全 文 ：植物生理学通讯 第 43卷 第 5期，2007年 10月 949
植物的磷酸乙醇胺甲基转移酶
李丹，尹辉，张毅，李秋莉 *
辽宁师范大学生命科学学院，辽宁大连 116029
Plant Phosphoethanolamine N-methyltransferase
LI Dan, YIN Hui, ZHANG Yi, LI Qiu-Li*
College of Life Sciences, Liaoning Normal University, Dalian, Liaoning 116029, China
提要：磷酸乙醇胺甲基转移酶(PEAMT)是催化磷酸乙醇胺(P-EA)甲基化，最终合成磷酸胆碱(P-Cho)的关键酶。文章就
近年来植物中 PEAMT的结构、性质、功能、表达特性、分子生物学和基因工程的研究进展作了概述。
关键词：磷酸乙醇胺甲基转移酶；磷酸乙醇胺；磷酸胆碱
收稿 2007-05-21 修定 2007-08-18
资助 辽宁省科技基金(20 0 31 0 6 0)。
* 通讯作者 ( E - m a i l： l i q i u l i @ d l . c n；T e l：0 4 1 1 -
8 4 2 5 8 6 8 1 )。
磷酸乙醇胺甲基转移酶(phosphoethanolamine
N-methylt ransfera se，phosphoethanolamine
methyltransferase，PEAMT，EC 2.1.1.103)系统
名为S-腺苷甲硫氨酸：磷酸乙醇胺甲基转移酶 (S-
adenosyl-L-methionine：ethanolamine-phosphate N-
methyltransferase)，是一种甲基转移酶，其主要
功能是催化磷酸乙醇胺(P-EA)甲基化，最终合成
磷酸胆碱( P - C h o)，是合成磷酸胆碱的关键酶
(Datko和Mudd 1988a，b；Nuccio等 2000；Smith
等 2000；Summers和Weretilnyk 1993)。磷酸胆
碱是合成磷脂酰胆碱(Ptd-Cho)和甜菜碱(GlyBet)的
前体，磷脂酰胆碱和甜菜碱合成途径如图 1 所
示。磷脂酰胆碱是植物细胞膜上含量最丰富的磷
脂，约占总膜脂的 60% (Datko和Mudd 1988b；
Prud’homme和Moore 1992b；Moreau等 1998)，
其含量和多聚不饱和度与植物的抗寒性相关
(Kinney等 1987)，对植物的结构和生化功能有作
用。甜菜碱是一类小分子渗透调节剂，对细胞的
渗透调节、生物大分子结构和功能的稳定有一定
的作用，也能影响细胞内离子的分布。由于
PEAMT在磷酸胆碱合成中的主要调控作用以及磷
脂酰胆碱和甜菜碱在植物体内的作用，近年来此
酶的研究越来越多。
1 PEAMT的结构
植物的PEAMT普遍含有2个不同的S-腺苷甲
硫氨酸依赖催化活性结构域(domain)，分别称为
第1结构域(或N端结构域)和第2结构域(或C端结
构域)。每个结构域里含有 4个基序(motif)，分别
为基序Ⅰ、基序 p-Ⅰ、基序Ⅱ、基序Ⅲ (图 2 )
(Kagan和 Clarke 1994；Gary等 1996；Pessi等
2004)。分析已分离的 PEAMT基因结构表明，植
物 PEAMT中普遍存在两结构域和四基序的特征
(Nuccio等 2000；Bolognese和McGraw 2000；
Charron等 2002；Ye等 2005)。
图 2 植物 PEAMT的结构(Pessi等 2004)
图 1 磷脂酰胆碱和甜菜碱的合成途径(McNeil等 2001)
　　PEAMT 是合成磷酸胆碱(P-Cho)的关键酶，催化磷酸乙
醇胺( P -E A )连续 3 步的甲基化反应。方框内叶绿体中甜菜碱
( G l y B e t )的合成只在某些植物中发生。P -：磷酸基；P t d -：
磷脂酰基；E A：乙醇胺；M M E：单甲基乙醇胺；D M E：
二甲基乙醇胺；Cho：胆碱；Bet Ald：甜菜碱醛；G lyBet：
甜菜碱；CMO (chol ine monooxygenase) ：胆碱单加氧酶；
BADH (betaine a ldehyde dehydrogenase) ：甜菜碱醛脱氢酶。
植物生理学通讯 第 43卷 第 5期，2007年 10月950
P a l a v a l l i 等 ( 2 0 0 6 )用软件比对线虫
(Ca eno rha bdi t i s e le gan s )、菠菜(Sp inac ia
oleracea)、小麦(Triticum aestivum)、拟南芥
(Arabidopsis thaliana)和恶性疟原虫(Plasmodium
falciparum)的PEAMT氨基酸序列证实，此酶存在
2个结构域和 4个保守基序。Cheng等(1993)认为
基序 I在结合Ado-Met (S-腺苷甲硫氨酸)的结构域
中最重要。Charron等(2002)定点突变小麦 2个结
构域中的基序 I (将第 5位的甘氨酸变成谷氨酸)，
结果表明：N 端结构域的基序 I 定点突变后其
PEAMT活性丧失，C端结构域中基序 I突变对
PEAMT活性没有影响，进一步证明基序 I是重要
的。他们认为第 2 结构域在植物体内可以促进
PEAMT对甲基的结合，从而可提高酶的催化效
率。在逆境胁迫下，植物中 C端结构域的活性就
会增强，可以生成更多的 P-Cho合成胆碱和甜菜
碱 。
菠菜 P E A M T 可催化连续的 3 步反应
(Weretilnyk等 1995；Nuccio等 2000；Smith等
2000)，Nuccio等(2000)进一步用基因工程方法缺
失 C端结构域后，N端结构域仅能催化第 1步反
应，而 C端则可催化后 2步反应。菠菜 PEAMT
酶活性受磷酸胆碱的强烈抑制，但 C端结构域缺
失的酶对反馈抑制并不敏感。在小麦中，若缺失
第 1结构域，其 PEAMT即完全失去甲基化磷酸
乙醇胺的活性，而缺失第 2结构域对酶的活性没
有什么影响 (Charron等 2002)。
2 PEAMT的性质
Summers 和 Weretilnyk (1993)在菠菜中观察
到PEAMT的酶促反应在水溶液中进行，用薄层层
析法可以从水溶提取物中检测到所有酶促反应的产
物，说明此酶是亲水的；Bolognese和McGraw
(2000)根据软件分析拟南芥AtNmt1p (即 PEAMT)
的结果，认为 PEAMT有亲水基团，是亲水的。
N u cc i o 等( 2 0 0 0 )用分子排阻色谱法研究菠菜
PEAMT时，证明 PEAMT是单体酶。
Weretilnyk等(1995)在菠菜叶的胞质中检测到
催化P-EA合成P-Cho 3步反应(P-EA→P-MME→
P-DME→ P-Cho)的酶的大部分活性，分别为整个
PEAMT活性的 91.2%、90.4%、89.3% (叶绿体
和线粒体中也有 1%~2%活性)，显示此酶为胞质
酶。Bolognese和McGraw (2000)用软件分析拟南
芥AtNmt1p (即 PEAMT)基因序列，发现该序列中
不存在N端叶绿体引导信号，认为PEAMT有65%
的可能性为胞质蛋白。Charron等(2002)用亚细胞
定位分析技术观察到，此酶只存在于胞质中，且
不与膜结合。Ye等(2005)用SMART和 iPSORT程
序分析油菜(Brassica napus)的 PEAMT基因序列
时，也未发现PEAMT中存在负责亚细胞定位的N
端肽信号，这些都表明 PEAMT是一种胞质酶。
Hanson和 Rhodes (1983)用 14C同位素示踪法
观察甜菜(Beta vulgaris)的磷酸胆碱合成过程，发
现磷酸胆碱的合成受其自身的反馈抑制。Mudd和
Datko (1989a)观察到浮萍(Lemna paucicostata)粗提
物中的 PEAMT活性可为磷酸胆碱抑制。Mudd和
Datko (1989b)报道，在大豆(Glycine max)和胡萝
卜(Daucus carota)培养基中添加胆碱会抑制其
PEAMT活性。Smith等(2000)进一步研究发现，
此酶的活性可以为 S -腺苷高半胱氨酸、磷酸胆
碱、磷酸根、Mn2+和 Co2+抑制，但不为乙醇胺、
甲基化乙醇胺、二甲基乙醇胺、胆碱、甜菜碱
或Mg2+抑制，这些都表明此酶的活性受产物反馈
抑制。
3 PEAMT的功能
一般认为，植物中的 PEAMT可催化P-EA的
甲基化，在有些物种中此酶还可以催化后 2步的
甲基化反应(图 3)。
拟南芥(Bolognese和McGraw 2000；Mou等
2002)、菠菜(Summers和Weretilnyk 1993；Nuccio
等 2000；Smith等 2000)、小麦(Charron等 2002)、
浮萍(Datko和Mudd 1988b)和胡萝卜(Datko和
Mudd 1988a)的PEAMT可以催化连续的3步甲基化
反应，而大豆中的 PEAMT只能催化第 1步反应
(Datko和Mudd 1988a)。Lorenzin等(2001)检测 17
图 3 菠菜叶片中磷酸胆碱合成途径(Smith等 2000)
　　菠菜叶片中 P-EA经过连续的 3步甲基化反应生成 P-Cho；
AdoMet：S - 腺苷甲硫氨酸为甲基供体；AdoH cy：S - 腺苷高
半胱氨酸。
植物生理学通讯 第 43卷 第 5期，2007年 10月 951
个物种的结果表明，PEAMT都具有第 1步甲基化
的酶活性，其中能积累甜菜碱的物种，如棉花
(Gossypium hirsutum)、甜菜、苋菜(Amaranthus
caudatus)和向日葵(Helianthus annuus)中PEAMT活
性更高，除大豆和豌豆(Pisum sativum)外，其余
物种的PEAMT都能催化后2步反应。Prud’homme
和Moore (1992a)报道蓖麻(Ricinus communis)种胚
中的PEAMT没有第1步甲基化酶活性，而Lorenzin
等(2001)在蓖麻叶子中则检测到了前 2步酶的活
性，认为可能是由于光照或不同部位PEAMT的合
成方式不同造成的。
Datko和Mudd (1988b)针对大多数植物的
PEAMT可催化连续 3步甲基化反应，而少数植物
的PEAMT仅催化第 1步甲基化反应的现象，提出
假设认为，植物在自然界的演化过程中存在原被
子植物( p r oa ngi os pe r m)，这种原被子植物的
PEAMT仅具有催化第1步甲基化反应的活性并在
进化中得以保留，而后 2步催化甲基化的能力则
是一些植物在进化过程中才具有；或者可以认
为，原被子植物的PEAMT可以催化连续的3步反
应，而在进化过程中某些物种PEAMT失去了后 2
步催化甲基化反应的活性(或能力)。
4 PEAMT与逆境胁迫的关系
Summers和Weretilnyk (1993)分别用100、200
和300 mmol·L﹣1氯化钠处理菠菜叶片后，其PEAMT
酶活性均高于未做氯化钠处理的。Weretilnyk等
(1995)也观察到在盐胁迫下，菠菜中PEAMT酶活
性增加。Nuccio等(2000)发现，盐胁迫下菠菜
PEAMT的mRNA水平约增长 10倍；Ye等(2005)
也检测到油菜叶经盐诱导后，其PEAMT的mRNA
水平上升。此外，一些实验还相继观察到此酶活
性与光照和温度等因素有关。Weretilnyk等(1995)
的实验表明，暗培养时菠菜中催化P-EA甲基化的
酶活性降低，随着暗培养时间的延长酶活性进一
步下降，光照下酶活性升高。Lorenzin等(2001)
研究 17种植物的结果表明，在光照强度减小时各
种植物中的 P E A M T 活性有不同程度的减少
(30%~90%)，其中能合成甜菜碱的植物PEAMT酶
活性下降幅度最大。Horváth和 van Hasselt (1985)
研究黄瓜(Cucumis sativus)冷敏感性的结果表明，
在寒冷胁迫下胆碱及其类似物可以维持植物脂膜的
完整性。Charron等(2002)认为不同品种小麦的耐
寒程度和 PEAMT的mRNA水平紧密相关。Mou
等(2002)报道，内源 PEAMT的表达沉默会导致植
株对温度敏感而发生雄性不育，胆碱含量下降约
6 4 %，且其对盐高度敏感。
5 PEAMT的分子生物学与基因工程
PEAMT的分子生物学研究也有了一定的进
展。1999年，Bolognese首先从拟南芥中分离到
PEAMT cDNA，该基因全长 1 878 bp，其中 5
非编码区域 201 bp，开放阅读框 1 476 bp，编码
492个氨基酸，3非编码区域 201 bp (Bolognese
和 M cG r a w 2 0 0 0 )。其后，菠菜和小麦等的
PEAMT基因也相继获得。我们用生物分析软件
MEGA 3.1对GenBank中收录的 10种植物PEAMT
的氨基酸序列进行了比对，该10种植物的PEAMT
序列中均包含有结构域 1和结构域 2的保守序列。
以恶性疟原虫的 P E A M T 为参照构建了植物
PEAMT基因分子进化树(图 4)，从进化树中可以
看出，亲缘关系近的 PEAMT的同源性高，说明
PEAMT的分子进化与物种进化是一致的。
关于 PEAMT基因工程的研究，目前报道较
少。McNeil等(2001)报道，在转化了胆碱单加氧
酶(CMO)和甜菜碱醛脱氢酶(BADH)基因的烟草
(Nicotiana tabacum)中转入菠菜 PEAMT基因，获
得了转CMO-BADH-PEAMT三价基因烟草(即 3个
外源基因均转化到烟草中)，转基因的烟草中
PEAMT蛋白水平至少增加 40倍，磷酸胆碱含量
增加 5倍，胆碱含量增加 50倍，表明 PEAMT 基
因可显著提高转基因植株体内胆碱的含量，解除
内源胆碱含量不足对甜菜碱合成的限制(Nuccio等
1998，2000；Huang等 2000；McNeil 等 2000)，
从而进一步提高植物抗性。
6 结束语
近年来关于 PEAMT的研究越来越多，取得
了一定的进展，但如何解除产物的反馈抑制、怎
样认识 2 个结构域的功能及其之间的相互关系，
仍需进一步深入研究；同时，开展 PEAMT基因
工程，提高转基因植物的磷脂酰胆碱含量，可能
是提高植物抗性的一条途径，这也有待继续探
讨 。
植物生理学通讯 第 43卷 第 5期，2007年 10月952
参考文献
Bolognese CP, McGraw P (2000). The isolation and characteriza-
tion in yeast of a gene for Arabidopsis S-Adenosylmethionine:
phospho-ethanolamine N-methyltransferase. Plant Physiol,
124: 1800~1813
Charron JBF, Breton G, Danyluk J, Muzac I, Ibrahim RK, Sarhan
F (2002). Molecular and biochemical characterization of a
cold-regulated phosphoethanolamine N-methyltransferase
from wheat. Plant Physiol, 129: 363~373
Cheng X, Kumar S, Posfai J, Pflugrath JW, Roberts RJ (1993).
Crysta l s tructure of the H haI DNA methyltr ansferase
complexed with S-adenosyl-l-methionine. Cell, 74: 299~307
Datko AH, Mudd SH (1988a). Phosphatidylcholine synthesis.
Differing patterns in soybean and carrot. Plant Physiol, 88:
854~861
Datko AH, Mudd SH (1988b). Enzymes of phosphatidylcholine
synthesis in Lemna , soybean and carrot. Plant Physiol, 88:
1338~1348
Gary JD, Lin WJ, Yang MC, Herschman HR, Clarke S (1996). The
predominant protein-arginine methyltransferase from Sac-
charomyces cerevisiae. J Biol Chem, 271: 12585~12594
Hanson AD, Rhodes D (1983). 14C tracer evidence for synthesis of
choline and betaine via phosphoryl base intermediates in
salinized sugarbeet leaves. Plant Physiol, 71: 692~700
Horváth I, van Hasselt PR (1985). Inhibition of chilling induced
photooxidative damage to leaves of Cucumis sativus L. by
treatement with amino alcohols. Planta, 164: 83~88
Huang J, Hirji R, Adam L, Rozwadowski KL, Hammerlindl JK,
Keller WA, Selvaraj G (2000). Genetic engineering of
glycinebetaine production toward enhancing stress tolerance
in plants: metabolic limitations. Plant Physiol, 122: 747~756
Kagan RM, Clarke S (1994). Widespread occurrence of three
sequence motifs in diverse S-adenosylmethionine-dependent
methyltransferases suggests a common structure for these
enzymes. Arch Biochem Biophys, 310: 417~427
Kinney AJ, Clarkson DT, Loughman BC (1987). The regulation
of phosphatidylcholine biosynthesis in rye (Secale cereale)
roots. Stimula tion of the nucleot ide pathway by low
temperature. Biochem J, 242: 755~759
Lorenzin D, Webb C, Summers PS, Weretilnyk EA (2001). En-
zymes of choline synthesis in diverse plants: variation in
phosphobase N-methyltransferase activities. Can J Bot, 79
(8): 897~904
McNeil SD, Nuccio ML, Ziemak MJ, Hanson AD (2001). En-
hanced synthesis of choline and glycine betaine in transgenic
tobacco plants that overexpress phosphoethanolamine N-
methyltransferase. Proc Natl Acad Sci USA, 98 (17):
10001~10005
McNeil SD, Rhodes D, Russell BL, Nuccio ML, Shachar-Hill Y,
Hanson AD (2000). Metabolic modeling identifies key con-
straints on an engineered glycine betaine synthesis pathway
in tobacco. Plant Physiol, 124: 153~162
Moreau P, Bessoule JJ, Mongrand S, Testet E, Vincent P, Cassagne
C (1998). Lipid trafficking in plant cells. Prog Lipid Res,
37: 371~391
Mou ZL, Wang XQ, Fu ZM, Dai Y, Han C, Ouyang J, Bao F, Hu
YX, Li JY (2002). Silencing of phosphoethanolamine N-
methyltransferase results in temperature-sensitive male ste-
rility and salt hypersensitivity in Arabidopsis. Plant Cell, 14:
2031~2043
Mudd SH, Datko AH (1989a). Synthesis of methylated ethanola-
mine moieties. Regulation by choline in Lemna . Plant
Physiol, 90: 296~305
图 4 PEAMT系统进化树
　　基因序列来源于 GenBank。拟南芥(Arabidopsis thaliana，AF197940) ；菠菜(Spinacia oleracea，AF237633) ；小麦(Triticum
aestivum，AY065971) ；日本碱蓬(Suaeda japonica，AB080186) ；油菜(Brassica napus，AY319479) ；大洋洲滨藜(Atrip lex
nummularia，AB196771) ；玉米(Zea mays，AY626156) ；水稻(Oryza sativa，AY551100) ；甜菜(Beta vulgaris，AB221008) ；
辽宁碱蓬(Suaeda liaotungensis，EF057749)。
植物生理学通讯 第 43卷 第 5期，2007年 10月 953
Mudd SH, Datko AH (1989b). Synthesis of methylated ethanola-
mine moieties. Regulation by choline in soybean and carrot.
Plant Physiol, 90: 306~310
Nuccio ML, McNeil SD, Ziemak MJ, Hanson AD (2000a). Choline
import into chloroplasts limits glycine betaine synthesis in
tobacco: analysis of plants engineered with a chloroplastic or
a cytosolic pathway. Metab Eng, 2: 300~311
Nuccio ML, Russel BL, Nolte KD, Rathinasabapathi B, Gage DA,
Hanson AD (1998). The endogenous choline supply limits
glycine betaine synthesis in transgenic tobacco expressing
choline monooxygenase. Plant J, 16: 487~496
Nuccio ML, Ziemak MJ, Henry SA, Weretilnyk EA, Hanson AD
(20 00 b) . cD NA cloning of phosphoetha nola mine N -
Methyltransferase from spinach by complementation in
Schizosaccharomyces pombe and characterization of the
recombinant enzyme. J Biol Chem, 275: 14095~14101
Palavalli LH, Brendza KM, Haakenson W, Cahoon RE, McLaird
M, Hicks LM, McCarter JP, Williams DJ, Hresko MC, Jez
JM (2006). Defining the role of phosphomethylethanolamine
N-methylt ransferase from Cae norhab ditis e lega ns i n
phosphocholine biosynthesis by biochemical and kinetic
analysis. Biochem, 45: 6056~6065
Pessi G, Kociubinski G, Mamoun CB (2004). A pathway for
phosphatidylcholine biosynthesis in Plasmodium falciparum
involving phosphoethanolamine methylation. Proc Natl
Acad Sci USA, 101 (16): 6206~6211
Prud’homme MP, Moore TS Jr (1992a). Phosphatidylcholine
synthesis in castor bean endosperm. Free bases as intermediates.
Plant Physiol, 100: 1527~1535
Prud’homme MP, Moore TS Jr (1992b). Phosphatidylcholine
synthesis in castor bean endosperm. The occurrence of an S-
adenosyl-L-methionine: ethanolamine N-methyltransferase.
Plant Physiol, 100: 1536~1540
Smith DD, Summers PS, Weretilnyk EA (2000). Phosphocholine
synthesis in spinach: characterization of phosphoethanolamine
N-methyltransferase. Physiol Plant, 108: 286~294
Summers PS, Weretilnyk EA (1993). Choline synthesis in spinach
in relation to salt stress. Plant Physiol, 103: 1269~1276
Weretilnyk EA, Smith DD, Wilch GA, Summers PS (1995).
Enzymes of choline synthesis in spinach. Response of
phosphobase N-methyltransferase activities to light and
salinity. Plant Physiol, 109: 1085~1091
Ye CJ, Wu SW, Yang QK, Ma CZ, Yang GS, Wang B (2005).
Cloning, sequencing and salt induced expression of PEAMT
and BADH in oilseed rape (Brassica napus). DNA Seq, 16 (5):
364~371