL 在大多数有色品种中表达
强，而在白色品种中表达弱或不表达( B o s s 等
1996b；Kobayashi等 2001；Ageorges等 2006)。
在红色葡萄果实发育过程中，PAL 主要在花后
2~4周的果皮中表达，然后表达减弱或不表达，
随着果实着色表达加强，果实成熟时的表达水平
最高(Boss等 1996a；Kobayashi等 2001)，而果肉
组织在发育过程中检测不到 PAL的表达(Boss等
1 9 9 6 a )。P A L 表达依赖于品种，如在品种
‘Gamay Noir’(红皮白肉)果实和果皮中的表达比
品种‘Lacryma Christii’(红皮红肉)和‘Gamay
Fréaux’(红皮红肉)中的表达弱，品种‘Gamay
Noir’果肉中几乎检测不到 PAL的表达；在品种
‘La c ryma C hr is t i i’果肉中的表达强于果皮
(Ageorges等 2006)。夜间低温促进花色苷积累
时，果皮中 PAL的活性也较高，但两者之间没有
数量上的相关性(Mori等 2005) ；在进入果实转色
期后，PAL活性急剧上升，成熟期又下降到较低
水平(Chen等 2006)。Chen等(2006)检测到有 2个
PAL等位基因在果实发育过程中表达，67 kDa蛋
白持续表达，90 kDa蛋白在转色期后表达；PAL
主要分布在果实细胞细胞壁、次生壁和薄壁细胞
中 。
PAL由多个成员组成的基因家族所编码，如
葡萄 PAL 家族的成员有 15~20 个(Spa rvol i 等
1994)，而用来杂交的探针只是其中之一。因此，
用Northern杂交技术有可能检测不到 PAL家族其
它成员在果肉组织或白色品种果皮中的表达
(Sparvoli等 1994；Boss等 1996a，b；Kobayashi
等 2001)，实时定量 PCR的结果证明了这一推断
(Ageorges等 2006)。不同植物中 PAL碱基序列和
编码的蛋白质氨基酸序列相似性较高(Sparvoli等
1994)，该基因家族可能起源于一个古老基因，基
因的复制(duplication)和分子上的歧异(divergence)
可能会形成功能不同的基因，以应对不同环境条
件的影响，分别在不同组织和发育时期表达
(Sparvoli等 1994)。
2.2 查尔酮合成酶(CHS)基因 CHS是类黄酮途径
中的第一个酶，丙二酰 CoA和 4-香豆酰 CoA在
CHS作用下形成查尔酮，而在 StSy作用下最终形
成 1,2-二苯乙烯(图 1)。由于两者催化的底物相
同，碱基序列、酶蛋白氨基酸序列、内含子位
置及序列的相似性也较高，故推测 StSy是从 CHS
独立进化而来(Tropf等 1994)。但随后的研究表
明，两者的起源和亲缘关系很复杂(Goodwin等
2000；Goto-Yamamoto等 2002)。
葡萄幼苗叶子CHS的表达受光诱导，黑暗条
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件下表达很弱，持续光照 6 h后表达增强，48 h
光照后表达有所减弱(Sparvoli等 1994)。以葡萄幼
苗中分离到的CHS cDNA为探针，研究CHS表达
组织特异性的结果表明，在叶片(幼、中、老)、
卷须、绿枝、根尖、花和花后 4 周的种子中都
有较强的表达，在成熟果实果皮和果肉中表达较
弱或不表达(Boss等1996b)。CHS在红色品种成熟
果皮中表达强，在白色品种中表达弱或不表达
(Boss等 1996b；Kobayashi等 2001) ；在红色葡
萄果实发育过程中，CHS主要在花后 2~4周的果
皮中表达，然后表达减弱，随着果实着色表达的
加强，果实成熟时表达水平最高(Boss等 1996a；
Kobayashi等 2001；Waters等 2005)，而果肉组织
在花后 4周表达最强，随着果实的发育表达急剧
下降(Boss等 1996a) ；转色期开始至成熟期的夜
间高温(30 ℃/30 ℃)对CHS在葡萄果皮中的表达几
乎没有影响 ( M o r i 等 2 0 0 5 ) ，乙烯利 ( 2 -
chloroethylphosphonic acid，2-CEPA)促进 CHS的
表达(El-Kereamy等 2003)，而乙醇对 CHS的表达
则基本上无影响(El-Kereamy等 2002) ；CHS在花
后 2 周的果实中表达最强，转色前降至最低水
平，进入转色期后缓慢上升(Wa ters 等 2005)。
CHS在葡萄果肉、白色品种果皮、转色期前后表
达水平之所以低或不表达的原因，可能与其结
构、采用的检测方法和探针的特异性有关
(Sparvoli等 1994；Kobayashi等 2001；Waters等
2005；Ageorges等 2006)。
葡萄 CHS由多基因家族编码，其成员有 3~4
个，与其它植物 CHS碱基序列和编码的蛋白质氨
基酸序列的相似性较高。与 PAL类似，CHS基
因家族可能起源于一个古老基因，基因的复制和
分子上的歧异可能形成功能不同的基因，以应对
不同环境条件的影响，并分别在不同组织和发育
期表达(Sparvoli等 1994)。迄今已从‘赤霞珠
(Cabernet Sauvignon)’分离到 3个 CHS的 cDNA
克隆，分别为 CHS1、CHS2和 CHS3，其转录可
能受不同因素控制(Sparvoli等 1994；Durbin等
2000；Goto-Yamamoto等 2002；Jeong等 2004)。
对根据 CHS碱基序列推测的蛋白质氨基酸序列进
行系统发育学研究的结果显示，CHS1和CHS2亲
缘关系很近，而与 CH S3 亲缘关系较远( Goto-
Yamamoto等 2002)。CHS3的mRNA主要在红色
品种着色期间的果皮中积累，而CHS1和CHS2的
mRNA同时在白色品种果皮、幼叶和红色品种的
果皮中积累(Goto-Yamamoto等 2002；Castellarin
等 2006)。结合 cDNA微阵列和实时定量 PCR技
术，采用抑制消减杂交(suppressive subtractive
hybridization，SSH)，分析不同发育时期不同颜
色(果皮、果肉)葡萄品种的结果表明，CHS3与
果实颜色紧密相关(Ageorges等 2006)。类黄酮途
径相关基因(如CHS1和CHS2)在非花色苷合成器官
(如叶片、根、花、种子)中的表达可能是由于合
成原花色素之果(Boss 等 1996b；Ageorges 等
2006)。在品种‘赤霞珠’葡萄转色期施以ABA、
NAA和遮荫处理的结果显示，果实着色期间果皮
中CHSs mRNA以CHS2和CHS3为主，以ABA处
理可以促进 CHSs的表达，而以NAA和遮荫处理
则抑制 CHSs的表达(Jeong等 2004) ；水分胁迫处
理的结果表明，果实着色期间果皮中CHSs mRNA
以 CHS2和 CHS3为主，干旱可以促进 CHS2和
CHS3 mRNA的转录(Castellarin等 2007a)。CHSs
表达的机制还需进一步研究。
2.3 查尔酮异构酶(CHI)基因 黄色的查尔酮能自发
或在 CH I 作用下很快异构化形成无色的黄烷酮
(Holton和Cornish 1995)。Sparvoli等(1994)认为葡
萄 CHI为单拷贝，果实发育过程中用表达序列标
签(expressed sequence tag，EST)分析的结果也证
明这一推断(Terrier等 2001)，但随后的 EST数据
库报道认为有2个CHI序列(CHI1和CHI2) (Waters
等 2005；Ageorges等 2006)，浆果转色后 CHI1
表达，CHI2在非生物胁迫的叶片中表达(Jeong等
2004)。
葡萄幼苗叶子 CHI的表达受光诱导，黑暗条
件下表达较弱，持续光照后表达增强(Sparvoli等
1994)。CHI在幼叶和中龄叶、卷须、绿枝、根
尖、花、花后 4 周种子和果皮中都有表达，而
在老叶和果肉中不表达(Boss等 1996b)。CHI在红
色品种成熟果皮中表达强，而在白色品种中表达
弱(Boss等 1996b； Kobayashi等 2001)，在体细
胞胚(白色)及其突变体(紫红色)中的表达分析也证
明了这一点(Kobayashi等 2002) ；在红色葡萄果实
发育过程中，CHI主要在花后 2~4周的果皮中表
达，而后表达减弱，随着果实着色表达加强，果
实成熟时的表达水平与花后 4 周相等( B os s 等
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1996a；Kobayashi等 2001；da Silva等 2005)，而
果肉组织在花后 4周的表达最强，而后下降，随
着果实的成熟表达增强(Boss等 1996a) ；果实成
熟过程中，果皮中CHIs表达渐强，CHI1表达强，
CHI2表达弱；以ABA处理可以促进CHIs的表达，
而以NAA和遮荫处理则抑制CHIs的表达(Jeong等
2004)。
2.4 黄烷酮 3-羟化酶(F3H)基因 F3H催化黄烷酮
在C3位置羟化形成无色的黄烷酮醇(Holton和Cor-
nish 1995；Dixon和 Steele 1999；Winkel-Shirley
200 1；Koes 等 200 5)。葡萄 F3 H 为 2 个拷贝
(Sparvoli等 1994；Jeong等 2004；Waters等2005)，
幼苗叶子 F3H的表达受光诱导，黑暗条件下表达
较弱，持续光照后表达增强(Sparvoli等 1994)，在
叶片 ( 幼、中、老 ) 、卷须、绿枝、根尖、花
和花后 4周的种子中都有较强的表达，特别是中
龄叶、种子和花中表达更强，在果肉中表达弱，
在成熟果实果皮中表达较强( B o s s 等 1 9 9 6 b；
Castellarin等 2006) ；在红色品种成熟果皮中表达
强，而在白色品种中表达弱( B o s s 等 1 9 9 6 b；
Kobayashi等 2001；Ageorges等 2006)。在红色葡
萄果实发育过程中，F3H主要在花后 2~4周的果
皮中表达，然后表达减弱，果实转色期为上调表
达(Boss等 1996a；Kobayashi等 2001；Waters等
2005；Castellarin等 2007a，b)，而果肉组织在
花后 4周表达最强，然后下降，随着果实的成熟
虽然可以检测到表达，但水平很低 ( B o s s 等
1996a)，在转色期后的果皮中为下调表达(Waters
等 2006；Castellarin等 2007a，b)。
转色期开始至成熟期夜间以高温(30 ℃/30 ℃)
处理，F3H在葡萄果皮中的表达稍被抑制(Mori等
2005) ；转色期以乙烯利处理可促进 F3H的表达，
而以乙醇处理则促进花色苷的合成，抑制 F3H的
转录(El-Kereamy等 2002，2003) ；水分胁迫促进
F3H的表达(Castellarin等 2007a，b) ；以ABA处
理促进 F3H的转录，以NAA和遮荫处理则抑制
F3H的转录(Jeong等 2004)。在葡萄果实转色后，
果皮中可检测到 2个 F3H (F3H1和 F3H2)，F3H2
表达量是 F3H1的 5倍(Jeong等 2004)。由于大多
数研究所用的探针均为 F3H1，因此，推测 F3H1
可能与果皮颜色无关，而与果肉组织合成花色苷
有关(Ageorges等 2006)。
2.5 黄烷酮醇 4-还原酶(DFR)基因 DFR催化黄烷
酮醇还原成无色花色素，包括白矢车菊素和白飞
燕草素(Holton和 Cornish 1995；Koes等 2005；
Jeong等 2006)。葡萄 DFR为单拷贝，其表达受
光、蔗糖和 Ca2+诱导(Sparvoli等 1994；Gollop等
2 0 0 2 )，在叶片(幼、中、老)、卷须、绿枝、
根尖、花和花后 4 周的种子中都有很强的表达，
在成熟果实果皮和果肉中表达较弱 ( B o s s 等
1996b；Castellarin等 2006) ；在红色品种成熟果
皮中表达强，而在白色品种中表达弱( B o s s 等
1996b；Kobayashi等 2001；Ageorges等 2006；
Bogs等 2006)，DFR在果肉中的表达可能与原花
色素和黄酮类物质的合成有关(Boss等 1996b；
Goto-Yamamoto等 2002)。在红色葡萄果实发育过
程中，DFR在花后 2~4周的果皮中表达最强，然
后减弱，并随着果实的着色表达加强( B o s s 等
1996a；Kobayashi等 2001；Castellarin等 2007a，
b)，而果肉组织在花后 4周、种子在转色期开始
表达最强(Boss等 1996a；Bogs等 2006)。转色期
开始至成熟期夜间以高温(30 ℃/30 ℃)处理对DFR
在葡萄果皮中的表达几乎没有影响(Mori等 2005) ；
转色期以乙烯利处理不影响DFR的转录，ABA处
理促进DFR的转录，乙醇、NAA和遮荫处理抑
制DFR的转录(El-Kereamy等 2002，2003；Jeong
等 2004) ；品种‘Gamay Fréaux’细胞悬浮培养
过程中添加二氢槲皮素(DHQ)可提高 DFR活性
(Dédaldéchamp和Uhel 1999) ；水分胁迫对DFR转
录的影响主要在转色期(Castellarin等 2007a，b)。
DFR的表达至少可能受 3种机制调节，即光、糖
类物质和发育阶段(Gollop等 2002)。
DFR启动子长 2 227 bp，其上含有MYB和
GBF (G-box factor)同源结合位点、BoxII顺式作
用元件、SBF-1转录因子同源结合位点、蔗糖框
(sucrose box)及AGAMOUS同源结合位点(Gollop等
2002)。通过DFR酶蛋白结晶的衍射和多波长不
规则色散 3D结构分析的结果表明，酶蛋白 N末
端为 Rossmann折叠结构，C末端区结构可变，参
与与底物的结合，其 135~156位分布着底物结合
位点(Petit等 2007)。葡萄DFR的空间结构特点是
不以二氢山奈酚(DHK)为底物，因此，不能合成
天竺葵色素类花色苷。
2.6 无色花色素双加氧酶(LDOX)基因 LDOX催化
植物生理学通讯 第 44卷 第 2期，2008年 4月 369
无色花色素转变成有色不稳定的花色素，包括花
翠素和花青素(Holton和 Cornish 1995；Koes等
2005；Jeong等 2006)。葡萄 LDOX为单拷贝，
黑暗条件下不表达，光、蔗糖和 Ca2+可诱导其表
达(Sparvoli等 1994；Gollop等 2001)，在叶片(幼、
中、老)、卷须、绿枝、根尖、花、花后 4 周
的种子和果皮中都有较强的表达，而在果肉中不
表达(Boss等 1996b；Goto-Yamamoto等 2002；
Castellarin等 2006) ；在红色品种成熟果皮中表达
强，而在白色品种中表达弱或不表达( B o s s 等
1996b；Kobayashi等 2001；Bogs等 2006)，在
红色葡萄果实发育过程中，LDOX在花后 2~4周
的果皮中表达最强，然后减弱，随着果实着色表
达加强(Boss 等 1996a；Kobayashi 等 2001；
Castellarin等 2007a，b)，果肉组织在花后 4周表
达最强，然后检测不到表达(Boss等 1996a)，其
在果皮、种子和叶子中的表达谱不同( B o gs 等
2005)。转色期开始至成熟期夜间以高温(30 ℃/30
℃)处理对LDOX在葡萄果皮中的表达几乎无影响
(Mori等 2005) ；转色期以乙烯利或ABA处理可
促进 LDOX的转录，以乙醇、NAA和遮荫处理
则抑制 LDOX的转录(El-Kereamy等 2002，2003；
Jeong等 2004) ；水分胁迫对 LDOX转录的影响主
要表现在转色期开始时的增加( C a s t e l l a r i n 等
2007a，b)。LDOX启动子长 2 348 bp，其上含有
MYB和GBF同源结合位点、BoxII顺式作用元件、
SBF-1转录因子同源结合位点、蔗糖框(Gollop等
2001)。
2.7 UDP-葡萄糖: 类黄酮 -3-O-葡萄糖基转移酶
(UFGT或 3GT)基因 UFGT催化不稳定的花色素
糖苷化形成各种花色苷(Boss等 1996a；Jeong等
2006；Castellarin等 2007a，b)。UFGT在 2倍体
葡萄中为单拷贝，在葡萄幼苗叶子的表达受光诱
导，黑暗条件下几乎不表达，随着持续光照时间
的延长其表达加强(Sparvoli等 1994)。在自然条件
下，U FG T 只在红色葡萄转色期后的果皮中表
达，在白色品种和果肉中不表达，转色期为上调
表达，随着果实成熟表达加强(Boss等 1996a，b；
Kobayashi等 2001；Goto-Yamamoto等 2002；
Terrier等 2005；Bogs等 2006；Ageorges等 2006；
Castellarin等 2006，2007a，2007b)。转色期开
始至成熟期夜间以高温(30 ℃/30 ℃)处理会降低果
皮中UFGT活性和花色苷的含量，抑制UFGT在
葡萄果皮中的表达(Mori等 2005)。转色期以乙烯
利和乙醇处理可促进花色苷的积累和UFGT表达
(El-Kereamy等 2002，2003)，以NAA和遮荫处
理抑制花色苷的积累和UFGT的表达，以ABA处
理则促进UFGT的转录而对花色苷的合成有一定
抑制作用(Jeong等 2004)。水分胁迫可以促进花色
苷的积累和 UFGT的表达(Castellarin等 2007a，
b)。UFGT的 cDNA和编码的蛋白序列分析结果表
明，其氨基酸序列与其它植物的UFGT相似性较
低，不同的糖基受体和供体UFGT活力不同，在
叶片中可能存在对槲皮素(quercetin)的糖苷化更为
有效的UFGT，UFGT也有可能通过空间结构的变
化适应不同的糖基受体和供体( Ford 等 1 99 8；
Offen等 2006)。
UFGT酶蛋白已从品种‘Gamay Fréaux’细
胞悬浮培养物中提取纯化，此酶蛋白的分子量为
56 kDa，最适 pH值 8.0，等电点 4.5，Km值(花
青素、花翠素、UDP-葡萄糖)分别为 18 µmol·L-1、
28 µmol·L-1和 1.2 µmol·L-1 (Do等 1995)。实验结
果表明，此酶只能使花色素葡糖苷化，而对黄酮
醇[山奈酚(kaempferol)、槲皮素]的葡糖苷化无作
用，葡糖苷最好的受体为花青素和花翠素，它也
可以使天竺葵色素、甲基花青素和二甲花翠素葡
糖基化，但活性较低(Do等 1995)。2,4-D、IAA、
生长素类物质可以提高葡萄细胞悬浮培养物UFGT
的活性(Kokubo等 2001)。
DNA序列分析表明，白色葡萄品种‘Italia’、
‘M us ca t o f Al x a ndr i a’及其红色芽变品种
‘Ruby Okuyama’、‘Flame Muscat’中 UFGT
的编码区和启动子的序列没有差异，其启动子含
有与某些转录因子(如MYB、MYC蛋白)共有DNA
结合位点的同源序列，因此认为控制UFGT表达
的调节基因在红色突变体中发生了变异(Kobayashi
等 2001)。根据UFGT表达的时空特点可以推论，
UFGT是葡萄果皮花色苷生物合成过程中的关键
酶，而调节基因在葡萄花色苷生物合成过程中起
关键作用(Boss等 1996a，b；Kobayashi等 2001，
2002)。
另外，葡萄中有一些品种在果肉中也可以合
成花色苷，PAL (CX127428)、CHS3 (CX126991)、
F3H1 (CX127413)、Vv-MybA1 (AB097923)、GST
植物生理学通讯 第 44卷 第 2期，2008年 4月370
(CX127411)在红皮红肉果实的果肉中表达量比较
高，而在红皮白肉品种的果肉中几乎不表达，在
果皮中表达量也相对较低(Ageorges等 2006)。因
此，认为这些基因可能与果肉组织花色苷合成的
关系更为密切(Ageorges等 2006)。以往有关花色
苷生物合成基因表达和调控的研究主要集中在
UFGT及上游基因上(Sparvoli等 1994；Boss等
1996a，b；Kobayashi等 2001，2002)，而有关
UFGT研究所用的都是非特异性 cDNA片段，有
关UFGT的下游基因的相关信息比较少(Waters等
2005；Ageorges等 2006)。总之，葡萄花色苷生
物合成过程中可能存在几个关键酶基因，如
CHS3、UFGT、CCoAOMT (caffeoyl-CoA O-
methyltransferase)和GST (Ageorges等 2006)。
2.8 其它结构基因 由 CHI催化生成的 4,5,7-三羟
黄烷酮可以在 F3H催化下生成二氢山奈酚，然后
在类黄酮 3- 羟化酶(F3H)作用下生成二氢槲皮
素，或在类黄酮 3,5-羟化酶(F35H)作用下生成
二氢杨梅酮(dihydromyricetin，DHM) ；也可以在
F3H作用下生成圣草酚，或在 F35H作用下生成
五羟黄烷酮，圣草酚和五羟黄烷酮在 F3H作用下
分别生成二氢槲皮素和 DHM。此外，F35H还
可以将二氢槲皮素转化为 DHM，二氢槲皮素和
DHM在DFR作用下分别生成白矢车菊素和白飞燕
草素，然后分别形成花青素和花翠素类葡萄糖苷
(Holton和 Cornish 1995；Bogs等 2006；Jeong等
2006)。因此认为，F3H和 F35H在花色苷、原
花色素和黄酮醇生物合成中起作用，F 3 H 和
F35H之间比例也可能控制葡萄果皮中花色苷的组
成和果皮颜色(Jeong等 2006；Castellarin等 2007a)。
O-甲基转移酶(OMT)催化花青素 -3-葡萄糖
苷和花翠素 -3-葡萄糖苷甲基化，生成甲基花翠
素、二甲花翠素和甲基花青素葡萄糖苷(Jeong等
2006；Castellarin等 2007a，b)。谷胱甘肽 S-转
移酶(GST)催化谷胱甘肽与花色苷共价结合，有
利于花色苷向液泡中运输(Mol等 1998；Koes等
2005；Terrier等 2005；Ageorges等 2006)。
2.8.1 类黄酮 3-羟化酶(F3H)和类黄酮 3,5-羟化
酶(F35H)基因 F3H和F35H属于细胞色素P450
家族，在二倍体葡萄中 F3H为 2个拷贝，F35H
为 1个拷贝(Jeong等 2006)。VvF3H cDNA长
1 733 bp，内含 1 527 bp长的开放阅读框架(open
reading frame，ORF)，编码 509个氨基酸残基的
蛋白，与矮牵牛的 F3H相似性最高；VvF35H
cDNA长 1 792 bp，内含 1 524 bp长的ORF，编
码508个氨基酸残基的蛋白，与陆地棉(Gossypium
hirsutum)的 F35H相似性最高，F3H和 F35H分
别属于细胞色素 P4 50 家族的 CY P75 B 家族和
CYP75A家族(Bogs等 2006)。分析 VvF3H 和
VvF35H在矮牵牛花异位表达表明，转VvF3H或
VvF35 H 提高总花色苷含量而降低总黄酮醇含
量，转 VvF3H提高 3-甲花青素和二氢槲皮素含
量，转 VvF35H提高二甲花翠素和二氢槲皮素含
量(Bogs等 2006)。VvF3H和 VvF35H在花期有
一表达高峰，转色期后其在果皮中的表达逐渐增
强；在花期、幼果期和种子发育过程中，VvF3H
的相对表达量高于 VvF35H，而在果实成熟过程
中则相反；VvF3H在不同颜色品种中都有表达，
红色品种表达相对较强，而 VvF35H只在红色品
种中表达，白色品种中几乎不表达(Bogs等 2006；
Jeong等 2006；Castellarin等 2007a，b) ；果实成
熟期间 F35H的转录丰度与花色苷的羟基化水平
密切相关，因此认为，F3H和 F35H的转录水
平可能决定花青素类花色苷和花翠素类花色苷的比
率，进而影响果皮的颜色(Bogs等 2006；Jeong
等 2006；Castellarin等 2006，2007a)。
Castellarin等(2006)认为，VvF3H和VvF35H
在葡萄基因组中为低或中等拷贝，VvF35H基因
簇包括 4个拷贝的 VvF35H-1和 5~7个拷贝的
VvF35H-2，VvF3H和 VvF35H-1分别被定位在
Riaz等(2004)的 LG17和 LG6连锁组上。VvF3H-
1在幼叶和花中表达强，在展开的叶子中表达较
弱，在果皮和果肉中都有表达，VvF3H-2可能
为假基因；VvF35H-1在着色的幼叶、花、种
子、果肉和果皮中都有表达，根和展开的绿叶中
不表达，其表达方式与 CHS2、CHS3和 F3H类
似；VvF35H-2的逆转录产物长度不同，较短的
2个产物在各种组织中几乎都有表达，长的转录
产物只在花和着色的果皮中表达(Castellar in等
2006)。VvF3H在整个果实发育都有表达，在转
色期前表达强，转色期有一表达高峰，而
VvF35H-1在转色期前表达很弱，进入转色期后
表达量急剧增加(Castel lar in等 2006，2007a，
2007b)。VvF35H的表达与光照和昼夜温度相关
植物生理学通讯 第 44卷 第 2期，2008年 4月 371
(R2=0.93，R2=0.89)，果实转色期表现为明显的
上调表达；水分胁迫促进 VvF35H 的转录，提
高花色苷的羟基化水平，而对VvF3H转录的影响
则无规律性(Castellarin等 2007a，b)。
2.8.2 O-甲基转移酶(OMT)基因 O-甲基化作用可
以改变受体物质的生理特性、降低酚羟基的化学
活动性，有利于物质间的转换，特别是花色苷类
物质的 O- 甲基化作用，由于这类物质极性的改
变，从而会影响其在细胞中的区隔化(Suelves和
Puigdomčnech 1998；Gauthier等 1998；Kim等
2006)。OMT的催化反应依赖于SAM (S-adenosyl-
L-methionine)，也就是能将甲基从供体 SAM转移
到受体分子的羟基或羧基上(Ibrahim等 1998)。植
物中的O-甲基化反应由两类不同的OMT催化：一
类为 CCoAOMT，主要参与木质素的生物合成；
另一类为COMT (caffeic acid O-methyltransferase)，
以咖啡酸、类黄酮、生物碱、香豆素及其它酚
类化合物为底物(Kim等 2006)。
OMT催化花青素 -3-葡萄糖苷B环3-OH、花
翠素 -3-葡萄糖苷B环 3-OH或 3-OH和 5-OH O-
甲基化，分别形成甲基花青素、3 - 甲花翠素和
二甲花翠素 3-葡萄糖苷(Castellarin等 2007a，b)。
CCoAOMT的转录与花色苷含量成正相关(R2=0.92)，
在果实转色前基本上不表达，转色期为上调表
达，在着色果皮中的表达量明显高于未着色果
皮，水分胁迫在促进 CCoAOMT转录的同时，也
提高O-甲基化花色苷的含量，提高甲基花青素和
二甲花翠素葡萄糖苷的含量，而对甲基花翠素葡
萄糖苷的含量无影响(Ageorges等2006；Castellarin
等 2007b)。
2.8.3 谷胱甘肽 S-转移酶(GST)基因 GST通过催
化谷胱甘肽与底物的共价结合，形成谷胱甘肽 S-
耦联物(glutathione S-conjugate)而使杂环化合物(如
除草剂)解毒；液泡膜上的谷胱甘肽 S耦联结合泵
(GSH S-conjugate pump)可以识别并促使谷胱甘肽
化的物质进入液泡(Marrs等 1995；Alfenito等
1998)。花色苷是植物体内GSTs的底物之一，如
玉米的 Bz2 (type III GST)和矮牵牛的 An9 (type I
plant GST)均受花色苷生物合成途径中保守的转录
激活子(conserved transcriptional activators)调节，
编码的酶蛋白可促使花色苷谷胱甘肽化而在液泡中
沉积(Marrs等 1995；Alfenito等 1998)。因此认
为，GST可能是花色苷生物合成过程中的最后一
个酶(Marrs等 1995；Alfenito等 1998；Terrier等
2005；Ageorges等 2006)。
Zhang等(2007)从葡萄细胞悬浮培养中分离到
5个 GST，GST4与花色苷的积累紧密相关，蔗
糖、茉莉酸、光照在促进葡萄细胞悬浮培养花色
苷生物合成的同时，也诱导 GST1的表达。葡萄
果实转色期果皮GST为上调表达，果实转色前表
达量很低，进入转色期后大量转录；在红皮红肉
果实的果肉中表达量比较高，而在红皮白肉品种
的果肉中几乎不表达；水分胁迫促进GST的表达
(Castellarin等 2007a，b；Terrier等2005；Ageorges
等 2006)。
3 调节基因
调节基因控制花色苷生物合成过程中相关结
构基因的时空表达，影响花色苷生物合成的强度
和模式(Holton和 Cornish 1995)。植物中一般有两
类调节基因(C1和 R基因家族)调节着花色苷生物
合成过程中相关的结构基因的表达(Holton和Cor-
nish 1995；Mol等 1998)。C1编码的蛋白与Myb
原癌基因家族编码的蛋白同源，R编码的蛋白与
Myc转录激活子的两亲性基础螺旋-环-螺旋(helix-
loop-helix，bHLH)基序同源，这些基因编码的蛋
白通过与相关结构基因启动子的结合来控制结构基
因的转录(Quattrocchio等 1993；Kobayashi等
2002)。
3.1 转录因子 葡萄花色苷生物合成相关结构基因
的表达可能也受类Myb和类Myc 转录因子的控
制，葡萄果实发育过程中除了 UFGT外，PAL、
CHS、CHI、F3H、DFR和 LDOX为共表达，果
皮中可能有两类调节基因，一类在早期表达，并
促使除了UFGT以外的结构基因转录，另一类在
晚期表达，并促使所有结构基因的转录(Boss等
1 9 9 6 a )。也可能是一类调节基因控制 P A L、
CHS、CHI、F3H、DFR和 LDOX的表达，另
一类在转色期后控制 U F G T 的表达( B o s s 等
1996a；Deluc等 2006)。迄今已从葡萄中分离到
大约 20个与花色苷生物合成相关的调节基因(表
1 )，这些调节基因编码的蛋白大部分为 R 2 R 3
MYB蛋白。
VlmybA只在果肉和果皮中表达，VlmybB~
V l m y b D 在叶片、花、卷须、根、体细胞胚、
植物生理学通讯 第 44卷 第 2期，2008年 4月372
果肉、果皮等组织中表达；VlmybA和 VlmybB主
要在果实开始着色后的果皮中表达，而VlmybC和
VlmybD 在幼果的表皮中表达强(Kobayashi等
2002)。VlmybA和 VlmybB相关调节基因的全长
cDNA序列分析表明，虽然 VlmybA1和 VlmybA2
序列相似，但X-Y酸性区在 VlmybA1中为 1个拷
贝，在 VlmybA2为 2个拷贝，在 X区 VlmybA1-
2比 VlmybA1-1短 10个碱基，除了X-Y酸性区拷
贝数和一个内含子外，VlmybA1-1和 VlmybA2序
列完全一致；而 V l m y b B 不含 X - Y 酸性区，
VlmybB1-1和VlmybA1-1的氨基酸序列无论在DNA
结合结构域内、外完全不同，VlmybA1-1与矮牵
牛的 AN2、VlmybB1-1与矮牵牛的Myb.Ph2氨基
酸序列相似性高，VlmybB1-1与 VlmybB1-2碱基
序列相似性很高(98.3%) (Kobayashi等 2002)。
MybA通过促进UFGT的转录调节花色苷的生物合
成，而MybC可能参与所有与花色苷生物合成相
关结构基因转录的调节(Kobayashi等 2002)。水分
胁迫可促使MybC在转色期后为上调表达，而对
MybB、MybD的转录无影响(Castellarin等2007a)。
VvmybA1只在有色品种上转录，VvmybA2和
VvmybA3在‘Ruby Okuyama’(红)、‘Flame
M u s c a t’(红)、‘I t a l i a’(白)、‘M u s c a t o f
Alexandria’(白)都有转录(Kobayashi等 2004，
2005) ；VvmybA与UFGT的转录谱一致，即只在
进入转色期后表达(Bogs等 2006；Castellarin等
2007a) ；VvmybA1与果皮颜色密切相关，很可能
就是Doligez等(2002)和Riaz等(2004)定位到连锁图
上果皮的颜色位点，大部分鲜食葡萄果皮颜色的
遗传变异和体细胞突变均与它有关(Lijavetzky等
2006) ；ABA和水分胁迫促进VvmybA1转录，NAA
和遮荫处理则抑制 Vv my bA 1 的转录( J eong 等
2004；Castellarin等 2007a)，VvmybA1可能是花
色苷生物合成相关结构基因的共同调节基因
(Terrier等 2005；Ageorges等 2006)。VvMYBA2r
C 末端比 V l m y b A 2 长，V v M Y B A 1 r 相当于
V v m y b A 1，V v M Y B A 2 w 相当于 V v m y b A 2，
VvMYBA3相当于 VvmybA3，VvMYBA1-3在‘西
拉’葡萄转色期后的果皮上都有转录(Walker等
2 0 0 7 )。瞬时表达分析表明，V v M Y B A 1 和
VvMYBA2能够作用于 UFGT的启动子而使其表
达，VvMYBA与UFGT的表达和花色苷的积累成
正相关，VvMYBA2在白皮葡萄中发生突变，这
种突变不能活化UFGT的启动子或减少花色苷的
形成，VvMYBA3、VvMYBA4及其它未鉴定的基
因均可能在其它组织(如叶片)中调节花色苷的合成
(Walker等 2007)。
VvMYB5a编码由 320个氨基酸残基组成的
表 1 葡萄花色苷生物合成的调节基因
品种 　　　　 位点 　 登录号 　　　　 基因 　　　　 参考文献
‘巨峰’ VlmybA1-1 AB073010 UFGT Kobayashi等 2002
VlmybA1-2 AB073012 UFGT
VlmybA2 AB073013 UFGT
VlmybB1-1 AB073016 不详
VlmybB1-2 AB073017 不详
VlmybC AB073014 不详
VlmybD AB073015 不详
‘I t a l i a’ VvmybA1 AB097923 不详 Kobayashi等 2004
‘Flame Muscat’ VvmybA2 AB097924 不详
‘Ruby Okuyama’ VvmybA3 AB097925 不详
‘Muscat of Alexandria’
‘赤霞珠’ VvMYB5a AY555190 CHS、CHI、F3H、DFR、LDOX Deluc等 2005
VvMYB5b AY899404 不详 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/
VvMYBA1 UFGT Walker等 2006
VvMYBA2r UFGT
VvMYBA2w 不详
VvMYBA3 不详
‘西拉’ VvMYBPA1 AM259485 CHI、LDOX、F35H1、ANR、LAR1 Bogs等 2007
　　ANR：花色素还原酶(anthocyanidin reductase) ；LAR：无色花色素还原酶(leucoanthocyanidin reductase)。
植物生理学通讯 第 44卷 第 2期，2008年 4月 373
R2R3 MYB蛋白，酶蛋白系统发育学的研究表
明，VvMYB5a与陆地棉种子 BnGHl233相似性最
高，而与 V l m y b A 和 V l m y b B 相似性较低；
VvMYB5a在葡萄上表达无组织(器官)特异性，水
分胁迫促进其在转色期的转录，果实成熟过程中
为下调表达；V v M Y B 5 a 在烟草( N i c o t i a n a
tabacum)中的过量表达影响原花色素、花色苷、
黄酮醇、单宁和木质素生物合成过程中结构基因
的转录，在花瓣中促进 CHS、CHI、F3H、LDOX
的转录，抑制 D F R 的转录，在雄蕊中可促进
CHS、CHI、F3H、DFR的转录，而对 LDOX
的转录无影响，可促进花色苷、黄酮醇和缩合单
宁等物质的积累，VvMYB5a可能参与葡萄花色苷
生物合成过程中不同代谢方向的调节(Deluc 等
2006；Castellarin等 2007a)。
VvMYBPA1编码由 286个氨基酸残基组成的
MYB型蛋白，与黑云杉(Picea mariana) PmMBF1
编码的蛋白相似性最高，而与 VvmybA1相似性较
低；VvMYBPA1在葡萄花、种子和果皮中都有表
达，其表达与组织(器官)中原花色素的累积相
关，在果实发育前期和后期表达水平很低，转色
后有一个表达高峰；VvMYBPA1可以激活 ANR、
LAR1、F35H1、CHI和 LDOX的启动子，但对
UFGT的启动子无影响，而 VvmybA2的作用与其
相反(Bogs等 2007)。因此认为，VvMYBPA1主
要参与葡萄原花色素生物合成相关结构基因的转录
调节(Bogs等 2007)。水分胁迫可以促进MybA1、
Myb5a、MybC的表达，而对MybB和MybD的表
达无影响(Castellarin等 2007a)。
3.2 反转录转座子 转座子可以被一些未知的信号
激活，在染色体DNA上从一个基因座跳到另一个
基因座。当它插入到一个功能基因后，可以起到
一种开关作用而影响基因的表达，引起暂时性的
突变；也有一些转座子由于丧失从染色体上割离
出来的能力而变成永久性突变(刘良式 2003)。由
RNA介导转座的元件称为反转录转座子(刘良式
2003)。
Kobayashi等(2004，2005)从葡萄品种‘Ruby
Okuyama’中克隆到 VvmybA1a (AB111100)和
VvmybA1b (AB111101)两个基因，其编码区序列
一致，VvmybA1a在编码区的上游(启动子)含有一
个反转录转座子Gret1 (grapevine retrotransposon
1)，VvmybA1a在品种‘Italia’中为纯合体，在
品种‘Ruby Okuyama’上为杂合体。Gret1 长
10 422 bp，5-LTR (long terminal repeat)和 3-LTR
均为 824 bp，间区(internal region)为 8 774 bp，
与 Ty3-gypsy型反转录转座子 RetroSor1、RIRE2、
Cinful-1的 gag-pol区相似(Kobayashi等 2004，
2005)。反转录转座子插入基因内部或某一基因的
附近后，可能改变基因的表达或编码蛋白的结构
而引起突变(Kumar和 Bennetzen 1999)。Gret1类
反转录转座子在欧洲葡萄(V. vinifera)基因组中为
多拷贝，它遍布基因组的常染色质区，具有多重
复插入位点，它可能会引起基因结构的变化，以
及调节其它基因的表达(Pereira等 2005)，Gret1的
转座是产生果色体细胞突变体的主要原因
(Lijavetzky等 2006)。Gret1纯合时果色为白色，
着色品种至少带有1个不含Gret1的VvmybA1等位
基因，VvmybA1a等位基因广泛分布于欧洲葡萄
和欧美杂种葡萄(V. labruscana)品种中(Kobayashi等
2004)。Gret1插入 VvmybA1的启动子，与白色品
种的形成密切相关；Gret1从 VvmybA1启动子上
切除，与白色品种的红色或粉红色突变体的形成
有关(Kobayashi等 2005；This等 2007)，在一些
品种中可以见到 G r e t 1 转座后留下的痕迹
(Kobayashi等 2004，2005；This等 2007)。白色
葡萄品种由于失去花色苷合成能力，因此被认为
是由不同的红色品种通过独立突变而来(Slinkard和
Singleton 1984；Boss等 1996b)，花色苷生物合
成相关结构基因或相应的调节基因(转录因子)都有
可能发生突变(Boss等 1996b)，一个调节基因发生
变化，能产生一系列与果色变化相关的等位基
因。因此认为，白色品种的出现也可能是其它基
因突变的结果(This等 2007)。Kobayashi等(2004)
推测，G r e t 1 最初插入到红皮葡萄祖先品种
VvmybA1编码区的上游，引起VvmybA1失活后再
通过自然杂交产生 VvmybA1a纯合体，从而产生
白皮葡萄，葡萄果皮颜色由单基因控制(Doligez等
2002；Riaz等 2004；Kobayashi等 2005)。Walker
等(2007)认为，VvMYBA2的突变和 VvMYBA1启
动子Gret1的插入是产生白色葡萄的关键。某些红
色品种的白色突变体可能是由于大的DNA区段(包
括 VvMYBA1和 VvMYBA2)的缺失，而白色品种的
红色突变体则可能是 Gr e t 1 的缺失(W a lke r 等
植物生理学通讯 第 44卷 第 2期，2008年 4月374
2006)。
4 结语
有关葡萄花色苷的生物合成及调控研究取得
了很大进展，特别是有关逆转录转座子
(Kobayashi 等 2004)，DFR和UFGT的三维结构的
研究(Offen等 2006；Petit等 2007)。但与其它植
物的相关研究相比仍有许多问题需要阐明。
(1)花色苷的甲基化可以改变其在溶液状态下
的颜色，而与芳香基的酰化作用可以提高其稳定
性和颜色的持久性(Dangles等 1993)。所以应该进
一步研究花色苷生物合成途径末端的花色苷修饰酶
(如OMT和ACT)的生理生化和分子生物学问题。
(2)欧亚种葡萄不含花色素双糖苷(anthocyanidin
diglucosides)，而美洲种葡萄及欧美杂种都含花色
素双糖苷(Hrazdina等 1970；Hebrero等 1989；Gao
和 Cahoon 1995；Favretto和 Flamini 2000；
Arozarena 等 2002)。有关研究者指出，除欧亚种
之外所有葡萄种及种间杂种均可检出花色素双糖苷
(Nesbitt等 1974；Goldy等 1989；段长青等 1997)。
因此，研究 5GT 的结构、表达方式、调节机制
和 5GT蛋白的空间结构，对阐明葡萄花色素双糖
苷的生物合成显然是有意义的。
(3)转录因子控制结构基因的时空表达(Holton
和 Cornish 1995)。在葡萄中主要对MybA、Myb5a
和MybPA1进行了较为全面的研究，今后应该研
究MybC、MybB、MybD的调节位点和调节机制。
另外，在红色葡萄果实成熟过程中，有一些转录
因子为上调表达(Terrier等 2005)，它们与花色苷
生物合成的关系还需进一步阐明。逆转录转座子
大量存在于植物基因组DNA (Kumar和 Bennetzen
1999)，在葡萄中已发现Gret1和Vine-1 (Verriès等
2000；Pereira等 2005)两类逆转录转座子，但是
否还存在控制花色苷生物合成相关结构基因转录和
表达的其它逆转录转座子？转录因子间、转录因
子与逆转录转座子之间又是如何相互作用而协同调
节花色苷生物合成的？这些也值得深入研究。
(4)由于大部分研究仅限于相关结构基因的转
录，而转录后、翻译后的调控也会影响结构基因
的表达。同时，酶蛋白空间结构的变化同等影响
其功能的发挥。另外，花色苷在植物体内处于合
成和分解的动态平衡过程之中，因此，研究其分
解代谢相关酶及基因也有必要。
此外，有关UFGT和DFR酶蛋白空间结构研
究表明(Offen等 2006；Petit等 2007)，酶蛋白空
间结构的变化会不仅影响酶反应动力学，而且会
影响底物种类和产物类型。因此，研究花色苷生
物合成中相关结构基因酶蛋白的三维结构，会有
助于采用生物工程技术选育不同果色的葡萄品种，
或用细胞培养技术生产不同类型的花色苷的探讨。
(5)花色苷的合成在浆果表皮细胞的细胞质和
内质网膜上，然后运输到液泡中予以固定、积累
与贮存。GST可能参与花色苷由细胞质向液泡内
的运输和扣押(sequestration) (Marrs等 1995；
Alfenito等 1998；Mueller等 2000)。但 Zhang等
( 2 0 0 6 )的研究表明，在草原龙胆( E u s t o m a
grandiflorum)花瓣中，花色苷以囊状体(vesicle-
like bodies)的形式在细胞质中积累，被包裹在前
液泡区室(prevacuolar compartments，PVCs)中，
PVCs与液泡膜相互作用而将囊状体运输到液泡
中，含有花色苷的囊状体进入液泡后立即破裂而
使花色苷变为丝线状。但葡萄花色苷以何种形式
进入液泡？是单个分子进入，然后在液泡中聚
集？或者是通过细胞质中含有花色苷聚集体的
PVCs与液泡膜相互作用而进入液泡？这些都还不
清楚，值得探讨。
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