全 文 ：植物保护学报 Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｐｌａｎｔ Ｐｒｏｔｅｃｔｉｏｎꎬ ２０１５ꎬ ４２(５): ６７３ － ６９０ ＤＯＩ: １０ １３８０２ / ｊ. ｃｎｋｉ. ｚｗｂｈｘｂ. ２０１５ ０５ ００１
Ｆｕｎｄｉｎｇ: Ｎａｔｉｏｎａｌ Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ ｏｆ Ｆｏｏｄ ａｎｄ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒｅꎬ Ｕ. Ｓ. Ｄｅｐａｒｔｍｅｎｔ ｏｆ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒｅꎬ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ Ｒｉｓｋ Ａｓｓｅｓｓｍｅｎｔ Ｇｒａｎｔ Ｐｒｏｇｒａｍ
Ｃｏｍｐｅｔｉｔｉｖｅ Ｇｒａｎｔ (Ｎｏ. ２０１１￣３３５２２￣３０７４９)
∗Ａｕｔｈｏｒｓ ｆｏｒ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｅｎｃｅꎬ Ｅ￣ｍａｉｌ: ｘｕｇｕｏｚｈｏｕ＠ ｕｋｙ. ｅｄｕꎬ ｙｐｈｕａｎｇ＠ ｓｉｂｓ. ａｃ. ｃｎ
Ｒｅｃｅｉｖｅｄ ｄａｔｅ: ２０１５ － ０９ － ２４
Ｔｈｅ ｃｏｍｉｎｇ ｏｆ ＲＮＡ￣ｂａｓｅｄ ｐｅｓｔ ｃｏｎｔｒｏｌｓ
Ｘｕ Ｌｉｎｇｈｕａ１ Ｚｅｎｇ Ｂａｏｓｈｅｎｇ２ Ｎｏｌａｎｄ Ｊｅｆｆｅｒｙ Ｅ. １ Ｈｕａｎｇ Ｙｏｎｇｐｉｎｇ２∗ Ｚｈｏｕ Ｘｕｇｕｏ１∗
(１. Ｄｅｐａｒｔｍｅｎｔ ｏｆ Ｅｎｔｏｍｏｌｏｇｙꎬ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ ｏｆ Ｋｅｎｔｕｃｋｙꎬ Ｌｅｘｉｎｇｔｏｎ ４０５４６￣００９１ꎬ Ｋｅｎｔｕｃｋｙꎬ ＵＳＡꎻ
２. Ｓｈａｎｇｈａｉ Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ ｏｆ Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙ ａｎｄ Ｅｃｏｌｏｇｙꎬ Ｃｈｉｎｅｓｅ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓꎬ Ｓｈａｎｇｈａｉ ２０００３２ꎬ Ｃｈｉｎａ)
Ａｂｓｔｒａｃｔ: ＲＮＡ ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ (ＲＮＡｉ) ｉｓ ａ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｔｏｏｌ ｔｈａｔ ｔａｒｇｅｔｓ ｍｅｓｓｅｎｇｅｒ ＲＮＡ (ｍＲＮＡ)
ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｓ ｉｎ ａ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｍａｎｎｅｒ ａｎｄ ｄｏｗｎ ｒｅｇｕｌａｔｅｓ ｇｅｎｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｂｙ ｉｎｔｅｒａｃｔｉｎｇ ｗｉｔｈ ｓｍａｌｌ
ｉｎｔｅｒｆｅｒｉｎｇ ＲＮＡｓ (ｓｉＲＮＡｓ). ｍＲＮＡｓ ｃａｎ ｂｅ ｓｉｌｅｎｃｅｄ ｅｉｔｈｅｒ ｔｈｒｏｕｇｈ ｅｎｄｏｇｅｎｏｕｓ ｄｅｇｒａｄａｔｉｏｎ ｖｉａ ｎｕｃｌｅａｓｅ
ａｃｔｉｖｉｔｙ (ｅ. ｇ. ꎬ ＲＮＡｉ ｐａｔｈｗａｙ)ꎬ ｏｒ ｂｙ ｉｎｈｉｂｉｔｉｎｇ ｔｒａｎｓｌａｔｉｏｎ (ｅ. ｇ. ꎬ ｍｉＲＮＡ). Ｏｖｅｒ ｔｈｅ ｐａｓｔ ｄｅｃａｄｅꎬ
ＲＮＡｉ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｕｓｅｄ ｂｒｏａｄｌｙ ｉｎ ｅｎｔｏｍｏｌｏｇｉｃａｌ ｒｅｓｅａｒｃｈ ｔｏ ｄｅｃｉｐｈｅｒ ｔｈｅ ｇｅｎｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎｓ ｉｎ ｉｎｓｅｃｔｓ. Ｗｉｔｈ ｔｈｅ
ｓｕｃｃｅｓｓ ｏｆ ＲＮＡｉ ｉｎ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｇｅｎｏｍｉｃｓ ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ ｍｕｃｈ ａｔｔｅｎｔｉｏｎ ｈａｓ ｓｈｉｆｔｅｄ ｔｏ ｔｈｅ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ
ｏｆ ＲＮＡｉ ｉｎ ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒｅꎬ ｅｓｐｅｃｉａｌｌｙ ｆｏｒ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ ｏｆ ｉｎｓｅｃｔ ｐｅｓｔｓ. Ｉｎ ａｄｄｉｔｉｏｎ ｔｏ ＲＮＡｉ￣ｂａｓｅｄ ｇｅｎｅ
ｓｉｌｅｎｃｉｎｇꎬ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇꎬ ａｎ ｅｘｃｉｔｉｎｇ ｎｅｗ ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙꎬ ｏｆｆｅｒｓ ｙｅｔ ａｎｏｔｈｅｒ ｏｐｔｉｏｎ ｆｏｒ ｐｅｓｔ ｃｏｎｔｒｏｌｓ. Ｔｈｅ
ｍｏｄｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｐｌａｎｔ ｇｅｎｏｍｅｓ ｔｏ ｋｎｏｃｋ￣ｉｎ ｇｅｎｅｓ ｔｈａｔ ａｒｅ ｈｅｒｉｔａｂｌｅ ｔｏ ｉｎｃｒｅａｓｅ ｔｈｅ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｏｆ ｐｌａｎｔｓ ｔｏ
ｉｎｓｅｃｔ ｉｎｆｅｓｔａｔｉｏｎꎬ ｏｒ ｋｎｏｃｋ￣ｏｕｔ ｇｅｎｅｓ ｉｎ ｐｅｓｔ ｉｎｓｅｃｔｓ ｔｈｒｏｕｇｈ ｇｅｎｅｔｉｃａｌｌｙ ｍｏｄｉｆｉｅｄ (ＧＭ)￣ｉｎｓｅｃｔ ｒｅｌｅａｓｅｓ
ａｒｅ ｏｎ ｔｈｅ ｆｏｒｅｆｒｏｎｔ ｏｆ ｔｈｅ ｇｅｎｅｔｉｃ￣ｂａｓｅｄ ｐｅｓｔ ｍａｎａｇｅｍｅｎｔｓ. Ｉｎ ｔｈｉｓ ｒｅｖｉｅｗꎬ ｗｅ ｓｕｍｍａｒｉｚｅ ｔｈｅ ｃｕｒｒｅｎｔ
ｋｎｏｗｌｅｄｇｅ ｒｅｇａｒｄｉｎｇ ＲＮＡｉ￣ｂａｓｅｄ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ａｎｄ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９￣ｂａｓｅｄ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ. Ｔｅｃｈｎｉｃａｌ
ｃｈａｌｌｅｎｇｅｓ ａｎｄ ｒｅｇｕｌａｔｏｒｙ ｃｏｎｃｅｒｎｓ ｆｏｒ ｔｈｉｓ ｎｅｗ ｗａｖｅ ｏｆ ＲＮＡ￣ｂａｓｅｄ ｐｅｓｔ ｃｏｎｔｒｏｌｓ ａｒｅ ｄｉｓｃｕｓｓｅｄ ｉｎ ｇｒｅａｔ
ｄｅｔａｉｌ. Ｗｅ ａｌｓｏ ｓｈａｒｅ ｔｈｅ ｐｅｒｓｐｅｃｔｉｖｅ ｏｆ ｍｏｄｉｆｙｉｎｇ ｃｕｒｒｅｎｔ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ ｒｉｓｋ ａｓｓｅｓｓｍｅｎｔ ｆｒａｍｅｗｏｒｋｓ ｔｏ
ｂｅｔｔｅｒ ｆｉｔ ｔｈｅ ＲＮＡ￣ｂａｓｅｄ ｐｅｓｔ ｍａｎａｇｅｍｅｎｔ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ. Ｇｉｖｅｎ ｔｈｅ ｃｕｒｒｅｎｔ ｄｉｓｃｕｓｓｉｏｎｓ / ａｔｔｅｎｔｉｏｎｓ ｏｖｅｒ ｔｈｅ
ｓａｆｅｔｙ ｏｆ Ｇｅｎｅｔｉｃａｌｌｙ Ｍｏｄｉｆｉｅｄ Ｏｒｇａｎｉｓｍｓ (ＧＭＯ)ꎬ ｗｅꎬ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙꎬ ｃｏｍｐａｒｅｄ ｐｒｏｓ ａｎｄ ｃｏｎｓ ｏｆ ＲＮＡｉ￣
ｂａｓｅｄ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ａｎｄ ＣＲＩＳＰＲ / Ｇａｓ９￣ｂａｓｅｄ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇꎬ ａｎｄ ｌａｔｅｒ ｗｅ ｉｄｅｎｔｉｆｉｅｄ ｔｈｅ ｒｅｇｕｌａｔｏｒｙ
ｉｓｓｕｅｓ ｔｈａｔ ｓｈｏｕｌｄ ｂｅ ａｄｄｒｅｓｓｅｄ ｂｅｆｏｒｅ ｔｈｅｓｅ ｅｍｅｒｇｉｎｇ ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｅｓ ｃａｎ ｍｏｖｅ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｂｅｎｃｈ ｔｏｐ ｔｏ ｔｈｅ
ｔａｂｌｅ ｔｏｐ.
Ｋｅｙ ｗｏｒｄｓ: ＲＮＡｉꎻ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇꎻ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ꎻ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇꎻ ｐｅｓｔ ｃｏｎｔｒｏｌꎻ ｔｅｃｈｎｉｃａｌ ｃｈａｌｌｅｎｇｅｓꎻ
ｒｅｇｕｌａｔｏｒｙ ｈｕｒｄｌｅｓꎻ ｅｍｅｒｇｉｎｇ ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙꎻ ｅｃｏｌｏｇｉｃａｌ ｒｉｓｋ ａｓｓｅｓｓｍｅｎｔ
１ Ｉｎｔｒｏｄｕｃｔｉｏｎ
１ １ ＲＮＡｉ￣ｂａｓｅｄ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ
Ｔｈｅ ｄｉｓｃｏｖｅｒｙ ｏｆ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｄａｔｅｓ ｂａｃｋ ｔｏ
ｐｌａｎｔ￣ｖｉｒｕｓ ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎ ｓｔｕｄｉｅｓ (Ｗｉｎｇａｒｄꎬ１９２８). Ｗｉｎ￣
ｇａｒｄ (１９２８) ｒｅｐｏｒｔｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｇｒｏｗｔｈ ｏｆ ｎｅｗ ｌｅａｖｅｓ ｉｎ
ｎｕｍｅｒｏｕｓ ｐｌａｎｔｓ ｈａｄ ｂｅｃｏｍｅ ｒｅｓｉｓｔａｎｔ ｔｏ ｒｉｎｇ￣ｓｐｏｔ ｖｉｒｕｓ
ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｉｎｏｃｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｏｌｄｅｒ ｌｅａｖｅｓ. Ｔｈｉｓ ｖｉｒｕｓ￣ｉｎ￣
ｄｕｃｅｄ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｔｏ ｓｕｂｓｅｑｕｅｎｔ ｉｎｆｅｃｔｉｏｎ ｗａｓ ｌａｔｅｒ
ｓｈｏｗｎ ｔｏ ｂｅ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｗｉｔｈ ＲＮＡ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｏｆ ｖｉｒａｌ
ＲＮＡｓꎬ ｋｎｏｗｎ ａｓ ｖｉｒｕｓ￣ｉｎｄｕｃｅｄ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ (ＶＩＧＳ)
(Ｗａｔｅｒｈｏｕｓｅ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００１). Ｎａｐｏｌｉ ｅｔ ａｌ. (１９９０) ｉｎ￣
ｔｒｏｄｕｃｅｄ ｔｈｅ ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅ ( ＣＨＳ) ｔｒａｎｓｇｅｎｅ ｉｎ
ｐｅｔｕｎｉａ ｔｏ ｅｘｐｒｅｓｓ ＣＨＳ ｔｏ ｉｎｃｒｅａｓｅ ｆｌａｖｏｎｏｉｄ ｂｉｏｓｙｎｔｈｅ￣
ｓｉｓ. Ｓｕｒｐｒｉｓｉｎｇｌｙꎬ ｉｔ ｄｏｗｎ ｒｅｇｕｌａｔｅｄ ｔｈｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ
ａｎｏｔｈｅｒ ｇｅｎｅ ｒｅｓｐｏｎｓｉｂｌｅ ｆｏｒ ａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ.
Ｔｈｅ ｐｈｅｎｏｍｅｎｏｎꎬ ｔｅｒｍｅｄ ｃｏ￣ｓｕｐｐｒｅｓｓｉｏｎꎬ ｒｅｄｕｃｅｄ ｔｈｅ
ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ａ ｈｏｍｏｌｏｇｏｕｓ ｇｅｎｅ ａｎｄ ｔｈｅ ｔｒａｎｓｇｅｎｅꎬ
ｗｈｉｃｈ ｗａｓ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｄ ｔｏ ｂｅ ｐｏｓｔ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎａｌ ｇｅｎｅ
ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ (ＰＴＧＳ) (Ｎａｐｏｌｉ ｅｔ ａｌ. ꎬ１９９０). Ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｐｉ￣
ｏｎｅｅｒｉｎｇ ｗｏｒｋ ｏｆ Ａｎｄｒｅｗ Ｆｉｒｅ ａｎｄ Ｃｒａｉｇ Ｍｅｌｌｏꎬ ｗｅ ｎｏｗ
ｈａｖｅ ａ ｍｕｃｈ ｂｅｔｔｅｒ ｕｎｄｅｒｓｔａｎｄｉｎｇ ｏｆ ＲＮＡ ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ
(ＲＮＡｉ) ａｔ ｔｈｅ ｍｅｃｈａｎｉｓｔｉｃ ｌｅｖｅｌ ａｓ ｗｅｌｌ ａｓ ｔｈｅ ｍａｊｏｒ
ｍａｃｈｉｎｅｒｙ ｉｎｖｏｌｖｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｐｒｏｃｅｓｓ (Ｆｉｒｅ
ｅｔ ａｌ. ꎬ１９９８ꎻＤｙｋｘｈｏｏｒｎ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００３ꎻＡｇｒａｗａｌ ｅｔ ａｌ. ꎬ
２００３). ＲＮＡｉ ｉｓ ａ ｈｉｇｈｌｙ ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ ｍｅｃｈａｎｉｓｍ ｆｏｒ
ｐｏｓｔ￣ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎａｌ ｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ ｔｒｉｇｇｅｒｅｄ ｂｙ ｓｍａｌｌ ｉｎｔｅｒ￣
ｆｅｒｉｎｇ ＲＮＡｓ ( ｓｉＲＮＡｓ) ａｎｄ ｒｅｓｕｌｔｓ ｉｎ ｔｈｅ ｋｎｏｃｋｄｏｗｎ
ｏｆ ｇｅｎｅｓ ａｔ ｔｈｅ ｍＲＮＡ ｌｅｖｅｌ. Ａｓ ａｎ ｅｖｏｌｕｔｉｏｎａｒｉｌｙ ｃｏｎ￣
ｓｅｒｖｅｄ ｍｅｃｈａｎｉｓｍꎬ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｄｏｃｕｍｅｎ￣
ｔｅｄ ｉｎ ｐｌａｎｔｓ ( ＰＴＧＳ)ꎬ ｆｕｎｇｉ ( ｑｕｅｌｌｉｎｇ)ꎬ ｍｅｔａｚｏａｎｓ
(ＲＮＡｉ) ｖｉｒｕｓ￣ｉｎｄｕｃｅｄ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ( ＶＩＧＳ)ꎬ ａｓ
ｗｅｌｌ ａｓ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎａｌ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ( ＴＧＳ )ꎬ ａｎｄ
ｐｌａｙｓ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｒｏｌｅｓ ｉｎ ｓｅｖｅｒａｌ ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｐｒｏｃｅｓｓｅｓꎬ
ｓｕｃｈ ａｓ ｄｅｆｅｎｓｅ ａｇａｉｎｓｔ ｔｒａｎｓｐｏｓｏｎｓ ａｎｄ ｖｉｒｕｓｅｓ (Ｃａｔａｌ￣
ａｎｏｔｔｏ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００２ꎻＡｇｒａｗａｌ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００３ꎻＲｅａｒｄｏｎ ｅｔ
ａｌ. ꎬ２０１０).
Ｔｈｅｓｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓ ａｌｌ ｓｈａｒｅ ｃｏｍｍｏｎ
ｔｒｉｇｇｅｒｓꎬ ｎｏｎ￣ｃｏｄｉｎｇ ＲＮＡｓ ａｎｄ ａ ｓｅｑｕｅｎｃｅ￣ｓｐｅｃｉｆｉｃ
ｔａｒｇｅｔ. Ｗｉｔｈ ｔｈｅｓｅ ｔｒｉｇｇｅｒｓꎬ ｔｈｅ ＲＮＡｉ ｍｅｃｈａｎｉｓｍ ｕｎ￣
ｄｅｒｇｏｅｓ ｔｗｏ ｋｅｙ ｓｔｅｐｓ ｔｏ ｒｅｄｕｃｅ ｇｅｎｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｉｎ
ｃｅｌｌｓ. Ｄｅｇｒａｄａｔｉｏｎ ｏｆ ｄｓＲＮＡｓ ｂｙ Ｄｉｃｅｒ ｅｎｄｏｎｕｃｌｅａｓｅｓ
ｉｓ ｔｈｅ ｉｎｉｔｉａｌ ｓｔｅｐ ｔｈａｔ ｐｒｏｃｅｓｓ ｌｏｎｇｅｒ ｄｓＲＮＡ ｓｅｇｍｅｎｔｓ
ｉｎｔｏ ｓｉＲＮＡｓ ｒａｎｇｉｎｇ ｆｒｏｍ ２１ ｔｏ ２５ ｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅｓ (ｎｔ) ｉｎ
ｌｅｎｇｔｈ ( Ｈａｍｉｌｔｏｎ ＆ Ｂａｕｌｃｏｍｂｅꎬ １９９９ꎻ Ｌｉ ｅｔ ａｌ. ꎬ
２０１３). Ｔｈｅｓｅ ｐｒｏｃｅｓｓｅｄ ｓｉＲＮＡｓ ｔｈｅｎ ｓｅｒｖｅ ａｓ ｇｕｉｄｅｓ
ｆｏｒ ｔｈｅ ＲＮＡ￣ｉｎｄｕｃｅｄ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｃｏｍｐｌｅｘ (ＲＩＳＣ)ꎬ ａｎ
ＲＮａｓｅ ｃｏｍｐｌｅｘ ｔｈａｔ ｂｉｎｄｓ ｓｉＲＮＡｓ ａｎｄ ｔａｒｇｅｔｓ ｃｏｇｎａｔｅ
ｍＲＮＡｓ ｔｏ ｄｅｇｒａｄｅ ｍＲＮＡꎬ ｏｒ ｉｎｈｉｂｉｔ ｔｒａｎｓｌａｔｉｏｎ (Ｆｉｇ.
１).
Ｆｉｇ. １ ＲＮＡｉ￣ｂａｓｅｄ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ
Ｔｈｅ ｓｃｈｅｍａｔｉｃ ｄｒａｗｉｎｇ ｄｅｐｉｃｔｓ ｄｓＲＮＡ￣ｂａｓｅｄ ＲＮＡｉ: １: Ｅｘｏｇｅｎｏｕｓ ｄｓＲＮＡ ｉｓ ｔａｋｅｎ ｉｎｔｏ ｔｈｅ ｃｅｌｌ ｅｉｔｈｅｒ ｔｈｒｏｕｇｈ ｒｅｃｅｐｔｏｒ ｍｅｄｉａｔｅｄ
ｅｎｄｏｃｙｔｏｓｉｓ ｏｒ ＳＩＤ￣ｃｈａｎｎｅｌ ｔｒａｎｓｆｅｒ ａｃｒｏｓｓ ｔｈｅ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｔｏ ｔｈｅ ｃｙｔｏｐｌａｓｍ. Ｕｐｏｎ ｕｐｔａｋｅ ｉｎｔｏ ｔｈｅ ｃｅｌｌ: ２: ｔｈｅ ｄｓＲＮＡ ｉｓ ｐｒｏｃｅｓｓｅｄ ｉｎｔｏ
ｓｈｏｒｔ ２１ － ２５ ｎｔ ｄｏｕｂｌｅ￣ｓｔｒａｎｄｅｄ ｆｒａｇｍｅｎｔｓ ｗｉｔｈ ３′￣ａｎｄ ５′￣ｏｖｅｒｈａｎｇｅｓ (ｓｉＲＮＡｓ). Ｔｈｅ ｐｒｏｃｅｓｓｅｄ ｓｉＲＮＡｓ: ３: ａｒｅ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｅｉｔｈｅｒ ｔｏ
ｎｅｉｇｈｂｏｒｉｎｇ ｃｅｌｌｓ (ｓｙｓｔｅｍｉｃ ＲＮＡｉ) ｏｒ ａｒｅ ｂｏｕｎｄ ｉｎ ｔｈｅ ｃｙｔｏｐｌａｓｍ ｂｙ ｔｈｅ ＲＮＡ￣ｉｎｄｕｃｅｄ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｃｏｍｐｌｅｘ (ＲＩＳＣ￣ａｒｇｏｎｕａｔｅꎬ ａ ｍａｊｏｒ
ｃｏｍｐｏｎｅｎｔ ｉｎ ｔｈｅ ＲＩＳＣ ｍｕｌｔｉｐｒｏｔｅｉｎ ｃｏｍｐｌｅｘ)ꎻ ４: ｔｈｅ ＲＩＳＣ￣ｂｏｕｎｄ ｓｉＲＮＡｓ ａｒｅ ｔｈｅｎ ｐｒｏｃｅｓｓｅｄ ｆｕｒｔｈｅｒ ｌｅａｖｉｎｇ ｔｈｅ ａｎｔｉ￣ｓｅｎｓｅ ｓｔｒａｎｄ ｅｘ￣
ｐｏｓｅｄꎬ ｗｈｉｃｈ ｉｓ ｕｓｅｄ ｔｏ: ５: ｔａｒｇｅｔ ｈｏｍｏｌｏｇｏｕｓ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｏｎ ｔｈｅ ｍＲＮＡ ｔａｒｇｅｔꎻ ６: ｔａｒｇｅｔｅｄ ｍＲＮＡ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ａｒｅ ｄｅｇｒａｄｅｄ ａｎｄ ｔｈｅ ｔａｒ￣
ｇｅｔ ｇｅｎｅ ｉｓ ｓｉｌｅｎｃｅｄ.
ＲＮＡｉ￣ｂａｓｅｄ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｄｏｃｕｍｅｎｔｅｄ
ｉｎ ｅｉｇｈｔ ｉｎｓｅｃｔ ｏｒｄｅｒｓꎬ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ Ｄｉｐｔｅｒａ ( Ｇａｌｉａｎａ￣
Ａｒｎｏｕｘ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００６ꎻＷａｎｇ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００６ꎻＣｏｙ ｅｔ ａｌ. ꎬ
２０１２)ꎬ Ｃｏｌｅｏｐｔｅｒａ ( Ｂａｕｍ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００７)ꎬ Ｈｅｍｉｐｔｅｒａ
(Ｚｈａ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１１ꎻＢａｎｓａｌ ＆ Ｍｉｃｈｅｌꎬ２０１３ꎻＸｕｅ ｅｔ ａｌ. ꎬ
２０１５)ꎬ Ｈｙｍｅｎｏｐｔｅｒａ ( Ｙｏｓｈｉｙａｍａ ｅｔ ａｌ. ꎬ ２０１３ )ꎬ
Ｉｓｏｐｔｅｒａ (Ｚｈｏｕ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００６ꎻ２００８)ꎬ Ｌｅｐｉｄｏｐｔｅｒａ (Ｃａｏ
ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１２ꎻＳｈｉ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１２ꎻＫｏｔｗｉｃａ￣Ｒｏｌｉｎｓｋａ ｅｔ ａｌ. ꎬ
２０１３)ꎬ Ｏｒｔｈｏｐｔｅｒａ (Ｍｉｙａｗａｋｉ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００４ꎻＳｍａｇｇｈｅ
＆ Ｓｗｅｖｅｒｓꎬ ２０１４ )ꎬ ａｎｄ Ｂｌａｔｔｏｄｅａ ( Ｍａｒｔíｎ ｅｔ ａｌ. ꎬ
２００６). Ｔｈｅ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ＲＮＡｉꎬ ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｖａｒｉｅｓ ｓｕｂ￣
ｓｔａｎｔｉａｌｌｙ ａｍｏｎｇ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｉｎｓｅｃｔ ｏｒｄｅｒｓ. Ｔｙｐｉｃａｌｌｙꎬ
ＲＮＡｉ ｉｓ ｈｉｇｈｌｙ ｅｆｆｅｃｔｉｖｅ ｉｎ ｄｉｐｔｅｒａｎｓ ａｎｄ ｃｏｌｅｏｐｔｅｒａｎｓꎬ
ｂｕｔ ｗｏｒｋｓ ｒａｔｈｅｒ ｐｏｏｒｌｙ ｉｎ ｔｈｅ ｌｅｐｉｄｏｐｔｅｒａｎｓ (Ｔｏｐｒａｋ ｅｔ
４７６ 植 物 保 护 学 报 ４２ 卷
ａｌ. ꎬ２０１３). Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｗｅ ｄｏ ｈａｖｅ ｓｕｃｃｅｓｓｆｕｌ ＲＮＡｉ ａｔ￣
ｔｅｍｐｔｓ ｉｎ ｆｅｗ ｌｅｐｉｄｏｐｔｅｒａｎｓ. Ｔｏ ｅｌｕｃｉｄａｔｅ ｔｈｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎ
ｏｆ ａ ｃｌｏｃｋ ｇｅｎｅ ｐｅｒｉｏｄ (ｐｅｒ) ｉｎ ｔｈｅ Ａｆｒｉｃａｎ ｃｏｔｔｏｎ ｌｅａｆ￣
ｗｏｒｍꎬ Ｓｐｏｄｏｐｔｅｒａ ｌｉｔｔｏｒａｌｉｓꎬ Ｋｏｔｗｉｃａ￣Ｒｏｌｉｎｓｋａ ｅｔ ａｌ.
(２０１３) ｔｒｅａｔｅｄ ｔｈｅ ｕｐｐｅｒ ｖａｓ ｄｅｆｅｒｅｎｓ (ＵＶＤ) ｃｏｍ￣
ｐｌｅｘ ｏｆ ｔｈｅ ｔｅｓｔｅｓ ｗｉｔｈ ｐｅｒ ｄｓＲＮＡꎬ ａｎｄ ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅｄ
ｔｈａｔ ｔｈｅ ＵＶＤ ｏｓｃｉｌｌａｔｏｒ ｉｎｖｏｌｖｉｎｇ ｐｅｒ ｇｅｎｅ ｉｓ ａ ｃｒｉｔｉｃａｌ
ｍａｓｔｅｒ ｒｅｇｕｌａｔｏｒ ｍｏｄｕｌａｔｉｎｇ Ｖ￣ＡＴＰａｓｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ａｎｄ
ｐＨ ｄｙｎａｍｉｃｓ ｉｎ ｌｕｍｅｎ. Ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ｋｎｏｃｋｄｏｗｎ ｗａｓ ａｌｓｏ
ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｃｏｔｔｏｎ ｂｏｌｌｗｏｒｍꎬ Ｈｅｌｉｃｏｖｅｒｐａ ａｒ￣
ｍｉｇｅｒａꎬ ｔｈｒｏｕｇｈ ＲＮＡｉ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｃｏｔｔｏｎｓ ｃｏｎｓｔｉｔｕｔｉｖｅｌｙ
ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ ａ Ｐ４５０ ｍｏｎｏｏｘｙｇｅｎａｓｅ (ＣＹＰ６ＡＥ１４) ｄｓＲ￣
ＮＡ. Ｓｕｐｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｔｈｉｓ ｃｒｉｔｉｃａｌ ｄｅｔｏｘｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｅｎｚｙｍｅ
ｒｅｓｔｏｒｅｄ ｔｈｅ ｌａｒｖａｌ ｓｕｓｃｅｐｔｉｂｉｌｉｔｙ ｔｏ ｇｏｓｓｙｐｏｌꎬ ａ ｐｌａｎｔ
ｓｅｃｏｎｄａｒｙ ｍｅｔａｂｏｌｉｔｅ (Ｍａｏ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００７). Ｔｏｐｒａｋ ｅｔ
ａｌ. (２０１３) ｗａｓ ａｂｌｅ ｔｏ ｓｉｌｅｎｃｅ ｔｈｅ ｐｅｒｉｔｒｏｐｈｉｃ ｍｅｍ￣
ｂｒａｎｅ ｐｒｏｔｅｉｎｓ (ｉｎｓｅｃｔ ｉｎｔｅｓｔｉｎａｌ ｍｕｃｉｎ １ꎬ ｉｎｓｅｃｔ ｉｎｔｅｓ￣
ｔｉｎａｌ ｍｕｃｉｎ ４ꎬ ａｎｄ ＰＭ ｐｒｏｔｅｉｎ １) ｉｎ ｔｈｅ ｂｅｒｔｈａ ａｒｍｙ￣
ｗｏｒｍꎬ Ｍａｍｅｓｔｒａ ｃｏｎｆｉｇｕｒａｔａ ｌａｒｖａｅ. Ｏｔｈｅｒ ｉｎｓｅｃｔ ｏｒ￣
ｄｅｒｓ ａｎｄ ｔｈｅ ｈｅｘａｐｏｄ ｏｕｔｇｒｏｕｐｓꎬ ｗｈｉｃｈ ａｒｅ ｒｅｃａｌｃｉｔｒａｎｔ
ｔｏ ｄｓＲＮＡ￣ｂａｓｅｄ ＲＮＡｉꎬ ｉｎｃｌｕｄｅ ｄｒａｇｏｎｆｌｉｅｓ ａｎｄ ｄａｍ￣
ｓｅｌｆｌｉｅｓ (Ｏｄｏｎａｔａ)ꎬ ｍａｙｆｌｉｅｓ (Ｅｐｈｅｍｅｒｏｐｔｅｒａ)ꎬ ｊｕｍｐ￣
ｉｎｇ ｂｒｉｓｔｌｅｔａｉｌｓ (Ａｒｃｈａｅｏｇｎａｔｈａ)ꎬ ｓｉｌｖｅｒｆｉｓｈ (Ｚｙｇｅｎｔｏ￣
ｍａ) Ｄｉｐｌｕｒａꎬ ｓｐｒｉｎｇｔａｉｌｓ ( Ｃｏｌｌｅｍｂｏｌａ) ａｎｄ Ｐｒｏｔｕｒａ
(Ｃｕｌｌｅｎꎬ２０１２).
１ ２ ＲＮＡ￣ｇｕｉｄｅｄ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ
Ｔｈｅ ｒｅｃｅｎｔ ｅｘｐｌｏｓｉｏｎ ｏｆ ＲＮＡ￣ｇｕｉｄｅｄ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉ￣
ｔｉｎｇ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ ｂｅｎｅｆｉｔｓ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｏｆ ａｒｔｉｆｉ￣
ｃｉａｌｌｙ ｅｎｇｉｎｅｅｒｅｄ ｎｕｃｌｅａｓｅｓ. Ｔｈｅ ｄｉｓｃｏｖｅｒｙ ｏｆ ｚｉｎｃ ｆｉｎ￣
ｇｅｒ ｎｕｃｌｅａｓｅｓ (ＺＦＮｓ) ｉｎ １９９０ｓ ｏｐｅｎｅｄ ａ ｎｅｗ ａｒｅａ ｏｆ
ｇｅｎｏｍｅ ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇꎬ ｗｈｉｃｈ ｉｓ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｔｈｅ ｉｎｔｒｏｄｕｃ￣
ｔｉｏｎ ｏｆ ａ ｄｏｕｂｌｅ ｓｔｒａｎｄ ｂｒｅａｋ (ＤＳＢ) ａｔ ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｒｅｇｉｏｎｓ
ｏｆ ａ ｃｈｒｏｍｏｓｏｍｅ. Ｔｈｅ ｃｏｎｓｔｒｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ｚｉｎｃ ｆｉｎｇｅｒ ａｒｒａｙ
ｗｉｔｈ ＦｏｋＩꎬ ａ ｂａｃｔｅｒｉａｌ (Ｆｌａｖｏｂａｃｔｅｒｉｕｍ ｏｋｅａｎｏｋｏｉｔｅｓ)
ｔｙｐｅ ＩＩＳ ｒｅｓｔｒｉｃｔｉｏｎ ｅｎｄｏｎｕｃｌｅａｓｅ ｃｏｎｓｉｓｔｉｎｇ ｏｆ ａｎ Ｎ￣ｔｅｒ￣
ｍｉｎａｌ ＤＮＡ￣ｂｉｎｄｉｎｇ ｄｏｍａｉｎ ａｎｄ ａ Ｃ￣ｔｅｒｍｉｎａｌ ｎｏｎ￣ｓｐｅ￣
ｃｉｆｉｃ ＤＮＡ ｃｌｅａｖａｇｅ ｄｏｍａｉｎ (Ｗａｈ ｅｔ ａｌ. ꎬ１９９７ꎻＤｕｒａｉ
ｅｔ ａｌ. ꎬ２００５)ꎬ ｉｓ ｔｉｍｅ ｃｏｎｓｕｍｉｎｇ ａｎｄ ｌａｂｏｒ ｉｎｔｅｎｓｉｖｅꎬ
ｌｉｍｉｔｉｎｇ ｔｈｅ ｓｙｓｔｅｍ ｔｏ ｂｅ ｂｒｏａｄｌｙ ａｐｐｌｉｅｄ. Ｔｈｅ ｏｔｈｅｒ
ｔｙｐｅ ｏｆ ｎｕｃｌｅａｓｅｓ ｃａｌｌｅｄ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎ ａｃｔｉｖａｔｏｒ￣ｌｉｋｅ ｅｆ￣
ｆｅｃｔｏｒ ｎｕｃｌｅａｓｅｓ ( ＴＡＬＥＮｓ )ꎬ ｍｏｄｉｆｉｅｄ ｆｒｏｍ ｐｈｙｔｏ￣
ｐａｔｈｏｇｅｎｉｃ ｂａｃｔｅｒｉａꎬ ｗａｓ ｇｒａｄｕａｌｌｙ ｒｅｐｌａｃｅｄ ｔｈｅ ＺＦＮｓ
ｗｉｔｈ ｈｉｇｈｅｒ ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｙ. Ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎ ａｃｔｉｖａｔｏｒ￣ｌｉｋｅ ｅｆ￣
ｆｅｃｔｏｒｓ (ＴＡＬＥｓ) ａｒｅ ｐｒｏｇｒａｍｍａｂｌｅ ＤＮＡ ｂｉｎｄｉｎｇ ｐｒｏ￣
ｔｅｉｎｓꎬ ｗｈｉｃｈ ｃａｎ ｂｅ ｕｓｅｄ ｔｏ ｆａｃｉｌｉｔａｔｅ ａｃｃｕｒａｔｅ ｇｅｎｏｍｅ
ｅｄｉｔｉｎｇ ａｎｄ ｃｏｎｔｒｏｌ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎ ｏｆ ｅｎｄｏｇｅｎｏｕｓ ｇｅｎｅｓ.
Ｍｏｓｃｏｕ ＆ Ｂｏｇｄａｎｏｖｅ (２００９ ) ｒｅｖｅａｌｅｄ ｔｈｅ ｃｏｄｅ ｏｆ
ＤＮＡ ｒｅｃｏｇｎｉｔｉｏｎ ｂｙ ＴＡＬＥｓ ａｎｄ ｆｏｕｎｄ ｆｏｕｒ ｏｐｔｉｍａｌ
ＴＡＬＥ ｍｏｎｏｍｅｒｓ ｔａｒｇｅｔｉｎｇ ａｌｌ ｆｏｕｒ ｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅｓꎬ ａｄｅ￣
ｎｉｎｅꎬ ｔｈｙｍｉｎｅꎬ ｇｕａｎｉｎｅ ａｎｄ ｃｙｔｏｓｉｎｅ. Ｔｈｅ ｓｐｅｃｉｆｉｃｉｔｙ
ｏｆ ＴＡＬＥｓ ｄｅｐｅｎｄｓ ｏｎ ｓｅｖｅｒａｌ ３４ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｒｅｐｅａｔｓ.
Ｔｈｅ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｐｏｓｉｔｉｏｎｓ １２ ａｎｄ １３ ａｒｅ ｃａｌｌｅｄ ｒｅｐｅａｔ￣
ｖａｒｉａｂｌｅ ｄｉ￣ｒｅｓｉｄｕｅｓ (ＲＶＤ)ꎬ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｉｎｇ ｔｏ ｔｈｅ ｒｅｃ￣
ｏｇｎｉｔｉｏｎ ｏｆ ｔａｒｇｅｔ ｓｉｔｅｓ. Ｅａｃｈ ＴＡＬＥ ｍｏｎｏｍｅｒ ｔａｒｇｅｔｓ
ｏｎｅ ｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅ ａｎｄ ｈａｓ ｎｏ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ ｗｈｅｎ
ｒａｎｄｏｍ ｃｏｍｂｉｎａｔｉｏｎｓ ｏｆ ｍｕｌｔｉｐｌｅ ＴＡＬＥ ｍｏｎｏｍｅｒｓ ｏｃ￣
ｃｕｒ ( Ｂｏｃｈ ｅｔ ａｌ. ꎬ ２００９ ). ＴＡＬＥＮ ｓｕｂｓｔａｎｔｉａｌｌｙ ｉｍ￣
ｐｒｏｖｅ ｔｈｅ ｃｏｎｓｔｒｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ｇｅｎｅ ｄｒｉｖｅ ｓｙｓｔｅｍ ａｎｄ ｈａｓ
ｓｉｎｃｅ ｂｅｅｎ ａｐｐｌｉｅｄ ｔｏ ｍａｎｙ ｍｏｄｅｌ ｏｒｇａｎｉｓｍｓ. Ｗｈｅｒｅ￣
ａｓꎬ ＴＡＬＥ ａｒｒａｙｓ ｎｅｅｄ ｔｏ ｂｅ ｃｕｓｔｏｍｉｚｅｄ ｗｈｅｎ ｔａｒｇｅｔｉｎｇ
ｎｅｗ ＤＮＡ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓꎬ ｗｈｉｃｈ ａｒｅꎬ ａｇａｉｎꎬ ｔｉｍｅ ｃｏｎｓｕ￣
ｍｉｎｇ ａｎｄ ｌａｂｏｒ ｉｎｔｅｎｓｉｖｅ.
Ｉｓｈｉｎｏ ｅｔ ａｌ. (１９８７) ｆｏｕｎｄ ａｎ ｕｎｕｓｕａｌ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ
ｉｎ ｔｈｅ ３′￣ＵＴＲ ｏｆ ｉａｐ ｇｅｎｅꎬ ｗｈｉｃｈ ｉｓ ｒｅｓｐｏｎｓｉｂｌｅ ｆｏｒ ａｌ￣
ｋａｌｉｎｅ ｐｈｏｓｐｈａｔａｓｅ ｉｓｏｚｙｍｅ ｃｏｎｖｅｒｓｉｏｎ ｉｎ Ｅ. ｃｏｌｉ. Ｌａｔ￣
ｅｒꎬ ｓｉｍｉｌａｒ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｗｅｒｅ ｉｄｅｎｔｉｆｉｅｄ ｉｎ ｍａｎｙ ｏｔｈｅｒ
ｐｒｏｋａｒｙｏｔｉｃ ｇｅｎｏｍｅｓ ａｎｄ ｗｅｒｅ ｄｅｆｉｎｅｄ ａｓ ｔｈｅ ｃｌｕｓｔｅｒｅｄ
ｒｅｇｕｌａｒｌｙ ｉｎｔｅｒｓｐａｃｅｄ ｓｈｏｒｔ ｐａｌｉｎｄｒｏｍｉｃ ｒｅｐｅａｔｓ
(ＣＲＩＳＰＲ). Ａ ｔｏｔａｌ ｏｆ ４５ ＣＲＩＳＰＲ￣ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ (Ｃａｓ)
ｐｒｏｔｅｉｎｓ ｗｅｒｅ ｉｄｅｎｔｉｆｉｅｄ ａｎｄ ｓｙｓｔｅｍａｔｉｃａｌｌｙ ａｎａｌｙｚｅｄ
ａｎｄ ｔｈｅ ｃｒｉｔｉｃａｌ ｒｏｌｅ ｏｆ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ ｉｎ ｔｈｅ ｉｍｍｕｎｅ
ｓｙｓｔｅｍ ｏｆ ｂａｃｔｅｒｉａ ａｎｄ ａｒｃｈａｅａ ｗａｓ ｅｌｕｃｉｄａｔｅｄ (Ｈａｆｔ ｅｔ
ａｌ. ꎬ ２００５ꎻ Ｈｏｒｖａｔｈ ＆ Ｂａｒｒａｎｇｏｕꎬ ２０１０ ). ＣＲＩＳＰＲ /
Ｃａｓ９ ｃａｎ ｃｌｅａｖｅ ＤＮＡ ａｎｄ ｌｉｍｉｔｓ ｔｈｅ ｓｐｒｅａｄ ｏｆ ａｎｔｉｂｉｏｔ￣
ｉｃ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ( Ｍａｒｒａｆｆｉｎｉ ＆ Ｓｏｎｔｈｅｉｍｅｒꎬ ２００８ ). Ｂｙ
２０１３ꎬ ｒｅｓｅａｒｃｈｅｒｓ ｓｕｇｇｅｓｔｅｄ ｔｈｅ ｐｏｓｓｉｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ
ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ ｓｙｓｔｅｍ ｉｎ ｍｏｄｉｆｙｉｎｇ ｈｕｍａｎ ｇｅｎｏｍｅ
(Ｃｏｎｇ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１３ꎻＭａｌｉ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１３). Ｓｉｎｃｅ ｔｈｅｎꎬ
ｔｈｅ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ ｓｙｓｔｅｍ ｈａｓ ｂｅｅｎ ａｐｐｌｉｅｄ ｔｏ ｍａｎｙ
ｍｏｄｅｌ ｏｒｇａｎｉｓｍｓꎬ ｓｕｃｈ ａｓ Ｄ. ｍｅｌａｎｏｇａｓｔｅｒꎬ Ｄａｎｉｏ ｒｅ￣
ｒｉｏꎬ ａｎｄ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｔｈａｌｉａｎａ (Ｆｅｎｇ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１３ꎻＧｒａｔｚ
ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１３ꎻＨｗａｎｇ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１３) ａｎｄ ｎｏｎ￣ｍｏｄｅｌ ｏｒ￣
ｇａｎｉｓｍｓꎬ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ Ｂｏｍｂｙｘ ｍｏｒｉꎬ ａｎｄ Ｏｒｙｚａ ｓａｔｉｖａ
(Ｗａｎｇ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１３ꎻＸｉｅ ＆ Ｙａｎｇꎬ２０１３). Ｔｈｅ ｎｅｗｌｙ
ｅｎｇｉｎｅｅｒｅｄ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ ｓｙｓｔｅｍ ｗａｓ ｄｅｒｉｖｅｄ ｆｒｏｍ ｎａｔ￣
ｕｒａｌ ｂａｃｔｅｒｉａ ｉｍｍｕｎｅ ｓｙｓｔｅｍｓ. Ｉｔ ｆｕｓｅｓ ｔｈｅ ｏｒｉｇｉｎａｌ
ＣＲＩＳＰＲ ＲＮＡ ( ｃｒＲＮＡ) ａｎｄ ｔｒａｎｓ￣ａｃｔｉｖａｔｉｎｇ ｃｒＲＮＡ
(ｔｒａｃｒＲＮＡ) ｉｎｔｏ ａ ｓｉｎｇｌｅ ｇｕｉｄｅ ＲＮＡ (ｓｇＲＮＡ)ꎬ ｔｈｅｎ
５７６５ 期 Ｘｕ Ｌｉｎｇｈｕａꎬ ｅｔ ａｌ. : Ｔｈｅ ｃｏｍｉｎｇ ｏｆ ＲＮＡ￣ｂａｓｅｄ ｐｅｓｔ ｃｏｎｔｒｏｌｓ
ｃｏｍｂｉｎｅｓ ｗｉｔｈ ｔｈｅ Ｃａｓ９ ｐｒｏｔｅｉｎ ｔｏ ｔａｒｇｅｔ ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｇｅ￣
ｎｏｍｉｃ ｒｅｇｉｏｎｓ (Ｓａｎｄｅｒ ＆ Ｊｏｕｎｇꎬ２０１４). Ｒｅｃｏｇｎｉｔｉｏｎ ｏｆ
ｃｅｒｔａｉｎ ｔａｒｇｅｔｓ ｗｉｔｈ ａ ２０ ｂｐ ｓｇＲＮＡ ｉｓ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｔｈｅ
Ｗａｔｓｏｎ￣Ｃｒｉｃｋ ｂａｓｅ￣ｐａｉｒｉｎｇ. Ｔｈｅ Ｃａｓ９ ｐｒｏｔｅｉｎ ｆｒｏｍ
ｂａｃｔｅｒｉａꎬ Ｓｔｒｅｐｔｏｃｏｃｃｕｓ ｐｙｏｇｅｎｅｓꎬ ｃｏｎｔａｉｎｓ ｔｗｏ ｉｍｐｏｒ￣
ｔａｎｔ ｃｌｅａｖａｇｅ ｄｏｍａｉｎｓꎬ ＲｕｖＣ ａｎｄ ＨＮＨ. Ｍｕｔａｔｉｏｎ ｏｆ
ｔｈｅｓｅ ｔｗｏ ｄｏｍａｉｎｓ ｃａｕｓｅｓ ａ ｌｏｓｓ ｏｆ ｔｈｅ ＤＮＡ ｃｌｅａｖａｇｅ
ｃａｐａｂｉｌｉｔｙ (Ｒａｎ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１３). ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ ｓｙｓｔｅｍ
ｈａｓ ｇｒａｄｕａｌｌｙ ｒｅｐｌａｃｅｄ ＺＦＮｓ ａｎｄ ＴＡＬＥＮｓ ａｎｄ ｄｅｖｅｌ￣
ｏｐｅｄ ｉｎｔｏ ａ ｐｏｗｅｒｆｕｌ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｔｏｏｌ (Ｈｓｕ ｅｔ ａｌ. ꎬ
２０１４).
２ Ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ Ｐｏｔｅｎｔｉａｌｓ
２ １ ＲＮＡｉ￣ｂａｓｅｄ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ
Ｔｈｅ ｌａｓｔ ｄｅｃａｄｅ ｈａｓ ｓｅｅｎ ａ ｄｒａｓｔｉｃ ｉｎｃｒｅａｓｅ ｉｎ
ＲＮＡｉꎬ ｂｏｔｈ ｉｎ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｇｅｎｏｍｉｃｓ ａｎｄ ｔｒａｎｓｌａｔｉｏｎａｌ
ｒｅｓｅａｒｃｈ ｉｎ ｍｅｄｉｃａｌ ａｎｄ ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ ｓｃｉｅｎｃｅｓ. ＲＮＡｉ
ｈａｓ ｒｅｖｏｌｕｔｉｏｎｉｚｅｄ ｔｈｅ ｆｉｅｌｄ ｏｆ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｇｅｎｏｍｉｃｓꎬ ａｎｄ
ｈａｓ ｂｅｅｎ ａｎ ｉｎｄｉｓｐｅｎｓａｂｌｅ ｃｏｍｐｏｎｅｎｔ ｏｆ ｔｈｅ ｇｅｎｏｍｉｃｓ
ｔｏｏｌ ｂｏｘ ｔｏ ｄｅｃｏｄｅ ｔｈｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎｓ ｏｆ ｇｅｎｅｓ. Ｏｎ ｔｈｅ ｏｔｈｅｒ
ｈａｎｄꎬ ｅｎｏｒｍｏｕｓ ｅｆｆｏｒｔｓ ａｎｄ ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ ｈａｖｅ ｂｅｅｎ ｉｎｖｅｓ￣
ｔｅｄ ｉｎｔｏ ｄｉａｇｎｏｓｔｉｃｓꎬ ｔｈｅｒａｐｅｕｔｉｃｓ ａｎｄ ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒｅ. Ｒｅ￣
ｓｕｌｔｓ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｃｌｉｎｉｃａｌ ｔｒｉａｌｓ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔ ｓｉＲＮＡｓ ｔａｒｇｅ￣
ｔｉｎｇ ｖａｓｃｕｌａｒ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ (ＶＥＧＦ) ｗａｓ ａｎ
ｅｆｆｅｃｔｉｖｅ ｃｕｒｅ ｆｏｒ ｔｈｅ ｏｃｕｌａｒ ｄｉｓｅａｓｅ (Ｆａｔｔａｌ ＆ Ｂｏｃｈｏｔꎬ
２００６ꎻＧｕｚｍａｎ￣Ａｒａｎｇｕｅｚ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１３). Ａｌｏｎｇｓｉｄｅ ｉｔｓ
ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｉｎ ｄｅｖｅｌｏｐｉｎｇ ａ ｎｅｗ ｃｌａｓｓ ｏｆ ｐｈａｒｍａｃｅｕｔｉｃａｌ
ｄｒｕｇｓ ｔｏ ｓｉｌｅｎｃｅ ｇｅｎｅｓ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｈｕｍａｎ ｄｉｓｅａｓｅꎬ
ＲＮＡｉ ｈａｓ ａｌｓｏ ｓｈｏｗｎ ｇｒｅａｔ ｐｒｏｍｉｓｅ ｉｎ ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒｅ ｔｏ
ｉｍｐｒｏｖｅ ｄｅｓｉｒｅｄ ｔｒａｉｔｓ ｏｆ ｃｒｏｐｓꎬ ｂｏｏｓｔ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｔｏ ｖａｒｉ￣
ｏｕｓ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ ａｎｄ ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｓｔｒｅｓｓｅｓꎬ ａｎｄ ｄｅｖｅｌｏｐ
ＲＮＡ￣ｂａｓｅｄ ｐｅｓｔ ｃｏｎｔｒｏｌ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ ( Ｗｈｙａｒｄ ｅｔ ａｌ. ꎬ
２００９ꎻＺｈｕꎬ２０１３ꎻＺｏｔｔｉ ＆ Ｓｍａｇｇｈｅꎬ２０１５).
Ｃｕｒｒｅｎｔｌｙꎬ ｔｈｅｒｅ ａｒｅ ｔｈｒｅｅ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ ｏｆ
ＲＮＡｉ￣ｂａｓｅｄ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ ｉｎ ｐｅｓｔ ｍａｎａｇｅ￣
ｍｅｎｔｓꎬ ｉ) ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｐｌａｎｔｓ ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ ｉｎｓｅｃｔ ａｃｔｉｖｅ
ｇｅｎｅｓꎬ ｉ. ｅ. ꎬ ｉｎ ｐｌａｎｔａ ＲＮＡｉ (Ｍａｏ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００７ꎻＷｈ￣
ｙａｒｄꎬ２０１５ꎻＺｈａｎｇ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１５)ꎬ ｉｉ) ｂａｉｔｉｎｇ ｃｏｎｔｒｏｌ
(Ｚｈｏｕ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００６ꎻ２００８)ꎬ ａｎｄ ｉｉｉ) ｆｏｒｍｕｌａｔｉｏｎ (Ｚｈｕ
ｅｔ ａｌ. ꎬ ２０１０ꎻ Ｍｉｇｕｅｌ ＆ Ｓｃｏｔｔꎬ ２０１５ ). Ｂａｕｍ ｅｔ ａｌ.
(２００７) ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ ａ ｈｉｇｈ￣ｔｈｒｏｕｇｈｐｕｔ ｄｉｅｔａｒｙ ＲＮＡｉ ｓｙｓ￣
ｔｅｍ ｉｎ Ｄ. ｖｉｒｇｉｆｅｒａ ｔｏ ｓｃｒｅｅｎ ｆｏｒ ｔａｒｇｅｔ ｇｅｎｅｓ ｔｏ ｄｅｖｅｌｏｐ
ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ＲＮＡｉ ｍａｉｚｅ. Ａ ｔｏｔａｌ ｏｆ １４ ｇｅｎｅｓ ｆｒｏｍ ａｎ ｉｎ￣
ｉｔｉａｌ ｇｅｎｅ ｐｏｏｌ ｏｆ ２９０ ｅｘｈｉｂｉｔｅｄ ｌａｒｖａｌ ｃｏｎｔｒｏｌ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ.
Ｔｈｅ ｍｏｓｔ ｅｆｆｅｃｔｉｖｅ ａｃｔｉｖｅ ｉｎｇｒｅｄｉｅｎｔꎬ ａ ｄｓＲＮＡ ｔａｒｇｅｔｅｄ
ａｔ ａ ｇｅｎｅ ｅｎｃｏｄｉｎｇ Ｖ￣ｔｙｐｅ ＡＴＰａｓｅ ｓｕｂｕｎｉｔ￣Ａꎬ ｒｅｓｕｌｔｅｄ
ｉｎ ａ ｒａｐｉｄ ｓｕｐｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｉｎｇ ｅｎｄｏｇｅｎｏｕｓ
ｍＲＮＡ ｗｉｔｈｉｎ ２４￣ｈ ｏｆ ｉｎｇｅｓｔｉｏｎ ａｎｄ ｔｒｉｇｇｅｒｅｄ ａ ｓｐｅｃｉｆｉｃ
ＲＮＡｉ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｗｉｔｈ ｌｏｗ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｓ ｏｆ ｄｓＲＮＡ. Ｉｎ
ａｄｄｉｔｉｏｎꎬ ｄｓＲＮＡｓ ｄｉｒｅｃｔｅｄ ａｇａｉｎｓｔ ｔｗｏ ｏｔｈｅｒ ｈｏｕｓｅ￣
ｋｅｅｐｉｎｇ ｇｅｎｅｓ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ β￣ｔｕｂｕｌｉｎ ａｎｄ Ｖ￣ＡＴＰａｓｅ ｓｕｂ￣
ｕｎｉｔ￣Ｅ ｓｈｏｗｅｄ ａｎ ｅｆｆｅｃｔｉｖｅ ＲＮＡｉ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｔｈａｔ ｒｅｓｕｌｔｅｄ
ｉｎ ｈｉｇｈ ｌａｒｖａｌ ｍｏｒｔａｌｉｔｙ. Ｍａｏ ｅｔ ａｌ. (２００７) ｓｔｒａｔｅｇｉｚｅｄ
ｔｈａｔ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｏｆ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ＲＮＡｉ ｃｒｏｐｓ ｆｏｒ ｐｅｓｔ ｃｏｎｔｒｏｌ
ｃｏｕｌｄ ｂｅ ａｃｈｉｅｖｅｄ ｂｙ ｃｏｍｐｒｏｍｉｓｉｎｇ ｔｈｅ ｔａｒｇｅｔ ｐｅｓｔ’ｓ ａ￣
ｂｉｌｉｔｙ ｔｏ ｔｏｌｅｒａｔｅ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ａ ｈｏｓｔ ｐｌａｎｔ’ ｓ ｄｅｆｅｎｓｉｖｅ
ａｌｌｅｌｏｃｈｅｍｉｃａｌｓ. Ｍａｏ ａｎｄ ｃｏｌｌｅａｇｕｅｓ ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅｄ ｔｈａｔ
ｓｕｐｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ＣＹＰ６ＡＥ１４ꎬ ａ ｃｙｔｏｃｈｒｏｍｅ Ｐ４５０ ｇｅｎｅ
ｗｈｉｃｈ ｉｓ ｐｒｅｓｕｍａｂｌｙ ｉｎｖｏｌｖｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｄｅｔｏｘｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ
ｇｏｓｓｙｐｏｌꎬ ａ ｄｅｆｅｎｓｉｖｅ ａｌｌｅｌｏｃｈｅｍｉｃａｌ ｉｎ ｃｏｔｔｏｎꎬ ｓｉｇｎｉｆｉ￣
ｃａｎｔｌｙ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｔｈｅ ｓｅｎｓｉｔｉｖｉｔｙ ｏｆ ｔｈｅ ｃｏｔｔｏｎ ｂｏｌｌｗｏｒｍꎬ
Ｈ. ａｒｍｉｇｅｒａ (Ｈüｂｎｅｒ)ꎬ ｌａｒｖａｅ ｔｏ ｇｏｓｓｙｐｏｌ. Ｚｈｏｕ ｅｔ
ａｌ. (２００８) ｓｉｌｅｎｃｅｄ ｔｈｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｔｗｏ ｖｉｔａｌ ｔｅｒｍｉｔｅ
ｇｅｎｅｓ ｕｓｉｎｇ ａ ｓｉｍｉｌａｒ ｄｉｅｔａｒｙ ＲＮＡｉ ａｐｐｒｏａｃｈ. Ｔｈｅｓｅ
ｔｗｏ ｇｅｎｅｓ ｔａｒｇｅｔｅｄ ａｎ ｅｎｄｏｇｅｎｏｕｓ ｄｉｇｅｓｔｉｖｅ ｃｅｌｌｕｌａｓｅ
ｅｎｚｙｍｅ ａｎｄ ａ ｃａｓｔｅ￣ｒｅｇｕｌａｔｏｒｙ ｈｅｘａｍｅｒｉｎ ｓｔｏｒａｇｅ ｐｒｏ￣
ｔｅｉｎꎬ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ. Ｋｎｏｃｋｉｎｇ ｏｕｔ ｅｉｔｈｅｒ ｏｆ ｔｈｅｓｅ ｇｅｎｅｓ
ｒｅｄｕｃｅｄ ｃｏｌｏｎｙ ｆｉｔｎｅｓｓ ａｎｄ ｃａｕｓｅｄ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ ｍｏｒｔａｌｉｔｙ.
Ｔｈｅ ｄｅｌｉｖｅｒｙ ｍｅｃｈａｎｉｓｍ ｏｆ ｔｈｅ ｄｉｅｔａｒｙ ＲＮＡｉ ａｐｐｒｏａｃｈ
ｆｉｔｓ ｗｅｌｌ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｅｘｉｓｔｉｎｇ ｂａｉｔｉｎｇ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ ａｇａｉｎｓｔ
ｓｔｒｕｃｔｕｒａｌ ａｎｄ ｕｒｂａｎ ｐｅｓｔｓꎬ ａｎｄ ｒｅｐｒｅｓｅｎｔｓ ａ ｔｒｕｌｙ ｕ￣
ｎｉｑｕｅ ｏｐｐｏｒｔｕｎｉｔｙ ｔｏ ｉｎｔｅｇｒａｔｅ ＲＮＡｉ ｉｎｔｏ ｐｅｓｔ ｃｏｎｔｒｏｌ
ｐｒａｃｔｉｃｅｓ. Ｚｈｕ ｅｔ ａｌ. (２０１０) ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅｄ ｔｈａｔ ｂａｃｔｅ￣
ｒｉａ ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ ｄｓＲＮＡｓ ｃａｎ ｉｎｄｕｃｅ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｉｎ
Ｃｏｌｏｒａｄｏ ｐｏｔａｔｏ ｂｅｅｔｌｅｓ ( ＣＰＢ). Ｉｎ ａｄｄｉｔｉｏｎꎬ ＲＮＡｉ
ｈａｓ ｂｅｅｎ ｉｎｔｅｇｒａｔｅｄ ｉｎｔｏ ｔｈｅ ｓｔｅｒｉｌｅ ｍａｌｅ ｒｅｌｅａｓｅ ｐｒｏ￣
ｇｒａｍｓ ａｎｄ ｈａｓ ｓｈｏｗｎ ｇｒｅａｔ ｓｕｃｃｅｓｓ ｉｎ ａ ｍｏｄｅｌ ｓｙｓｔｅｍꎬ
Ｄ. ｍｅｌａｎｏｇａｓｔｅｒ (Ｌｉｎ ＆ Ｗａｎｇꎬ２０１５).
Ｉｎｓｅｃｔ ｐｅｓｔｓ ｃｏｓｔ ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ ｉｎｄｕｓｔｒｙ ｂｉｌｌｉｏｎｓ ｏｆ
ｄｏｌｌａｒｓ ｉｎ ｃｒｏｐ ｌｏｓｓｅｓ ａｎｄ ｐｅｓｔ ｍａｎａｇｅｍｅｎｔ ｅｘｐｅｎｄｉ￣
ｔｕｒｅｓ. Ｔｈｉｓ ｃｏｓｔ ｉｓ ｄｉｒｅｃｔｌｙ ｐｒｏｐｏｒｔｉｏｎａｌ ｔｏ ｔｈｅ ｄｅｖｅｌｏｐ￣
ｍｅｎｔ ｏｆ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｔｏ ｃｕｒｒｅｎｔ ｐｅｓｔ ｃｏｎｔｒｏｌ ｐｒａｃｔｉｃｅｓꎬ ｉｎ￣
ｃｌｕｄｉｎｇ ｓｙｎｔｈｅｔｉｃ ｉｎｓｅｃｔｉｃｉｄｅｓ ａｎｄ Ｂａｃｉｌｌｕｓ ｔｈｕｒｉｎｇｉｅｎｓｉｓ
(Ｂｔ) ｔｏｘｉｎｓ (Ｈｕｖｅｎｎｅ ＆ Ｓｍａｇｇｈｅꎬ２０１０). Ｔｈｅ ｕｌｔｉ￣
ｍａｔｅ ｇｏａｌ ｉｎ ｐｅｓｔ ｍａｎａｇｅｍｅｎｔ ｉｓ ｔｏ ｆｉｎｄ ａｎ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎ￣
ｔａｌｌｙ ｓｕｓｔａｉｎａｂｌｅꎬ ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ａｎｄ ｔａｒｇｅｔ ｓｐｅｃｉｆｉｃ ａｐｐｒｏａｃｈ
ｔｏ ｍａｎａｇｅ ｐｅｓｔ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎｓ ｕｎｄｅｒ ｔｈｅ ｅｃｏｎｏｍｉｃａｌ
ｔｈｒｅｓｈｏｌｄ. Ｏｎｅ ｏｆ ｔｈｅ ｒｅａｓｏｎｓ ｔｏ ｃｈｏｏｓｅ ＲＮＡｉ￣ｂａｓｅ
６７６ 植 物 保 护 学 报 ４２ 卷
ｐｅｓｔ ｃｏｎｔｒｏｌ ｉｓ ｔｈｅ ｔａｒｇｅｔ ｓｐｅｃｉｆｉｃｉｔｙ. Ｂａｃｈｍａｎ ｅｔ ａｌ.
(２０１３) ｅｘａｍｉｎｅｄ ｔｈｅ ａｃｔｉｖｉｔｙ ｓｐｅｃｔｒｕｍ ｏｆ ＤｖＳｎｆ７ ｄｓＲ￣
ＮＡ ｂｙ ｅｘｐｏｓｉｎｇ ｓｕｒｒｏｇａｔｅ ｓｐｅｃｉｅｓ ｔｏ ｌｅｔｈａｌ ａｎｄ ｓｕｂ￣ｌｅ￣
ｔｈａｌ ｄｏｓｅｓ. Ｔｈｅｓｅ ｒｅｐｒｅｓｅｎｔａｔｉｖｅ ｉｎｓｅｃｔ ｓｐｅｃｉｅｓ ｗｅｒｅ ｓｅ￣
ｌｅｃｔｅｄ ｆｒｏｍ ｆｏｕｒ ｏｒｄｅｒｓ ａｎｄ ｔｅｎ ｆａｍｉｌｉｅｓ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｔｈｅｉｒ
ｐｈｙｌｏｇｅｎｅｔｉｃ ｒｅｌａｔｅｄｎｅｓｓ ｔｏ ｔｈｅ ｔａｒｇｅｔ ｉｎｓｅｃｔ ｐｅｓｔꎬ Ｄ.
ｖｉｒｇｉｆｅｒａ ｖｉｒｇｉｆｅｒａ. ＤｖＳｎｆ７ ｉｓ ａ ｈｏｕｓｅｋｅｅｐｉｎｇ ｇｅｎｅ ｄｅ￣
ｒｉｖｅｄ ｆｒｏｍ Ｄ. ｖｉｒｇｉｆｅｒａ ｖｉｒｇｉｆｅｒａꎬ ａｎｄ ｉｔ ｅｎｃｏｄｅｓ ａ ｋｅｙ
ＥＳＣＲＴ (ｅｎｄｏｓｏｍａｌ ｓｏｒｔｉｎｇ ｃｏｍｐｌｅｘ ｒｅｑｕｉｒｅｄ ｆｏｒ ｔｒａｎｓ￣
ｐｏｒｔ)￣Ⅲ ｐｒｏｔｅｉｎ ｒｅｑｕｉｒｅｄ ｆｏｒ ｕｎｃｏｎｖｅｎｔｉｏｎａｌ ｓｅｃｒｅｔｉｏｎｓ
(ｅ. ｇ. ꎬ ｅｎｄｏｃｙｔｉｃ ｔｒａｆｆｉｃｋｉｎｇ) ｉｎ ｅｕｋａｒｙｏｔｅｓ (Ｗｅｉｓｓ ｅｔ
ａｌ. ꎬ２００９). Ｇｉｖｅｎ ｔｈｅ ｎａｒｒｏｗ ｒａｎｇｅ ｏｆ ａｃｔｉｖｉｔｙ ａｓ ｄｅ￣
ｔｅｒｍｉｎｅｄ ｂｙ ｔｈｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅ￣ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｍａｎｎｅｒ ｏｆ ｔｈｅ ｅｎ￣
ｄｏｇｅｎｏｕｓ ＲＮＡｉ ｐａｔｈｗａｙꎬ ａ ｓｈａｒｅｄ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｌｅｎｇｔｈ
ｏｆ ≥２１ ｎｔ ｗａｓ ｒｅｑｕｉｒｅｄ ｆｏｒ ｅｆｆｉｃａｃｙ ａｇａｉｎｓｔ ＷＣＲ.
２ ２ ＣＲＩＳＰＲ/ Ｇａｓ ９￣ｂａｓｅｄ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ
Ｆｉｇ. ２ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９￣ｂａｓｅｄ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ
Ｔｈｉｓ ｒｅｐｒｅｓｅｎｔａｔｉｏｎ ｏｆ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｄｅｐｉｃｔｓ: １: ｔｈｅ ｉｎｃｏｒｐｏｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｇｅｎｏｍｉｃ ＤＮＡ (ｇＤＮＡ) ｉｎｔｏ ｔｈｅ Ｃａｓ９ ｐｒｏ￣
ｔｅｉｎ. ２: ｔｈｅ ｔｗｏ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｄｏｍａｉｎｓꎬ ＲｕｖＣ ａｎｄ ＨＮＨꎬ ａｒｅ ｒｅｓｐｏｎｓｉｂｌｅ ｆｏｒ ｉｎｄｕｃｉｎｇ ａ ｄｏｕｂｌｅ￣ｓｔｒａｎｄｅｄ ｂｒｅａｋ (ＤＳＢ) ｉｎ ｔｈｅ ｔａｒｇｅｔ ｓｅ￣
ｑｕｅｎｃｅ ｔｈａｔ ａｌｌｏｗｓ ｆｏｒ ３: ｔｈｅ ｉｎｃｏｒｐｏｒａｔｉｏｎ ｏｆ ａ ｄｏｎｏｒ ＤＮＡ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｉｎ ｔｈｉｓ ｅｘａｍｐｌｅ ｏｆ ｈｏｍｏｌｏｇｏｕｓ ｒｅｃｏｍｂｉｎａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｎｉｃｋｅｄ ｇＤ￣
ＮＡ ｔａｒｇｅｔ.
Ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙꎬ ｉ. ｅ. ꎬ ＲＮＡ￣ｇｕｉｄｅｄ
ｇｅｎｅ ｄｒｉｖｅ ｓｙｓｔｅｍꎬ ｈａｓ ｒｅｖｏｌｕｔｉｏｎｉｚｅｄ ｒｅｖｅｒｓｅ ｇｅｎｅｔｉｃ
ｒｅｓｅａｒｃｈ. Ｓｉｍｉｌａｒ ｔｏ ＲＮＡｉ￣ｂａｓｅｄ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｔｏｏｌｓꎬ
ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｔｅｃｈｎｉｑｕｅｓ ｉｎｉｔｉａｌｌｙ ｆｌｏｕｒｉｓｈｅｄ ｉｎ ｆｕｎｃ￣
ｔｉｏｎａｌ ｇｅｎｏｍｉｃ ｒｅｓｅａｒｃｈ ｔｈｏｕｇｈ ｓｉｎｇｌｅ ｏｒ ｍｕｌｔｉ￣ｇｅｎｅ
ｋｎｏｃｋ ｏｕｔ ａｎｄ ｇｅｎｅ ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｄｉｓｒｕｐｔｉｏｎ. Ｃｕｒｒｅｎｔｌｙꎬ
ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ ｉｓ ｔｈｅ ｍｏｓｔ ｗｉｄｅｌｙ ｕｓｅｄ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ
ｔｏｏｌ ａｎｄ ｓｈｏｗｅｄ ｅｎｏｒｍｏｕｓ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｉｎ ｇｅｎｅ ｔｈｅｒａｐｙ.
Ｍｉｃｅ ｗｉｔｈ ｍｕｔａｔｉｏｎｓ ｉｎ ｔｈｅ Ｃｒｙｇｃ ｇｅｎｅ ｏｒ ｄｙｓｔｒｏｐｈｉｎ
ｇｅｎｅ (Ｄｍｄ) ｔｈａｔ ｃａｕｓｅｓ ｃａｔａｒａｃｔｓ ｏｒ Ｄｕｃｈｅｎｎｅ ｍｕｓｃｕ￣
ｌａｒ ｄｙｓｔｒｏｐｈｙ ( Ｂｕｌｆｉｅｌｄ ｅｔ ａｌ. ꎬ １９８４ꎻ Ｚｈａｏ ｅｔ ａｌ. ꎬ
２０１０) ｗｅｒｅ ｃｏｒｒｅｃｔｅｄ ｂｙ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９￣ｂａｓｅｄ ｇｅｎｏｍｅ
ｅｄｉｔｉｎｇꎬ ｓｕｇｇｅｓｔｉｎｇ ｔｈｅ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｉｓ
ｇｅｎｅ￣ｄｒｉｖｅ ｓｙｓｔｅｍ ｉｎ ｃｏｍｂａｔｉｎｇ ｇｅｎｅｔｉｃ ｄｉｓｅａｓｅｓ ｃａｕｓｅｄ
ｂｙ ｔｈｅ ｍｕｔａｔｉｏｎｓ (Ｗｕ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１３ꎻＬｏｎｇ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１４ꎻ
Ｗｕ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１５). Ａｌｓｏꎬ ａ ｄｅｆｅｃｔ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｃｙｓｔ￣
ｉｃ ｆｉｂｒｏｓｉｓ ｗａｓ ｒｅｐａｉｒｅｄ ｂｙ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ ｉｎ ａｄｕｌｔ ｈｕ￣
ｍａｎ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ (Ｓｃｈｗａｎｋ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１３). Ｉｎ ａｄｄｉｔｉｏｎ ｔｏ
ｇｅｎｅ ｔｈｅｒａｐｙꎬ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ ｃａｎ ａｌｓｏ ｂｅ
ｕｓｅｄ ｔｏ ｔｒｅａｔ ｖｉｒｕｓｅｓꎬ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ ｔｈｅ Ｈｕｍａｎ ｉｍｍｕｎｏｄｅ￣
ｆｉｃｉｅｎｃｙ ｖｉｒｕｓ (ＨＩＶ)ꎬ Ｈｅｐａｔｉｔｉｓ Ｂ ｖｉｒｕｓ (ＨＢＶ)ꎬ ａｎｄ
Ｅｐｓｔｅｉｎ￣Ｂａｒｒ ｖｉｒｕｓ (ＥＢＶ) (Ｓｅｅｇｅｒ ＆ Ｓｏｈｎꎬ２０１４ꎻＬｉａｏ
ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１５ꎻＹｕｅｎ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１５) ａｎｄ ｏｔｈｅｒ ｉｎｆｅｃｔｉｏｕｓ
ｄｉｓｅａｓｅｓꎬ ｓｕｃｈ ａｓ ｍａｌａｒｉａ ａｎｄ ｄｅｎｇｕｅ (Ｇｈｏｒｂａｌ ｅｔ ａｌ. ꎬ
２０１４).
Ｓｔｒｕｃｔｕｒａｌ ａｎａｌｙｓｅｓ ｓｕｇｇｅｓｔ ｔｈａｔ ＲｕｖＣ ａｎｄ ＨＮＨ
ｄｏｍａｉｎｓ ｉｎ ｔｈｅ Ｃａｓ９ ｐｒｏｔｅｉｎ ａｒｅ ｅｓｓｅｎｔｉａｌ ｆｏｒ ｔｈｅ ｃｌｅａｖ￣
ａｇｅ ｏｆ ｄｓＲＮＡｓ ｔｏ ｃｒｅａｔｅ ａ ｄｏｕｂｌｅ￣ｓｔｒａｎｄｅｄ ｂｒｅａｋ
(ＤＳＢ) ｉｎ ｔｈｅ ｔａｒｇｅｔ ｓｅｑｕｅｎｃｅ (Ｎｉｓｈｉｍａｓｕ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１４ꎻ
Ｊｉａｎｇ ＆ Ｄｏｕｄｎａꎬ２０１５) (Ｆｉｇ. ２). Ｍｕｔａｔｉｏｎ ａｔ ｔｈｅｓｅ ｄｏ￣
７７６５ 期 Ｘｕ Ｌｉｎｇｈｕａꎬ ｅｔ ａｌ. : Ｔｈｅ ｃｏｍｉｎｇ ｏｆ ＲＮＡ￣ｂａｓｅｄ ｐｅｓｔ ｃｏｎｔｒｏｌｓ
ｍａｉｎｓ ｍａｋｅｓ Ｃａｓ９ “ｎｏｎ￣ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ”ꎬ ｉ. ｅ. ꎬ ｃａｔａｌｙｔｉｃａｌｌｙ
ｉｎａｃｔｉｖｅ ｏｒ ｄｅａｄ (ｄＣａｓ９). Ｔｈｅ ｄＣａｓ９ ｃａｎ ｌｉｇａｔｅ ｗｉｔｈ
ｃｅｒｔａｉｎ ｅｆｆｅｃｔｏｒｓ ｆｏｒ ＣＲＩＳＰＲ ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ ｏｒ ａｃｔｉｖａｔｉｏｎꎬ
ｗｈｉｃｈ ｍａｋｅｓ ｉｔ ｓｉｍｉｌａｒ ｔｏ ＲＮＡｉ (Ｑｉ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１３). Ｆｏｒ
ｅｘａｍｐｌｅꎬ ｔｈｅ Ｋｒüｐｐｅｌ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｂｏｘ (ＫＲＡＢ) ｄｏｍａｉｎ
ａｎｄ ｔｈｅ ＶＰ６４ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎａｌ ａｃｔｉｖａｔｉｏｎ ｄｏｍａｉｎ ｃａｎ ｂｅ
ｆｕｓｅｄ ｔｏ ｄＣａｓ９ ｔｏ ｒｅｐｒｅｓｓ ｏｒ ａｃｔｉｖａｔｅ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ
ｔａｒｇｅｔ ｇｅｎｅ ｉｎ ｅｕｋａｒｙｏｔｅｓꎬ ｍａｋｉｎｇ ｔｈｅ ＣＲＩＳＰＲ / Ｇａｓ９
ｓｙｓｔｅｍ ａ ｍｏｄｕｌａｒ ａｎｄ ｆｌｅｘｉｂｌｅ ＤＮＡ￣ｔａｒｇｅｔｉｎｇ ｓｙｓｔｅｍ
(Ｇｉｌｂｅｒｔ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１３). ＣＲＩＳＰＲ / Ｇａｓ９ ｓｙｓｔｅｍ ｗａｓ ｕｓｅｄ
ｉｎ ｄｙｎａｍｉｃ ｉｍａｇｉｎｇ ｏｆ ｇｅｎｏｍｉｃ ｌｏｃｉ ｉｎ ｌｉｖｉｎｇ ｈｕｍａｎ
ｃｅｌｌｓ ｂｙ ａｎ ｅｎｈａｎｃｅｄ ｇｒｅｅｎ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｔ ｐｒｏｔｅｉｎ (ＥＧＦＰ)￣
ｔａｇｇｅｄ ｄＣａｓ９ ａｎｄ ｓｔｒｕｃｔｕｒａｌｌｙ ｏｐｔｉｍｉｚｅｄ ｓｇＲＮＡ (Ｃｈｅｎ
ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１３). Ｓｈａｌｅｍ ｅｔ ａｌ. (２０１４) ａｎｄ Ｗａｎｇ ｅｔ ａｌ.
(２０１４ａ) ｄｅｓｃｒｉｂｅｄ ａ ｐｏｏｌｅｄꎬ ｌｏｓｓ ｏｆ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｔｙｐｅ ｏｆ
ｈｉｇｈ￣ｔｈｒｏｕｇｈ ｐｕｔ ｓｃｒｅｅｎｉｎｇ ｔｏ ｉｄｅｎｔｉｆｙ ｇｅｎｅｓ ｉｎｖｏｌｖｅｄ ｉｎ
ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｔｏ ｔｈｅ ｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅ ａｎａｌｏｇ ６￣ｔｈｉｏｇｕａｎｉｎｅ ａｎｄ
ｖｅｍｕｒａｆｅｎｉｂꎬ ｓｕｇｇｅｓｔｉｎｇ ｔｈｅ ｇｒｅａｔ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｏｆ ｕｓｉｎｇ ｇｅ￣
ｎｏｍｅ￣ｓｃａｌｅ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ ｋｎｏｃｋｏｕｔ ｓｃｒｅｅｎｉｎｇ ｉｎ ｄｒｕｇ
ｄｉｓｃｏｖｅｒｙ ｐｒｏｃｅｓｓ.
Ａｌｔｈｏｕｇｈ ｍｕｃｈ ｏｆ ｔｈｅ ｉｎｉｔｉａｌ ｒｅｓｅａｒｃｈ ｅｆｆｏｒｔｓ ｈａｖｅ
ｂｅｅｎ ｉｎｖｅｓｔｅｄ ｉｎ ｔｈｅｒａｐｅｕｔｉｃｓꎬ ｔｈｅ ｅｘｐｌｏｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅｓｅ
ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｔｏｏｌｓ ｉｎ ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ ｈａｓ
ｐｉｃｋｅｄ ｕｐ ｔｈｅ ｐａｃｅ ｉｎ ｒｅｃｅｎｔ ｙｅａｒｓ. Ｇｅｎｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎｓ
ｆｒｏｍ ｍｏｄｅｌ ｐｌａｎｔｓꎬ ｓｕｃｈ ａｓ Ａ. ｔｈａｌｉａｎａ ａｎｄ Ｏ. ｓａｔｉｖａꎬ
ｈａｖｅ ｂｅｅｎ ｅｌｕｃｉｄａｔｅｄ ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ ＣＲＩＳＰＲ / Ｇａｓ９ ｓｙｓｔｅｍ
(Ｘｉｅ ＆ Ｙａｎｇꎬ２０１３). Ｔｏ ｃｏｍｂａｔ ａ ｄｅｓｔｒｕｃｔｉｖｅ ｆｕｎｇａｌ
ｐａｔｈｏｇｅｎꎬ ｐｏｗｄｅｒｙ ｍｉｌｄｅｗꎬ ｒｅｓｅａｒｃｈｅｒｓ ｃｒｅａｔｅｄ ａ ｒｅ￣
ｓｉｓｔａｎｔ ｗｈｅａｔ ｓｔｒａｉｎ ｂｙ ｋｎｏｃｋｉｎｇ ｏｕｔ ｇｅｎｅｓ ｅｎｃｏｄｉｎｇ
ｍｉｌｄｅｗ￣ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｌｏｃｕｓ (ＭＬＯ) ｐｒｏｔｅｉｎｓ ｔｈａｔ ｒｅｐｒｅｓｓ
ｄｅｆｅｎｓｅｓ ａｇａｉｎｓｔ ｔｈｅ ｍｉｌｄｅｗ (Ｗａｎｇ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１４ｂ).
Ａｄｖａｎｃｅｄ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｔｏｏｌｓꎬ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ ｂｏｔｈ ＴＡＬＥＮ
ａｎｄ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ꎬ ａｌｌｏｗ ｒｅｓｅａｒｃｈｅｒｓ ｔｏ ｐｒｏｄｕｃｅ ｈｅｒｉｔ￣
ａｂｌｅ ｔｒａｉｔｓ ａｎｄ ｇｅｎｅｒａｔｅ ｓｔａｂｌｅ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｐｌａｎｔｓꎬ ｗｈｉｃｈ
ｃａｎ ｎｏｔ ｏｎｌｙ ｒｅｓｉｓｔ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ ｓｔｒｅｓｓꎬ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ ｉｎ￣
ｓｅｃｔｓ ａｎｄ ｄｉｓｅａｓｅｓꎬ ｂｕｔ ｃａｎ ａｌｓｏ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ａｓ ａ ｆａｃｔｏｒｙ ｔｏ
ｐｒｏｄｕｃｅ ｓｐｅｃｉｆｉｃ / ｄｅｓｉｒａｂｌｅ ｍｅｔａｂｏｌｉｔｅｓ ａｎｄ / ｏｒ ｐｒｏｔｅｉｎｓ
(Ｘｉｏｎｇ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１５). Ｔｈｅ ａｄｖｅｎｔ ａｎｄ ｒｅｃｅｎｔ ｄｅｖｅｌｏｐ￣
ｍｅｎｔ ｏｆ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ ｓｙｓｔｅｍ ａｌｌｏｗｓ ＲＮＡ￣ｇｕｉｄｅｄ ｇｅｎｅ
ｄｒｉｖｅｓ ｔｏ ｅｄｉｔ ｎｅａｒｌｙ ａｎｙ ｇｅｎｅ ｉｎ ｓｅｘｕａｌｌｙ ｒｅｐｒｏｄｕｃｉｎｇ
ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎｓ (Ｅｓｖｅｌｔ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１４). Ｂｙ ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ ｔｈｅ
ｇｅｎｏｍｅｓ ｏｆ ｔａｒｇｅｔ ｏｒｇａｎｉｓｍｓꎬ ｔｈｉｓ ｒｅｖｏｌｕｔｉｏｎａｒｙ ａｐ￣
ｐｒｏａｃｈ ｇｉｖｅｓ ｕｓ ａ ｔｏｏｌｓｅｔ ｔｏ ｍａｎｉｐｕｌａｔｅ ｔｈｅ ｅｎｔｉｒｅ ｐｏｐｕ￣
ｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｗｉｌｄ ｏｒｇａｎｉｓｍｓ ｔｏ ａｄｄｒｅｓｓ ｓｏｍｅ ｏｕｔｓｔａｎｄｉｎｇ
ｅｃｏｌｏｇｉｃａｌꎬ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌꎬ ａｎｄ ｈｅａｌｔｈ￣ｒｅｌａｔｅｄ ｐｒｏｂ￣
ｌｅｍｓꎬ ｓｕｃｈ ａｓ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ ｏｆ ｍａｌａｒｉａ ａｎｄ ｏｔｈｅｒ ｉｎｓｅｃｔ￣
ｂｏｒｎｅ ｄｉｓｅａｓｅｓ (Ｏｙｅ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１４).
３ Ｔｅｃｈｎｉｃａｌ Ｃｈａｌｌｅｎｇｅｓ
３ １ ＲＮＡｉ￣ｂａｓｅｄ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ
３ １ １ Ｄｅｓｉｇｎ ｏｆ ｄｓＲＮＡ
Ｓｅｖｅｒａｌ ｆａｃｔｏｒｓ ｃａｎ ａｆｆｅｃｔ ｔｈｅ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ＲＮＡｉ
ｗｉｔｈｉｎ ａｎ ｉｎｓｅｃｔꎬ ｓｕｃｈ ａｓ ｔａｒｇｅｔ ｇｅｎｅ ｓｅｌｅｃｔｉｏｎꎬ ｃｏｎ￣
ｓｔｒｕｃｔｉｏｎꎬ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎꎬ ｐｅｒｓｉｓｔｅｎｃｅ ｏｆ ｄｓＲＮＡｓꎬ ａｎｄ
ｌｉｆｅ ｓｔａｇｅ ｏｆ ｔｈｅ ｔａｒｇｅｔ ｏｒｇａｎｉｓｍ. Ｄｅｔｅｃｔｉｏｎ ｍｅｔｈｏｄｏｌｏｇｙ
ａｎｄ ｔｈｅ ａｂｏｖｅ ｍｅｎｔｉｏｎｅｄ ｆａｃｔｏｒｓ ｃａｎ ｔｏｇｅｔｈｅｒ ｅｘｐｌａｉｎ
ｔｈｅ ｖａｒｉａｂｌｅ ｒｅｓｕｌｔｓ ｏｆ ＲＮＡｉ ｉｎ ｉｎｓｅｃｔｓ. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｃｏｍ￣
ｐａｒｉｓｏｎｓ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｅｘｉｓｔｉｎｇ ｄａｔａ ａｒｅ ｄｉｆｆｉｃｕｌｔ ｂｅｃａｕｓｅ ｏｆ
ｖａｒｙｉｎｇ ｓｕｓｃｅｐｔｉｂｉｌｉｔｉｅｓ ｏｆ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｔａｒｇｅｔｓ ｔｏ ＲＮＡｉ ｉｎ
ｍｏｄｅｌ ｓｐｅｃｉｅｓ ( Ｋｅｎｎｅｄｙ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００４ꎻＰｒｉｃｅ ＆ Ｇａｔｅ￣
ｈｏｕｓｅꎬ２００８).
Ｔｈｅ ｆｉｒｓｔ ｓｔｅｐ ｉｎ ｄｅｖｅｌｏｐｉｎｇ ａｎ ＲＮＡｉ￣ｂａｓｅｄ ｐｅｓｔｉ￣
ｃｉｄｅ ｉｓ ｔｈｅ ｄｅｓｉｇｎ ｏｆ ｄｓＲＮＡꎬ ｗｈｉｃｈ ｉｎｃｌｕｄｅｓ ｔａｒｇｅｔ
ｇｅｎｅ ｓｅｌｅｃｔｉｏｎꎬ ｄｓＲＮＡ ｒｅｇｉｏｎ ｓｅｌｅｃｔｉｏｎ ａｎｄ ｄｓＲＮＡ
ｌｅｎｇｔｈ. Ｉｍｐｒｏｖｅｍｅｎｔｓ ｉｎ ｔａｒｇｅｔ ｇｅｎｅ ｓｅｌｅｃｔｉｏｎ ｄｅｐｅｎｄ
ｕｐｏｎ ｔｈｅ ａｖａｉｌａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ｉｎｓｅｃｔ ｇｅｎｏｍｅｓ ａｎｄ ｂｉｏｉｎｆｏｒｍａｔ￣
ｉｃｓ ｓｕｐｐｏｒｔｓ. Ｈｏｕｓｅｋｅｅｐｉｎｇ ｇｅｎｅｓꎬ ｓｕｃｈ ａｓ Ｖａｃｕｏｌａｒ
ＡＴＰａｓｅ ａｎｄ Ｓｎｉｆ７ꎬ ａｒｅ ｅｓｓｅｎｔｉａｌ ｆｏｒ ｍａｉｎｔａｉｎｉｎｇ ｔｈｅ
ｆｕｎｄａｍｅｎｔａｌ ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ ｏｆ ｌｉｖｉｎｇ ｏｒｇａｎｉｓｍｓ ａｎｄ ｓｉｌｅｎ￣
ｃｉｎｇ ｏｆ ｔｈｅｓｅ ｇｅｎｅｓ ｗｉｌｌ ｉｍｐａｉｒ ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｆｕｎｃｔｉｏｎｓ ｏｆ
ｃｒｉｔｉｃａｌ ｍｅｔａｂｏｌｉｃ ｐｒｏｃｅｓｓｅｓ ａｎｄ ｍａｙ ｌｅａｄ ｔｏ ｅｖｅｎｔｕａｌ
ｄｅａｔｈ (Ｂａｕｍ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００７). Ａ ｋｅｙ ｍｅｃｈａｎｉｓｍ ｔｏ ｄｅ￣
ｖｅｌｏｐ ｉｎｓｅｃｔｉｃｉｄｅ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｉｓ ｔｈｒｏｕｇｈ ｕｐ￣ｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ
ｔｈｅ ｉｎｎａｔｅ ｍｅｔａｂｏｌｉｃ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ / ｄｅｔｏｘｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｓｙｓｔｅｍ ｉｎ
ｉｎｓｅｃｔｓꎬ ｔｈｕｓ ｄｏｗｎ￣ｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｋｅｙ ｃｏｍｐｏｎｅｎｔｓ ｗｉｔｈｉｎ
ｔｈｅ ｄｅｔｏｘｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｃａｓｃａｄｅꎬ ｓｕｃｈ ａｓ ｃｙｔｏｃｈｒｏｍｅ Ｐ４５０ｓꎬ
ｃａｎ ｒｅｄｕｃｅ ｔｈｅ ｍｅｔａｂｏｌｉｃ ｒａｔｅｓ ｏｆ ｓｙｎｔｈｅｔｉｃ ｉｎｓｅｃｔｉｃｉｄｅｓ
ａｎｄ / ｏｒ ｐｌａｎｔ ｓｅｃｏｎｄａｒｙ ｍｅｔａｂｏｌｉｔｅｓ. Ｍａｏ ｅｔ ａｌ.
(２００７) ｓｉｌｅｎｃｅｄ ａ ｃｙｔｏｃｈｒｏｍｅ Ｐ４５０ ｍｏｎｏｏｘｙｇｅｎａｓｅꎬ
ＣＹＰ６ＡＥ１４ꎬ ｉｎ ｔｈｅ ｃｏｔｔｏｎ ｂｏｌｌｗｏｒｍꎬ Ｈ. ａｒｍｉｇｅｒａꎬ ｌａｒ￣
ｖａｅ ｂｙ ｉｎ ｐｌａｎｔａ ＲＮＡｉ. Ａｓ ａ ｒｅｓｕｌｔꎬ ｔｈｅ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｔｏ
ｇｏｓｓｙｐｏｌꎬ ａ ｍａｊｏｒ ａｎｔｉ￣ｈｅｒｂｉｖｏｒｙ ａｌｌｅｏｃｈｅｍｉｃａｌ ｉｎ ｃｏｔ￣
ｔｏｎꎬ ｗａｓ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｒｅｄｕｃｅｄ. Ａｌｔｈｏｕｇｈ ｔａｒｇｅｔｉｎｇ ａｔ
ｈｏｕｓｅｋｅｅｐｉｎｇ ｇｅｎｅｓ ｃａｎ ａｒｃｈｉｖｅ ｔｈｅ ｓａｔｉｓｆａｃｔｏｒｙ ｃｏｎｔｒｏｌ
ｕｎｄｅｒ ｔｈｅ ｈｉｇｈ ｄｏｓｅ ｓｔｒａｔｅｇｙ (Ｂｏｌｏｇｎｅｓｉ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１２)ꎬ
ｔｈｅ ｈｉｇｈｌｙ ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ ｎａｔｕｒｅ ｏｆ ｔｈｅｉｒ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ａｃｒｏｓｓ
ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｔａｘｏｎｏｍｉｃ ｇｒｏｕｐｓ ｌｅａｄｓ ｕｓ ｔｏ ｓｅａｒｃｈ ｆｏｒ ｏｔｈｅｒ
ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｔａｒｇｅｔｓ. Ｔｈｅ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｏｆ ｓｔａｂｌｅ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ
８７６ 植 物 保 护 学 报 ４２ 卷
ｃｒｏｐｓ ｕｓｕａｌｌｙ ｔａｒｇｅｔｓ ａｔ ｖｉｒｕｓ￣ｄｅｒｉｖｅｄ ｓｕｐｐｒｅｓｓｏｒ ｐｒｏ￣
ｔｅｉｎｓ (Ｒａｍｅｓｈꎬ２０１３). Ｎｅｕｒｏｎ ｒｅｌａｔｅｄ ｇｅｎｅｓꎬ ｗｈｉｃｈ
ａｒｅ ｃｒｕｃｉａｌ ｉｎ ｒｅｇｕｌａｔｉｎｇ ｉｎｓｅｃｔ ｂｅｈａｖｉｏｒꎬ ａｒｅ ｔａｒｇｅｔｅｄ
ｔｏ ｍａｎｉｐｕｌａｔｅ ｔｈｅ ｉｎｓｅｃｔ ｍａｔｉｎｇ ｂｅｈａｖｉｏｒꎬ ａｎｄ ｈｏｓｔ
ｆｉｎｄｉｎｇ ｂｅｈａｖｉｏｒ. Ｉｎ Ｃ. ｅｌｅｇａｎｓꎬ ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｍｏｓｔ ｏｆ ｔｈｅ
ｎｅｕｒｏｎａｌ ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ ｇｅｎｅｓ ｈａｖｅ ｂｅｅｎ ｓｈｏｗｎ ｔｏ ｂｅ ｃｏｍ￣
ｐｌｅｔｅｌｙ ｒｅｆｒａｃｔｏｒｙ ｔｏ ｓｕｐｐｒｅｓｓｉｏｎ ( Ｋｅｎｎｅｄｙ ｅｔ ａｌ. ꎬ
２００４ꎻ Ｐｒｉｃｅ ＆ Ｇａｔｅｈｏｕｓｅꎬ ２００８ ). Ｗｉｔｈｉｎ ｔｈｅ ｔａｒｇｅｔ
ｇｅｎｅｓꎬ ｔｈｅ ｒｅｇｉｏｎ ａｎｄ ｌｅｎｇｔｈ ｏｆ ｄｓＲＮＡ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ
ｓｈｏｕｌｄ ｂｅ ｍｅｔｉｃｕｌｏｕｓｌｙ ｄｅｓｉｇｎｅｄ ｔｏ ｓｐｅｃｉｆｉｃａｌｌｙ ｔａｒｇｅｔ ａｔ
ｔｈｅ ｔａｒｇｅｔ ｐｅｓｔ ｓｐｅｃｉｅｓꎬ ｓｉｎｃｅ ｎｏｎ￣ｔａｒｇｅｔ ａｎｄ ｏｆｆ￣ｔａｒｇｅｔ
ｅｆｆｅｃｔｓ ｍａｙ ａｒｉｓｅ ｄｕｅ ｔｏ ｔｈｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｈｏｍｏｌｏｇｙ ｏｆ ｄｓＲ￣
ＮＡｓ ｔｏ ａｎ ｕｎｉｎｔｅｎｄｅｄ ｇｅｎｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅ. Ａｌｔｈｏｕｇｈ ｓｙｎ￣
ｔｈｅｔｉｃ ｓｉＲＮＡｓ ｈａｄ ｂｅｅｎ ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅｄ ｔｏ ｐｒｏｄｕｃｅ ｓｉｍｉ￣
ｌａｒ ｅｆｆｅｃｔｓ ａｓ ｌｏｎｇ ｄｓＲＮＡｓ ｉｎ Ｃ. ｅｌｅｇａｎｓ ａｎｄ Ｄ. ｍｅｌａ￣
ｎｏｇａｓｔｅｒ (Ｙａｎｇ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０００ꎻＥｌｂａｓｈｉｒ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００１)ꎬ
Ｂｏｌｏｇｎｅｓｉ ｅｔ ａｌ. (２０１２) ｓｕｇｇｅｓｔｅｄ ｔｈａｔ ａ ｍｉｎｉｍａｌ ｏｆ ６０
ｂｐ ｉｎ ｌｅｎｇｔｈ ａｒｅ ｒｅｑｕｉｒｅｄ ｆｏｒ ｄｓＲＮＡｓ ｔｏ ｂｅ ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌｌｙ
ａｃｔｉｖｅ ａｇａｉｎｓｔ ｔａｒｇｅｔ ｉｎｓｅｃｔｓ.
３ １ ２ ｄｓＲＮＡ ｕｐｔａｋｅ
Ｔｗｏ ｓｅｐａｒａｔｅꎬ ｂｕｔ ｉｎｔｅｒｄｅｐｅｎｄｅｎｔ ｐｒｏｃｅｓｓｅｓ ｏｆ
ｄｓＲＮＡ ｕｐｔａｋｅ ａｒｅ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚｅｄ ｉｎ ｉｎｓｅｃｔｓ ｆｒｏｍ ｔｈｅ
ｓｔｕｄｙ ｏｆ Ｃ. ｅｌｅｇａｎｓ (Ｆｉｒｅ ｅｔ ａｌ. ꎬ１９９８)ꎬ ｉ. ｅ. ꎬ ｃｅｌｌ ａｕ￣
ｔｏｎｏｍｏｕｓ ＲＮＡｉ ａｎｄ ｎｏｎ￣ｃｅｌｌ ａｕｔｏｎｏｍｏｕｓ ＲＮＡｉ (Ｆｉｒｅ
ｅｔ ａｌ. ꎬ１９９８ꎻＣａｌｉｘｔｏ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１０ꎻＺｈｕａｎｇ ＆ Ｈｕｎｔｅｒꎬ
２０１２). Ｃｅｌｌ ａｕｔｏｎｏｍｏｕｓ ＲＮＡｉ ｉｎｃｌｕｄｅｓ ａｌｌ ｔｈｅ ＲＮＡｉ
ａｃｔｉｖｉｔｉｅｓ ｗｉｔｈｉｎ ａ ｓｉｎｇｌｅ ｃｅｌｌ. Ｎｏｎ￣ｃｅｌｌ ａｕｔｏｎｏｍｏｕｓ
ＲＮＡｉ ｉｎｃｌｕｄｅｓ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ ＲＮＡｉ ａｎｄ ｓｙｓｔｅｍｉｃ
ＲＮＡｉ. ＲＮＡｉ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ ｈａｖｅ ｅｎｏｒｍｏｕｓ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｆｏｒ ｔｈｅ
ｕｓｅ ｉｎ ｃｏｎｔｒｏｌｌｉｎｇ ｉｎｓｅｃｔ ｐｅｓｔｓꎬ ａｎｄ ｆｏｒ ｔｈｉｓ ｐｕｒｐｏｓｅꎬ
ｔｈｅ ｉｎｓｅｃｔ ｓｈｏｕｌｄ ｂｅ ａｕｔｏｎｏｍｏｕｓｌｙ ｒｅｃｅｐｔｉｖｅ ｔｏ ｄｓＲＮＡ
(Ｈｕｖｅｎｎｅ ＆ Ｓｍａｇｇｈｅꎬ ２０１０ ) ａｎｄ ｉｎｄｕｃｅ ａ ｒｏｂｕｓｔ
ＲＮＡｉ ｅｆｆｅｃｔ (ａ ｓｙｓｔｅｍｉｃ ｌｏｎｇ￣ｌａｓｔｉｎｇ ＲＮＡｉ ｒｅｓｐｏｎｓｅ)ꎻ
ｂｏｔｈ ａｒｅ ｒｅｑｕｉｒｅｍｅｎｔｓ ｔｏ ｈａｖｅ ｅｆｆｅｃｔｉｖｅ ｐｒｏｔｅｃｔｉｏｎ
(Ｐｒｉｃｅ ＆ Ｇａｔｅｈｏｕｓｅꎬ２００８). Ｓｙｓｔｅｍｉｃ ＲＮＡｉ ｈａｓ ｂｅｅｎ
ｓｔｕｄｉｅｄ ｉｎ ｎｅｍａｔｏｄｅｓꎬ Ｃ. ｅｌｅｇａｎｓ ( Ｈｉｎａｓ ｅｔ ａｌ. ꎬ
２０１２)ꎬ ａｓ ｗｅｌｌ ａｓ ｉｎ ｉｎｓｅｃｔｓ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ ｆｌｏｕｒ ｂｅｅｔｌｅ Ｔｒｉ￣
ｂｏｌｉｕｍ ｃａｓｔａｎｅｕｍ ( Ｔｏｍｏｙａｓｕ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００８)ꎬ ｓｏｙｂｅａｎ
ａｐｈｉｄ Ａｐｈｉｓ ｇｌｙｃｉｎｅｓ ( Ｂａｎｓａｌ ＆ Ｍｉｃｈｅｌꎬ２０１３)ꎬ ｆｒｕｉｔ
ｆｌｉｅｓ Ｄｒｏｓｏｐｈｉｌａ ｓｐｐ. (Ｋａｒｌｉｋｏｗ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１４)ꎬ ｔｅｒｍｉｔｅ
Ｒｅｔｉｃｕｌｉｔｅｒｍｅｓ ｆｌａｖｉｐｅｓ (Ｚｈｏｕ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００６ꎻ２００８)ꎬｈｏｎ￣
ｅｙｂｅｅ Ａｐｉｓ ｍｅｌｌｉｆｅｒａ (Ｊａｒｏｓｃｈ ＆ Ｍｏｒｉｔｚꎬ２０１１) ａｎｄ Ａｆ￣
ｒｉｃａｎ ｓｗｅｅｔ ｐｏｔａｔｏ ｗｅｅｖｉｌ Ｃｙｌａｓ ｐｕｎｃｔｉｃｏｌｌｉｓ (Ｐｒｅｎｔｉｃｅ ｅｔ
ａｌ. ꎬ２０１５). Ｔｈｅ ｔｒａｎｓｌｏｃａｔｉｏｎ ｏｆ ＲＮＡｉ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｓｉｇｎａ￣
ｌｉｎｇ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｉｎｓｅｃｔ ｇｕｔ ｔｏ ｏｔｈｅｒ ｔｉｓｓｕｅｓ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｄｅｍ￣
ｏｎｓｔｒａｔｅｄ ｂｙ Ｚｈｏｕ ｅｔ ａｌ. (２００６ꎻ２００８) ｗｈｏ ｏｂｓｅｒｖｅｄ
ｔｈｅ ｓｕｐｐｒｅｓｓｅｄ ｇｅｎｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｉｎ ｓａｌｉｖａｒｙ ｇｌａｎｄ
(Ｃｅｌｌ￣１) ａｎｄ ｉｎ ｆａｔ ｂｏｄｙ ( Ｈｅｘ￣２ )ꎬ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙꎬ
ｔｈｒｏｕｇｈ ｄｉｅｔａｒｙ ＲＮＡｉ.
３ １ ３ ｄｓＲＮＡ ｓｔａｂｉｌｉｔｙ ａｎｄ ｄｅｌｉｖｅｒｙ
ｄｓＲＮＡｓ ｃａｎ ｂｅ ｐｒｏｄｕｃｅｄ ｉｎ ｖｉｔｒｏ ｕｓｉｎｇ ｃｏｍｍｅｒ￣
ｃｉａｌ ｋｉｔｓꎬ ｉｎ ｖｉｖｏ ｔｈｒｏｕｇｈ ｂａｃｔｅｒｉａｌ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｓｙｓｔｅｍｓꎬ
ｏｒ ｉｎ ｐｌａｎｔａ ｂｙ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｐｌａｎｔｓ. Ａ ｍａｊｏｒ ｔｅｃｈｎｉｃａｌ
ｃｈａｌｌｅｎｇｅ ｉｓ ｔｈｅ ｌａｃｋ ｏｆ ａｎ ＲＮＡｉ ａｍｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｍｅｃｈａ￣
ｎｉｓｍ ｉｎ ｉｎｓｅｃｔｓ. Ａ ｐｏｌｙｍｅｒａｓｅ ｃａｌｌｅｄ ＲＮＡ￣ｄｅｐｅｎｄｅｎｔ
ＲＮＡ ｐｏｌｙｍｅｒａｓｅ (ＲｄＲｐ)ꎬ ｗｈｉｃｈ ｉｓ ｕｓｅｄ ｔｏ ａｍｐｌｉｆｙ
ｉｎｓｅｃｔ￣ａｃｔｉｖｅ ｓｉＲＮＡｓꎬ ｈａｓ ｙｅｔ ｂｅｅｎ ｆｏｕｎｄ ｉｎ ｔｈｅ ｓｅ￣
ｑｕｅｎｃｅｄ ｉｎｓｅｃｔ ｇｅｎｏｍｅｓ ( Ｇｏｒｄｏｎ ＆ Ｗａｔｅｒｈｏｕｓｅꎬ
２００７ꎻＰｒｉｃｅ ＆ Ｇａｔｅｈｏｕｓｅꎬ２００８). Ａｓ ａ ｒｅｓｕｌｔꎬ ｉｔ ｉｓ
ｃｈａｌｌｅｎｇｉｎｇ ｔｏ ｄｅｌｉｖｅｒ ｓｕｆｆｉｃｉｅｎｔ ａｎｄ ｃｏｎｔｉｎｕｏｕｓ ｄｓＲ￣
ＮＡｓ ｔｏ ａｃｈｉｅｖｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ ｓｕｐｐｒｅｓｓｉｏｎ ｉｎ ｔｈｅ ｔａｒｇｅｔ ｉｎ￣
ｓｅｃｔｓ. Ｔｈｅ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ＲＮＡｉ ａｌｓｏ ｄｅｐｅｎｄｓ ｏｎ ｔｈｅ ｓｔａｂｉｌ￣
ｉｔｙ ｏｆ ｄｓＲＮＡｓ ｉｎ ｍｕｌｔｉｐｌｅ ｏｒｇａｎｉｓｍｓ ｗｉｔｈｉｎ ａ ｔｒｏｐｈｉｃ
ｃａｓｃａｄｅꎬ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ ｔｈｅ ｐｒｏｄｕｃｅｒ￣ｐｌａｎｔｓ ａｎｄ ｔｈｅ ｐｒｉｍａｒｙ
ｃｏｎｓｕｍｅｒｓ￣ｉｎｓｅｃｔ ｈｅｒｂｉｖｏｒｅｓ. Ｈｕｎｔｅｒ ｅｔ ａｌ. ( ２０１２ )
ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔ ｄｓＲＮＡｓ ｃａｎ ｂｅ ｓｔｉｌｌ ｅｆｆｅｃｔｉｖｅ ５７ ｄａｙｓ ｐｏｓｔ
ｔｒｅａｔｍｅｎｔꎬ ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｉｎｇ ｔｈｅ ｐｅｒｓｉｓｔｅｎｃｅ ｏｆ ｄｓＲＮＡ ｉｎ
ｐｌａｎｔｓ. Ｔｈｅ ｃｏｍｂｉｎｅｄ ｒｅｓｕｌｔｓ ｆｒｏｍ ｄｓＲＮＡ ｓｔａｂｉｌｉｔｙ ａｓ￣
ｓａｙ ａｎｄ ｄｉｅｔａｒｙ ＲＮＡｉ ｂｉｏａｓｓａｙ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔ Ｃｅｌｌ￣１ ｄｓＲ￣
ＮＡｓꎬ ａｎ ｅｎｄｏｇｅｎｏｕｓ ｔｅｒｍｉｔｅ ｃｅｌｌｕｌａｓｅꎬ ｗａｓ ａｃｔｉｖｅ ａ
２４￣ｄａｙ ａｓｓａｙ ｐｅｒｉｏｄꎬ ｓｕｇｇｅｓｔｉｎｇ ｔｈｅ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｏｆ ｉｎｃｏｒ￣
ｐｏｒａｔｉｎｇ ｄｓＲＮＡｓ ｉｎｔｏ ａ ｔｅｒｍｉｔｅ ｂａｉｔｉｎｇ ｓｔａｔｉｏｎ (Ｚｈｏｕ ｅｔ
ａｌ. ꎬ２００８).
Ｍｏｄｅ ｏｆ ｄｅｌｉｖｅｒｙ ａｌｓｏ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｓ ｔｈｅ ｓｕｃｃｅｓｓ ｏｆ
ＲＮＡｉ ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｙ ｉｎ ｉｎｓｅｃｔｓ. Ｓｏｍｅ ｉｎｓｅｃｔｓ ｒｅｓｐｏｎｄ ｗｅｌｌ
ｔｏ ｂｏｔｈ ｉｎｇｅｓｔｉｏｎ ａｎｄ ｉｎｊｅｃｔｉｏｎ ｏｆ ｄｓＲＮＡｓꎬ ｈｏｗｅｖｅｒꎬ
ｏｔｈｅｒ ｉｎｓｅｃｔ ｔａｘａꎬ ｌｉｋｅ ｏｒｔｈｏｐｔｅｒａｎｓꎬ ａｒｅ ｍｏｒｅ ｒｅｃｅｐｔｉｖｅ
ｔｏ ＲＮＡｉ ｗｈｅｎ ｄｓＲＮＡ ｗａｓ ｉｎｊｅｃｔｅｄ ｉｎｔｏ ｔｈｅ ｈｅｍｏｃｅｏｌ
(Ｓｍａｇｇｈｅ ＆ Ｓｗｅｖｅｒｓꎬ２０１４). Ｈｏｗ ｗｅ ｄｅｌｉｖｅｒ ＲＮＡｉꎬ
ａ ｌｏｎｇ ｄｓＲＮＡꎬ ｏｒ ｐｒｏｃｅｓｓｅｄ ｆｏｒｍｓꎬ ｓｉＲＮＡｓ ｏｒ ｍｉＲＮＡｓ
(ｍｉｃｒｏＲＮＡ)ꎬ ｔｏ ｔｈｅ ｔａｒｇｅｔ ｏｒｇａｎｉｓｍ ｉｓ ｔｈｅ ｏｔｈｅｒ ｍａｊｏｒ
ｔｅｃｈｎｉｃａｌ ｃｈａｌｌｅｎｇｅ (Ｚｏｔｔｉ ＆ Ｓｍａｇｇｈｅꎬ２０１５). Ｃｕｒｒｅｎｔ
ｄｅｌｉｖｅｒｙ ｍｅｔｈｏｄｓ ｉｎｃｌｕｄｅ ｒｅａｇｅｎｔ￣ｍｅｄｉａｔｅｄ ｔｒａｎｓｆｅｃｔｉｏｎ
ｏｒ ｅｌｅｃｔｒｏｐｏｒａｔｉｏｎꎬ ｓｏａｋｉｎｇ / ｄｒｅｎｃｈｉｎｇ ｔｈｒｏｕｇｈ ｔｈｅ ｃｕｔｉ￣
ｃｌｅꎬ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｐｌａｎｔｓꎬ ｉｎｊｅｃｔｉｏｎꎬ ａｎｄ ｆｅｅｄｉｎｇꎬ ｅｉｔｈｅｒ
ｗｉｔｈ “ｎａｋｅｄ” ｄｓＲＮＡｓ ｏｒ ｄｓＲＮＡｓ ｐｒｏｄｕｃｅｄ ｂｙ ｂａｃｔｅｒｉ￣
ａ ( Ａｇｒａｗａｌ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００３ꎻＺｈｕ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１０ꎻＰｉｔｉｎｏ ｅｔ
ａｌ. ꎬ２０１１). Ｉｎ Ｃ. ｅｌｅｇａｎｓꎬ ＲＮＡｉ ｃａｎ ｂｅ ａｃｈｉｅｖｅｄ ｂｙ
９７６５ 期 Ｘｕ Ｌｉｎｇｈｕａꎬ ｅｔ ａｌ. : Ｔｈｅ ｃｏｍｉｎｇ ｏｆ ＲＮＡ￣ｂａｓｅｄ ｐｅｓｔ ｃｏｎｔｒｏｌｓ
ｉｎｊｅｃｔｉｏｎ ｏｆ ｄｓＲＮＡ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｉｎｔｏ ｗｏｒｍｓ ( Ｆｉｒｅ ｅｔ ａｌ. ꎬ
１９９８ )ꎬ ｂｙ ｓｏａｋｉｎｇ ｎｅｍａｔｏｄｅｓ ｉｎ ｄｓＲＮＡ ｓｏｌｕｔｉｏｎ
(Ｔａｂａｒａ ｅｔ ａｌ. ꎬ １９９８ꎻ Ｊｏｓｅｐｈ ｅｔ ａｌ. ꎬ ２０１２ ) ａｎｄ ｂｙ
ｆｅｅｄｉｎｇ ｎｅｍａｔｏｄｅｓ ｗｉｔｈ ｂａｃｔｅｒｉａ ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ ｄｓＲＮＡ
( Ｔｉｍｍｏｎｓ ＆ Ｆｉｒｅꎬ １９９８ ). Ｔｈｅ ｐｒｅｆｅｒｒｅｄ ｄｅｌｉｖｅｒｙ
ｍｅｔｈｏｄｏｌｏｇｙ ｕｓｅｄ ｉｎ ｉｎｓｅｃｔ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｇｅｎｏｍｉｃｓ ｓｔｕｄｉｅｓ
ｉｓ ｔｈｒｏｕｇｈ ｉｎｊｅｃｔｉｏｎ / ｍｉｃｒｏｉｎｊｅｃｔｉｏｎ ( Ｐｒｉｃｅ ＆ Ｇａｔｅ￣
ｈｏｕｓｅꎬ２００８)ꎬ ｗｈｉｃｈ ｉｓ ｄｉｒｅｃｔ ａｎｄ ｑｕａｎｔｉｆｉａｂｌｅ ｗａｙ ｔｏ
ａｐｐｌｙ ＲＮＡｉ ｕｎｄｅｒ ｌａｂｏｒａｔｏｒｙ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓꎬ ｂｕｔ ｉｎｊｅｃｔｉｏｎ
ｉｓ ｎｏｔ ｐｒａｃｔｉｃａｌ ｆｏｒ ｔｈｅ ｆｉｅｌｄ ｌｅｖｅｌ ｃｏｎｔｒｏｌ ｏｆ ｉｎｓｅｃｔ
ｐｅｓｔｓ.
Ｉｎ ｆｉｅｌｄ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎｓꎬ ｄｓＲＮＡｓ ｓｈｏｕｌｄ ｂｅ ｔａｋｅｎ ｕｐ
ａｕｔｏｎｏｍｏｕｓｌｙ ｂｙ ｔｈｅ ｐｅｓｔｓꎬ ｅ. ｇ. ｔｈｒｏｕｇｈ ｆｅｅｄｉｎｇ ａｎｄ
ｄｉｇｅｓｔｉｏｎ (Ｈｕｖｅｎｎｅ ＆ Ｓｍａｇｇｈｅꎬ２０１０)ꎬ ａｓ ｏｒａｌ ｄｅｌｉｖ￣
ｅｒｙ ａｎｄ ｔｒａｎｓｉｔｉｏｎ ｔｈｒｏｕｇｈ ｔｈｅ ｍｉｄｇｕｔ ｓｅｅｍｓ ｔｏ ｂｅ ｍｏｓｔ
ｆｅａｓｉｂｌｅ ａｐｐｒｏａｃｈ (Ｚｈａ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１１). Ｉｎｓｅｃｔ ｃｕｔｉｃｌｅｓ
ｈａｖｅ ａ ｃｈｉｔｉｎ￣ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ｅｘｏｓｋｅｌｅｔｏｎꎬ ｗｈｉｃｈ ｐｒｏｔｅｃｔ ｔｈｅ
ｉｎｓｅｃｔｓ ｆｒｏｍ ｄｉｒｅｃｔ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ｔｈｅ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔ ｆａｃｔｏｒｓꎬ
ｔｈｕｓ ｌｉｍｉｔｉｎｇ ｔｈｅｉｒ ｃｏｎｔａｃｔｓ ｗｉｔｈ ｅｘｔｅｒｎａｌｌｙ ａｐｐｌｉｅｄ ｄｓＲ￣
ＮＡｓ. Ｉｎｔｅｒｎａｌｌｙꎬ ｓｏｍｅ ｉｎｓｅｃｔｓ ｃａｎ ｒｅａｄｉｌｙ ｄｅｇｒａｄｅ
ｄｓＲＮＡｓ ｂｅｆｏｒｅ ｔｈｅｙ ｒｅａｃｈ ｔｈｅ ｔａｒｇｅｔ ｇｅｎｅｓ. Ｔｈｅ ｐｅａ ａ￣
ｐｈｉｄꎬ Ａｃｙｒｔｈｏｓｉｐｈｏｎ ｐｉｓｕｍꎬ ｗａｓ ｎｏｔ ｒｅｓｐｏｎｓｉｖｅ ｔｏ ｄｓＲ￣
ＮＡｓ ｂｙ ｆｅｅｄｉｎｇ ｏｒ ｉｎｊｅｃｔｉｏｎｓ. Ｔｈｅ ｉｎｇｅｓｔｅｄ ｄｓＲＮＡｓ
ｗｅｒｅ ｄｅｇｒａｄｅｄ ｗｈｅｎ ｔｈｅｙ ｐａｓｓｅｄ ｔｈｒｏｕｇｈ ｓａｌｉｖａ ａｎｄ ｈｅ￣
ｍｏｌｙｍｐｈ ( Ｃｈｒｉｓｔｉａｅｎｓｅｔ ａｌ. ꎬ ２０１４ ). Ａｌｔｅｒｎａｔｉｖｅｌｙꎬ
ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｐｌａｎｔｓ ｃｏｎｓｔｉｔｕｔｉｖｅｌｙ ｅｘｐｒｅｓｓ ｄｓＲＮＡｓ ｔａｒｇｅ￣
ｔｉｎｇ ｉｎｓｅｃｔ ｐｅｓｔｓ ｉｓ ａ ｐｒｏｍｉｓｉｎｇ ｄｅｌｉｖｅｒｉｎｇ ａｐｐｒｏａｃｈ
(Ｂａｕｍ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００７ꎻ Ｐｒｉｃｅ ＆ Ｇａｔｅｈｏｕｓｅꎬ２００８ꎻＬｉ ｅｔ
ａｌ. ꎬ２０１５).
３ １ ４ ｉｎ ｐｌａｎｔａ ＲＮＡｉ
Ｔｏ ｐｒｏｄｕｃｅ ｉｎｓｅｃｔ￣ｒｅｓｉｓｔａｎｔ ｐｌａｎｔｓꎬ ａ ｄｓＲＮＡ ｓｅ￣
ｑｕｅｎｃｅ ｉｓ ｉｎｓｅｒｔｅｄ ｉｎｔｏ ａ ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ ｐｌａｎｔ ｖｉｒｕｓ ｖｅｃ￣
ｔｏｒꎬ ｔｈｅ Ｔｏｂａｃｃｏ ｍｏｓａｉｃ ｖｉｒｕｓ ( ＴＭＶ)ꎬ ｗｈｉｃｈ ｉｎｆｅｃｔｓ
ｔｈｅ ｐｌａｎｔꎬ ｉｎｄｕｃｅｓ ａ ｓｙｓｔｅｍｉｃ ＲＮＡｉ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ａｎｄ ｌｅａｄｓ
ｔｏ ｔｈｅ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ｄｓＲＮＡｓ / ｓｉＲＮＡｓ. ｄｓＲＮＡ ｔａｒｇｅｔｉｎｇ
ｉｎｓｅｃｔ ｇｅｎｅｓ ｃａｎ ｂｅ ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ ｃｏｎｔｉｎｕｏｕｓｌｙ ａｎｄ ｃｏｎｓｔｉ￣
ｔｕｔｉｖｅｌｙ ｉｎ ｐｌａｎｔａ. Ｗｈｅｎ ｃｈｅｗｉｎｇ ａｎｄ / ｏｒ ｐｈｌｏｅｍ￣ｆｅｅｄ￣
ｉｎｇ ｉｎｓｅｃｔｓ ａｔｔａｃｋ ｔｈｅ ｐｌａｎｔꎬ ｄｓＲＮＡｓ ｗｉｌｌ ｂｅ ｉｎｇｅｓｔｅｄ
ａｎｄ ｉｎｄｕｃｅ ｔｈｅ ＲＮＡｉ ｐａｔｈｗａｙ ｉｎ ｉｎｓｅｃｔｓ. Ｔｈｅ ｉｎ ｐｌａｎｔａ
ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｔｅｃｈｎｉｑｕｅ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｒｅｐｏｒｔｅｄ ｐｒｅｖｉｏｕｓｌｙ ｔｏ
ｐｒｏｔｅｃｔ ｔｈｅ ｃｒｏｐｓ ａｇａｉｎｓｔ ｐｌａｎｔ ｐａｒａｓｉｔｉｃ ｎｅｍａｔｏｄｅｓ ａｎｄ
ｔｏ ｆｅｎｄ ｏｆｆ ｐｈｙｔｏｐａｔｈｏｇｅｎｓꎬ ｓｕｃｈ ａｓ ｖｉｒｕｓｅｓꎬ ｂａｃｔｅｒｉａ
ａｎｄ ｆｕｎｇｉꎬ ａｓ ｗｅｌｌ ａｓ ｉｎｖｅｒｔｅｂｒａｔｅ ｐｅｓｔｓ (Ｍａｏ ｅｔ ａｌ. ꎬ
２００７ꎻＰｒｉｃｅ ＆ Ｇａｔｅｈｏｕｓｅꎬ２００８ꎻＫｕｒｔｈ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１２).
Ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｐｌａｎｔｓ ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ ｄｓＲＮＡｓ ｔａｒｇｅｔｉｎｇ ｉｎｓｅｃｔｓ
ｈａｖｅ ｂｅｅｎ ｒｅｐｏｒｔｅｄ ｆｏｒ ｌｅｐｉｄｏｐｔｅｒａｎ ( Ｂａｕｍ ｅｔ ａｌ. ꎬ
２００７)ꎬ ｃｏｌｅｏｐｔｅｒａｎ (Ｂａｕｍ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００７ꎻ Ｍａｏ ｅｔ ａｌ. ꎬ
２００７) ａｎｄ ｈｅｍｉｐｔｅｒａｎ ｉｎｓｅｃｔｓ ( Ｚｈａ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１１ ).
Ｂａｕｍ ｅｔ ａｌ. (２００７) ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ
ｍａｉｚｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ ｗｅｓｔｅｒｎ ｃｏｒｎ ｒｏｏｔｗｏｒｍ Ｖ￣ＡＴＰａｓｅ ｄｓＲ￣
ＮＡ ｃａｎ ｃａｕｓｅ ｎｅａｒｌｙ １００％ ｌａｒｖａｅ ｍｏｒｔａｌｉｔｙ ａｎｄ ｓｉｇｎｉｆｉ￣
ｃａｎｔｌｙ ｒｅｄｕｃｅｄ ｔｈｅ ｒｏｏｔ ｄａｍａｇｅ.
Ｋｕｒｔｈ ｅｔ ａｌ. (２０１２) ｉｎｔｒｏｄｕｃｅｄ ｄｅｓｉｒｅｄ ｔｒａｉｔｓ ｉｎｔｏ
ｓｅｖｅｒａｌ ｇｒａｐｅｖｉｎｅ ｖａｒｉｅｔｉｅｓ ｂｙ ｒｅｇｕｌａｔｉｎｇ ｔｈｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ
ｏｆ ｅｎｄｏｇｅｎｏｕｓ ｇｅｎｅｓ ｖｉａ ｖｉｒｕｓ￣ｉｎｄｕｃｅｄ ｇｅｎｅ￣ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ.
Ｕｎｌｉｋｅ ｔｈｅ ｔｒａｎｓｇｅｎｅ￣ｔｒｉｇｇｅｒｅｄ ＲＮＡｉ ｖｉａ Ａｇｒｏｂａｃｔｅｒｉｕｍ
ｔｕｍｅｆａｃｉｅｎｓꎬ ｉｎｔｅｇｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｘｏｇｅｎｏｕｓ ｇｅｎｅｓ ｉｎｔｏ ｔｈｅ
ｐｌａｎｔ ｇｅｎｏｍｅꎬ ｔｈｅ ＲＮＡ ｖｉｒｕｓ ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ ｔａｒｇｅｔ ｇｅｎｅ
ｗｅｒｅ ｓｅｌｆ￣ｒｅｐｌｉｃａｔｅｄ ｗｉｔｈｉｎ ｔｈｅ ｐｌａｎｔ ｔｉｓｓｕｅｓ ｗｉｔｈｏｕｔ ｉｎ￣
ｔｅｇｒａｔｉｏｎ ｉｎｔｏ ｔｈｅ ｐｌａｎｔ ｇｅｎｏｍｅ (Ｍａｎｓｏｏｒ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００６ꎻ
Ｋｕｒｔｈ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１２). Ｓｉｍｉｌａｒ ｔｏ ｖａｃｃｉｎａｔｉｏｎ ａｇａｉｎｓｔ ｈｕ￣
ｍａｎ ｄｉｓｅａｓｅｓꎬ ｍｏｄｉｆｉｅｄ ｐｌａｎｔ ＲＮＡ ｖｉｒｕｓｅｓ ｃａｎ ｂｅ ｕｓｅｄ
ｔｏ ｐｒｏｔｅｃｔ ｔｈｅ ｈｏｓｔ ｐｌａｎｔｓ ａｇａｉｎｓｔ ａ ｗｉｄｅ ｒａｎｇｅ ｏｆ ｐｈｙｔｏ￣
ｐａｔｈｏｇｅｎｓ ａｎｄ ｉｎｓｅｃｔ ｐｅｓｔｓ ｂｙ ｄｅｌｉｖｅｒｉｎｇ ａ ｓｉｎｇｌｅ ｏｒ
ｍｕｌｔｉｇｅｎｅ ｃａｓｓｅｔｔｅ ｔｏ ｔｈｅ ｈｏｓｔ ｐｌａｎｔ ｂｙ ｔｈｅ ｖｉｒａｌ ｖｅｃｔｏｒ
(Ｋｕｒｔｈ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１２).
Ａｎｏｔｈｅｒ ａｌｔｅｒｎａｔｉｖｅ ｍｅｔｈｏｄ ｔｏ ｉｎｄｕｃｅ ｔｒａｎｓｉｅｎｔ
ＲＮＡｉ ｉｓ ｔｏ ｓｐｒａｙ ｓｉＲＮＡｓ ｐｒｏｄｕｃｅｄ ｂｙ ｂａｃｔｅｒｉａ. Ｆｏｒ ｅｘ￣
ａｍｐｌｅꎬ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｔｏ ｐｌａｎｔ ＲＮＡ ｖｉｒｕｓｅｓ ｈａｓ ｂｅｅｎ ａ￣
ｃｈｉｅｖｅｄ ｂｙ ｓｐｒａｙｉｎｇ ｂａｃｔｅｒｉａｌｌｙ ｅｘｐｒｅｓｓｅｄꎬ ｖｉｒｕｓ￣ｓｐｅｃｉｆ￣
ｉｃ ｓｉＲＮＡ ｏｎ ｐｌａｎｔｓ ｆｉｖｅ ｄａｙｓ ｂｅｆｏｒｅ ｃｈａｌｌｅｎｇｅ ｗｉｔｈ ｔｈｅ
ｖｉｒｕｓｅｓ ( Ｍａｎｓｏｏｒ ｅｔ ａｌ. ꎬ ２００６ ). Ｔｅｎｌｌａｄｏ ｅｔ ａｌ.
(２００３) ｈａｄ ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅｄ ｔｈａｔ ｃｒｕｄｅ ｅｘｔｒａｃｔｓ ｏｆ ｂａｃｔｅ￣
ｒｉａｌｌｙ ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ ｄｓＲＮＡｓ ｗｅｒｅ ｓｕｆｆｉｃｉｅｎｔ ｔｏ ｅｆｆｅｃｔｉｖｅｌｙ
ｐｒｏｔｅｃｔ ｐｌａｎｔｓ ａｇａｉｎｓｔ ｖｉｒｕｓ ｉｎｆｅｃｔｉｏｎｓ. Ｂａｃｔｅｒｉａｌ ｅｘｐｒｅｓ￣
ｓｉｏｎ ｓｙｓｔｅｍ ｃａｎ ｐｒｏｄｕｃｅ ｌａｒｇｅ ａｍｏｕｎｔ ｏｆ ｄｓＲＮＡｓ ｉｎ ａ
ｓｉｍｐｌｅ ａｎｄ ｃｏｓｔ ｅｆｆｅｃｔｉｖｅ ｍａｎｎｅｒꎬ ａｎｄ ｔｈｉｓ ａｐｐｒｏａｃｈ
ｐｒｏｖｉｄｅｓ ａｎ ａｌｔｅｒｎａｔｉｖｅ ｔｏ ｉｎ ｐｌａｎｔａ ＲＮＡｉ.
ｉｎ ｐｌａｎｔａ ＲＮＡｉ ｈａｓ ｓｈｏｗｎ ｇｒｅａｔ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｆｏｒ ｉｎ￣
ｓｅｃｔ ｐｅｓｔ ｃｏｎｔｒｏｌꎬ ｅｓｐｅｃｉａｌｌｙ ｆｏｒ ｐｅｓｔ ｓｐｅｃｉｅｓ ｗｉｔｈｏｕｔ ｅｆ￣
ｆｅｃｔｉｖｅ ｃｏｎｔｒｏｌ ｍｅａｓｕｒｅｍｅｎｔｓꎬ ｓｕｃｈ ａｓ ｐｈｌｏｅｍ￣ｓｕｃｋｉｎｇ
ｈｅｍｉｐｔｅｒａｎｓꎬ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ ｐｌａｎｔｈｏｐｐｅｒｓꎬ ａｐｈｉｄｓ ａｎｄ
ｗｈｉｔｅｆｌｉｅｓ. Ｚｈａ ｅｔ ａｌ. (２０１１) ｆｉｒｓｔ ｒｅｐｏｒｔｅｄ ｔｈｅ ｐｏｔｅｎ￣
ｔｉａｌ ｏｆ ｄｓＲＮＡ￣ｍｅｄｉａｔｅｄ ＲＮＡｉ ｆｏｒ ｆｉｅｌｄ ｌｅｖｅｌ ｃｏｎｔｒｏｌ ｏｆ
ａ ｂｒｏｗｎ ｐｌａｎｔｈｏｐｐｅｒꎬ Ｎｉｌａｐａｒｖａｔａ ｌｕｇｅｎｓ ( Ｓｔåｌ)ꎬ ａｓ
ｔｈｒｅｅ ｍｉｄｇｕｔ ｇｅｎｅｓ ｗｅｒｅ ｓｕｃｃｅｓｓｆｕｌｌｙ ｓｉｌｅｎｃｅｄ. Ｈｕｎｔｅｒ
ｅｔ ａｌ. (２０１２) ｈａｖｅ ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅｄ ＲＮＡｉ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｎ ｔｗｏ
ｐｓｙｌｌｉｄ ｓｐｅｃｉｅｓ ｔｈｒｏｕｇｈ ｒｏｏｔ ｄｒｅｎｃｈｉｎｇ ａｎｄ ｖａｓｃｕｌａｒ ｕｐ￣
０８６ 植 物 保 护 学 报 ４２ 卷
ｔａｋｅ ｏｆ ｅｘｏｇｅｎｏｕｓ ｄｓＲＮＡｓ ｔｈａｔ ｗｅｒｅ ｃａｐａｂｌｅ ｏｆ ｋｎｏｃ￣
ｋｉｎｇ ｄｏｗｎ ｇｅｎｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｉｎ ｔｈｅ ｇｌａｓｓｙ￣ｗｉｎｇｅｄ ｓｈａｒｐ￣
ｓｈｏｏｔｅｒꎬ Ｈｏｍａｌｏｄｉｓｃａ ｖｉｔｒｉｐｅｎｎｉｓꎬ ａ ｍａｊｏｒ ｐｅｓｔ ｏｆ ｇｒａ￣
ｐｅｖｉｎｅ ａｎｄ ｃｉｔｒｕｓ.
Ｏｖｅｒａｌｌꎬ ｐｒｏｐｅｒ ｄｓＲＮＡ ｄｅｓｉｇｎꎬ ｃｏｎｔｉｎｕｏｕｓｌｙ ｐｒｏ￣
ｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ｄｓＲＮＡ ｉｎ ａ ｃｏｎｓｔｉｔｕｔｉｖｅ ｍａｎｎｅｒꎬ ａｎｄ ｄｅｔｅｒ￣
ｍｉｎｉｎｇ ａｎ ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ｄｅｌｉｖｅｒｙ ｓｙｓｔｅｍ ａｒｅ ｔｈｒｅｅ ｃｒｉｔｉｃａｌ
ｔｅｃｈｎｉｃａｌ ｃｈａｌｌｅｎｇｅｓ ｔｈａｔ ｎｅｅｄ ｔｏ ｂｅ ｒｅｓｏｌｖｅｄ ｆｏｒ ａｐｐｌｉ￣
ｃａｔｉｏｎ ｏｆ ＲＮＡｉ ｉｎ ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒｅ. Ｐｅｓｔ ｃｏｎｔｒｏｌ ｍａｎａｇｅｒｓ
ｓｈｏｕｌｄ ｔａｋｅ ｔｈｅｓｅ ｔｈｒｅｅ ｆａｃｔｏｒｓ ｉｎｔｏ ａｃｃｏｕｎｔ ａｎｄ ｂｅ ａ￣
ｗａｒｅ ｏｆ ｔｈｅ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔａｌ ｓｔａｇｅｓꎬ ｐａｒｔｉｃｕｌａｒｌｙ ｙｏｕｎｇｅｒ
ｓｔａｇｅｓꎬ ａｒｅ ｍｏｒｅ ｓｅｎｓｉｔｉｖｅ ｔｏ ＲＮＡｉ ｔｒｅａｔｍｅｎｔｓ ｃｏｍ￣
ｐａｒｅｄ ｔｏ ａｄｕｌｔ ｓｔａｇｅｓ (Ａｒａｕｊｏ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００６).
３ ２ ＣＲＩＳＰＲ / Ｇａｓ ９￣ｂａｓｅｄ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ
３ ２ １ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ ｓｙｓｔｅｍ
Ｔｈｅ ｔｙｐｅ￣Ⅱ ｐｒｏｋａｒｙｏｔｉｃ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ
ｗａｓ ｄｅｒｉｖｅｄ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｂａｃｔｅｒｉａｌ ｉｍｍｕｎｅ ｓｙｓｔｅｍ ｔｈａｔ ｉｎ￣
ｈｉｂｉｔｓ ｅｘｏｇｅｎｏｕｓ ｖｉｒａｌ ｉｎｖａｓｉｏｎ ( Ｊｉｎｅｋ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１２).
Ｔｈｅ ｍｏｓｔ ｃｏｍｍｏｎｌｙ ｕｓｅｄ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ ｓｙｓｔｅｍ ｏｒｉｇｉ￣
ｎａｔｅｄ ｆｒｏｍ Ｓｔｒｅｐｔｏｃｏｃｃｕｓ ｐｙｏｇｅｎｅｓ ｗｉｔｈ ａ ｐｒｏｔｏ￣ｓｐａｃｅｒ
ｍｏｔｉｆ ｓｅｑｕｅｎｃｅ (ＰＡＭ ｓｅｑｕｅｎｃｅ) ｔｈａｔ ｃｏｎｓｉｓｔｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ
ｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅｓꎬ ＮＧＧꎬ ａｔ ｔｈｅ ３′￣ｅｎｄ ｏｆ ｔｈｅ ＣＲＩＳＰＲ ｓｉｔｅｓ.
Ｔｈｅ ｒｅｃｏｇｎｉｔｉｏｎ ｏｆ ｔａｒｇｅｔｉｎｇ ｓｉｔｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｇｅｎｏｍｅ ｉｓ ａ￣
ｃｈｉｅｖｅｄ ｂｙ ｓｇＲＮＡꎬ ｗｈｉｃｈ ｌｉｇａｔｅｓ ｔｈｅ Ｃａｓ９ ｐｒｏｔｅｉｎ ａｓ ａ
ｒｅａｃｔｉｏｎａｒｙ ｃｏｍｐｌｅｘ ｔｏ ｉｎｄｕｃｅ ＤＳＢｓ ( Ｍａｌｉ ｅｔ ａｌ. ꎬ
２０１３). Ｗｈｅｎ ＤＳＢ ｉｓ ｏｃｃｕｒｓꎬ ｔｈｅ ｉｎｔｅｒｎａｌ ＤＮＡ ｒｅｐａｉｒ
ｃａｓｃａｄｅ ｗｉｌｌ ｂｅｇｉｎ ｗｉｔｈ ｔｗｏ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓꎬ ｎｏｎ￣
ｈｏｍｏｌｏｇｏｕｓ ｅｎｄ ｊｏｉｎｉｎｇ (ＮＨＥＪ) ａｎｄ ｈｏｍｏｌｏｇｏｕｓ ｒｅ￣
ｃｏｍｂｉｎａｔｉｏｎ (ＨＲ) ｔｏ ｆｉｘ ｔｈｅ ｎｉｃｋｅｄ ＤＮＡꎬ ｗｈｉｃｈ ｍａｙ
ｒｅｓｕｌｔ ｉｎ ａ ｓｍａｌｌ ｄｅｌｅｔｉｏｎ ｏｒ ｉｎｓｅｒｔｉｏｎ. Ｉｔ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｒｅ￣
ｐｏｒｔｅｄ ｔｈａｔ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｇｅｎｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ＮＨＥＪ ｐａｔｈｗａｙꎬ ｓｕｃｈ
ａｓ ｋｕ７０ꎬ ｗｉｌｌ ｉｎｃｒｅａｓｅ ｔｈｅ ｒａｔｉｏ ｏｆ ＨＲ ｒｅｐａｉｒ ｔｈａｔ ｃａｎ
ｋｎｏｃｋ￣ｉｎ ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｅｘｏｇｅｎｏｕｓ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓꎬ ｗｈｉｃｈ ｃｏｕｌｄ
ｒｅｐｌａｃｅ ｔｒａｎｓｐｏｓｏｎ ｂａｓｅｄ ｒａｎｄｏｍ ｇｅｎｏｍｉｃ ｉｎｓｅｒｔｉｏｎ
(Ｍａ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１４).
３ ２ ２ Ｄｅｌｉｖｅｒｙ ｍｅｔｈｏｄｓ
Ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ ｓｙｓｔｅｍ ｉｎ
ｖａｒｉｏｕｓ ｓｐｅｃｉｅｓ ｃａｎ ｃａｒｒｉｅｄ ｏｕｔ ｗｉｔｈ ｓｅｖｅｒａｌ ｄｅｌｉｖｅｒｙ
ｍｅｔｈｏｄｓ. Ｍｏｓｔ ｏｆ ｔｈｅ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ ｓｔｕｄｉｅｓ ｉｎ ｃｅｌｌｓ
ｗｅｒｅ ｆａｃｉｌｉｔａｔｅｄ ｂｙ ｔｒａｎｓｆｅｃｔｉｏｎ ｏｆ Ｃａｓ９ ａｎｄ ｓｇＲＮＡ ｅｘ￣
ｐｒｅｓｓｉｏｎ ｖｅｃｔｏｒｓ (Ｃｏｎｇ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１３). Ｆｏｒ ｉｎ ｖｉｖｏ ｍｕ￣
ｔａｔｉｏｎꎬ ｔｈｅｒｅ ａｒｅ ｍａｎｙ ｗａｙｓ ｔｏ ｄｅｌｉｖｅｒ ｔｈｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｕ￣
ｎｉｔｓꎬ ｓｕｃｈ ａｓ ｄｉｒｅｃｔ ｉｎｊｅｃｔｉｏｎ ｏｆ ｓｙｎｔｈｅｓｉｚｅｄ Ｃａｓ９ ｍＲ￣
ＮＡ ａｎｄ ｓｇＲＮＡꎬ ｐｌａｓｍｉｄｓ ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ ｔｈｅｓｅ ＲＮＡｓ ａｎｄ
ａ ｃｒｏｓｓ ｏｆ ｔｗｏ ｅｓｔａｂｌｉｓｈｅｄ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｃｅｌｌ ｌｉｎｅｓ ( ｏｎｅ
ｌｉｎｅ ｆｏｒ ｕｂｉｑｕｉｔｏｕｓ ｏｒ ｓｐｅｃｉｆｉｃ Ｃａｓ９ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ａｎｄ ｔｈｅ
ｏｔｈｅｒ ｌｉｎｅ ｆｏｒ ｓｇＲＮＡ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ｗｉｔｈ Ｐｏｌ Ⅲ ｐｒｏｍｏｔ￣
ｅｒｓ) (Ｋｏｎｄｏ ＆ Ｕｅｄａꎬ２０１３ꎻＷａｎｇ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１３). Ｉｎ￣
ｔｅｒｅｓｔｉｎｇｌｙꎬ ｓｇＲＮＡ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｂｙ ｆｅｅｄｉｎｇ ｉｎ Ｃａｓ９ ｅｘ￣
ｐｒｅｓｓｅｄ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ Ｃ. ｅｌｅｇａｎｓ ｓｈｏｗｅｄ ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ｇｅｎｅ
ｄｉｓｒｕｐｔｉｏｎ ( Ｌｉｕ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１４). Ｉｎ ｐｌａｎｔｓꎬ ｂｏｔｈ Ｃａｓ９
ａｎｄ ｓｇＲＮＡ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｃａｓｓｅｔｔｅｓ ｉｎ ａ ｓｉｎｇｌｅ ｖｅｃｔｏｒ ｗｅｒｅ
ｉｎｔｅｇｒａｔｅｄ ｉｎｔｏ ｔｈｅ ｇｅｎｏｍｅ ａｎｄ ｗｅｒｅ ｃａｐａｂｌｅ ｏｆ ｐｒｏｍｏ￣
ｔｉｎｇ ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｇｅｎｏｍｉｃ ｍｕｔａｔｉｏｎ ( Ｆｅｎｇ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１３).
Ｃｕｒｒｅｎｔｌｙꎬ ｓｅｖｅｒａｌ ｏｎｌｉｎｅ ｐｒｏｇｒａｍｓ ｏｒ ｄｏｗｎｌｏａｄａｂｌｅ
ｓｏｆｔｗａｒｅ ａｒｅ ｒｅａｄｉｌｙ ａｖａｉｌａｂｌｅ ｔｏ ｄｅｓｉｇｎ ｓｇＲＮＡｓ ｔｈａｔ ａｃ￣
ｃｏｕｎｔ ｆｏｒ ｔｈｅ ＰＡＭ ｓｅｑｕｅｎｃｅꎬ ｌｅｎｇｔｈꎬ ＧＣ ｃｏｎｔｅｎｔꎬ ｐｏ￣
ｔｅｎｔｉａｌ ｎｉｃｋｉｎｇ ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｙ ａｎｄ ｌｏｗ ｏｆｆ￣ｔａｒｇｅｔ ｒａｔｉｏꎬ ｅｔｃ.
(Ｎａｉｔｏ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１５). Ｔｈｅ ｇｏａｌ ｏｆ ｃｏｄｉｎｇ ｇｅｎｅｓꎬ ｎｏｎ￣
ｃｏｄｉｎｇ ｇｅｎｅｓ ａｎｄ ｅｖｅｎ ｇｒｏｕｐｓ ｏｆ ｇｅｎｅ ｋｎｏｃｋ￣ｏｕｔｓ ｈａｖｅ
ａｌｒｅａｄｙ ｂｅｃｏｍｅ ａｃｃｅｓｓｉｂｌｅ ｉｎ ｖｉｔｒｏ ａｎｄ / ｏｒ ｉｎ ｖｉｖｏ ｗｉｔｈ
ｔｈｅ ｈｅｌｐ ｏｆ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ ｓｙｓｔｅｍ (Ｈｓｕ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１４).
４ Ｒｅｇｕｌａｔｏｒｙ Ｈｕｒｄｌｅｓ
４ １ Ｒｅｇｕｌａｔｏｒｙ ｃｏｎｃｅｒｎｓ ｆｏｒ ＲＮＡｉ￣ｂａｓｅｄ ｇｅｎｅｔｉ￣
ｃａｌｌｙ ｍｏｄｉｆｉｅｄ ｃｒｏｐｓ
Ａｓ ｄｅｂａｔｅｓ ｅｎｓｕｅ ｏｖｅｒ ｔｈｅ ｓａｆｅｔｙ ｏｆ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ
ｃｒｏｐｓ ｂｙ ｔｈｅ ｇｅｎｅｒａｌ ｐｕｂｌｉｃ ａｎｄ ｔｈｅ ｓｃｉｅｎｔｉｆｉｃ ｃｏｍｍｕｎｉ￣
ｔｙꎬ ｏｎｅ ｓｈｏｕｌｄ ｔａｋｅ ｒｅｇｕｌａｔｏｒｙ ｃｏｎｃｅｒｎｓ ｉｎｔｏ ｃｏｎｓｉｄｅｒａ￣
ｔｉｏｎ ｗｈｅｎ ｐｅｒｆｏｒｍｉｎｇ ｇｅｎｅｔｉｃａｌｌｙ ｍｏｄｉｆｉｅｄ (ＧＭ) ｒｅｌａｔ￣
ｅｄ ｗｏｒｋ ａｎｄ ｒｅｓｅａｒｃｈ. Ｂｅｆｏｒｅ ｔｈｅ ｃｏｍｍｅｒｃｉａｌ ｒｅｌｅａｓｅ ｏｆ
ＲＮＡｉ ｅｎｇｉｎｅｅｒｅｄ ｃｒｏｐｓꎬ ｂｉｏｓａｆｅｔｙ ｉｓｓｕｅｓ ｓｈｏｕｌｄ ｂｅ ａｎ￣
ａｌｙｚｅｄ ａｎｄ ａ ｓｅｒｉｅｓ ｏｆ ｒｉｓｋ ａｓｓｅｓｓｍｅｎｔ ｓｔｕｄｉｅｓ ｓｈｏｕｌｄ ｂｅ
ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ. Ｔｈｅ ｍｅｄｉａ ａｎｄ ｔｈｅ ａｎｔｉ￣ＧＭＯ ｃｏｍｍｕｎｉｔｙ ｅ￣
ｒｕｐｔｅｄ ｗｈｅｎ Ｌｏｓｅｙ ｅｔ ａｌ. (１９９９) ｐｕｂｌｉｓｈｅｄ ａ ｓｔｕｄｙ
ｔｈａｔ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈｅ ｓｕｓｃｅｐｔｉｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ｍｏｎａｒｃｈ ｂｕｔｔｅｒｆｌｙ ｌａｒ￣
ｖａｅ ｔｏ Ｂｔ￣ｔｏｘｉｎｓ ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ ｉｎ ｐｏｌｌｅｎ ｏｆ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｃｏｒｎ.
Ｂｙ ｐｏｉｎｔｉｎｇ ｏｕｔ ｓｅｖｅｒａｌ ｆｌａｗｓ ｏｆ ｔｈｅ ｒｅｓｅａｒｃｈ ｔｏ ｐｒｅｖｅｎｔ
ｔｈｅ ｍｉｓｕｓｅ ｂｙ ａｎｔｉ￣ＧＭＯ ｇｒｏｕｐｓ ｍｉｓｒｅｐｒｅｓｅｎｔｉｎｇ ｔｈｅ ｒｅ￣
ｓｅａｒｃｈꎬ ｒｅｓｅａｒｃｈ ｃｏｍｍｕｎｉｔｙ ｃｒｉｔｉｃｉｚｅｄ ｔｈｅ ｗｏｒｋ ｐｕｂ￣
ｌｉｓｈｅｄ ｂｙ Ｒｏｓｉ￣Ｍａｒｓｈａｌｌ ｅｔ ａｌ. (２００７)ꎬ ｉｎ ｗｈｉｃｈ ｓｈｅ
ｓｔａｔｅｄ ｔｈａｔ “ｗｉｄｅｓｐｒｅａｄ ｐｌａｎｔｉｎｇ ｏｆ Ｂｔ ｃｒｏｐｓ ｈａｓ ｕｎｅｘ￣
ｐｅｃｔｅｄ ｅｃｏｓｙｓｔｅｍ￣ｓｃａｌｅ ｃｏｎｓｅｑｕｅｎｃｅｓ” (Ｗａｌｔｚꎬ２００９).
Ａｓｓｅｓｓｉｎｇ ｒｉｓｋｓ ｆｏｒ ｔｈｅ ＧＭ ｃｒｏｐｓ ａｎｄ ｐｒｏｄｕｃｔｓ ａｓ￣
ｓｏｃｉａｔｅｄ ｗｉｔｈ ＲＮＡｉ ｉｓ ｃｕｒｒｅｎｔｌｙ ａｔ ａｎ ｅａｒｌｙ ｓｔａｇｅ ａｎｄ
ｄｅｂａｔｅｓ ａｒｅ ｏｎｇｏｉｎｇ ｃｏｎｃｅｒｎｉｎｇ ｔｈｅ ｎｅｃｅｓｓａｒｙ ｉｍｐｒｏｖｅ￣
ｍｅｎｔｓ ｏｆ ｔｈｅ ｒｉｓｋ ａｓｓｅｓｓｍｅｎｔ ｆｒａｍｅｗｏｒｋ. Ｃｕｒｒｅｎｔ ｅｃｏ￣
ｌｏｇｉｃａｌ ｒｉｓｋ ａｓｓｅｓｓｍｅｎｔ (ＥＲＡ) ｇｕｉｄｅｌｉｎｅｓ ａｒｅ ｄｅｓｉｇｎｅｄ
１８６５ 期 Ｘｕ Ｌｉｎｇｈｕａꎬ ｅｔ ａｌ. : Ｔｈｅ ｃｏｍｉｎｇ ｏｆ ＲＮＡ￣ｂａｓｅｄ ｐｅｓｔ ｃｏｎｔｒｏｌｓ
ｆｏｒ ｔｈｅ ｆｉｒｓｔ ｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ＧＭ ｃｒｏｐｓ ( ｅ. ｇ. ꎬ Ｂｔ ｃｒｏｐｓ).
Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｔｈｅ ｐｒｅｄｉｃｔｉｖｅ ｐｒｏｐｅｒｔｉｅｓ ｏｆ ＥＲＡ ｆｏｒ ＲＮＡｉ￣
ｍｅｄｉａｔｅｄ ｃｒｏｐｓ ａｎｄ ｔｈｅ ｕｎｉｑｕｅ ｎａｔｕｒｅ ｏｆ ｎｏｎ￣ｃｏｄｉｎｇ
ＲＮＡ (ｎｃＲＮＡ) ｂａｓｅｄ ｇｅｎｅｔｉｃａｌｌｙ ｍｏｄｉｆｉｅｄ ｐｌａｎｔｓ ｒｅ￣
ｑｕｉｒｅ ｓｐｅｃｉａｌ ｃｏｎｓｉｄｅｒａｔｉｏｎｓ ( Ａｕｅｒ ａｎｄ Ｆｒｅｄｅｒｉｃｋꎬ
２００９ꎻＬｕｎｄｇｒｅｎ ＆ Ｄｕａｎꎬ２０１３ꎻＲａｍｅｓｈꎬ２０１３). ＲＮＡｉ
ｍｏｄｉｆｉｃａｔｉｏｎｓ ｉｎｖｏｌｖｅ ｅｓｓｅｎｔｉａｌｌｙ ｒｅｐｒｏｇｒａｍｍｉｎｇ ｔｈｅ ｗａｙ
ｐｌａｎｔｓ ｅｘｐｒｅｓｓ ｔｈｅｉｒ ｇｅｎｅｓꎬ ａｎ ｕｎｃｈａｒｔｅｄ ｔｅｒｒｉｔｏｒｙ ａｓ ｆａｒ
ａｓ ｔｈｅｉｒ ｃｏｎｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｔｏ ｔｈｅ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔ. Ａｕｅｒ ＆
Ｆｒｅｄｅｒｉｃｋ (２００９ ) ｄｉｓｃｕｓｓｅｄ ｔｈｅ ｐｒｅｄｉｃｔｉｖｅ ＥＲＡ ｆｏｒ
ＲＮＡｉ￣ｂａｓｅｄ ｃｒｏｐｓ ｕｓｉｎｇ ａ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｃｒｏｐ ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ
Ｂｔ ｅｎｄｏｔｏｘｉｎ ａｎｄ ａ ｈｏｓｔ￣ｄｅｌｉｖｅｒｅｄ ( ＨＤ)￣ＲＮＡｉ ｃｒｏｐ
ｐｒｏｄｕｃｉｎｇ ａ ｓｍａｌｌ ＲＮＡ ｗｉｔｈ ｔｏｘｉｃｉｔｙ ｔｏ ｉｎｓｅｃｔ ｐｅｓｔｓ ａｓ
ｉｎｆｅｒｅｎｃｅｓ.
Ｓｅｖｅｒａｌ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｒｉｓｋｓ ｏｆ ＲＮＡｉ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｃｒｏｐｓ
ｓｈｏｕｌｄ ｂｅ ｃｏｎｓｉｄｅｒｅｄ ｄｕｅ ｔｏ ｔｈｅ ｕｎｉｑｕｅ ｎａｔｕｒｅ ｏｆ
ｎｃＲＮＡ￣ｍｅｄｉａｔｅｄ ｇｅｎｅ ｍａｎｉｐｕｌａｔｉｏｎꎬ ｉｎ ａｄｄｉｔｉｏｎ ｔｏ
ｐｒｅｖａｌｅｎｔ ｒｉｓｋｓ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｆｉｒｓｔ ｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ Ｂｔ
ＧＭ ｃｒｏｐｓ. Ｔｈｅｓｅ ｒｉｓｋｓ ｉｎｃｌｕｄｅ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｉｎｖａｓｉｖｅｎｅｓｓꎬ
ｉｎｔｒａ￣ ａｎｄ ｉｎｔｅｒ￣ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｈｙｂｒｉｄｉｚａｔｉｏｎ ｒｅｓｕｌｔｉｎｇ ｉｎ ｇｅｎｅ
ｔｒａｎｓｆｅｒꎬ ａｎｄ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ａｄｖｅｒｓｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｎ ｈｕｍａｎ ｈｅａｌｔｈ
ａｎｄ ｏｔｈｅｒ ｎｏｎ￣ｔａｒｇｅｔ ｏｒｇａｎｉｓｍｓ ( Ｈｅｉｎｅｍａｎｎ ｅｔ ａｌ. ꎬ
２０１３ꎻ Ｌｕｎｄｇｒｅｎ ＆ Ｄｕａｎꎬ ２０１３ꎻ Ｃａｓａｃｕｂｅｒｔａ ｅｔ ａｌ. ꎬ
２０１５). Ａｓ ＲＮＡｉ ｅｆｆｅｃｔ ｄｅｐｅｎｄｓ ｏｎ ｔｈｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｉｄｅｎ￣
ｔｉｔｙꎬ ｂｉｏｉｎｆｏｒｍａｔｉｃｓ ａｎａｌｙｓｉｓ ｉｓ ｃｒｕｃｉａｌ ｆｏｒ ｐｒｅｄｉｃｔｉｎｇ ｔｈｅ
ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｅｆｆｅｃｔｓ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ＲＮＡｉ￣ｇｅｎｅｒａｔｅｄ
ＧＭ ｃｒｏｐｓ (Ｒａｍｅｓｈꎬ２０１３).
Ｉｎ ｓｕｍｍａｒｙꎬ ＲＮＡｉ￣ｂａｓｅｄ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｔｅｃｈｎｏｌｏ￣
ｇｉｅｓ ｈａｖｅ ｓｈｏｗｎ ｅｎｏｒｍｏｕｓ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｆｏｒ ｉｎｓｅｃｔ ｐｅｓｔ ｃｏｎ￣
ｔｒｏｌｓ. Ｗｈｅｎ ｅｍｐｌｏｙｉｎｇ ＲＮＡｉ￣ｂａｓｅｄ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ ｆｏｒ ｔｈｅ
ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｏｆ ｔｈｅ ｎｅｘｔ ｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｃｒｏｐｓꎬ
ｎｏｔ ｏｎｌｙ ｔｅｃｈｎｉｃａｌ ｃｈａｌｌｅｎｇｅｓ ｎｅｅｄ ｔｏ ｂｅ ａｄｄｒｅｓｓｅｄꎬ ｂｕｔ
ｍｏｒｅ ｃｏｎｓｉｄｅｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ａｔｔｅｎｔｉｏｎ ｓｈｏｕｌｄ ｂｅ ｇｉｖｅｎ ｔｏ ｔｈｅ
ｂｉｏｓａｆｅｔｙ ｃｏｎｃｅｒｎｓꎬ ｓｐｅｃｉｆｉｃａｌｌｙꎬ ｈｏｗ ｄｏ ｗｅꎬ ａｓ ａ ｓｃｉ￣
ｅｎｔｉｆｉｃ ｃｏｍｍｕｎｉｔｙꎬ ａｓｓｅｓｓ ｔｈｅ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｒｉｓｋｓ ｉｎｖｏｌｖｅｄ
ｗｉｔｈ ｔｈｅｓｅ ｎｅｗ ＧＭ ｐｌａｎｔｓ ａｎｄ ｈｏｗ ａｒｅ ｗｅ ｔｏ ｒｅａｓｓｕｒｅ
ｔｈｅ ｇｅｎｅｒａｌ ｐｕｂｌｉｃ ｔｈａｔ ｔｈｅｓｅ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｐｌａｎｔｓ ａｒｅ ｓａｆｅ
ｆｏｒ ｃｏｎｓｕｍｐｔｉｏｎ. Ｔａｉｌｏｒｉｎｇ ａｎ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ ｒｉｓｋ ａｓ￣
ｓｅｓｓｍｅｎｔ ｆｒａｍｅｗｏｒｋ ｓｐｅｃｉｆｉｃａｌｌｙ ｄｅｓｉｇｎｅｄ ｆｏｒ ｔｈｅ ｅｍｅｒ￣
ｇｉｎｇ ＲＮＡｉ￣ｍｅｄｉａｔｅｄ ｐｅｓｔｉｃｉｄｅｓ ｉｓ ｅｓｓｅｎｔｉａｌ.
４ ２ Ｒｅｇｕｌａｔｏｒｙ ｃｏｎｃｅｒｎｓ ｆｏｒ ＲＮＡ ｇｕｉｄｅ ｇｅｎｏｍｅ
ｅｄｉｔｉｎｇ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｅｓ
Ｏｖｅｒ ｔｈｒｅｅ ｇｅｎｅｒａｔｉｏｎｓ ｏｆ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｔｅｃｈｎｏｌｏ￣
ｇｉｅｓꎬ ｃｏｓｔꎬ ｔｉｍｅꎬ ａｎｄ ｌａｂｏｒ ｌｉｍｉｔ ｆｕｒｔｈｅｒ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｏｆ
ＺＦＮｓ ａｎｄ ＴＡＬＥＮｓ. ＺＦＮｓ ａｒｅ ｔｈｅ ｅａｒｌｉｅｓｔ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉ￣
ｔｉｎｇ ｐｌａｔｆｏｒｍ ｔｏ ｂｅ ｃｏｍｍｅｒｃｉａｌｉｚｅｄꎬ ｂｕｔ ｗｅｒｅ ｑｕｉｃｋｌｙ
ｒｅｐｌａｃｅｄ ｂｙ ＴＡＬＥＮｓ. Ｌａｔｅｒꎬ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｄｉｓｃｏｖｅｒｙ ａｎｄ
ｕｎｄｅｒｓｔａｎｄｉｎｇ ｏｆ ｔｈｅ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ ｓｙｓｔｅｍꎬ ｇｅｎｏｍｅ
ｅｄｉｔｉｎｇ ｂｅｃａｍｅ ａ ｒａｐｉｄ ｐｌａｔｆｏｒｍ ｆｏｒ ｍａｎｙ ｎｏｎ￣ｍｏｄｅｌ
ｏｒｇａｎｉｓｍｓ. Ａｓ ｔａｒｇｅｔ ｒｅｃｏｇｎｉｔｉｏｎ ｆｏｒ ｃｕｒｒｅｎｔ ｇｅｎｏｍｅ
ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｅｓ ａｒｅ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｔｈｅ ｍａｔｃｈｉｎｇ ｏｆ ｐｒｏｔｅｉｎ￣ＤＮＡ
ｏｒ ＤＮＡ￣ＲＮＡꎬ ｔｈｅ ｆｉｒｓｔ ｃｏｎｓｉｄｅｒａｔｉｏｎ ｗｉｌｌ ｂｅ ｔｈｅ ｏｆｆ￣
ｔａｒｇｅｔ ｅｆｆｅｃｔ. Ｃｏｍｐａｒｅｄ ｗｉｔｈ ＺＦＮｓ ａｎｄ ＴＡＬＥＮｓꎬ
ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ ｓｈｏｗｓ ｔｈｅ ｍｏｓｔ ｏｆｆ￣ｔａｒｇｅｔ ｅｆｆｅｃｔ ｂｅｃａｕｓｅ
ｏｆ ｔｈｅ ｓｈｏｒｔ ２０ ｂｐ ｍａｔｃｈ ａｎｄ ｉｔｓ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｏｆ ｍｉｓｍａｔ￣
ｃｈｅｓ. Ｒａｎ ｅｔ ａｌ. (２０１３) ｒｅｐｏｒｔｅｄ ｔｈａｔ ｉｎｄｕｃｉｎｇ ｄｏｕｂｌｅ
ｎｉｃｋｓ ｕｓｉｎｇ ａ ｐａｉｒ ｏｆ ｓｇＲＮＡｓ ａｎｄ Ｃａｓ９ Ｄ１０Ａ ｎｉｃｋａｓｅ
(Ｃａｓ９ｎ) ｃａｎ ｅｎｈａｎｃｅ ｔｈｅ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｓｐｅｃｉｆｉｃｉｔｙ.
Ｇｕｉｌｉｎｇｅｒ ｅｔ ａｌ. (２０１４) ａｎｄ Ｔｓａｉ ｅｔ ａｌ. (２０１４) ｓｕｇ￣
ｇｅｓｔｅｄ ｔｈａｔ ｆｕｓｉｏｎ ｏｆ ｄＣａｓ９ ａｎｄ ＦｏｋＩꎬ ｃｏｍｂｉｎｅｄ ｗｉｔｈ
ｔｗｏ ｓｇＲＮＡｓꎬ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｓｐｅｃｉｆｉｃｉｔｙ ａｎｄ ｄｅｃｒｅａｓｅｓ ｔｈｅ
ｏｆｆ￣ｔａｒｇｅｔ ｒａｔｉｏ.
Ａｎｏｔｈｅｒ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｉｓｓｕｅ ｓｈｏｕｌｄ ｂｅ ｃｏｎｓｉｄｅｒｅｄ ｉｓ
ｔｈｅ ｔａｒｇｅｔ ｌｉｍｉｔａｔｉｏｎ ｏｆ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ ｓｙｓｔｅｍ. Ｔｈｅ
ＰＡＭ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｉｓ ｔｈｅ ｂａｓｉｓ ｏｆ ＣＲＩＳＰＲ ｒｅｃｏｇｎｉｔｉｏｎꎬ
ｗｈｉｃｈ ｍａｋｅｓ ｌｅｓｓ ａｖａｉｌａｂｌｅ ｔａｒｇｅｔｓ ｉｎ ｓｏｍｅ ｇｅｎｅｓ ｗｉｔｈ
ｓｈｏｒｔｅｒ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｏｒ ｓｍａｌｌ ＲＮＡｓ. Ｉｎ ａｄｄｉｔｉｏｎ ｔｏ ｔｈｅ
ｃｏｎｖｅｎｔｉｏｎａｌ ＮＧＧ ｓｅｑｕｅｎｃｅꎬ Ｈｏｕ ｅｔ ａｌ. (２０１３) ｉｄｅｎ￣
ｔｉｆｉｅｄ ｔｈａｔ ａ Ｃａｓ９ ｐｒｏｔｅｉｎ ｆｒｏｍ Ｎｅｉｓｓｅｒｉａ ｍｅｎｉｎｇｉｔｉｄｅｓ
ｒｅｑｕｉｒｅｄ ｔｈｅ ｏｔｈｅｒ ｔｙｐｅ ｏｆ ＰＡＭ ｓｅｑｕｅｎｃｅꎬ ＧＡＴＴ. Ｂｅ￣
ｓｉｄｅｓ ｆｉｎｄｉｎｇ ｍｏｒｅ ＰＡＭ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓꎬ ａｎｏｔｈｅｒ ｗａｙ ｔｏ ｅｘ￣
ｐａｎｄ ｔｈｅ ＣＲＩＳＰＲ ｓｉｔｅｓ ｉｓ ｂｙ ａｌｔｅｒｎａｔｉｖｅ ｐｒｏｍｏｔｅｒｓ. Ｆｏｒ
ｅｘａｍｐｌｅꎬ ｔｈｅ ｃｏｍｍｏｎ Ｕ６ ｐｒｏｍｏｔｅｒ ｎｅｅｄｓ ａ ｇｕａｎｉｎｅ ｔｏ
ｉｎｉｔｉａｔｅ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎꎬ ｗｈｉｃｈ ｉｎ ｔｕｒｎ ｌｉｍｉｔｓ ｔａｒｇｅｔ ｍｉｓ￣
ｍａｔｃｈｅｓ. Ｒａｎｇａｎａｔｈａｎ ｅｔ ａｌ. (２０１４) ｒｅｐｏｒｔｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ
ｍａｍｍａｌ Ｈ１ ｐｒｏｍｏｔｅｒ ｄｒｏｖｅ ｔｈｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｓｇＲＮＡｓ
ｗｉｔｈ ａ Ｇ７ＡＮ１９ＮＧＧ ｓｅｑｕｅｎｃｅ.
Ａｓ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｅｓ ｂｅｃｏｍｅ ｂｒｏａｄｌｙ
ａｐｐｌｉｅｄ ｉｎ ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒｅꎬ ｔｈｅ ｐｏｔｅｎｔｉａｌｌｙ ｕｎｗａｎｔｅｄ / ｕｎｅｘ￣
ｐｅｃｔｅｄ ｅｃｏｌｏｇｉｃａｌ ｅｆｆｅｃｔｓ ｎｅｅｄ ｔｏ ｂｅ ａｓｓｅｓｓｅｄ ｆｏｒ ｅａｃｈ
ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ. Ｎｏｔ ｏｎｌｙ ａｒｅ ｔｈｅ ｃｏｎｃｅｒｎｓ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｗｉｔｈ
ｔｈｅｓｅ ｇｅｎｅ￣ｄｒｉｖｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｆｉｅｌｄꎬ ｐｏｓｓｉｂｌｙ ｌｅａｄｉｎｇ ｔｏ ｔｈｅ
ｍｕｔａｎｔ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎｓꎬ ｂｕｔ ａｌｓｏ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｈｏｗ ｔｈｅｓｅ ｅｘ￣
ｐｅｒｉｍｅｎｔｓ ａｒｅ ｒｅｇｕｌａｔｅｄ ｗａｒｒａｎｔ ｆｕｒｔｈｅｒ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｉｏｎ.
Ｍｏｒｅ ｓｔｒｉｃｔ ｃｏｎｆｉｎｅｍｅｎｔ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ ａｒｅ ｎｅｅｄｅｄ ａｔ ｔｈｅ
ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｌｅｖｅｌ (ｓｅｐａｒａｔｅ ｕｎｉｔｓ ｏｆ ｇｅｎｅ ｄｒｉｖｅｒｓ ｏｎ ｄｉｆ￣
ｆｅｒｅｎｔ ｌｏｃｉ)ꎬ ｔｈｒｏｕｇｈ ｅｃｏｌｏｇｉｃａｌ ａｎｄ ｒｅｐｒｏｄｕｃｔｉｖｅ ｓｃｅ￣
ｎａｒｉｏｓꎬ ｗｈｉｌｅ ｉｍｐｌｅｍｅｎｔｉｎｇ ｖａｒｉｏｕｓ ｂａｒｒｉｅｒｓ ｔｏ ｐｒｅｖｅｎｔ
２８６ 植 物 保 护 学 报 ４２ 卷
ｕｎｉｎｔｅｎｔｉｏｎａｌ ｒｅｌｅａｓｅｓ ｉｎｔｏ ｔｈｅ ｗｉｌｄ ( Ａｋｂａｒｉ ｅｔ ａｌ. ꎬ
２０１５). Ｒｅｇｕｌａｔｏｒｙ ｃｏｎｃｅｒｎｓꎬ ｅｓｐｅｃｉａｌｌｙ ｗｉｔｈ ｅｍｅｒｇｉｎｇ
ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｅｓꎬ ｎｅｅｄ ｔｏ ｂｅ ａｓｓｅｓｓｅｄ ｐｒｉｏｒ ｔｏ ｔｈｅｉｒ ａｐ￣
ｐｌｉｃａｔｉｏｎ ｉｎ ｔｈｅ ｆｉｅｌｄ. Ｔｈｅｓｅ ｉｍｐｅｄｉｍｅｎｔｓ ａｌｏｎｇ ｗｉｔｈ
ｃｏｎｔｉｎｕｏｕｓꎬ ｌｏｎｇ￣ｔｅｒｍ ｔｅｓｔｉｎｇ ｔｏ ｅｎｓｕｒｅ ｄｒｉｖｅ￣ｆｕｎｃｔｉｏｎｓ
ａｒｅ ｃｏｎｆｉｎｅｄꎬ ｔｈｅ ａｌｔｅｒｅｄ ｏｒｇａｎｉｓｍｓ ｄｏ ｎｏｔ ｉｎｖａｄｅ ａｎｄ
ｏｃｃｕｐｙ ｎｅｗ ｎｉｃｈｅｓꎬ ａｎｄ ｅｎｓｕｒｅ ｔｈｅ ｇｅｎｅ￣ｄｒｉｖｅｓ ａｒｅ ａｓ￣
ｓｅｓｓｅｄ ｉｎ ａ ｃａｓｅ￣ｂｙ￣ｃａｓｅ ｂａｓｉｓ ａｒｅ ｖｉｔａｌ ｉｎ ａｓｓｅｓｓｉｎｇ ｒｉｓｋ
ｏｆ ｔｈｉｓ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ ｉｎ ｂｏｔｈ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｃｒｏｐｓ ａｎｄ ＧＭ￣ｉｎ￣
ｓｅｃｔｓ (Ｅｓｖｅｌｔ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１４ꎻＯｙｅ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１４ꎻＡｋｂａｒｉ ｅｔ
ａｌ. ꎬ２０１５).
５ Ｓｕｍｍａｒｙ ａｎｄ Ｐｅｒｓｐｅｃｔｉｖｅｓ
５ １ ＲＮＡｉ￣ｂａｓｅｄ ｇｅｎｅｔｉｃ ｍａｎｉｐｕｌａｔｉｏｎｓ
Ａｓ ｔｈｅ ｇｌｏｂａｌ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎｓ ｇｒｏｗｓ ｅｘｐｏｎｅｎｔｉａｌｌｙꎬ ｅｓ￣
ｐｅｃｉａｌｌｙ ｉｎ ｄｅｖｅｌｏｐｉｎｇ ｃｏｕｎｔｒｉｅｓ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｇｒｅａｔｅｓｔ ｐｏｐｕ￣
ｌａｔｉｏｎ ａｎｄ ｍａｌｎｕｔｒｉｔｉｏｎ ｐｒｏｂｌｅｍｓꎬ ｔｈｅ ｎｅｅｄ ｆｏｒ ＧＭ
ｃｒｏｐｓ ｉｓ ｕｒｇｅｎｔ ｆｏｒ ｓｅｖｅｒａｌ ｒｅａｓｏｎｓꎬ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇꎬ ｂｕｔ ｎｏｔ
ｌｉｍｉｔｅｄ ｔｏ: ｉ) ｉｎｃｒｅａｓｅ ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒｅ ｐｒｏｄｕｃｔｉｖｉｔｙꎻ ｉｉ) ｉｍ￣
ｐｒｏｖｅ ｔｈｅ ｎｕｔｒｉｔｉｏｎａｌ ｖａｌｕｅ ｏｆ ｃｒｏｐｓꎻ ｉｉｉ) ｐｒｏｖｉｄｅ ｍｏｒｅ
ｂｅｎｅｆｉｔｓ ｔｏ ｆａｍｅｒｓꎻ ｉｖ) ｓａｖｅ ａｎｄ ｌｉｍｉｔ ｔｈｅ ｕｓｅ ｏｆ ａｖａｉｌａ￣
ｂｌｅ ａｒａｂｌｅ ｌａｎｄ. Ｔｈｅ ｕｌｔｉｍａｔｅ ｇｏａｌ ｆｏｒ ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ ｐｒａｃ￣
ｔｉｃｅｓ ｉｓ ｔｏ ａｃｈｉｅｖｅ ｈｉｇｈ ｃｒｏｐ ｙｉｅｌｄｓꎬ ｌｉｍｉｔ ｔｈｅ ｕｓｅ ｏｆ ｒｅ￣
ｓｏｕｒｃｅｓ ｗｈｉｌｅ ｒｅｄｕｃｉｎｇ ｐｏｓｓｉｂｌｅ ａｄｖｅｒｓｅ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｎ ｔｈｅ
ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔ. ＲＮＡｉ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ ｃｏｕｌｄ ｓｅｒｖｅ ａｓ ａｎ ａｌｔｅｒ￣
ｎａｔｉｖｅ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｔｏ ｔａｃｋｌｅ ｍａｎｙ ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ ｐｒｏｂｌｅｍｓ.
ＲＮＡｉ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｓｈｏｗｎ ｔｏ ｂｅ ａ ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ ｍｅｃｈａｎｉｓｍ
ｔｈａｔ ｃａｎ ｂｅ ｕｓｅｄ ｔｏ ｃｏｎｔｒｏｌ ｐｅｓｔ ｉｎｓｅｃｔｓ ｗｉｔｈ ａ ｈｉｇｈ ｄｅ￣
ｇｒｅｅ ｏｆ ｓｐｅｃｉｆｉｃｉｔｙ. Ｏｎｅ ｏｆ ｔｈｅ ａｄｖａｎｔａｇｅｓ ｏｆ ＲＮＡｉ ｏｖｅｒ
ｏｔｈｅｒ ｇｅｎｅｔｉｃ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｅｓ ｉｓ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｓｕｐｐｒｅｓｓｅｄ ｐｈｅｎｏ￣
ｔｙｐｅ ｐｒｏｄｕｃｅｄ ｂｙ ＲＮＡｉ ｔｒａｎｓｇｅｎｅｓ ｃａｎ ｂｅ ｓｔａｂｌｙ ｉｎｈｅｒ￣
ｉｔｅｄ ａｓ ｆａｒ ａｓ ｔｈｅ ５ｔｈ ｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ (Ｓｉｎｇｈ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１１).
Ｉｎ ａｄｄｉｔｉｏｎꎬ ｍａｎｉｐｕｌａｔｉｎｇ ｔｈｅ ｄｅｇｒｅｅ ｏｆ ｔａｒｇｅｔ ｇｅｎｅ
ｓｕｐｐｒｅｓｓｉｏｎ ｂｙ ｔｉｔｔｅｒｉｎｇ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌ ｏｆ ｄｓＲＮＡ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ
ｃａｎ ｂｅ ｃｏｎｔｒｏｌｌｅｄ ｂｙ ｔｉｓｓｕｅ￣ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｐｒｏｍｏｔｅｒｓ ｔｏ ｃｏｎ￣
ｆｉｎｅ ＲＮＡｉ ｉｎ ｈｉｇｈｌｙ ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｒｅｇｉｏｎｓ ｏｆ ｔｈｅ ｐｌａｎｔｓ
(Ｓｉｎｇｈ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１１).
Ｅｘｃｅｓｓｉｖｅ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ｐｅｓｔｉｃｉｄｅｓ ｉｎｃｒｅａｓｅｓ ｔｈｅ
ｌｉｋｅｌｉｈｏｏｄ ｔｈａｔ ｐｅｓｔｓ ｒａｐｉｄｌｙ ｄｅｖｅｌｏｐ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅꎬ ａｌｌｏ￣
ｗｉｎｇ ｆｏｒ ｒｅｓｉｓｔａｎｔ ｉｎｓｅｃｔｓ ｔｏ ｒｅｐｒｏｄｕｃｅ ａｎｄ ｌｅａｄｉｎｇ ｔｏ
ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｐｒｏｄｕｃｔ ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｙ ａｎｄ ｓｕｓｔａｉｎａｂｉｌｉｔｙ (Ｃｈｒｉｓ￣
ｔｏｕ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００６). Ｓｉｎｃｅ ｔｈｅ ｆｉｒｓｔ ｃｏｍｍｅｒｃｉａｌ ｒｅｌｅａｓｅ ｏｆ
Ｂｔ ｃｒｏｐｓꎬ ｓｏｍｅ ｉｎｓｅｃｔ ｐｅｓｔｓ ｈａｖｅ ｅｖｏｌｖｅｄ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ａ￣
ｇａｉｎｓｔ ａｎ ａｒｒａｙ ｏｆ Ｂｔ Ｃｒｙ￣ｐｒｏｔｅｉｎｓ ( Ｂａｔｅｓ ｅｔ ａｌ. ꎬ
２００５). Ｔｈｅ ｓｕｃｃｅｓｓ ｏｆ ｄｉｅｔａｒｙ ａｎｄ ｉｎ ｐｌａｎｔａ ＲＮＡｉ
ｈａｖｅ ｌｅｄ ｔｏ ｔｈｅ ｓｐｅｃｕｌａｔｉｏｎ ｔｈａｔ ｃｒｏｐ ｐｒｏｔｅｃｔｉｏｎ ｂｙ ｅｎｇｉ￣
ｎｅｅｒｉｎｇ ｐｌａｎｔｓ ｔｏ ｅｘｐｒｅｓｓ ｄｓＲＮＡｓ ｔｈａｔ ｔａｒｇｅｔｉｎｇ ｉｎｓｅｃｔ
ｇｅｎｅｓ ａｒｅ ｈｉｇｈｌｙ ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ( Ｇｏｒｄｏｎ ＆ Ｗａｔｅｒｈｏｕｓｅꎬ
２００７). Ｏｎｅ ｗｏｕｌｄ ｅｘｐｅｃｔ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｙ ｏｆ ＲＮＡｉ
ＧＭ ｃｒｏｐｓ ｓｈｏｕｌｄ ｏｂｔａｉｎ ｓｉｍｉｌａｒ ｏｒ ｂｅｔｔｅｒ ｒｅｓｕｌｔｓ ｔｈａｎ Ｂｔ
ｃｒｏｐｓꎬ ｂｕｔ ｔｈｅｒｅ ｉｓ ａｌｗａｙｓ ａ ｐｏｓｓｉｂｉｌｉｔｙ ｆｏｒ ｔｈｅ ｄｅｖｅｌｏｐ￣
ｍｅｎｔ ｏｆ ｉｎｓｅｃｔ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｔｏ ＲＮＡｉ. Ｅｖｅｎ ｔｈｏｕｇｈ Ｂａｃｈ￣
ｍａｎ ｅｔ ａｌ. (２０１３) ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅｄ ｔｈａｔ ｉｎｓｅｃｔ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ
ｔｏ ＤｖＳｎｆ７ ｉｓ ｈｉｇｈｌｙ ｕｎｌｉｋｅｌｙ ｂｅｃａｕｓｅ ｅｖｅｎ ｗｉｔｈ ｔｈｅ
ｐｒｅｓｅｎｃｅ ｏｆ ｍｏｒｅ ｔｈａｎ ｔｈｒｅｅ ２１ ｎｔ ｍａｔｃｈｅｓꎬ ｔｈｅ ｏｒ￣
ｔｈｏｌｏｇ ｄｓＲＮＡ ｗｏｕｌｄ ｂｅ ａｃｔｉｖｅ ａｎｄ ｔｈｅｏｒｅｔｉｃａｌｌｙ ｃｏｕｌｄ
ｈａｖｅ ａｓ ｍａｎｙ ａｓ ２２１ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ２１ ｎｔ ｍａｔｃｈｅｓ. Ｓｉｎｇｌｅ
ｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅ ｐｏｌｙｍｏｒｐｈｉｓｍｓ ( ＳＮＰｓ) ｉｎ ｔｈｅ ｔａｒｇｅｔ ｓｅ￣
ｑｕｅｎｃｅ ｏｆ ２４０ ｎｔ ｗｏｕｌｄ ｎｏｔ ｌｉｋｅｌｙ ｃｈａｎｇｅ ｔｈｅ ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ
ｉｍｐａｃｔｓ ｏｆ ｄｓＲＮＡ ｏｎ ｔｈｅ ｔａｒｇｅｔ ( Ｂａｃｈｍａｎ ｅｔ ａｌ. ꎬ
２０１３).
Ｔｏ ｄｅｖｅｌｏｐ ｐｌａｎｔ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｔｏ ｐｌａｎｔ ｄｉｓｅａｓｅｓ
ｃａｕｓｅｄ ｂｙ ｖｉｒｕｓｅｓꎬ ｐａｔｈｏｇｅｎ￣ｄｅｒｉｖｅｄ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ (ＰＤＲ)
ｗａｓ ａｃｈｉｅｖｅｄ ｂｙ ｔｒａｎｓｆｏｒｍｉｎｇ ｐｌａｎｔｓ ｗｉｔｈ ｇｅｎｅ ｓｅ￣
ｑｕｅｎｃｅｓ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｐａｔｈｏｇｅｎ ａｎｄ ｗａｓ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｄ ｔｏ ｂｅ
ｍｅｄｉａｔｅｄ ｂｙ ＰＴＧＳ ｏｆ ＲＮＡｓ (Ｍａｎｓｏｏｒ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００６).
Ｉｎｔｒｉｇｕｉｎｇｌｙꎬ ｏｎｃｅ ｔｒｉｇｇｅｒｅｄꎬ ｔｈｅ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｅｌｉｃｉ￣
ｔｏｒｓ ｃａｎ ｓｐｒｅａｄ ｔｈｒｏｕｇｈｏｕｔ ｔｈｅ ｐｌａｎｔꎬ ｐｒｏｖｉｄｉｎｇ ｓｙｓｔｅｍ￣
ｉｃ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｔｏ ｐａｔｈｏｇｅｎｓ (Ｍａｎｓｏｏｒ ｅｔ ａｌ. ꎬ２００６). Ｆｏｒ
ｔｈｅ ｐｕｒｐｏｓｅ ｏｆ ｉｎｓｅｃｔ ｐｅｓｔ ｃｏｎｔｒｏｌꎬ ｔｈｅ ｓｙｓｔｅｍｉｃ ｓｐｒｅａｄ
ｏｆ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｗｉｔｈｉｎ ｔｈｅ ｐｌａｎｔ ｃａｎ ｂｅ ａｃｈｉｅｖｅｄ ｔｈｅｏ￣
ｒｅｔｉｃａｌｌｙ. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｐｌａｎｔ ｖｉｒｕｓｅｓ ｈａｖｅ ｅｖｏｌｖｅｄ ｃｏｕｎｔｅｒ￣
ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ ｂｙ ｐｒｏｄｕｃｉｎｇ ｓｏ￣ｃａｌｌｅｄ “ ｓｕｐｐｒｅｓ￣
ｓｏｒｓ” ｏｆ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ( Ｍａｎｓｏｏｒ ｅｔ ａｌ. ꎬ ２００６ꎻ
Ｒａｍｅｓｈꎬ２０１３). Ｓｕｐｐｒｅｓｓｏｒ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ａｒｅ ｆｏｕｎｄ ｉｎ ｐｌａｎｔ
ｖｉｒｕｓｅｓ ａｌｌｏｗｉｎｇ ｔｈｅ ｖｉｒｕｓ ｔｏ ｃｉｒｃｕｍｖｅｎｔ ｐｌａｎｔ ａｎｔｉ￣ｖｉｒａｌ
ｄｅｆｅｎｓｅ ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓ. Ｈｅｒｅꎬ ＶＩＧＳ ｃａｎ ｄｉｓｒｕｐｔ ＲＮＡｉ
ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｐｒｏｃｅｓｓ ａｔ ｖａｒｉｏｕｓ ｓｔａｇｅｓ (Ｒａｍｅｓｈꎬ２０１３).
Ａｓ ｓｉＲＮＡ￣ｍｅｄｉａｔｅｄ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｉｓ ａｎ ａｎｃｉｅｎｔ ａｎｄ
ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ ｄｅｆｅｎｓｅ ｍｅｃｈａｎｉｓｍꎬ ａ ｓｉｍｉｌａｒ ａｎｄ ｅｖｅｎ ｍｏｒｅ
ｃｏｍｐｌｅｘ ｓｉｔｕａｔｉｏｎ ｅｘｉｓｔｓ ｂｅｔｗｅｅｎ ｐｌａｎｔ￣ｉｎｓｅｃｔ ｉｎｔｅｒａｃ￣
ｔｉｏｎｓ. Ａｓ ｔｈｅｓｅ ＲＮＡｉ ｂａｓｅｄ ｐｅｓｔ ｃｏｎｔｒｏｌｓ ａｒｅ ｂｅｉｎｇ
ｇｅｎｅｒａｔｅｄꎬ ｍａｎａｇｅｍｅｎｔ ｏｆ ＲＮＡｉ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｓｈｏｕｌｄ ｂｅ
ｅｍｐｌｏｙｅｄ ｔｏ ｅｎｓｕｒｅ ｔｈｅ ｌｏｎｇ￣ｔｅｒｍ ｓｕｓｔａｉｎａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ
ＲＮＡｉ ＧＭ ｃｒｏｐｓ.
５ ２ Ｆｕｔｕｒｅ ｄｉｒｅｃｔｉｏｎｓ ｆｏｒ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ
Ｗｉｔｈ ｍｏｒｅ ｔｈａｎ ｔｗｏ ｄｅｃａｄｅｓ ｏｆ ｒａｐｉｄ ｄｅｖｅｌｏｐ￣
ｍｅｎｔｓꎬ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｅｓ ｐｒｅｓｅｎｔ ｐｏｗｅｒｆｕｌ
３８６５ 期 Ｘｕ Ｌｉｎｇｈｕａꎬ ｅｔ ａｌ. : Ｔｈｅ ｃｏｍｉｎｇ ｏｆ ＲＮＡ￣ｂａｓｅｄ ｐｅｓｔ ｃｏｎｔｒｏｌｓ
ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ ｔｈａｔ ｃａｎ ｂｅ ｕｓｅｄ ｉｎ ｖａｒｉｏｕｓ ｓｐｅｃｉｅｓ ｒａｎｇｉｎｇ
ｆｒｏｍ ｂａｃｔｅｒｉａ ｔｏ ｍａｍｍａｌｓ. Ｐａｒｔｉｃｕｌａｒｌｙꎬ ｔｈｅ ｒｅａｄｉｌｙ ａｃ￣
ｃｅｓｓｉｂｌｅ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ ｓｙｓｔｅｍ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｗｉｄｅｌｙ ｕｓｅｄ ｉｎ
ｍａｎｙ ａｒｅａｓꎬ ｓｕｃｈ ａｓ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｇｅｎｏｍｉｃｓ ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ
ｇｅｎｅ ｔｈｅｒａｐｙꎬ ｖｉｒｕｓ ｃｏｎｔｒｏｌꎬ ａｎｄ ｉｎｓｅｃｔ ｐｅｓｔ ｍａｎａｇｅ￣
ｍｅｎｔ. Ｄｅｔａｉｌｅｄ ｕｎｄｅｒｓｔａｎｄｉｎｇ ｏｆ ｔｈｅ ｍｅｃｈａｎｉｓｍ ａｎｄ
ｒｅｄｕｃｉｎｇ ｔｈｅ ｏｆｆ￣ｔａｒｇｅｔ ｒａｔｉｏ ｉｓ ｔｈｅ ｆｉｒｓｔ ｏｂｓｔａｃｌｅ ｉｎ ｔｈｅ
ｆｕｔｕｒｅ ｒｅｓｅａｒｃｈ. Ｉｎｃｒｅａｓｉｎｇ ｐｒｅｃｉｓｅ ｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅｓｅ
ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｅｓ ｉｓ ｎｏｔｅｗｏｒｔｈｙ ｄｕｒｉｎｇ ｃｌｉｎｉｃａｌ ｔｒａｎｓｌａｔｉｏｎ.
Ｄｏｗ ｅｔ ａｌ. (２０１５) ｒｅｐｏｒｔｅｄ ａ ｄｏｘｙｃｙｃｌｉｎｅ ｒｅｇｕｌａｔｅｄ
Ｃａｓ９ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｓｙｓｔｅｍ ( ｉｎｄｕｃｉｂｌｅ ＣＲＩＳＰＲꎬ ｉＣ￣
ＲＩＳＰＲ) ａｎｄ Ｐｏｌｓｔｅｉｎ ＆ Ｇｅｒｓｂａｃｈ (２０１５) ｅｎｇｉｎｅｅｒｅｄ
ａ ｌｉｇｈｔ￣ａｃｔｉｖａｔｅｄ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ ｅｆｆｅｃｔｏｒ ( ＬＡＣＥ) ｓｙｓ￣
ｔｅｍ ｔｏ ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅ ｔｈｅ ｉｍｐｏｒｔａｎｃｅ ｏｆ ｒｅｇｕｌａｔｅｄ ｇｅｎｏｍｅ
ｅｄｉｔｉｎｇ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｅｓ.
Ｔａｂｌｅ １ Ｒｅｇｕｌａｔｏｒｙ ｃｏｎｓｉｄｅｒａｔｉｏｎｓ ａｓｓｏｃｉａｔｅ ｗｉｔｈ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ａｎｄ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｅｓ
Ｒｉｓｋ ａｓｓｅｓｓｍｅｎｔ Ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｃｎｉｎｇ１ Ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ２ Ｃｏｎｔｒｏｌ
Ｇｅｎｅｔｉｃ /
ｂｉｏｉｎｆｏｒｍａｔｉｃｓ
Ｄｅｆｉｎｅ ｔａｒｇｅｔ ｓｉｔｅ ｓｐｅｃｉｆｉｃｉｔｙ ａｎｄ ｈｏｗ
ｍａｎｙ ｂａｓｅ ｐａｉｒｉｎｇ ｍａｔｃｈｅｓ ｅｘｉｓｔ ｂｅ￣
ｔｗｅｅｎ ｔａｒｇｅｔ ａｎｄ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｎｏｎ￣ｔａｒｇｅｔ
ｓｐｅｃｉｅｓ. Ｎｕｍｅｒａｔｅ ｐｏｓｓｉｂｌｅ ｃｒｏｓｓ ｉｎ￣
ｔｅｒａｃｔｉｏｎｓ.
Ｓｐｅｃｉｆｉｃｉｔｙ ｔｏ ｅｄｉｔ ｇｅｎｏｍｅ ｉｎ ｓｐｅｃｉｆｉｃ
ｒｅｇｉｏｎｓ ｏｎｌｙ. Ｄｅｔｅｒｍｉｎｅꎬ ｉｎ ｓｉｌｉｃｏꎬ
ａｎｙ ｐｏｓｓｉｂｌｅ ｃｏｎｃｅｒｎｓ ｗｉｔｈ ｎｏｒｍａｌ
ｇｅｎｏｍｉｃ ｃｏｎｔｅｎｔꎻ ｅｖａｌｕａｔｅ ｒｅｇｉｏｎ ａｎｄ
ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎａｌ ａｃｔｉｖａｔｉｏｎ.
１Ｄｅｔｅｒｍｉｎｅ ｎｔ ｍａｔｃｈｅｓ (１９ꎬ ２０ꎬ ａｎｄ ２１
ｍｅｒ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｏｖｅｒｌａｐｓ).
２Ｄｅｓｉｇｎ ｍｕｌｔｉｐｌｅ ｌｏｃｉ ｆｏｒ ｇｅｎｏｍｉｃ ｅｄｉｔｉｎｇ
ｍｏｄｕｌｅｓ ａｎｄ ｔｈｏｓｅ ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｌａｂ ｓｔｒａｉｎｓ.
Ｌａｂｏｒａｔｏｒｙ Ｔｅｓｔ ｄｓＲＮＡｓ ｖｉａ ｓｔａｎｄａｒｄ ｐｒｏｔｏｃｏｌｓ
ｕｓｉｎｇ ｆｅｅｄｉｎｇꎬ ｉｎｊｅｃｔｉｏｎ ａｎｄ ｄｒｅｎｃ￣
ｈｉｎｇ / ｓｏａｋｉｎｇ ｍｅｔｈｏｄｓ ｉｎ ｔａｒｇｅｔ ａｎｄ
ｎｏｎ￣ｔａｒｇｅｔ ｓｐｅｃｉｅｓ. Ｑｕａｎｔｉｆｙ ｐｏｓｓｉｂｌｅ
ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎｓ ｕｓｉｎｇ ｑＲＴ￣ＰＣＲ ａｎｄ ｌｉｆｅ
ｈｉｓｔｏｒｙ ａｎａｌｙｓｅｓ.
Ａｓｓｅｓｓ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ｏｆ ＧＭ￣ｏｒｇａｎｉｓｍ
ｕｓｉｎｇ ｂｉｏｔｉｃ ａｎｄ ａｂｉｏｔｉｃ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ.
Ｄｅｔｅｒｍｉｎｅ ｓｔａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ
ａｎｄ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅ ｎｅｗ ｇｅｎｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎ
ａｎｄ / ｏｒ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ｏｆ ｉｎｄｉｖｉｄｕａｌｓ
ｗｉｔｈ ｇｅｎｏｍｅ ａｄｄｉｔｉｏｎｓ / ｄｅｌｅｔｉｏｎｓ.
１Ａｓｓｅｓｓ ｒｉｓｋ ｉｎ ｌａｂ ａｎｄ ｓｅｍｉ￣ｆｉｅｌｄ ｓｅｔｔｉｎｇｓ
ｐｒｉｏｒ ｔｏ ｆｉｅｌｄ ａｐｐｒｏｖａｌꎻ ｄｅｓｉｇｎ ｎｅｗ ｒｅｇｕｌａ￣
ｔｏｒｙ ｆｒａｍｅｗｏｒｋ ｏｆｆ ｅｘｉｓｔｉｎｇ ｐｒｏｔｏｃｏｌｓ.
２Ｍｕｌｔｉｐｌｅꎬ ｐｈｙｓｉｃａｌ ｂａｒｒｉｅｒｓ ｔｏ ＧＭ￣ｏｒｇａｎ￣
ｉｓｍ ａｎｄ ａｐｐｒｏｖｅｄ ｂｉｏｓａｆｅｔｙ ｌｅｖｅｌ ｃｌｅａｒａｎｃｅ
ａｎｄ ｐｒｏｔｏｃｏｌｓ ｆｏｒ ｈａｎｄｌｉｎｇ ａｎｄ ｄｉｓｐｏｓａｌ ｏｆ
ｓｐｅｎｔ ｍａｔｅｒｉａｌｓ.
Ｅｃｏｌｏｇｉｃａｌ Ｓｔａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ ｄｓＲＮＡｓ ｉｎ ａ
ｇｉｖｅｎ ｖｅｃｔｏｒ ( ｉｎ ｐｌａｎｔａꎬ ｂａｃｔｅｒｉａꎬ
ｖｉｒｕｓｅｓꎬ ｅｔｃ. ) . Ｄｅｔｅｒｍｉｎｅ ｈａｌｆ￣ｌｉｆｅ
ｏｆ ｄｓＲＮＡｓꎬ ｓｉＲＮＡｓꎬ ｏｒ ｍｉＲＮＡｓ ｉｎ
ｆｉｅｌｄ￣ｌｅｖｅｌ ｓｕｂｓｔｒａｔｅ.
Ｆｏｒｅｃａｓｔ ｒａｎｇｅ ｅｘｐａｎｓｉｏｎ ｏｖｅｒ ｓｅｔ
ｎｕｍｂｅｒ ｏｆ ｙｅａｒｓ ａｎｄ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅ ｐｏ￣
ｔｅｎｔｉａｌ ｈｙｂｒｉｄｉｚａｔｉｏｎ ｐａｔｔｅｒｎｓ ｗｉｔｈ ｉｎ￣
ｄｉｖｉｄｕａｌｓ ｗｉｔｈｉｎ ｓｐｅｃｉｅｓ ａｎｄ ａｃｒｏｓｓ
ｓｉｓｔｅｒ ｔａｘａ.
ＮＡ
Ｒｅｌｅａｓｅ ｆａｃｉｌｉ￣
ｔｉｅｓ
Ｃｏｎｔｒｏｌｌｅｄ ｆｉｅｌｄ ｐｌｏｔ ｒｅｌｅａｓｅｓ ｏｎ
ｓｍａｌｌꎬ ｌａｒｇｅ ａｎｄ ｆｕｌｌ ｆｉｅｌｄ ｓｃａｌｅｓ.
Ｃｏｎｔｒｏｌｌｅｄ ｒｅｌｅａｓｅｓ ｏｎ ｓｍａｌｌ ａｎｄ
ｌａｒｇｅ ｓｃａｌｅｓ.
ＮＡ
Ｐｒｏｆｉｌｉｎｇ ａｎｄ
ｇｅｎｅｔｉｃ ｍｉｘｉｎｇ
Ｑｕａｎｔｉｆｙ ｅｆｆｅｃｔｓ ａｎｄ ｄｏｃｕｍｅｎｔ ｌｏｓｓ
( ｉｆ ｓｅｅｎꎬ ｏｒ ｏｂｓｅｒｖａｂｌｅ) ｏｎ ｔａｒｇｅｔ
ａｎｄ ｎｏｎ￣ｔａｒｇｅｔ ｓｐｅｃｉｅｓ.
Ｒａｎｄｏｍ ｓａｍｐｌｉｎｇ ｏｆ ｗｉｌｄ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎｓ
ｔｏ ｍｏｎｉｔｏｒ ｆｏｒ ｉｎｔｅｒｂｒｅｅｄｉｎｇ ｏｒ ｈｅｒｉｔａ￣
ｂｌｅ ｇｅｎｏｍｉｃ ｅｌｅｍｅｎｔｓ ｆｒｏｍ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎ
ｈｙｂｒｉｄｉｚｉｎｇ.
ＮＡ
Ｒｅｖｅｒｓｉｂｉｌｉｔｙ Ｅｎｓｕｒｅ ｈａｌｆ￣ｌｉｆｅ ｏｆ ｄｓＲＮＡ ｅｆｆｅｃｔ ｉｎ
ｔａｒｇｅｔ ｃａｎ ｂｅ ｌｏｓｔ ｉｎ １ － ２ ｇｅｎｅｒａｔｉｏｎｓ
ｏｆ ｄｅｆｉｎｅｄ ｔａｒｇｅｔ.
Ｉｍｐｅｄｉｍｅｎｔｓ ａｃｃｏｒｄｉｎｇ ｔｏ ｒｅｖｅｒｓｉｎｇ
ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ａ ｇｉｖｅｎ “ ｋｎｏｃｋ￣ｉｎ ” ｏｒ
“ｋｎｏｃｋ￣ｏｕｔ” ａｒｅ ｅａｓｉｌｙ ｉｎｔｒｏｄｕｃｅｄ ｉｆ
ｎｅｅｄｅｄ.
ＮＡ
Ｆｅｄｅｒａｌ ａｎｄ /
ｏｒ ｒｅｇｕｌａｔｏｒｙ
ａｇｅｎｃｉｅｓ
Ｓｔｒｉｃｔ ｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｄｓＲＮＡ ｃｒｏｐｓꎻ ｒｅ￣
ｌｅａｓｅ ｃｒｏｐｓ ｉｎ ｃｙｃｌｅｓ ａｎｄ ｍｅａｓｕｒｅ
ｑｕａｎｔｉｆｉａｂｌｅ ｒｉｓｋｓ ａｃｃｏｒｄｉｎｇ ｔｏ ＥＲＡ
ｆｒａｍｅｗｏｒｋ ｔｏ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅ ｓｕｉｔａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ
ｏｔｈｅｒ ｃｒｏｐｓ.
Ｃｏｎｔｉｎｕｏｕｓ ｍｏｎｉｔｏｒｉｎｇ ａｎｄ ｒａｎｄｏｍ
ｓａｍｐｌｉｎｇ ｔｏ ｅｎｓｕｒｅ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｓ ａｒｅ
ｎｏｔ ｌｏｓｔꎬ ａｄｄｉｔｉｏｎｓ ａｒｅ ｎｏｔ ａｃｑｕｉｒｅｄ
ａｎｄ ｇｅｎｏｍｉｃ ｃｏｎｔｅｎｔ ｉｓ ｎｏｔ ｍｉｘｉｎｇ ｉｎ
ｍｕｌｔｉｐｌｅ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎｓ / ｓｐｅｃｉｅｓ ｏｕｔｓｉｄｅ
ｔａｒｇｅｔ ｏｒｇａｎｉｓｍ.
ＮＡ
Ａｓ ｔｈｅ ｂａｓｉｃ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｏｆ ｇｅｎｏｍｅ ｍｏｄｉｆｉｃａｔｉｏｎꎬ ｇｅ￣
ｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ ｗｉｌｌ ｅｖｅｎｔｕａｌｌｙ ｒｅｐｌａｃｅ ｔｈｅ ｃｕｒ￣
ｒｅｎｔ ｔｒａｎｓｐｏｓｏｎ￣ｂａｓｅｄ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｍｅｔｈｏｄｓ ｗｉｔｈ ａｃｃｕｒａｔｅ
ｉｎｓｅｒｔｉｏｎ ｏｆ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｃａｓｓｅｔｔｅｓ. Ａｌｔｈｏｕｇｈ ｔｈｅｒｅ ａｒｅ
ｓｏｍｅ ｒｅｐｏｒｔｓꎬ ｔｈｅ ｓｕｃｃｅｓｓｆｕｌ ｔｒａｉｌｓ ｏｆ ｇｅｎｅ ｋｎｏｃｋ￣ｉｎｓ
ｗｉｔｈ ＴＡＬＥＮｓ ａｎｄ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ ａｒｅ ｒｅｌａｔｉｖｅｌｙ ｌｏｗ. Ｔｏ
ｉｍｐｒｏｖｅ ｔｈｅ ｈｏｍｏｌｏｇｙ￣ｄｉｒｅｃｔｅｄ ｒｅｐａｉｒ (ＨＤＲ) ａｆｔｅｒ ＤＳ￣
Ｂｓ ｃｏｕｌｄ ｉｎｄｕｃｅ ｅｘｏｇｅｎｏｕｓ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｉｎｓｅｒｔｉｏｎｓ ｉｎｔｏ ｔｈｅ
ｇｅｎｏｍｅ. Ｂａｓｕ ｅｔ ａｌ. ( ２０１５ ) ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅｄ ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ
ｇｅｎｅ ｉｎｓｅｒｔｉｏｎ ａｆｔｅｒ ＴＡＬＥＮ / ＣＲＩＳＰＲ ｍｕｔａｇｅｎｅｓｉｓ ｂｙ
ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｔｈｅ ＮＨＥＪ ｐａｔｈｗａｙ ｉｎ Ａ. ａｅｇｙｐｔｉ.
Ｉｎ ｃｏｎｃｌｕｓｉｏｎꎬ ｍｕｃｈ ｗｏｒｋ ｉｓ ｎｅｅｄｅｄ ｔｏ ｐｅｒｆｅｃｔ ｔｈｅ
ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｓｙｓｔｅｍ. Ｏｎｅ ｏｆ ｔｈｅ ａｄｖａｎｔａｇｅｓ ｏｆ ｇｅ￣
ｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｏｖｅｒ ｏｔｈｅｒ ｇｅｎｅｔｉｃ ｍｅｔｈｏｄｓ ｉｓ ｔｈｅ ｍｏｄｉｆｉｅｄ
ｐｈｅｎｏｔｙｐｅ ｉｓ ｓｔａｂｌｅ ａｎｄ ｈｅｒｉｔａｂｌｅ. Ｗｈｅｎ ｔｈｅｓｅ ｔｅｃｈｎｏｌ￣
ｏｇｉｅｓ ａｒｅ ｕｎｄｅｒ ｔｈｅ ｃｏｍｍｅｒｃｉａｌ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔꎬ ｅｆｆｅｃｔｉｖｅ
ｄｅｔｅｃｔｉｎｇ ａｎｄ ｔｒａｃｋｉｎｇ ｓｙｓｔｅｍｓ ａｒｅ ｒｅｑｕｉｒｅｄ. Ｔｈｅｒｅ￣
４８６ 植 物 保 护 学 报 ４２ 卷
ｆｏｒｅꎬ ｒｅｓｅａｒｃｈ ｃｏｎｃｅｒｎｉｎｇ ｔｈｅ ｒｅｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ｏｆｆ￣ｔａｒｇｅｔ
ｅｆｆｅｃｔｓꎬ ｔｈｅ ｉｍｐｒｏｖｅｍｅｎｔ ｏｆ ＨＤＲ ａｎｄ ｔｈｅ ａｓｓｅｓｓｍｅｎｔ ｏｆ
ｔｈｅ ｅｃｏｌｏｇｉｃａｌ ｒｉｓｋｓ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ
ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｅｓ ｗｉｌｌ ｂｅ ｎｅｅｄｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｎｅａｒ ｆｕｔｕｒｅ.
５ ３ Ａｓｓｅｓｓｍｅｎｔ ｏｆ ｔｈｅｓｅ ＲＮＡ￣ｂａｓｅｄ ｐｅｓｔ ｃｏｎｔｒｏｌｓ
Ｂｏｔｈ ｄｓＲＮＡ￣ｂａｓｅｄ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ａｎｄ ＣＲＩＳＰＲ /
Ｇａｓ９￣ｂａｓｅｄ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ａｒｅ ｄｅｒｉｖｅｄ ｆｒｏｍ ｉｎｔｅｒｎａｌ
ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｐｒｏｃｅｓｓｅｓꎬ ｏｎｅ ｆｏｒ ｔｈｅ ｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｇｅｎｅ ｅｘ￣
ｐｒｅｓｓｉｏｎ ａｎｄ ｔｈｅ ｏｔｈｅｒ ｉｎｖｏｌｖｉｎｇ ｉｎ ｔｈｅ ｉｍｍｕｎｅ ｒｅ￣
ｓｐｏｎｓｅꎬ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ. Ｗｉｔｈ ｄｅｃａｄｅｓ ｏｆ ｍｏｄｉｆｉｃａｔｉｏｎ ａｎｄ
ｏｐｔｉｍｉｚａｔｉｏｎꎬ ＲＮＡｉ ａｎｄ ＣＲＩＳＰＲ / Ｇａｓ９￣ｂａｓｅｄ ｇｅｎｏｍｅ
ｅｄｉｔｉｎｇ ａｒｅ ｐｏｗｅｒｆｕｌ ｔｏｏｌｓ ｔｏ ｍａｎｉｐｕｌａｔｅ ｇｅｎｅｔｉｃ ｅｌｅ￣
ｍｅｎｔｓ ｉｎ ｒｅｖｅｒｓｅ ｇｅｎｅｔｉｃｓ ａｎｄ ｈａｖｅ ｂｅｅｎ ｂｒｏａｄｌｙ ａｐ￣
ｐｌｉｅｄ ｉｎ ｍａｎｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｆｉｅｌｄｓ. Ｔｈｅ ｄｓＲＮＡ￣ｂａｓｅｄ ｇｅｎｅ
ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ａｎｄ ＣＲＩＳＰＲ / Ｇａｓ９￣ｍｅｄｉａｔｅｄ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ
ｍｅｔｈｏｄｓ ａｒｅ ｔｈｅ ｍｏｓｔ ｅｆｆｅｃｔｉｖｅ ａｎｄ ｅａｓｉｅｓｔ￣ｔｏ￣ｉｍｐｌｅｍｅｎｔ
ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ ｗｈｅｎ ｃｏｍｐａｒｅｄ ｗｉｔｈ ｏｔｈｅｒ ＲＮＡｉ ｍｅｔｈｏｄｓ
(ｓｈＲＮＡ ｏｒ ｓｉＲＮＡ￣ｂａｓｅｄꎬ ｅｔｃ. ) ａｎｄ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ
ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｅｓ (ＺＦＮｓ ａｎｄ ＴＡＬＥＮｓꎬ ｅｔｃ. ) . Ｆｏｒ ａｇｒｉｃｕｌ￣
ｔｕｒａｌ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎｓꎬ ｄｓＲＮＡ￣ｂａｓｅｄ ＲＮＡｉ ｈａｓ ｎｏｗ ｂｅｅｎ
ｔｅｓｔｅｄ ｉｎ ｐｅｓｔ ｍａｎａｇｅｍｅｎｔ ｔｈｒｏｕｇｈ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｐｌａｎｔｓꎬ
ｗｈｉｃｈ ｅｘｐｒｅｓｓ ｄｓＲＮＡ ｔａｒｇｅｔｉｎｇ ｉｎｓｅｃｔ ｐｅｓｔｓ (Ｍａｏ ｅｔ
ａｌ. ꎬ２００７ꎻＷａｎｇ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１１). Ｍｅａｎｗｈｉｌｅꎬ ｇｅｎｅｔｉｃａｌｌｙ
ｍｏｄｉｆｉｅｄ ｗｈｅａｔｓꎬ ｗｈｏｓｅ ｇｅｎｏｍｅ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｍｏｄｉｆｉｅｄ
ｗｉｔｈ ｔｈｅ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ ｓｙｓｔｅｍꎬ ａｒｅ ｒｅｓｉｓｔａｎｔ ｔｏ ｃｅｒｔａｉｎ
ｐａｔｈｏｇｅｎｓ (Ｗａｎｇ ｅｔ ａｌ. ꎬ２０１４ｂ).
Ｔｈｅｒｅ ａｒｅ ｆｕｎｄａｍｅｎｔａｌ ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅｓ ｂｅｔｗｅｅｎ ｔｈｅ
ｄｓＲＮＡ￣ｂａｓｅｄ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ａｎｄ ＣＲＩＳＰＲ / Ｇａｓ ９￣ｍｅｄｉ￣
ａｔｅｄ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｅｓ (Ｔａｂｌｅ １). Ｔｈｅ ｒｅｇｕ￣
ｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｔａｒｇｅｔ ｇｅｎｅｓ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｂｙ ｄｓＲＮＡ￣ｂａｓｅｄ ＲＮＡｉ
ｉｓ ｍａｉｎｌｙ ｆｏｃｕｓｅｄ ｏｎ ｍＲＮＡ ｌｅｖｅｌｓ ｗｉｔｈｏｕｔ ａｎｙ ｃｈａｎｇｅ
ｔｏ ｔｈｅ ｇｅｎｏｍｉｃ ＤＮＡꎬ ｗｈｉｃｈ ｉｓ ｔｈｅ ｔａｒｇｅｔ ｏｆ ＣＲＩＳＰＲ /
Ｇａｓ ９￣ｍｅｄｉａｔｅｄ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ. Ａｌｔｈｏｕｇｈ ｔｈｅ ｒｅｇｕｌａ￣
ｔｉｏｎ ｏｆ ｇｅｎｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｂｙ ｔｈｅｓｅ ｔｗｏ ｍｅｔｈｏｄｓ ｉｓ ｉｎｄｕｃ￣
ｉｂｌｅꎬ ｏｎｌｙ ＲＮＡｉ ｍｅｔｈｏｄｓ ａｒｅ ｒｅｖｅｒｓｉｂｌｅꎬ ｗｈｉｌｅ ｇｅｎｏｍｉｃ
ｍａｎｉｐｕｌａｔｉｏｎｓ ａｒｅ ｐｅｒｍａｎｅｎｔ. Ａｎｏｔｈｅｒ ｉｓｓｕｅꎬ ｗｈｉｃｈ ｉｓ
ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｂｅｔｗｅｅｎ ＲＮＡｉ ａｎｄ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇꎬ ｉｓ ｔｈｅ ｌｅ￣
ｔｈａｌ ｅｆｆｅｃｔ. Ｄｕｅ ｔｏ ｔｈｅ ｐａｒｔｉａｌ ｌｏｓｓ ｏｆ ｇｅｎｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎｓ ａｆ￣
ｔｅｒ ＲＮＡｉ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎꎬ ｏｎｌｙ ａ ｆｅｗ ｇｅｎｅｓ ａｒｅ ｐｏｔｅｎｔｉａｌｌｙ
ｌｅｔｈａｌ ｔｈｏｕｇｈ ＲＮＡｉꎬ ｗｈｅｒｅａｓ ｍｏｒｅ ｇｅｎｅｓ ｍｉｇｈｔ ｃａｕｓｅ
ｄｅａｔｈ ｂｙ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ. Ｔｈｅ ｌｅｎｇｔｈ ｏｆ ｄｓＲＮＡ ｉｓ ｕｓｕ￣
ａｌｌｙ ａｂｏｕｔ ３００ － ５００ ｂｐꎬ ｂｕｔ ｓｇＲＮＡ ｔａｒｇｅｔｓ ａｒｅ ２３ ｂｐ
ｉｎ ｌｅｎｇｔｈ. Ａ ｓｈｏｒｔｅｒ ｔａｒｇｅｔ ｒｅｇｉｏｎ ｉｎｄｉｃａｔｅｓ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｐｏ￣
ｔｅｎｔｉａｌ ｏｆｆ￣ｔａｒｇｅｔ ｅｆｆｅｃｔ ｗｉｌｌ ｂｅ ｍｕｃｈ ｈｉｇｈｅｒ ｉｎ ｇｅｎｏｍｅ
ｅｄｉｔｉｎｇ. Ｄｅｓｐｉｔｅ ｔｈｅｓｅ ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅｓꎬ ｂｏｔｈ ｓｙｓｔｅｍｓ ｈａｖｅ
ｔｒｅｍｅｎｄｏｕｓ ｉｍｐａｃｔｓ ｏｎ ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒｅꎬ ｔｈｅ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔ
ａｎｄ ｈｕｍａｎ ｈｅａｌｔｈ.
Ａｃｋｎｏｗｌｅｄｇｅｍｅｎｔｓ
Ａｕｔｈｏｒｓ ｗｏｕｌｄ ｌｉｋｅ ｔｏ ｔｈａｎｋ Ｄｒｓ. Ｘｉａｎｇｒｕｉ Ｌｉꎬ
Ｋｅｎｎｅｔｈ Ｈａｙｎｅｓꎬ ａｎｄ Ｊｏｈｎ Ｏｂｒｙｃｋｉ ｆｏｒ ｔｈｅｉｒ ｃｏｍｍｅｎｔｓ
ｏｎ ｔｈｅ ｅａｒｌｉｅｒ ｄｒａｆｔｓ. Ｔｈｉｓ ｉｓ ｐｕｂｌｉｃａｔｉｏｎ Ｎｏ. １５￣０８￣１０６
ｏｆ ｔｈｅ Ｋｅｎｔｕｃｋｙ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ Ｓｔａｔｉｏｎ ａｎｄ ｉｓ
ｐｕｂｌｉｓｈｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ａｐｐｒｏｖａｌ ｏｆ ｔｈｅ Ｄｉｒｅｃｔｏｒ.
Ｒｅｆｅｒｅｎｃｅｓ
Ａｇｒａｗａｌ Ｎꎬ Ｄａｓａｒａｄｈｉ ＰＶＮꎬ Ｍｏｈｏｍｍｅｄ Ａꎬ Ｍａｌｈｏｔｒａ Ｐꎬ Ｂｈａｔｎａｇａｒ
ＲＫꎬ Ｍｕｋｈｅｒｊｅｅ ＳＫ. ２００３. ＲＮＡ ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ: ｂｉｏｌｏｇｙꎬ ｍｅｃｈａ￣
ｎｉｓｍꎬ ａｎｄ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ. Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌｏｇｙ ａｎｄ Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｂｉｏｌｏｇｙ
Ｒｅｖｉｅｗｓꎬ ６７(４): ６５７ － ６８５
Ａｋｂａｒｉ ＯＳꎬ Ｂｅｌｌｅｎ ＨＪꎬ Ｂｉｅｒ Ｅꎬ Ｂｕｌｌｏｃｋ ＳＬꎬ Ｂｕｒｔ Ａꎬ Ｃｈｕｒｃｈ ＧＭꎬ
Ｃｏｏｋ ＫＲꎬ Ｄｕｃｈｅｋ Ｐꎬ Ｅｄｗａｒｄｓ ＯＲꎬ Ｅｓｖｅｌｔ Ｋ Ｍꎬ ｅｔ ａｌ. ２０１５.
Ｓａｆｅｇｕａｒｄｉｎｇ ｇｅｎｅ ｄｒｉｖｅ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔｓ ｉｎ ｔｈｅ ｌａｂｏｒａｔｏｒｙ. Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ
３４９(６２５１): ９２７ － ９２９
Ａｒａｕｊｏ ＲＮꎬ Ｓａｎｔｏｓ Ａꎬ Ｐｉｎｔｏ ＦＳꎬ Ｇｏｎｔｉｊｏ ＮＦꎬ Ｌｅｈａｎｅ ＭＪꎬ Ｐｅｒｅｉｒａ
ＭＨ. ２００６. ＲＮＡ ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ ｏｆ ｔｈｅ ｓａｌｉｖａｒｙ ｇｌａｎｄ ｎｉｔｒｏｐｈｏｒｉｎ ２
ｉｎ ｔｈｅ ｔｒｉａｔｏｍｉｎｅ ｂｕｇ Ｒｈｏｄｎｉｕｓ ｐｒｏｌｉｘｕｓ (Ｈｅｍｉｐｔｅｒａ: Ｒｅｄｕｖｉ￣
ｉｄａｅ) ｂｙ ｄｓＲＮＡ ｉｎｇｅｓｔｉｏｎ ｏｒ ｉｎｊｅｃｔｉｏｎ. Ｉｎｓｅｃｔ Ｂｉｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ ａｎｄ
Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ ３６(９): ６８３ － ６９３
Ａｕｅｒ Ｃꎬ Ｆｒｅｄｅｒｉｃｋ Ｒ. ２００９. Ｃｒｏｐ ｉｍｐｒｏｖｅｍｅｎｔ ｕｓｉｎｇ ｓｍａｌｌ ＲＮＡｓ:
ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ ａｎｄ ｐｒｅｄｉｃｔｉｖｅ ｅｃｏｌｏｇｉｃａｌ ｒｉｓｋ ａｓｓｅｓｓｍｅｎｔｓ. Ｔｒｅｎｄｓ
ｉｎ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙꎬ ２７(１１): ６４４ － ６５１
Ｂａｃｈｍａｎ ＰＭꎬ Ｂｏｌｏｇｎｅｓｉ Ｒꎬ Ｍｏａｒ ＷＪꎬ Ｍｕｅｌｌｅｒ ＧＭꎬ Ｐａｒａｄｉｓｅ ＭＳꎬ
Ｒａｍａｓｅｓｈａｄｒｉ Ｐꎬ Ｔａｎ ＪＧꎬ Ｕｆｆｍａｎ ＪＰꎬ Ｗａｒｒｅｎ Ｊꎬ Ｗｉｇｇｉｎｓ Ｂꎬ ｅｔ
ａｌ. ２０１３. Ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｓｐｅｃｔｒｕｍ ｏｆ ｉｎｓｅｃｔｉｃｉｄａｌ ａｃｔｉｖｉ￣
ｔｙ ｏｆ ａ ｄｏｕｂｌｅ￣ｓｔｒａｎｄｅｄ ＲＮＡ ｗｉｔｈ ｔａｒｇｅｔｅｄ ａｃｔｉｖｉｔｙ ａｇａｉｎｓｔ ｗｅｓｔ￣
ｅｒｎ ｃｏｒｎ ｒｏｏｔｗｏｒｍ ( Ｄｉａｂｒｏｔｉｃａ ｖｉｒｇｉｆｅｒａ ｖｉｒｇｉｆｅｒａ ＬｅＣｏｎｔｅ ).
Ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ Ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ ２２(６): １２０７ － １２２２
Ｂａｎｓａｌ Ｒꎬ Ｍｉｃｈｅｌ ＡＰ. ２０１３. Ｃｏｒｅ ＲＮＡＩ ｍａｃｈｉｎｅｒｙ ａｎｄ Ｓｉｄ１ꎬ ａ
ｃｏｍｐｏｎｅｎｔ ｆｏｒ ｓｙｓｔｅｍｉｃ ＲＮＡｉꎬ ｉｎ ｔｈｅ ｈｅｍｉｐｔｅｒａｎ ｉｎｓｅｃｔꎬ Ａｐｈｉｓ
ｇｌｙｃｉｎｅｓ. Ｉｎｔｅｒｎａｔｉｏｎａｌ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｓｃｉｅｎｃｅｓꎬ １４(２):
３７８６ － ３８０１
Ｂａｓｕ Ｓꎬ Ａｒｙａｎ Ａꎬ Ｏｖｅｒｃａｓｈ ＪＭꎬ Ｓａｍｕｅｌ ＧＨꎬ Ａｎｄｅｒｓｏｎ ＭＡＥꎬ
Ｄａｈｌｅｍ ＴＪꎬ Ｍｙｌｅｓ ＫＭꎬ Ａｄｅｌｍａｎ ＺＮ. ２０１５. Ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｏｆ ｅｎｄ￣
ｊｏｉｎｉｎｇ ｒｅｐａｉｒ ｆｏｒ ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ｓｉｔｅ￣ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｇｅｎｅ ｉｎｓｅｒｔｉｏｎ ａｆｔｅｒ
ＴＡＬＥＮ / ＣＲＩＳＰＲ ｍｕｔａｇｅｎｅｓｉｓ ｉｎ Ａｅｄｅｓ ａｅｇｙｐｔｉ. Ｐｒｏｃｅｅｄｉｎｇｓ ｏｆ
ｔｈｅ Ｎａｔｉｏｎａｌ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｕｎｉｔｅｄ Ｓｔａｔｅｓ ｏｆ Ａｍｅｒｉ￣
ｃａꎬ １１２(３): ４０３８ － ４０４３
Ｂａｔｅｓ ＳＬꎬ Ｚｈａｏ ＪＺꎬ Ｒｏｕｓｈ ＲＴꎬ Ｓｈｅｌｔｏｎ ＡＭ. ２００５. Ｉｎｓｅｃｔ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ
ｍａｎａｇｅｍｅｎｔ ｉｎ ＧＭ ｃｒｏｐｓ: ｐａｓｔꎬ ｐｒｅｓｅｎｔ ａｎｄ ｆｕｔｕｒｅ. Ｎａｔｕｒｅ Ｂｉ￣
ｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙꎬ ２３: ５７ － ６２
Ｂａｕｍ ＪＡꎬ Ｂｏｇａｅｒｔ Ｔꎬ Ｃｌｉｎｔｏｎ Ｗꎬ Ｈｅｃｋ ＧＲꎬ Ｆｅｌｄｍａｎｎ Ｐꎬ Ｉｌａｇａｎ
Ｏꎬ Ｊｏｈｎｓｏｎ Ｓꎬ Ｐｌａｔｉｎｃｋ Ｇꎬ Ｍｕｎｙｉｋｗａ Ｔꎬ Ｐｌｅａｕ Ｍꎬ ｅｔ ａｌ.
５８６５ 期 Ｘｕ Ｌｉｎｇｈｕａꎬ ｅｔ ａｌ. : Ｔｈｅ ｃｏｍｉｎｇ ｏｆ ＲＮＡ￣ｂａｓｅｄ ｐｅｓｔ ｃｏｎｔｒｏｌｓ
２００７. Ｃｏｎｔｒｏｌ ｏｆ ｃｏｌｅｏｐｔｅｒａｎ ｉｎｓｅｃｔ ｐｅｓｔｓ ｔｈｒｏｕｇｈ ＲＮＡ ｉｎｔｅｒｆｅｒ￣
ｅｎｃｅ. Ｎａｔｕｒｅ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙꎬ ２５: １３２２ － １３２６
Ｂｏｃｈ Ｊꎬ Ｓｃｈｏｌｚｅ Ｈꎬ Ｓｃｈｏｒｎａｃｋ Ｓꎬ Ｌａｎｄｇｒａｆ Ａꎬ Ｈａｈｎ Ｓꎬ Ｋａｙ Ｓꎬ Ｌａ￣
ｈａｙｅ Ｔꎬ Ｎｉｃｋｓｔａｄｔ Ａꎬ Ｂｏｎａｓ Ｕ. ２００９. Ｂｒｅａｋｉｎｇ ｔｈｅ ｃｏｄｅ ｏｆ
ＤＮＡ ｂｉｎｄｉｎｇ ｓｐｅｃｉｆｉｃｉｔｙ ｏｆ ＴＡＬ￣Ｔｙｐｅ Ⅲ ｅｆｆｅｃｔｏｒｓ. Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ
３２６(５９５９): １５０９ － １５１２
Ｂｏｌｏｇｎｅｓｉ Ｒꎬ Ｒａｍａｓｅｓｈａｄｒｉ Ｐꎬ Ａｎｄｅｒｓｏｎ Ｊꎬ Ｂａｃｈｍａｎ Ｐꎬ Ｃｌｉｎｔｏｎ Ｗꎬ
Ｆｌａｎｎａｇａｎ Ｒꎬ Ｉｌａｇａｎ Ｏꎬ Ｌａｗｒｅｎｃｅ Ｃꎬ Ｌｅｖｉｎｅ Ｓꎬ Ｍｏａｒ Ｗꎬ ｅｔ ａｌ.
２０１２. Ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚｉｎｇ ｔｈｅ ｍｅｃｈａｎｉｓｍ ｏｆ ａｃｔｉｏｎ ｏｆ ｄｏｕｂｌｅ￣ｓｔｒａｎｄｅｄ
ＲＮＡ ａｃｔｉｖｉｔｙ ａｇａｉｎｓｔ ｗｅｓｔｅｒｎ ｃｏｒｎ ｒｏｏｔｗｏｒｍ (Ｄｉａｂｒｏｔｉｃａ ｖｉｒｇｉｆｅｒａ
ｖｉｒｇｉｆｅｒａ ＬｅＣｏｎｔｅ). ＰＬｏＳ ＯＮＥꎬ ７(１０): ｅ４７５３４
Ｂｕｌｆｉｅｌｄ Ｇꎬ Ｓｉｌｌｅｒ ＷＧꎬ Ｗｉｇｈｔ ＰＡꎬ Ｍｏｏｒｅ ＫＪ. １９８４. Ｘ ｃｈｒｏｍｏｓｏｍｅ￣
ｌｉｎｋｅｄ ｍｕｓｃｕｌａｒ ｄｙｓｔｒｏｐｈｙ (ｍｄｘ) ｉｎ ｔｈｅ ｍｏｕｓｅ. Ｐｒｏｃｅｅｄｉｎｇｓ ｏｆ
ｔｈｅ Ｎａｔｉｏｎａｌ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｕｎｉｔｅｄ Ｓｔａｔｅｓ ｏｆ Ａｍｅｒｉ￣
ｃａꎬ ８１(４): １１８９ － １１９２
Ｃａｌｉｘｔｏ Ａꎬ Ｃｈｅｌｕｒ Ｄꎬ Ｔｏｐａｌｉｄｏｕ Ｉꎬ Ｃｈｅｎ Ｘꎬ Ｃｈａｌｆｉｅ Ｍ. ２０１０. Ｅｎ￣
ｈａｎｃｅｄ ｎｅｕｒｏｎａｌ ＲＮＡｉ ｉｎ Ｃ. ｅｌｅｇａｎｓ ｕｓｉｎｇ ＳＩＤ￣１. Ｎａｔｕｒｅ Ｍｅｔｈ￣
ｏｄｓꎬ ７(７): ５５４ － ５５９
Ｃａｏ ＹＱꎬ Ｌｉｕ ＬＨꎬ Ｗａｎｇ ＪＭꎬ Ｗａｎｇ ＹＨꎬ Ｓｈｅｎ ＷＤꎬ Ｌｉ Ｂ. ２０１２.
Ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｓｔｕｄｙ ｏｆ ａｃｅｔｙｌｃｈｏｌｉｎｅ ｅｓｔｅｒａｓｅ ｇｅｎｅｓ ｉｎ Ｂｏｍｂｙｘ ｍｏｒｉ
ｏｖａｒｙ ｃｅｌｌｓ ｕｓｉｎｇ ＲＮＡ ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ. Ｅｎｔｏｍｏｌｏｇｉａ Ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌｉｓ
ｅｔ Ａｐｐｌｉｃａｔａꎬ １４２(２): １４０ － １４４
Ｃａｓａｃｕｂｅｒｔａ ＪＭꎬ Ｄｅｖｏｓ Ｙꎬ ｄｕ Ｊａｒｄｉｎ Ｐꎬ Ｒａｍｏｎ Ｍꎬ Ｖａｕｃｈｅｒｅｔ Ｈꎬ
Ｎｏｇｕé Ｆ. ２０１５. Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｃａｌ ｕｓｅｓ ｏｆ ＲＮＡｉ ｉｎ ｐｌａｎｔｓ: ｒｉｓｋ
ａｓｓｅｓｓｍｅｎｔ ｃｏｎｓｉｄｅｒａｔｉｏｎｓ. Ｔｒｅｎｄｓ ｉｎ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙꎬ ３３ (３):
１４５ － １４７
Ｃａｔａｌａｎｏｔｔｏ Ｃꎬ Ａｚｚａｌｉｎ Ｇꎬ Ｍａｃｉｎｏ Ｇꎬ Ｃｏｇｏｎｉ Ｃ. ２００２. Ｉｎｖｏｌｖｅｍｅｎｔ
ｏｆ ｓｍａｌｌ ＲＮＡｓ ａｎｄ ｒｏｌｅ ｏｆ ｔｈｅ ｑｄｅ ｇｅｎｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ
ｐａｔｈｗａｙ ｉｎ Ｎｅｕｒｏｓｐｏｒａ. Ｇｅｎｅｓ ＆ Ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔꎬ １６ ( ７ ):
７９０ － ７９５
Ｃｈｅｎ Ｂꎬ Ｇｉｌｂｅｒｔ ＬＡꎬ Ｃｉｍｉｎｉ ＢＡꎬ Ｓｃｈｎｉｔｚｂａｕｅｒ Ｊꎬ Ｚｈａｎｇ Ｗꎬ Ｌｉ
ＧＷꎬ Ｐａｒｋ Ｊꎬ Ｂｌａｃｋｂｕｒｎ ＥＨꎬ Ｗｅｉｓｓｍａｎ ＪＳꎬ Ｑｉ ＬＳꎬ ｅｔ ａｌ.
２０１３. Ｄｙｎａｍｉｃ ｉｍａｇｉｎｇ ｏｆ ｇｅｎｏｍｉｃ ｌｏｃｉ ｉｎ ｌｉｖｉｎｇ ｈｕｍａｎ ｃｅｌｌｓ ｂｙ
ａｎ ｏｐｔｉｍｉｚｅｄ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ ｓｙｓｔｅｍ. Ｃｅｌｌꎬ １５５(７): １４７９ － １４９１
Ｃｈｒｉｓｔｉａｅｎｓ Ｏꎬ Ｓｗｅｖｅｒｓ Ｌꎬ Ｓｍａｇｇｈｅ Ｇ. ２０１４. ｄｓＲＮＡ ｄｅｇｒａｄａｔｉｏｎ ｉｎ
ｔｈｅ ｐｅａ ａｐｈｉｄ (Ａｃｙｒｔｈｏｓｉｐｈｏｎ ｐｉｓｕｍ) ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｌａｃｋ ｏｆ ｒｅ￣
ｓｐｏｎｓｅ ｉｎ ＲＮＡｉ ｆｅｅｄｉｎｇ ａｎｄ ｉｎｊｅｃｔｉｏｎ ａｓｓａｙ. Ｐｅｐｔｉｄｅｓꎬ
５３: ３０７ － ３１４
Ｃｈｒｉｓｔｏｕ Ｐꎬ Ｃａｐｅｌｌ Ｔꎬ Ｋｏｈｌｉ Ａꎬ Ｇａｔｅｈｏｕｓｅ ＪＡꎬ Ｇａｔｅｈｏｕｓｅ ＡＭ.
２００６. Ｒｅｃｅｎｔ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔｓ ａｎｄ ｆｕｔｕｒｅ ｐｒｏｓｐｅｃｔｓ ｉｎ ｉｎｓｅｃｔ ｐｅｓｔ
ｃｏｎｔｒｏｌ ｉｎ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｃｒｏｐｓ. Ｔｒｅｎｄｓ ｉｎ Ｐｌａｎｔ Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ １１(６):
３０２ － ３０８
Ｃｏｎｇ Ｌꎬ Ｒａｎ ＦＡꎬ Ｃｏｘ Ｄꎬ Ｌｉｎ ＳＬꎬ Ｂａｒｒｅｔｔｏ Ｒꎬ Ｈａｂｉｂ Ｎꎬ Ｈｓｕ ＰＤꎬ
Ｗｕ ＸＢꎬ Ｊｉａｎｇ ＷＹꎬ Ｍａｒｒａｆｆｉｎｉ ＬＡꎬ ｅｔ ａｌ. ２０１３. Ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ ｇｅ￣
ｎｏｍｅ ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ ｕｓｉｎｇ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ ｓｙｓｔｅｍｓ. Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ３３９
(６１２１): ８１９ － ８２３
Ｃｏｙ ＭＲꎬ Ｓａｎｓｃｒａｉｎｔｅ ＮＤꎬ Ｃｈａｌａｉｒｅ ＫＣꎬ Ｉｎｂｅｒｇ Ａꎬ Ｍａａｙａｎ Ｉꎬ Ｇｌｉｃｋ
Ｅꎬ Ｐａｌｄｉ Ｎꎬ Ｂｅｃｎｅｌ ＪＪ. ２０１２. Ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｉｎ ａｄｕｌｔ Ａｅｄｅｓ ａｅ￣
ｇｙｐｔｉ ｍｏｓｔｑｕｉｔｏｅｓ ｔｈｒｏｕｇｈ ｏｒａｌ ｄｅｌｉｖｅｒｙ ｏｆ ｄｏｕｂｌｅ￣ｓｔｒａｎｄｅｄ ＲＮＡ.
Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ａｐｐｌｉｅｄ Ｅｎｔｏｍｏｌｏｇｙꎬ １３６(１０): ７４１ － ７４８
Ｃｕｌｌｅｎ ＤＡ. ２０１２. ＲＮＡｉ ｕｎｒａｖｅｌｓ ｔｈｅ ｂｉｏｌｏｇｙ ｏｆ ｈｅｍｉｍｅｔａｂｏｌｏｕｓ ａｎｄ
ａｍｅｔａｂｏｌｕｓ ｉｎｓｅｃｔｓ. Ａｄｖａｎｃｅｓ ｉｎ Ｉｎｓｅｃｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙꎬ ４２: ３７ － ７２
Ｄｏｗ ＬＥꎬ Ｆｉｓｈｅｒ Ｊꎬ Ｏ’ Ｒｏｕｒｋｅ ＫＰꎬ Ｍｕｌｅｙ Ａꎬ Ｋａｓｔｅｎｈｕｂｅｒ ＥＲꎬ
Ｌｉｖｓｈｉｔｓ Ｇꎬ Ｔｓｃｈａｈａｒｇａｎｅｈ ＤＦꎬ Ｓｏｃｃｉ ＮＤꎬ Ｌｏｗｅ ＳＷ. ２０１５.
Ｉｎｄｕｃｉｂｌｅ ｉｎ ｖｉｖｏ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｗｉｔｈ ＣＲＩＳＰＲ￣Ｃａｓ９. Ｎａｔｕｒｅ Ｂｉ￣
ｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙꎬ ３３: ３９０ － ３９４
Ｄｕｒａｉ Ｓꎬ Ｍａｎｉ Ｍꎬ Ｋａｎｄａｖｅｌｏｕ Ｋꎬ Ｗｕ Ｊꎬ Ｐｏｒｔｅｕｓ ＭＨꎬ Ｃｈａｎｄｒａｓｅｇａ￣
ｒａｎ Ｓ. ２００５. Ｚｉｎｃ ｆｉｎｇｅｒ ｎｕｃｌｅａｓｅｓ: ｃｕｓｔｏｍ￣ｄｅｓｉｇｎｅｄ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ
ｓｃｉｓｓｏｒｓ ｆｏｒ ｇｅｎｏｍｅ ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ ｏｆ ｐｌａｎｔ ａｎｄ ｍａｍｍａｌｉａｎ ｃｅｌｌｓ.
Ｎｕｃｌｅｉｃ Ａｃｉｄｓ Ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ ３３(１８): ５９７８ － ５９９０
Ｄｙｋｘｈｏｏｒｎ ＤＭꎬ Ｎｏｖｉｎａ ＣＤꎬ Ｓｈａｒｐ ＰＡ. ２００３. Ｋｉｌｌｉｎｇ ｔｈｅ ｍｅｓｓｅｎ￣
ｇｅｒ: ｓｈｏｒｔ ＲＮＡｓ ｔｈａｔ ｓｉｌｅｎｃｅ ｇｅｎｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ. Ｎａｔｕｒｅ Ｒｅｖｉｅｗｓ
Ｍｏｌｃｕｌａｒ Ｃｅｌｌ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ ４(６): ４５７ － ４６７
Ｅｌｂａｓｈｉｒ ＳＭꎬ Ｍａｒｔｉｎｅｚ Ｊꎬ Ｐａｔｋａｎｉｏｗｓｋａ Ａꎬ Ｌｅｎｄｅｃｋｅｌ Ｗꎬ Ｔｕｓｃｈｌ Ｔ.
２００１. ＲＮＡｉ ｉｎ ｉｎｓｅｃｔ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ａｎａｔｏｍｙ ｏｆ ｓｉＲＮＡｓ ｆｏｒ ｍｅｄｉａ￣
ｔｉｎｇ ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ＲＮＡｉ ｉｎ Ｄｒｏｓｏｐｈｉｌａ ｍｅｌａｎｏｇａｓｔｅｒ ｅｍｂｒｙｏ ｌｙｓａｔｅ.
Ｔｈｅ ＥＭＢＯ Ｊｏｕｒｎａｌꎬ ２０(２３): ６８７７ － ６８８８
Ｅｓｖｅｌｔ ＫＭꎬ Ｓｍｉｄｌｅｒ ＡＬꎬ Ｃａｔｔｅｒｕｃｃｉａ Ｆꎬ Ｃｈｕｒｃｈ ＧＭ. ２０１４. Ｃｏｎ￣
ｃｅｒｎｉｎｇ ＲＮＡ￣ｇｕｉｄｅｄ ｇｅｎｅ ｄｒｉｖｅｓ ｆｏｒ ｔｈｅ ａｌｔｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｗｉｌｄ ｐｏｐｕ￣
ｌａｔｉｏｎｓ. ｅＬｉｆｅꎬ ３: ｅ０３４０１
Ｆａｔｔａｌ Ｅꎬ Ｂｏｃｈｏｔ Ａ. ２００６. Ｏｃｕｌａｒ ｄｅｌｉｖｅｒｙ ｏｆ ｎｕｃｌｅｉｃ ａｃｉｄｓ: ａｎｔｉ￣
ｓｅｎｓｅ ｏｌｉｇｏｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅｓꎬ ａｐｔａｍｅｒｓ ａｎｄ ｓｉＲＮＡ. Ａｄｖａｎｃｅｄ Ｄｒｕｇ
Ｄｅｌｉｖｅｒｙ Ｒｅｖｉｅｗｓꎬ ５８(１１): １２０３ － １２２３
Ｆｅｎｇ ＺＹꎬ Ｚｈａｎｇ ＢＴꎬ Ｄｉｎｇ ＷＮꎬ Ｌｉｕ ＸＤꎬ Ｙａｎｇ ＤＬꎬ Ｗｅｉ ＰＬꎬ Ｃａｏ
ＦＱꎬ Ｚｈｕ ＳＨꎬ Ｚｈａｎｇ Ｆꎬ Ｍａｏ ＹＦꎬ ｅｔ ａｌ. ２０１３. Ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ｇｅ￣
ｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｉｎ ｐｌａｎｔｓ ｕｓｉｎｇ ａ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ ｓｙｓｔｅｍ. Ｃｅｌｌ Ｒｅ￣
ｓｅａｒｃｈꎬ ２３: １２２９ － １２３２
Ｆｉｒｅ Ａꎬ Ｘｕ Ｓꎬ Ｍｏｎｔｇｏｍｅｒｙ ＭＫꎬ Ｋｏｓｔａｓ ＳＡꎬ Ｄｒｉｖｅｒ ＳＥꎬ Ｍｅｌｌｏ ＣＣ.
１９９８. Ｐｏｔｅｎｔ ａｎｄ ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｇｅｎｅｔｉｃ ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ ｂｙ ｄｏｕｂｌｅ￣
ｓｔｒａｎｄｅｄ ＲＮＡ ｉｎ Ｃａｅｎｏｒｈａｂｄｉｔｉｓ ｅｌｅｇａｎｓ. Ｎａｔｕｒｅꎬ ３９１(６６６９):
８０６ － ８１１
Ｇａｌｉａｎａ￣Ａｒｎｏｕｘ Ｇꎬ Ｄｏｓｔｅｒｔ Ｃꎬ Ｓｃｈｎｅｅｍａｎｎ Ａꎬ Ｈｏｆｆｍａｎｎ ＪＡꎬ Ｉｍｌｅｒ
ＪＬ. ２００６. Ｅｓｓｅｎｔｉａｌ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｉｎ ｖｉｖｏ ｆｏｒ Ｄｉｃｅｒ￣２ ｉｎ ｈｏｓｔ ｄｅｆｅｎｓｅ
ａｇａｉｎｓｔ ＲＮＡ ｖｉｒｕｓｅｓ ｉｎ ｄｒｏｓｏｐｈｉｌａ. Ｎａｔｕｒｅ Ｉｍｍｕｎｏｌｏｇｙꎬ ７(６):
５９０ － ５９７
Ｇｈｏｒｂａｌ Ｍꎬ Ｇｏｒｍａｎ Ｍꎬ Ｍａｃｐｈｅｒｓｏｎ ＣＲꎬ Ｍａｒｔｉｎｓ ＲＭꎬ Ｓｃｈｅｒｆ Ａꎬ
Ｌｏｐｅｚ￣Ｒｕｂｉｏ ＪＪ. ２０１４. Ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｉｎ ｔｈｅ ｈｕｍａｎ ｍａｌａｒｉａ
ｐａｒａｓｉｔｅ Ｐｌａｓｍｏｄｉｕｍ ｆａｌｃｉｐａｒｕｍ ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ ＣＲＩＳＰＲ￣Ｃａｓ９ ｓｙｓ￣
ｔｅｍ. Ｎａｔｕｒｅ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙꎬ ３２: ８１９ － ８２１
Ｇｉｌｂｅｒｔ ＬＡꎬ Ｌａｒｓｏｎ ＭＨꎬ Ｍｏｒｓｕｔ Ｌꎬ Ｌｉｕ Ｚꎬ Ｂｒａｒ ＧＡꎬ Ｔｏｒｒｅｓ ＳＥꎬ
Ｓｔｅｒｎ￣Ｇｉｎｏｓｓａｒ Ｎꎬ Ｂｒａｎｄｍａｎ Ｏꎬ Ｗｈｉｔｅｈｅａｄ ＥＨꎬ Ｄｏｕｄｎａ ＪＡꎬ
ｅｔ ａｌ. ２０１３. ＣＲＩＳＰＲ￣ｍｅｄｉａｔｅｄ ｍｏｄｕｌａｒ ＲＮＡ￣ｇｕｉｄｅｄ ｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ
ｏｆ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎ ｉｎ ｅｕｋａｒｙｏｔｅｓ. Ｃｅｌｌꎬ １５４(２): ４４２ － ４５１
Ｇｏｒｄｏｎ ＫＨꎬ Ｗａｔｅｒｈｏｕｓｅ ＰＭ. ２００７. ＲＮＡｉ ｆｏｒ ｉｎｓｅｃｔ￣ｐｒｏｏｆ ｐｌａｎｔｓ.
Ｎａｔｕｒｅ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙꎬ ２５(１１): １２３１ － １２３２
Ｇｒａｔｚ ＳＪꎬ Ｃｕｍｍｉｎｇｓ ＡＭꎬ Ｎｇｕｙｅｎ ＪＮꎬ Ｈａｍｍ ＤＣꎬ Ｄｏｎｏｈｕｅ ＬＫꎬ
Ｈａｒｒｉｓｏｎ ＭＭꎬ Ｗｉｌｄｏｎｇｅｒ Ｊꎬ Ｏ’Ｃｏｎｎｏｒ￣Ｇｉｌｅｓ ＫＭ. ２０１３. Ｇｅ￣
ｎｏｍｅ ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ ｏｆ Ｄｒｏｓｏｐｈｉｌａ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ＣＲＩＳＰＲ ＲＮＡ￣ｇｕｉｄｅｄ
Ｃａｓ９ ｎｕｃｌｅａｓｅ. Ｇｅｎｅｔｉｃｓꎬ １９４: １０２９ － １０３５
Ｇｕｉｌｉｎｇｅｒ ＪＰꎬ Ｔｈｏｍｐｓｏｎ ＤＢꎬ Ｌｉｕ ＤＲ. ２０１４. Ｆｕｓｉｏｎ ｏｆ ｃａｔａｌｙｔｉｃａｌｌｙ
６８６ 植 物 保 护 学 报 ４２ 卷
ｉｎａｃｔｉｖｅ Ｃａｓ９ ｔｏ ＦｏｋＩ ｎｕｃｌｅａｓｅ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｔｈｅ ｓｐｅｃｉｆｉｃｉｔｙ ｏｆ ｇｅ￣
ｎｏｍｅ ｍｏｄｉｆｉｃａｔｉｏｎ. Ｎａｔｕｒｅ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙꎬ ３２: ５７７ － ５８２
Ｇｕｚｍａｎ￣Ａｒａｎｇｕｅｚ Ａꎬ Ｌｏｍａ Ｐꎬ Ｐｉｎｔｏｒ Ｊ. ２０１３. Ｓｍａｌｌ￣ｉｎｔｅｒｆｅｒｉｎｇ
ＲＮＡｓ (ｓｉＲＮＡｓ) ａｓ ａ ｐｒｏｍｉｓｉｎｇ ｔｏｏｌ ｆｏｒ ｏｃｕｌａｒ ｔｈｅｒａｐｙ. Ｂｒｉｔｉｓｈ
Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｐｈａｒｍａｃｏｌｏｇｙꎬ １７０(４): ７３０ － ７４７
Ｈａｆｔ ＤＨꎬ Ｓｅｌｅｎｇｕｔ Ｊꎬ Ｍｏｎｇｏｄｉｎ ＥＦꎬ Ｎｅｌｓｏｎ ＫＥ. ２００５. Ａ ｇｕｉｌｄ ｏｆ
４５ ＣＲＩＳＰＲ￣ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ( Ｃａｓ ) ｐｒｏｔｅｉｎ ｆａｍｉｌｉｅｓ ａｎｄ ｍｕｌｔｉｐｌｅ
ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ ｓｕｂｔｙｐｅｓ ｅｘｉｓｔ ｉｎ ｐｒｏｋａｒｙｏｔｉｃ ｇｅｎｏｍｅｓ. ＰＬｏＳ Ｃｏｍ￣
ｐｕｔａｔｉｏｎａｌ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ １(６): ｅ６０
Ｈａｍｉｌｔｏｎ ＡＪꎬ Ｂａｕｌｃｏｍｂｅ ＤＣ. １９９９. Ａ ｓｐｅｃｉｅｓ ｏｆ ｓｍａｌｌ ａｎｔｉｓｅｎｓｅ
ＲＮＡ ｉｎ ｐｏｓｔｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎａｌ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｉｎ ｐｌａｎｔｓ. Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ
２８６(５４４１): ９５０ － ９５２
Ｈｅｉｎｅｍａｎｎ ＪＡꎬ Ａｇａｐｉｔｏ￣Ｔｅｎｆｅｎ ＳＺꎬ Ｃａｒｍａｎ ＪＡ. ２０１３. Ａ ｃｏｍｐａｒａ￣
ｔｉｖｅ ｅｖａｌｕａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ＧＭ ｃｒｏｐｓ ｏｒ ｐｒｏｄｕｃｔｓ ｃｏｎｔａｉ￣
ｎｉｎｇ ｄｓＲＮＡ ａｎｄ ｓｕｇｇｅｓｔｅｄ ｉｍｐｒｏｖｅｍｅｎｔｓ ｔｏ ｒｉｓｋ ａｓｓｅｓｓｍｅｎｔｓ.
Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔ Ｉｎｔｅｒｎａｔｉｏｎａｌꎬ ５５: ４３ － ５５
Ｈｉｎａｓ Ａꎬ Ｗｒｉｇｈｔ ＡＪꎬ Ｈｕｎｔｅｒ ＣＰ. ２０１２. ＳＩＤ￣５ ｉｓ ａｎ ｅｎｄｏｓｏｍｅ￣ａｓｓｏ￣
ｃｉａｔｅｄ ｐｒｏｔｅｉｎ ｒｅｃｑｕｉｒｅｄ ｆｏｒ ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ｓｙｓｔｅｍｉｃ ＲＮＡｉ ｉｎ Ｃ. ｅｌｅ￣
ｇａｎｓ. Ｃｕｒｒｅｎｔ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ ２２(２０): １９３８ － １９４３
Ｈｏｒｖａｔｈ Ｐꎬ Ｂａｒｒａｎｇｏｕ Ｒ. ２０１０. ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓꎬ ｔｈｅ ｉｍｍｕｎｅ ｓｙｓｔｅｍ
ｏｆ ｂａｃｔｅｒｉａ ａｎｄ ａｒｃｈａｅａ. Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ３２７(５９６２): １６７ － １７０
Ｈｏｕ ＺＧꎬ Ｚｈａｎｇ Ｙꎬ Ｐｒｏｐｓｏｎ ＮＥꎬ Ｈｏｗｄｅｎ ＳＥꎬ Ｃｈｕ ＬＦꎬ Ｓｏｎｔｈｅｉｍｅｒ
ＥＪꎬ Ｔｈｏｍｓｏｎ ＪＡ. ２０１３. Ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ｇｅｎｏｍｅ ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ ｉｎ ｈｕｍａｎ
ｐｌｕｒｉｐｏｔｅｎｔ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ ｕｓｉｎｇ Ｃａｓ９ ｆｒｏｍ Ｎｅｉｓｓｅｒｉａ ｍｅｎｉｎｇｉｔｉｄｉｓ.
Ｐｒｏｃｅｅｄｉｎｇｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｎａｔｉｏｎａｌ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｕｎｉｔｅｄ
Ｓｔａｔｅｓ ｏｆ Ａｍｅｒｉｃａꎬ １１０(３９): １５６４４ － １５６４９
Ｈｓｕ ＰＤꎬ Ｌａｎｄｅｒ ＥＳꎬ Ｚｈａｎｇ Ｆ. ２０１４. Ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ａｎｄ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ
ｏｆ ＣＲＩＳＰＲ￣Ｃａｓ９ ｆｏｒ ｇｅｎｏｍｅ ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ. Ｃｅｌｌꎬ １５７ ( ６ ):
１２６２ － １２７８
Ｈｕｎｔｅｒ ＷＢꎬ Ｇｌｉｃｋ Ｅꎬ Ｐａｌｄｉ Ｎꎬ Ｂｅｘｔｉｎｅ ＢＲ. ２０１２. Ａｄｖａｎｃｅｓ ｉｎ ＲＮＡ
ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ: ｄｓＲＮＡ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｉｎ ｔｒｅｅｓ ａｎｄ ｇｒａｐｖｉｎｅｓ ｆｏｒ ｉｎｓｅｃｔ
ｐｅｓｔ ｓｕｐｐｒｅｓｓｉｏｎ. Ｓｏｕｔｈｗｅｓｔｅｒｎ Ｅｎｔｏｍｏｌｏｇｉｓｔꎬ ３７(１): ８５ － ８７
Ｈｕｖｅｎｎｅ Ｈꎬ Ｓｍａｇｇｈｅ Ｇ. ２０１０. Ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓ ｏｆ ｄｓＲＮＡ ｕｐｔａｋｅ ｉｎ ｉｎ￣
ｓｅｃｔｓ ａｎｄ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｏｆ ＲＮＡｉ ｆｏｒ ｐｅｓｔ ｃｏｎｔｒｏｌ: ａ ｒｅｖｉｅｗ. Ｊｏｕｒｎａｌ
ｏｆ Ｉｎｓｅｃｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙꎬ ５６(３): ２２７ － ２３５
Ｈｗａｎｇ ＷＹꎬ Ｆｕ ＹＦꎬ Ｒｅｙｏｎ Ｄꎬ Ｍａｅｄｅｒ ＭＬꎬ Ｔｓａｉ ＳＱꎬ Ｓａｎｄｅｒ ＪＤꎬ
Ｐｅｔｅｒｓｏｎ ＲＴꎬ Ｙｅｈ ＪＲＪꎬ Ｊｏｕｎｇ ＪＫ. ２０１３. Ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉ￣
ｔｉｎｇ ｉｎ ｚｅｂｒａｆｉｓｈ ｕｓｉｎｇ ａ ＣＲＩＳＰＲ￣Ｃａｓ ｓｙｓｔｅｍ. Ｎａｔｕｒｅ Ｂｉｏｔｅｃｈ￣
ｎｏｌｏｇｙꎬ ３１: ２２７ － ２２９
Ｉｓｈｉｎｏ Ｙꎬ Ｓｈｉｎａｇａｗａ Ｈꎬ Ｍａｋｉｎｏ Ｋꎬ Ａｍｅｍｕｒａ Ｍꎬ Ｎａｋａｔａ Ａ. １９８７.
Ｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｏｆ ｔｈｅ ｉａｐ ｇｅｎｅꎬ ｒｅｓｐｏｎｓｉｂｌｅ ｆｏｒ ａｌｋａｌｉｎｅ
ｐｈｏｓｐｈａｔａｓｅ ｉｓｏｚｙｍｅ ｃｏｎｖｅｒｓｉｏｎ ｉｎ Ｅｓｃｈｅｒｉｃｈｉａ ｃｏｌｉꎬ ａｎｄ ｉｄｅｎｔｉｆｉ￣
ｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｇｅｎｅ ｐｒｏｄｕｃｔ. Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｂａｃｔｅｒｉｏｌｏｇｙꎬ １６９(１２):
５４２９ － ５４３３
Ｊａｒｏｓｃｈ Ａꎬ Ｍｏｒｉｔｚ ＲＦＡ. ２０１１. Ｓｙｓｔｅｍｉｃ ＲＮＡ ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ ｉｎ ｔｈｅ ｈｏ￣
ｎｅｙｂｅｅ Ａｐｉｓ ｍｅｌｌｉｆｅｒａ: ｔｉｓｓｕｅ ｄｅｐｅｎｄｅｎｔ ｕｐｔａｋｅ ｏｆ ｆｌｏｕｒｅｓｃｅｎｔ
ｓｉＲＮＡ ａｆｔｅｒ ｉｎｔｒａ￣ａｂｄｏｍｉｎａｌ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ ｏｂｓｅｒｖｅｄ ｂｙ ｌａｓｅｒ￣
ｓｃａｎｎｉｎｇ ｍｉｃｒｏｓｃｏｐｙ. Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｉｎｓｅｃｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙꎬ ５７
(７): ８５１ － ８５７
Ｊｉａｎｇ ＦＧꎬ Ｄｏｕｄｎａ ＪＡ. ２０１５. Ｔｈｅ ｓｔｒｕｃｔｕｒａｌ ｂｉｏｌｏｇｙ ｏｆ ＣＲＩＳＰＲ￣Ｃａｓ
ｓｙｓｔｅｍｓ. Ｃｕｒｒｅｎｔ Ｏｐｉｎｉｏｎ ｉｎ Ｓｔｒｕｃｔｕｒａｌ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ ３０: １００ － １１１
Ｊｉｎｅｋ Ｍꎬ Ｃｈｙｌｉｎｓｋｉ Ｋꎬ Ｆｏｎｆａｒａ Ｉꎬ Ｈａｕｅｒ Ｍꎬ Ｄｏｕｄｎａ ＪＡꎬ Ｃｈａｒｐｅｎｔｉ￣
ｅｒ Ｅ. ２０１２. Ａ ｐｒｏｇｒａｍｍａｂｌｅ ｄｕａｌ￣ＲＮＡ￣ｇｕｉｄｅｄ ＤＮＡ ｅｎｄｏｎｕ￣
ｃｌｅａｓｅ ｉｎ ａｄａｐｔｉｖｅ ｂａｃｔｅｒｉａｌ ｉｍｍｕｎｉｔｙ. Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ３３７ (６０９６):
８１６ － ８２１
Ｊｏｓｅｐｈ Ｓꎬ Ｇｈｅｙｓｅｎ Ｇꎬ Ｓｕｂｒａｍａｎｉａｍ Ｋ. ２０１２. ＲＮＡ ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ ｉｎ
Ｐｒａｔｙｌｅｎｃｈｕｓ ｃｏｆｆｅａｅ: ｋｎｏｃｋｄｏｗｎ ｏｆ Ｐｃ￣ｐａｔ￣１０ ａｎｄ Ｐｃ￣ｕｎｃ￣８７
ｉｍｐｅｄｅｓ ｍｉｇｒａｔｉｏｎ. Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ａｎｄ Ｂｉｏｃｈｅｍｉｃａｌ Ｐａｒａｓｉｔｏｌｏｇｙꎬ
１８６(１): ５１ － ５９
Ｋａｒｌｉｋｏｗ Ｍꎬ Ｇｉｏｃ Ｂꎬ Ｓａｌｅｈ ＭＣ. ２０１４. ＲＮＡｉ ａｎｄ ａｎｔｉｖｉｒａｌ ｄｅｆｅｎｓｅ
ｉｎ Ｄｒｏｓｏｐｈｉｌａ: ｓｅｔｔｉｎｇ ｕｐ ａ ｓｙｓｔｅｍｉｃ ｉｍｍｕｎｅ ｒｅｓｏｎｓｅ. Ｄｅｖｅｌｏｐ￣
ｍｅｎｔａｌ ａｎｄ Ｃｏｍｐａｒａｔｉｖｅ Ｉｍｍｕｎｏｌｏｇｙꎬ ４２(１): ８５ － ９２
Ｋｅｎｎｅｄｙ Ｓꎬ Ｗａｎｇ Ｄꎬ Ｒｕｙｋｕｎ Ｇ. ２００４. Ａ ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ ｓｉＲＮＡ￣ｄｅ￣
ｇｒａｄｉｎｇ ＲＮａｓｅ ｎｅｇａｔｉｖｅｌｙ ｒｅｇｕｌａｔｅｓ ＲＮＡ ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ ｉｎ Ｃ. ｅｌｅ￣
ｇａｎｓ. Ｎａｔｕｒｅꎬ ４２７(６９７５): ６４５ － ６４９
Ｋｏｎｄｏ Ｓꎬ Ｕｅｄａ Ｒ. ２０１３. Ｈｉｇｈｌｙ ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｇｅｎｅ ｔａｒｇｅｔｉｎｇ ｂｙ ｇｅｒｍ￣
ｌｉｎｅ￣ｓｐｅｃｉｆｉｃ Ｃａｓ９ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｉｎ Ｄｒｏｓｏｐｈｉｌａ. Ｇｅｎｅｔｉｃｓꎬ １９５(３):
７１５ － ７２１
Ｋｏｔｗｉｃａ￣Ｒｏｌｉｎｓｋａ Ｊꎬ Ｇｖａｋｈａｒｉａ ＢＯꎬ Ｋｅｄｚｉｅｒｓｋａ Ｕꎬ Ｇｉｅｂｕｌｔｏｗｉｃｚ
ＪＭꎬ Ｂｅｂａｓ Ｐ. ２０１３. Ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｐｅｒｉｏｄ ＲＮＡｉ ｏｎ Ｖ￣ＡＴＰａｓｅ ｅｘ￣
ｐｒｅｓｓｉｏｎ ａｎｄ ｒｈｙｔｈｍｉｃ ｐＨ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｖａｓ ｄｅｆｅｒｅｎｓ ｏｆ Ｓｐｏ￣
ｄｏｐｔｅｒａ ｌｉｔｔｏｒａｌｉｓ (Ｌｅｐｉｄｏｐｔｅｒａ: Ｎｏｃｔｕｉｄａｅ). Ｉｎｓｅｃｔ Ｂｉｏｃｈｅｍｉｓ￣
ｔｒｙ ａｎｄ Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ ４３(６): ５２２ － ５３２
Ｋｕｒｔｈ ＥＧꎬ Ｐｅｒｅｍｙｓｌｏｖ ＶＶꎬ Ｐｒｏｋｈｎｅｖｓｋｙ ＡＩꎬ Ｋａｓｓｃｈａｕ ＫＤꎬ Ｍｉｌｌｅｒ
Ｍꎬ Ｃａｒｒｉｎｇｔｏｎ ＪＣꎬ Ｄｏｌｊａ ＶＶ. ２０１２. Ｖｉｒｕｓ￣ｄｅｒｉｖｅｄ ｇｅｎｅ ｅｘ￣
ｐｒｅｓｓｉｏｎ ａｎｄ ＲＮＡ ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ ｖｅｃｔｏｒ ｆｏｒ ｇｒａｐｖｉｎｅ. Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ
Ｖｉｒｏｌｏｇｙꎬ ８６(１１): ６００２ － ６００９
Ｌｉ Ｈꎬ Ｋｈａｊｕｒｉａ Ｃꎬ Ｒａｎｇａｓａｍｙ Ｍꎬ Ｇａｎｄｒａ Ｐꎬ Ｆｉｔｔｅｒ Ｍꎬ Ｇｅｎｇ Ｃꎬ
Ｗｏｏｓｅｌｙ Ａꎬ Ｈａｓｌｅｒ Ｊꎬ Ｓｃｈｕｌｅｎｂｅｒｇ Ｇꎬ Ｗｏｒｄｅｎ Ｓꎬ ｅｔ ａｌ. ２０１５.
Ｌｏｎｇ ｄｓＲＮＡ ｂｕｔ ｎｏｔ ｓｉＲＮＡ ｉｎｉｔｉａｔｅｓ ＲＮＡｉ ｉｎ ｗｅｓｔｅｒｎ ｃｏｒｎ ｒｏｏｔ￣
ｗｏｒｍ ｌａｒｖａｅ ａｎｄ ａｄｕｌｔｓ. Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ａｐｐｌｉｅｄ Ｅｎｔｏｍｏｌｏｇｙꎬ １３９
(６): ４３２ － ４４５
Ｌｉ Ｊꎬ Ｗａｎｇ ＸＰꎬ Ｗａｎｇ ＭＱꎬ Ｍａ ＷＨꎬ Ｈｕａ ＨＸ. ２０１３. Ａｄｖａｎｃｅｓ ｉｎ
ｔｈｅ ｕｓｅ ｏｆ ｔｈｅ ＲＮＡ ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ ｔｅｃｈｎｉｑｕｅ ｉｎ Ｈｅｍｉｐｔｅｒａ. Ｉｎｓｅｃｔ
Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ２０(１): ３１ － ３９
Ｌｉａｏ ＨＫꎬ Ｇｕ Ｙꎬ Ｄｉａｚ Ａꎬ Ｍａｒｌｅｔｔ Ｊꎬ Ｔａｋａｈａｓｈｉ Ｙꎬ Ｌｉ Ｍꎬ Ｓｕｚｕｋｉ Ｋꎬ
Ｘｕ Ｒꎬ Ｈｉｓｈｉｄａ Ｔꎬ Ｃｈａｎｇ ＣＪꎬ ｅｔ ａｌ. ２０１５. Ｕｓｅ ｏｆ ｔｈｅ ＣＲＩＳＰＲ /
Ｃａｓ９ ｓｙｓｔｅｍ ａｓ ａｎ ｉｎｔｒａｃｅｌｌｕｌａｒ ｄｅｆｅｎｓｅ ａｇａｉｎｓｔ ＨＩＶ￣１ ｉｎｆｅｃｔｉｏｎ
ｉｎ ｈｕｍａｎ ｃｅｌｌｓ. Ｎａｔｕｒｅ Ｃｏｍｍｕｎｉｃａｔｉｏｎｓꎬ ６: ６４１３
Ｌｉｎ Ｘꎬ Ｗａｎｇ Ｇ. ２０１５. Ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｏｆ ａ ＲＮＡｉ￣ｂａｓｅｄ ｒｅｌｅａｓｅ ｏｆ ｉｎ￣
ｓｅｃｔｓ ｃａｒｒｙｉｎｇ ｄｏｍｉｎａｎｔ ｌｅｔｈａｌ ( ＲＩＤＬ) ｓｙｓｔｅｍ ｉｎ Ｄｒｏｓｏｐｈｉｌａ
ｍｅｌａｎｏｇａｓｔｅｒ. Ｓｃｉｅｎｃｅ Ｂｕｌｌｅｔｉｎꎬ ６０(３): ３５６ － ３６２
Ｌｉｕ ＰＰꎬ Ｌｏｎｇ ＬＪꎬ Ｘｉｏｎｇ Ｋꎬ Ｙｕ Ｂꎬ Ｃｈａｎｇ ＮＮꎬ Ｘｉｏｎｇ ＪＷꎬ Ｚｈｕ ＺＹꎬ
Ｌｉｕ Ｄ. ２０１４. Ｈｅｒｉｔａｂｌｅ / ｃｏｎｄｉｔｉｏｎａｌ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｉｎ Ｃ. ｅｌｅ￣
ｇａｎｓ ｕｓｉｎｇ ａ ＣＲＩＳＰＲ￣Ｃａｓ９ ｆｅｅｄｉｎｇ ｓｙｓｔｅｍ. Ｃｅｌｌ Ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ ２４:
８８６ － ８８９
Ｌｏｎｇ ＣＺꎬ ＭｃＡｎａｌｌｙ ＪＲꎬ Ｓｈｅｌｔｏｎ ＪＭꎬ Ｍｉｒｅａｕｌｔ ＡＡꎬ Ｂａｓｓｅｌ￣Ｄｕｂｙ Ｒꎬ
Ｏｌｓｏｎ ＥＮ. ２０１４. Ｐｒｅｖｅｎｔｉｏｎ ｏｆ ｍｕｓｃｕｌａｒ ｄｙｓｔｒｏｐｈｙ ｉｎ ｍｉｃｅ ｂｙ
ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９￣ｍｅｄｉａｔｅｄ ｅｄｉｔｉｎｇ ｏｆ ｇｅｒｍｌｉｎｅ ＤＮＡ. Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ３４５
(６２０１): １１８４ － １１８８
７８６５ 期 Ｘｕ Ｌｉｎｇｈｕａꎬ ｅｔ ａｌ. : Ｔｈｅ ｃｏｍｉｎｇ ｏｆ ＲＮＡ￣ｂａｓｅｄ ｐｅｓｔ ｃｏｎｔｒｏｌｓ
Ｌｏｓｅｙ ＪＥꎬ Ｒａｙｏｒ ＬＳꎬ Ｃａｒｔｅｒ ＭＥ. １９９９. Ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｐｏｌｌｅｎ ｈａｒｍｓ
ｍｏｎａｒｃｈ ｌａｒｖａｅ. Ｎａｔｕｒｅꎬ ３９９: ２１４
Ｌｕｎｄｇｒｅｎ ＪＧꎬ Ｄｕａｎ ＪＪ. ２０１３. ＲＮＡｉ￣ｂａｓｅｄ ｉｎｓｅｃｔｉｃｉｄａｌ ｃｒｏｐｓ: ｐｏ￣
ｔｅｎｔｉａｌ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｎ ｎｏｎｔａｒｇｅｔ ｓｐｅｃｉｅｓ. ＢｉｏＳｃｉｅｎｃｅꎬ ６３(８): ６５７ －
６６５
Ｍａ ＳＹꎬ Ｃｈａｎｇ ＪＳꎬ Ｗａｎｇ ＸＧꎬ Ｌｉｕ ＹＹꎬ Ｚｈａｎｇ ＪＤꎬ Ｌｕ Ｗꎬ Ｇａｏ Ｊꎬ
Ｓｈｉ Ｒꎬ Ｚｈａｏ Ｐꎬ Ｘｉａ ＱＹ. ２０１４. ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ ｍｅｄｉａｔｅｄ ｍｕｌｔｉ￣
ｐｌｅｘ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ａｎｄ ｈｅｒｉｔａｂｌｅ ｍｕｔａｇｅｎｅｓｉｓ ｏｆ ＢｍＫｕ７０ ｉｎ
Ｂｏｍｂｙｘ ｍｏｒｉ. Ｓｃｉｅｎｔｉｆｉｃ Ｒｅｐｏｒｔｓꎬ ４: ４４８９＃ . ＤＯＩ:１０ １０３８ /
ｓｒｅｐ０４４８９
Ｍａｌｉ Ｐꎬ Ｙａｎｇ Ｌꎬ Ｅｓｖｅｌｔ ＫＭꎬ Ａａｃｈ Ｊꎬ Ｇｕｅｌｌ Ｍꎬ ＤｉＣａｒｌｏ ＪＥꎬ Ｎｏｒ￣
ｖｉｌｌｅ ＪＥꎬ Ｃｈｕｒｃｈ ＧＭ. ２０１３. ＲＮＡ￣ｇｕｉｄｅｄ ｈｕｍａｎ ｇｅｎｏｍｅ ｅｎｇｉ￣
ｎｅｅｒｉｎｇ ｖｉａ Ｃａｓ９. Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ３３９(６１２１): ８２３ － ８２６
Ｍａｎｓｏｏｒ Ｓꎬ Ａｍｉｎ Ｉꎬ Ｈｕｓｓａｉｎ Ｍꎬ Ｚａｆａｒ Ｙꎬ Ｂｒｉｄｄｏｎ ＲＷ. ２００６. Ｅｎ￣
ｇｉｎｅｅｒｉｎｇ ｎｏｖｅｌ ｔｒａｉｔｓ ｉｎ ｐｌａｎｔｓ ｔｈｒｏｕｇｈ ＲＮＡ ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ.
Ｔｒｅｎｄｓ ｉｎ Ｐｌａｎｔ Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ １１(１１): ５５９ － ５６５
Ｍａｏ ＹＢꎬ Ｃａｉ ＷＪꎬ Ｗａｎｇ ＪＷꎬ Ｈｏｎｇ ＧＪꎬ Ｔａｏ ＸＹꎬ Ｗａｎｇ ＬＪꎬ Ｈｕａｎｇ
ＹＰꎬ Ｃｈｅｎ ＸＹ. ２００７. Ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ａ ｃｏｔｔｏｎ ｂｏｌｌｗｏｒｍ Ｐ４５０ ｍｏｎｏｏ￣
ｘｙｇｅｎａｓｅ ｇｅｎｅ ｂｙ ｐｌａｎｔ￣ｍｅｄｉａｔｅｄ ＲＮＡｉ ｉｍｐａｉｒｓ ｌａｒｖａｌ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ
ｏｆ ｇｏｓｓｙｐｏｌ. Ｎａｔｕｒｅ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙꎬ ２５(１１): １３０７ － １３１３
Ｍａｒｒａｆｆｉｎｉ ＬＡꎬ Ｓｏｎｔｈｅｉｍｅｒ ＥＪ. ２００８. ＣＲＩＳＰＲ ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ ｌｉｍｉｔｓ
ｈｏｒｉｚｏｎｔａｌ ｇｅｎｅ ｔｒａｎｓｆｅｒ ｉｎ ｓｔａｐｈｙｌｏｃｏｃｃｉ ｂｙ ｔａｒｇｅｔｉｎｇ ＤＮＡ. Ｓｃｉ￣
ｅｎｃｅꎬ ３２２(５９０９): １８４３ － １８４５
Ｍａｒｔíｎ Ｄꎬ Ｍａｅｓｔｒｏ Ｏꎬ Ｃｒｕｚ Ｊꎬ Ｍａｎé￣Ｐａｄｒóｓ Ｄꎬ Ｂｅｌｌéｓ Ｘ. ２００６.
ＲＮＡｉ ｓｔｕｄｉｅｓ ｒｅｖｅａｌ ａ ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ ｒｏｌｅ ｆｏｒ ＲＸＲ ｉｎ ｍｏｌｔｉｎｇ ｉｎ ｔｈｅ
ｃｏｃｋｒｏａｃｈ Ｂｌａｔｔｅｌｌａ ｇｅｒｍａｎｉｃａ. Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｉｎｓｅｃｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙꎬ ５２
(４): ４１０ － ４１６
Ｍｉｇｕｅｌ ＫＳꎬ Ｓｃｏｔｔ ＪＧ. ２０１５. Ｔｈｅ ｎｅｘｔ ｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｎｓｅｃｔｉｃｉｄｅｓ:
ｄｓＲＮＡ ｉｓ ｓｔａｂｌｅ ａｓ ａ ｆｏｌｉａｒ￣ａｐｐｌｉｅｄ ｉｎｓｅｃｔｉｃｉｄｅ. Ｐｅｓｔ Ｍａｎａｇｅ￣
ｍｅｎｔ Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ＤＯＩ: １０ １００２ / ｐｓ. ４０５６
Ｍｉｙａｗａｋｉ Ｋꎬ Ｍｉｔｏ Ｔꎬ Ｓａｒａｓｈｉｎａ Ｉꎬ Ｚｈａｎｇ Ｈꎬ Ｓｈｉｎｍｙｏ Ｙꎬ Ｏｈｕｃｈｉ
Ｈꎬ Ｎｏｊｉ Ｓ. ２００４. Ｉｎｖｏｌｖｅｍｅｎｔ ｏｆ Ｗｉｎｇｌｅｓｓ / Ａｒｍａｄｉｌｌｏ ｓｉｇｎａｌｉｎｇ
ｉｎ ｔｈｅ ｐｏｓｔｅｒｉｏｒ ｓｅｑｕｅｎｔｉａｌ ｓｅｇｍｅｎｔａｔｉｏｎ ｉｎ ｔｈｅ ｃｒｉｃｋｅｔꎬ Ｇｒｙｌｌｕｓ
ｂｉｍａｃｕｌａｔｕｓ ( Ｏｒｔｈｏｐｔｅｒａ )ꎬ ａｓ ｒｅｖｅａｌｅｄ ｂｙ ＲＮＡｉ ａｎａｌｙｓｉｓ.
Ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓ ｏｆ Ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔꎬ １２１(２): １１９ － １３０
Ｍｏｓｃｏｕ ＭＪꎬ Ｂｏｇｄａｎｏｖｅ ＡＪ. ２００９. Ａ ｓｉｍｐｌｅ ｃｉｐｈｅｒ ｇｏｖｅｒｎｓ ＤＮＡ
ｒｅｃｏｇｎｉｔｉｏｎ ｂｙ ＴＡＬ ｒｆｆｅｃｔｏｒｓ. Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ３２６(５９５９): １５０１
Ｎａｉｔｏ Ｙꎬ Ｈｉｎｏ Ｋꎬ Ｂｏｎｏ Ｈꎬ Ｕｉ￣Ｔｅｉ Ｋ. ２０１５. ＣＲＩＳＰＲｄｉｒｅｃｔ: ｓｏｆｔ￣
ｗａｒｅ ｆｏｒ ｄｅｓｉｇｎｉｎｇ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ ｇｕｉｄｅ ＲＮＡ ｗｉｔｈ ｒｅｄｕｃｅｄ ｏｆｆ￣
ｔａｒｇｅｔ ｓｉｔｅｓ. Ｂｉｏｉｎｆｏｒｍａｔｉｃｓꎬ ３１(７): １１２０ － １１２３
Ｎａｐｏｌｉ Ｃꎬ Ｌｅｍｉｅｕｘ Ｃꎬ Ｊｏｒｇｅｎｓｅｎ Ｒ. １９９０. Ｉｎｔｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ａ ｃｈｉｍｅｒ￣
ｉｃ ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅ ｇｅｎｅ ｉｎｔｏ ｐｅｔｕｎｉａ ｒｅｓｕｌｔｓ ｉｎ ｒｅｖｅｒｓｉｂｌｅ ｃｏ￣
ｓｕｐｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｈｏｍｏｌｏｇｏｕｓ ｇｅｎｅｓ ｉｎ ｔｒａｎｓ. Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ ２ (４):
２７９ － ２８９
Ｎｉｓｈｉｍａｓｕ Ｈꎬ Ｒａｎ ＦＡꎬ Ｈｓｕ ＰＤꎬ Ｋｏｎｅｒｍａｎｎ Ｓꎬ Ｓｈｅｈａｔａ ＳＩꎬ Ｄｏｈｍ￣
ａｅ Ｎꎬ Ｉｓｈｉｔａｎｉ Ｒꎬ Ｚｈａｎｇ Ｆꎬ Ｎｕｒｅｋｉ Ｏ. ２０１４. Ｃｒｙｓｔａｌ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ
ｏｆ Ｃａｓ９ ｉｎ ｃｏｍｐｌｅｘ ｗｉｔｈ ｇｕｉｄｅ ＲＮＡ ａｎｄ ｔａｒｇｅｔ ＤＮＡ. Ｃｅｌｌꎬ １５６
(５): ９３５ － ９４９
Ｏｙｅ ＫＡꎬ Ｅｓｖｅｌｔ Ｋꎬ Ａｐｐｌｅｔｏｎ Ｅꎬ Ｃａｔｔｅｒｕｃｃｉａ Ｆꎬ Ｃｈｕｒｃｈ Ｇꎬ Ｋｕｉｋｅｎ
Ｔꎬ Ｌｉｇｈｔｆｏｏｔ ＳＢＹꎬ ＭｃＮａｍａｒａ Ｊꎬ Ｓｍｉｄｌｅｒ Ａꎬ Ｃｏｌｌｉｎｓ ＪＰ. ２０１４.
Ｒｅｇｕｌａｔｉｎｇ ｇｅｎｅ ｄｒｉｖｅｓ. Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ３４５(６１９７): ６２６ － ６２８
Ｐｉｔｉｎｏ Ｍꎬ Ｃｏｌｅｍａｎ ＡＤꎬ Ｍａｆｆｅｉ ＭＥꎬ Ｒｉｄｏｕｔ ＣＪꎬ Ｈｏｇｅｎｈｏｕｔ ＳＡ.
２０１１. Ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｏｆ ａｐｈｉｄ ｇｅｎｅｓ ｂｙ ｄｓＲＮＡ ｆｅｅｄｉｎｇ ｆｒｏｍ ｐｌａｎｔｓ.
ＰＬｏＳ ＯＮＥꎬ ６(１０): ｅ２５７０９
Ｐｏｌｓｔｅｉｎ ＬＲꎬ Ｇｅｒｓｂａｃｈ ＣＡ. ２０１５. Ａ ｌｉｇｈｔ￣ｉｎｄｕｃｉｂｌｅ ＣＲＩＳＰＲ￣Ｃａｓ９
ｓｙｓｔｅｍ ｆｏｒ ｃｏｎｔｒｏｌ ｏｆ ｅｎｄｏｇｅｎｏｕｓ ｇｅｎｅ ａｃｔｉｖａｔｉｏｎ. Ｎａｔｕｒｅ Ｃｈｅｍｉ￣
ｃａｌ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ １１: １９８ － ２００
Ｐｒｅｎｔｉｃｅ Ｋꎬ Ｐｅｒｔｒｙ Ｉꎬ Ｃｈｒｉｓｔｉａｅｎｓ Ｏꎬ Ｂａｕｔｅｒｓ Ｌꎬ Ｂａｉｌｅｙ Ａꎬ Ｎｉｂｌｅｔｔ
Ｃꎬ Ｇｈｉｓｌａｉｎ Ｍꎬ Ｇｈｅｙｓｅｎ Ｇꎬ Ｓｍａｇｇｈｅ Ｇ. ２０１５. Ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｏｍｅ
ａｎａｌｙｓｉｓ ａｎｄ ｓｙｓｔｅｍｉｃ ＲＮＡｉ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｉｎ ｔｈｅ ｔｈｅ Ａｆｒｉｃａｎ ｓｗｅｅｔ￣
ｐｏｔａｔｏ ｗｅｅｖｉｌ ( Ｃｙｌａｓ ｐｕｎｃｔｉｃｏｌｌｉｓꎬ Ｃｏｌｅｏｐｔｅｒａ: Ｂｒｅｎｔｉｄａｅ ).
ＰＬｏＳ ＯＮＥꎬ １０(１): ｅ０１１５３３６
Ｐｒｉｃｅ ＤＲＧꎬ Ｇａｔｅｈｏｕｓｅ ＪＡ. ２００８. ＲＮＡｉ￣ｍｅｄｉａｔｅｄ ｃｒｏｐ ｐｒｏｔｅｃｔｉｏｎ
ａｇａｉｎｓｔ ｉｎｓｅｃｔｓ. Ｔｒｅｎｄｓ ｉｎ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙꎬ ２６(７): ３９３ － ４００
Ｑｉ ＬＳꎬ Ｌａｒｓｏｎ ＭＨꎬ Ｇｉｌｂｅｒｔ ＬＡꎬ Ｄｏｕｄｎａ ＪＡꎬ Ｗｅｉｓｓｍａｎ ＪＳꎬ Ａｒｋｉｎ
ＡＰꎬ Ｌｉｍ ＷＡ. ２０１３. Ｒｅｐｕｒｐｏｓｉｎｇ ＣＲＩＳＰＲ ａｓ ａｎ ＲＮＡ￣ｇｕｉｄｅｄ
ｐｌａｔｆｏｒｍ ｆｏｒ ｓｅｑｕｅｎｃｅ￣ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｃｏｎｔｒｏｌ ｏｆ ｇｅｎｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ. Ｃｅｌｌꎬ
１５２(５): １１７３ － １１８３
Ｒａｍｅｓｈ ＳＶ. ２０１３. Ｎｏｎ￣ｃｏｄｉｎｇ ＲＮＡｓ ｉｎ ｃｒｏｐ ｇｅｎｅｔｉｃ ｍｏｄｉｆｉｃａｔｉｏｎ:
ｃｏｎｓｉｄｅｒａｔｉｏｎｓ ａｎｄ ｐｒｅｄｉｃｔａｂｌｅ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ ｒｉｓｋ ａｓｓｅｓｓｍｅｎｔｓ
(ＥＲＡ). Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙꎬ ５５(１): ８７ － １００
Ｒａｎ ＦＡꎬ Ｈｓｕ ＰＤꎬ Ｌｉｎ ＣＹꎬ Ｇｏｏｔｅｎｂｅｒｇ ＪＳꎬ Ｋｏｎｅｒｍａｎｎ Ｓꎬ Ｔｒｅｖｉｎｏ
ＡＥꎬ Ｓｃｏｔｔ ＤＡꎬ Ｉｎｏｕｅ Ａꎬ Ｍａｔｏｂａ Ｓꎬ Ｚｈａｎｇ Ｙꎬ ｅｔ ａｌ. ２０１３.
Ｄｏｕｂｌｅ ｎｉｃｋｉｎｇ ｂｙ ＲＮＡ￣ｇｕｉｄｅｄ ＣＲＩＳＰＲ Ｃａｓ９ ｆｏｒ ｅｎｈａｎｃｅｄ ｇｅ￣
ｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｓｐｅｃｉｆｉｃｉｔｙ. Ｃｅｌｌꎬ １５４(６): １３８０ － １３８９
Ｒａｎｇａｎａｔｈａｎ Ｖꎬ Ｗａｈｌｉｎ Ｋꎬ Ｍａｒｕｏｔｔｉ Ｊꎬ Ｚａｃｋ ＤＪ. ２０１４. Ｅｘｐａｎｓｉｏｎ
ｏｆ ｔｈｅ ＣＲＩＳＰＲ￣Ｃａｓ９ ｇｅｎｏｍｅ ｔａｒｇｅｔｉｎｇ ｓｐａｃｅ ｔｈｒｏｕｇｈ ｔｈｅ ｕｓｅ ｏｆ
Ｈ１ ｐｒｏｍｏｔｅｒ￣ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ ｇｕｉｄｅ ＲＮＡｓ. Ｎａｔｕｒｅ Ｃｏｍｍｕｎｉｃａｔｉｏｎｓꎬ
５: ４５１６＃ . ＤＯＩ: １０ １０３８ / ｎｃｏｍｍｓ５５１６
Ｒｅａｒｄｏｎ Ｗꎬ Ｃｈａｋｒａｂｏｒｔｅｅ Ｓꎬ Ｐｅｒｅｉｒａ ＴＣꎬ Ｔｙｓｏｎ Ｔꎬ Ｂａｎｔｏｎ ＭＣꎬ
Ｄｏｌａｎ ＫＭꎬ Ｃｕｌｌｅｔｏｎ ＢＡꎬ Ｗｉｓｅ ＭＪꎬ Ｂｕｒｎｅｌｌ ＡＭꎬ Ｔｕｎｎａｃｌｉｆｆｅ
Ａ. ２０１０. Ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｐｒｏｆｉｌｉｎｇ ａｎｄ ｃｒｏｓｓｐ￣ｓｐｅｃｉｅｓ ＲＮＡ ｉｎｔｅｒｆｅｒ￣
ｅｎｃｅ (ＲＮＡｉ) ｏｆ ｄｅｓｉｃｃａｔｉｏｎ￣ｉｎｄｕｃｅｄ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｓ ｉｎ ｔｈｅ ａｎｈｙｄｒｏ￣
ｂｉｏｔｉｃ ｎｅｍａｔｏｄｅ Ａｐｈｅｌｅｎｃｈｕｓ ａｖｅｎａｅ. ＢＭＣ Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ
１１: ６＃ . ＤＯＩ: １０ １１８６ / １４７１￣２１９９￣１１￣６
Ｒｏｓｉ￣Ｍａｒｓｈａｌｌ ＥＪꎬ Ｔａｎｋ ＪＬꎬ Ｒｏｙｅｒ ＴＶꎬ Ｗｈｉｌｅｓ ＭＲꎬ Ｅｖａｎｓ￣Ｗｈｉｔｅ
Ｍꎬ Ｃｈａｍｂｅｒｓ Ｃꎬ Ｇｒｉｆｆｉｔｈｓ ＮＡꎬ Ｐｏｋｅｌｓｅｋ Ｊꎬ Ｓｔｅｐｈｅｎ ＭＬ.
２００７. Ｔｏｘｉｎｓ ｉｎ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｃｒｏｐ ｂｙｐｒｏｄｕｃｔｓ ｍａｙ ａｆｆｅｃｔ ｈｅａｄｗａ￣
ｔｅｒ ｓｔｒｅａｍ ｅｃｏｓｙｓｔｅｍｓ. Ｐｒｏｃｅｅｄｉｎｇｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｎａｔｉｏｎａｌ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ
Ｓｃｉｅｎｃｅｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｕｎｉｔｅｄ Ｓｔａｔｅｓ ｏｆ Ａｍｅｒｉｃａꎬ １０４ ( ４１ ):
１６２０４ － １６２０８
Ｓａｎｄｅｒ ＪＤꎬ Ｊｏｕｎｇ ＪＫ. ２０１４. ＣＲＩＳＰＲ￣Ｃａｓ ｓｙｓｔｅｍｓ ｆｏｒ ｅｄｉｔｉｎｇꎬ ｒｅｇｕ￣
ｌａｔｉｎｇ ａｎｄ ｔａｒｇｅｔｉｎｇ ｇｅｎｏｍｅｓ. Ｎａｔｕｒｅ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙꎬ ３２ (４):
３４７ － ３５５
Ｓｃｈｗａｎｋ Ｇꎬ Ｋｏｏ ＢＫꎬ Ｓａｓｓｅｌｌｉ Ｖꎬ Ｄｅｋｋｅｒｓ ＪＦꎬ Ｈｅｏ Ｉꎬ Ｄｅｍｉｒｃａｎ Ｔꎬ
Ｓａｓａｋｉ Ｎꎬ Ｂｏｙｍａｎｓ Ｓꎬ Ｃｕｐｐｅｎ Ｅꎬ ｖａｎ ｄｅｒ Ｅｎｔ ＣＫꎬ ｅｔ ａｌ.
２０１３. Ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｒｅｐａｉｒ ｏｆ ＣＦＴＲ ｂｙ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９ ｉｎ ｉｎｔｅｓｔｉｎａｌ
ｓｔｅｍ ｃｅｌｌ ｏｒｇａｎｏｉｄｓ ｏｆ ｃｙｓｔｉｃ ｆｉｂｒｏｓｉｓ ｐａｔｉｅｎｔｓ. Ｃｅｌｌ Ｓｔｅｍ Ｃｅｌｌꎬ
１３(６): ６５３ － ６５８
Ｓｅｅｇｅｒ Ｃꎬ Ｓｏｈｎ ＪＡ. ２０１４. Ｔａｒｇｅｔｉｎｇ ｈｅｐａｔｉｔｉｓ Ｂ ｖｉｒｕｓ ｗｉｔｈ ＣＲＩＳＰＲ /
８８６ 植 物 保 护 学 报 ４２ 卷
Ｃａｓ９. Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｔｈｅｒａｐｙ￣Ｎｕｃｌｅｉｃ Ａｃｉｄｓꎬ ３: ｅ２１６
Ｓｈａｌｅｍ Ｏꎬ Ｓａｎｊａｎａ ＮＥꎬ Ｈａｒｔｅｎｉａｎ Ｅꎬ Ｓｈｉ Ｘꎬ Ｓｃｏｔｔ ＤＡꎬ Ｍｉｋｋｅｌｓｅｎ
ＴＳꎬ Ｈｅｃｋｌ Ｄꎬ Ｅｂｅｒｔ ＢＬꎬ Ｒｏｏｔ ＤＥꎬ Ｄｏｅｎｃｈ ＪＧꎬ ｅｔ ａｌ. ２０１４.
Ｇｅｎｏｍｅ￣ｓｃａｌｅ ＣＲＩＳＰＲ￣Ｃａｓ９ ｋｎｏｃｋｏｕｔ ｓｃｒｅｅｎｉｎｇ ｉｎ ｈｕｍａｎ
ｃｅｌｌｓ. Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ３４３(６１６６): ８４ － ８７
Ｓｈｉ ＸＺꎬ Ｇｕｏ ＺＪꎬ Ｚｈｕ Ｘꎬ Ｗａｎｇ ＳＬꎬ Ｘｕ ＢＹꎬ Ｘｉｅ Ｗꎬ Ｚｈａｎｇ ＹＪꎬ Ｗｕ
ＱＪ. ２０１２. ＲＮＡｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ ｏｆ ｔｈｅ ｉｎｈｉｂｉｔｏｒｙ ｇｌｕｔａｍａｔｅ ｒｅｃｅｐｔｏｒ
ｉｎ Ｐｌｕｔｅｌｌａ ｘｙｌｏｓｔｅｌｌａ (Ｌｅｐｉｄｏｐｔｅｒａ: Ｐｌｕｔｅｌｌｉｄａｅ). Ａｃｔａ Ｅｎｔｏｍｏ￣
ｌｏｇｉｃａ Ｓｉｎｉｃａꎬ ５５(１２): １３３１ － １３３６ (ｉｎ Ｃｈｉｎｅｓｅ)
Ｓｉｎｇｈ Ｒꎬ Ｓｔｏｃｋａｒｄ ＣＲꎬ Ｇｒｉｚｚｌｅ ＷＥꎬ Ｌｉｌｌａｒｄ ＪＷꎬ Ｓｉｎｇｈ Ｓ. ２０１１.
Ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ａｎｄ ｈｉｓｔｏｐａｔｈｏｌｏｇｉｃａｌ ｃｏｒｒｅｌａｔｉｏｎ ｏｆ ＣＣＲ９ ａｎｄ
ＣＣＬ２５ ｉｎ ｏｖａｒｉａｎ ｃａｎｃｅｒ. Ｉｎｔｅｒｎａｔｉｏｎａｌ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｏｎｃｏｌｏｇｙꎬ ３９
(２): ３７３ － ３８１
Ｓｍａｇｇｈｅ Ｇꎬ Ｓｗｅｖｅｒｓ Ｌ. ２０１４. Ｅｄｉｔｏｒｉａｌ ｏｖｅｒｖｉｅｗ: ｐｅｓｔｓ ａｎｄ ｒｅｓｉｓｔ￣
ａｎｃｅ￣ＲＮＡｉ ｒｅｓｅａｒｃｈ ｉｎ ｉｎｓｅｃｔｓ. Ｃｕｒｒｅｎｔ Ｏｐｉｎｉｏｎ ｉｎ Ｉｎｓｅｃｔ Ｓｃｉ￣
ｅｎｃｅꎬ ６: ４ － ５
Ｔａｂａｒａ Ｈꎬ Ｇｒｉｓｈｏｋ Ａꎬ Ｍｅｌｌｏ ＣＣ. １９９８. ＲＮＡｉ ｉｎ Ｃ. ｅｌｅｇａｎｓ: ｓｏａ￣
ｋｉｎｇ ｉｎ ｔｈｅ ｇｅｎｏｍｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅ. Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ２８２(５３８８): ４３０ － ４３１
Ｔｅｎｌｌａｄｏ Ｆꎬ Ｍａｒｔíｎｅｚ￣Ｇａｒｃíａ Ｂꎬ Ｖａｒｇａｓ Ｍꎬ Ｄíａｚ￣Ｒｕíｚ ＪＲ. ２００３.
Ｃｒｕｄｅ ｅｘｔｒａｃｔｓ ｏｆ ｂａｃｔｅｒｉａｌｌｙ ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ ｄｓＲＮＡ ｃａｎ ｂｅ ｕｓｅｄ ｔｏ
ｐｒｏｔｅｃｔ ｐｌａｎｔｓ ａｇａｉｎｓｔ ｖｉｒｕｓ ｉｎｆｅｃｔｉｏｎｓ. ＢＭＣ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙꎬ ３:
３＃ . ＤＯＩ: １０ １１８６ / １４７２￣６７５０￣３￣３
Ｔｉｍｍｏｎｓ Ｌꎬ Ｆｉｒｅ Ａ. １９９８. Ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ ｂｙ ｉｎｇｅｓｔｅｄ ｄｓＲ￣
ＮＡ. Ｎａｔｕｒｅꎬ ３９５(６７０５): ８５４
Ｔｏｍｏｙａｓｕ Ｙꎬ Ｍｉｌｌｅｒ ＳＣꎬ Ｔｏｍｉｔａ Ｓꎬ Ｓｃｈｏｐｐｍｅｉｅｒ Ｍꎬ Ｇｒｏｓｓｍａｎｎ Ｄꎬ
Ｂｕｃｈｅｒ Ｇ. ２００８. Ｅｘｐｌｏｒｉｎｇ ｓｙｓｔｅｍｉｃ ＲＮＡ ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ ｉｎ ｉｎ￣
ｓｅｃｔｓ: ａ ｇｅｎｏｍｅ￣ｗｉｄｅ ｓｕｒｖｅｙ ｆｏｒ ＲＮＡｉ ｇｅｎｅｓ ｉｎ Ｔｒｉｂｏｌｉｕｍ. Ｇｅ￣
ｎｏｍｅ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ ９(１): １０＃ . ＤＯＩ: １０ １１８６ / ｇｂ￣２００８￣９￣１￣ｒ１０
Ｔｏｐｒａｋ Ｕꎬ Ｂａｌｄｗｉｎ Ｄꎬ Ｅｒｌａｎｄｓｏｎ Ｍꎬ Ｇｉｌｌｏｔｔ Ｃꎬ Ｈａｒｒｉｓ Ｓꎬ Ｈｅｇｅｄｕｓ
ＤＤ. ２０１３. Ｉｎ ｖｉｔｒｏ ａｎｄ ｉｎ ｖｉｖｏ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ＲＮＡ ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ
ｆｏｒ ｔａｒｇｅｔｉｎｇ ｇｅｎｅｓ ｉｎｖｏｌｖｅｄ ｉｎ ｐｅｒｉｔｒｏｐｈｉｃ ｍａｔｒｉｘ ｓｙｎｔｈｅｓｉｓ ｉｎ ａ
ｌｅｐｉｄｏｐｔｅｒａｎ ｓｙｓｔｅｍ. Ｉｎｓｅｃｔ Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ２０(１): ９２ － １００
Ｔｓａｉ ＳＱꎬ Ｗｙｖｅｋｅｎｓ Ｎꎬ Ｋｈａｙｔｅｒ Ｃꎬ Ｆｏｄｅｎ ＪＡꎬ Ｔｈａｐａｒ Ｖꎬ Ｒｅｙｏｎ Ｄꎬ
Ｇｏｏｄｗｉｎ ＭＪꎬ Ａｒｙｅｅ ＭＪꎬ Ｊｏｕｎｇ ＪＫ. ２０１４. Ｄｉｍｅｒｉｃ ＣＲＩＳＰＲ
ＲＮＡ￣ｇｕｉｄｅｄ ＦｏｋＩ ｎｕｃｌｅａｓｅｓ ｆｏｒ ｈｉｇｈｌｙ ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ.
Ｎａｔｕｒｅ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙꎬ ３２: ５６９ － ５７６
Ｗａｈ ＤＡꎬ Ｈｉｒｓｃｈ ＪＡꎬ Ｄｏｒｎｅｒ ＬＦꎬ Ｓｃｈｉｌｄｋｒａｕｔ Ｉꎬ Ａｇｇａｒｗａｌ ＡＫ.
１９９７. Ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ｏｆ ｔｈｅ ｍｕｌｔｉｍｏｄｕｌａｒ ｅｎｄｏｎｕｃｌｅａｓｅ ＦｏｋⅠ ｂｏｕｎｄ
ｔｏ ＤＮＡ. Ｎａｔｕｒｅꎬ ３８８(６６３７): ９７ － １００
Ｗａｌｔｚ Ｅ. ２００９. Ｂａｔｔｌｅｆｉｅｌｄ: ｐａｐｅｒｓ ｓｕｇｇｅｓｔｉｎｇ ｔｈａｔ ｂｉｏｔｅｃｈ ｃｒｏｐｓ
ｍｉｇｈｔ ｈａｒｍ ｔｈｅ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔ ａｔｔｒａｃｔ ｈａｉｌ ｏｆ ａｂｕｓｅ ｆｒｏｍ ｏｔｈｅｒ ｓｃｉ￣
ｅｎｔｉｓｔｓ. Ｎａｔｕｒｅꎬ ４６１(７２６０): ２７ － ３２
Ｗａｎｇ Ｔꎬ Ｗｅｉ ＪＪꎬ Ｓａｂａｔｉｎｉ ＤＭꎬ Ｌａｎｄｅｒ ＥＳ. ２０１４ａ. Ｇｅｎｅｔｉｃ ｓｃｒｅｅｎｓ
ｉｎ ｈｕｍａｎ ｃｅｌｌｓ ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ ＣＲＩＳＰＲ￣Ｃａｓ９ ｓｙｓｔｅｍ. Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ３４３
(６１６６): ８０ － ８４
Ｗａｎｇ ＸＨꎬ Ａｌｉｙａｒｉ Ｒꎬ Ｌｉ ＷＸꎬ Ｌｉ ＨＷꎬ Ｋｉｍ Ｋꎬ Ｃａｒｔｈｅｗ ＲＭꎬ Ａｔ￣
ｋｉｎｓｏｎ Ｐꎬ Ｄｉｎｇ ＳＷ. ２００６. ＲＮＡ ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ ｄｉｒｅｃｔｓ ｉｎｎａｔｅ ｉｍ￣
ｍｕｎｉｔｙ ａｇａｉｎｓｔ ｖｉｒｕｓｅｓ ｉｎ ａｄｕｌｔ Ｄｒｏｓｏｐｈｉｌａ. Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ３１２
(５７７２): ４５２ － ４５４
Ｗａｎｇ ＹＢꎬ Ｚｈａｎｇ Ｈꎬ Ｌｉ ＨＣꎬ Ｍｉａｏ ＸＸ. ２０１１. Ｓｅｃｏｎｄ￣ｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ
ｓｅｑｕｅｎｃｉｎｇ ｓｕｐｐｌｙ ａｎ ｅｆｆｅｃｔｉｖｅ ｗａｙ ｔｏ ｓｃｒｅｅｎ ＲＮＡｉ ｔａｒｇｅｔｓ ｉｎ
ｌａｒｇｅ ｓｃａｌｅ ｆｏｒ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ ｉｎ ｐｅｓｔ ｉｎｓｅｃｔ ｃｏｎｔｒｏｌ. ＰＬｏＳ
ＯＮＥꎬ ６(４): ｅ１８６４４
Ｗａｎｇ ＹＰꎬ Ｃｈｅｎｇ Ｘꎬ Ｓｈａｎ ＱＷꎬ Ｚｈａｎｇ Ｙꎬ Ｌｉｕ ＪＸꎬ Ｇａｏ ＣＸꎬ Ｑｉｕ
ＪＬ. ２０１４ｂ. Ｓｉｍｕｌｔａｎｅｏｕｓ ｅｄｉｔｉｎｇ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｈｏｍｏｅｏａｌｌｅｌｅｓ ｉｎ ｈｅｘ￣
ａｐｌｏｉｄ ｂｒｅａｄ ｗｈｅａｔ ｃｏｎｆｅｒｓ ｈｅｒｉｔａｂｌｅ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｔｏ ｐｏｗｄｅｒｙ ｍｉｌ￣
ｄｅｗ. Ｎａｔｕｒｅ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙꎬ ３２(９): ９４７ － ９５１
Ｗａｎｇ ＹＱꎬ Ｌｉ ＺＱꎬ Ｘｕ Ｊꎬ Ｚｅｎｇ ＢＳꎬ Ｌｉｎｇ Ｌꎬ Ｙｏｕ Ｌꎬ Ｃｈｅｎ ＹＺꎬ
Ｈｕａｎｇ ＹＰꎬ Ｔａｎ ＡＪ. ２０１３. Ｔｈｅ ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ ｓｙｓｔｅｍ ｍｅｄｉａｔｅｓ
ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ｇｅｎｏｍｅ ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ ｉｎ Ｂｏｍｂｙｘ ｍｏｒｉ. Ｃｅｌｌ Ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ
２３(１２): １４１４ － １４１６
Ｗａｔｅｒｈｏｕｓｅ ＰＭꎬ Ｗａｎｇ ＭＢꎬ Ｌｏｕｇｈ Ｔ. ２００１. Ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ａｓ ａｎ
ａｄａｐｔｉｖｅ ｄｅｆｅｎｃｅ ａｇａｉｎｓｔ ｖｉｒｕｓｅｓ. Ｎａｔｕｒｅꎬ ４１１
(６８３９): ８３４ － ８４２
Ｗｅｉｓｓ Ｐꎬ Ｈｕｐｐｅｒｔ Ｓꎬ Ｋöｌｌｉｎｇ Ｒ. ２００９. Ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｔｈｅ ｄｕａｌ ｆｕｎｃｔｉｏｎ
ｏｆ ｔｈｅ ＥＳＣＲＴ￣Ⅲ ｐｒｏｔｅｉｎ Ｓｎｆ７ ｉｎ ｅｎｄｏｃｙｔｉｃ ｔｒａｆｆｉｃｋｉｎｇ ａｎｄ ｉｎ
ｇｅｎｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ. Ｂｉｏｃｈｅｍｉｃａｌ Ｊｏｕｒｎａｌꎬ ４２４(１): ８９ － ９７
Ｗｈｙａｒｄ Ｓ. ２０１５. Ｉｎｓｅｃｔｉｃｉｄａｌ ＲＮＡꎬ ｔｈｅ ｌｏｎｇ ａｎｄ ｓｈｏｒｔ ｏｆ ｉｔ. Ｓｃｉ￣
ｅｎｃｅꎬ ３４７(６６２５): ９５０ － ９５１
Ｗｈｙａｒｄ Ｓꎬ Ｓｉｎｇｈ ＡＤꎬ Ｗｏｎｇ Ｓ. ２００９. Ｉｎｇｅｓｔｅｄ ｄｏｕｂｌｅ￣ｓｔｒａｎｄｅｄ
ＲＮＡｓ ｃａｎ ａｃｔ ａｓ ｓｐｅｃｉｅｓ￣ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｉｎｓｅｃｔｉｃｉｄｅｓ. Ｉｎｓｅｃｔ Ｂｉｏｃｈｅｍ￣
ｉｓｔｒｙ ａｎｄ Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ ３９(１１): ８２４ － ８３２
Ｗｉｎｇａｒｄ ＳＡ. １９２８. Ｈｏｓｔｓ ａｎｄ ｓｙｍｐｔｏｍｓ ｏｆ ｒｉｎｇ ｓｐｏｔꎬ ａ ｖｉｒｕｓ ｄｉｓｅａｓｅ
ｏｆ ｐｌａｎｔｓ. Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ ３７(３): １２７ － １５４
Ｗｕ ＹＸꎬ Ｌｉａｎｇ Ｄꎬ Ｗａｎｇ ＹＨꎬ Ｂａｉ ＭＺꎬ Ｔａｎｇ Ｗꎬ Ｂａｏ ＳＭꎬ Ｙａｎ ＺＱꎬ
Ｌｉ ＤＳꎬ Ｌｉ ＪＳ. ２０１３. Ｃｏｒｒｅｃｔｉｏｎ ｏｆ ａ ｇｅｎｅｔｉｃ ｄｉｓｅａｓｅ ｉｎ ｍｏｕｓｅ
ｖｉａ ｕｓｅ ｏｆ ＣＲＩＳＰＲ￣Ｃａｓ９. Ｃｅｌｌ Ｓｔｅｍ Ｃｅｌｌꎬ １３(６): ６５９ － ６６２
Ｗｕ ＹＸꎬ Ｚｈｏｕ Ｈꎬ Ｆａｎ ＸＹꎬ Ｚｈａｎｇ Ｙꎬ Ｚｈａｎｇ Ｍꎬ Ｗａｎｇ ＹＨꎬ Ｘｉｅ
ＺＦꎬ Ｂａｉ ＭＺꎬ Ｙｉｎ Ｑꎬ Ｌｉａｎｇ Ｄꎬ ｅｔ ａｌ. ２０１５. Ｃｏｒｒｅｃｔｉｏｎ ｏｆ ａ ｇｅ￣
ｎｅｔｉｃ ｄｉｓｅａｓｅ ｂｙ ＣＲＩＳＰＲ￣Ｃａｓ９￣ｍｅｄｉａｔｅｄ ｇｅｎｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｉｎ ｍｏｕｓｅ
ｓｐｅｒｍａｔｏｇｏｎｉａｌ ｓｔｅｍ ｃｅｌｌｓ. Ｃｅｌｌ Ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ ２５(１): ６７ － ７９
Ｘｉｅ Ｋꎬ Ｙａｎｇ Ｙ. ２０１３. ＲＮＡ￣ｇｕｉｄｅｄ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｉｎ ｐｌａｎｔｓ ｕｓｉｎｇ ａ
ＣＲＩＳＰＲ￣Ｃａｓ ｓｙｓｔｅｍ. Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｐｌａｎｔꎬ ６(６): １９７５ － １９８３
Ｘｉｏｎｇ ＪＳꎬ Ｄｉｎｇ Ｊꎬ Ｌｉ Ｙ. ２０１５. Ｇｅｎｏｍｅ￣ｅｄｉｔｉｎｇ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｅｓ ａｎｄ
ｔｈｅｉｒ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ ｉｎ ｈｏｒｔｉｃｕｌｔｕｒａｌ ｃｒｏｐ ｂｒｅｅｄｉｎｇ. Ｈｏｒｔｉ￣
ｃｕｌｔｕｒｅ Ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ ２: １５０１９. ＤＯＩ: １０ １０３８ / ｈｏｒｔｒｅｓ. ２０１５ １９
Ｘｕｅ Ｊꎬ Ｙｅ ＹＸꎬ Ｊｉａｎｇ ＹＱꎬ Ｚｈｕｏ ＪＩＣꎬ Ｈｕａｎｇ ＨＪꎬ Ｃｈｅｎ ＲＬꎬ Ｘｕ ＨＪꎬ
Ｚｈａｎｇ ＣＸ. ２０１５. Ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ＲＮＡｉ ｏｆ ｒｉｃｅ ｐｌａｎｔｈｏｐｐｅｒｓ ｕｓｉｎｇ ｍｉ￣
ｃｒｏｉｎｊｅｃｔｉｏｎ. Ｐｒｏｔｏｃｏｌ Ｅｘｃｈａｎｇｅꎬ ＤＯＩ:１０ １０３８ / ｐｒｏｔｅｘ２０１５ ００５
Ｙａｎｇ Ｄꎬ Ｌｕ Ｈꎬ Ｅｒｉｃｋｓｏｎ ＪＷ. ２０００. Ｅｖｉｄｅｎｃｅ ｔｈａｔ ｐｒｏｃｅｓｓｅｄ ｓｍａｌｌ
ｄｓＲＮＡｓ ｍａｙ ｍｅｄｉａｔｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅ￣ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｍＲＮＡ ｄｅｇｒａｄａｔｉｏｎ ｄｕｒ￣
ｉｎｇ ＲＮＡｉ ｉｎ Ｄｒｏｓｏｐｈｉｌａ ｅｍｂｒｙｏｓ. Ｃｕｒｒｅｎｔ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ １０ (１９):
１１９１ － １２００
Ｙｏｓｈｉｙａｍａ Ｎꎬ Ｔｏｊｏ Ｋꎬ Ｈａｔａｋｅｙａｍａ Ｍ. ２０１３. Ａ ｓｕｒｖｅｙ ｏｆ ｔｈｅ ｅｆｆｅｃ￣
ｔｉｖｅｎｅｓｓ ｏｆ ｎｏｎ￣ｃｅｌｌ ａｕｔｏｎｏｍｏｕｓ ＲＮＡｉ ｔｈｒｏｕｇｈｏｕｔ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ
ｉｎ ｔｈｅ ｓａｗｆｌｙꎬ Ａｔｈａｌｉａ ｒｏｓａｅ (Ｈｙｍｅｎｏｐｔｅｒａ). Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｉｎｓｅｃｔ
Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙꎬ ５９(４): ４００ － ４０７
Ｙｕｅｎ ＫＳꎬ Ｃｈａｎ ＣＰꎬ Ｗｏｎｇ ＮＨꎬ Ｈｏ ＣＨꎬ Ｈｏ ＴＨꎬ Ｌｅｉ Ｔꎬ Ｄｅｎｇ Ｗꎬ
９８６５ 期 Ｘｕ Ｌｉｎｇｈｕａꎬ ｅｔ ａｌ. : Ｔｈｅ ｃｏｍｉｎｇ ｏｆ ＲＮＡ￣ｂａｓｅｄ ｐｅｓｔ ｃｏｎｔｒｏｌｓ
Ｔｓａｏ ＳＷꎬ Ｃｈｅｎ Ｈꎬ Ｋｏｋ ＫＨꎬ ｅｔ ａｌ. ２０１５. ＣＲＩＳＰＲ / Ｃａｓ９￣ｍｅ￣
ｄｉａｔｅｄ ｇｅｎｏｍｅ ｅｄｉｔｉｎｇ ｏｆ Ｅｐｓｔｅｉｎ￣Ｂａｒｒ ｖｉｒｕｓ ｉｎ ｈｕｍａｎ ｃｅｌｌｓ. Ｔｈｅ
Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｇｅｎｅｒａｌ Ｖｉｒｏｌｏｇｙꎬ ９６(３): ６２６ － ６３６
Ｚｈａ ＷＪꎬ Ｐｅｎｇ ＸＸꎬ Ｃｈｅｎ ＲＺꎬ Ｂｏ Ｄꎬ Ｚｈｕ ＬＬꎬ Ｈｅ ＧＣ. ２０１１.
Ｋｎｏｃｋｄｏｗｎ ｏｆ ｍｉｄｇｕｔ ｇｅｎｅｓ ｂｙ ｄｓＲＮＡ￣ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｐｌａｎｔ￣ｍｅｄｉａ￣
ｔｅｄ ＲＮＡ ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ ｉｎ ｔｈｅ ｈｅｍｉｐｔｅｒａｎ ｉｎｓｅｃｔ Ｎｉｌａｐａｒｖａｔａ ｌｕ￣
ｇｅｎｓ. ＰＬｏＳ ＯＮＥꎬ ６(５): ｅ２０５０４
Ｚｈａｎｇ Ｊꎬ Ｋｈａｎ ＳＡꎬ Ｈａｓｓｅ Ｃꎬ Ｒｕｆ Ｓꎬ Ｈｅｃｋｅｌ ＤＧꎬ Ｂｏｃｋ Ｒ. ２０１５.
Ｆｕｌｌ ｃｒｏｐ ｐｒｏｔｅｃｔｉｏｎ ｆｒｏｍ ａｎ ｉｎｓｅｃｔ ｐｅｓｔ ｂｙ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ
ｏｆ ｌｏｎｇ ｄｏｕｂｌｅ￣ｓｔｒａｎｄｅｄ ＲＮＡｓ ｉｎ ｐｌａｓｔｉｄｓ. Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ３４７(６２２５):
９９１ － ９９４
Ｚｈａｏ ＬＹꎬ Ｌｉ Ｋꎬ Ｂａｏ ＳＭꎬ Ｚｈｏｕ ＹＸꎬ Ｌｉａｎｇ ＹＭꎬ Ｚｈａｏ ＧＪꎬ Ｃｈｅｎ Ｙꎬ
Ｘｉａｏ ＪＨ. ２０１０. Ａ １￣ｂｐ ｄｅｌｅｔｉｏｎ ｉｎ ｔｈｅ ｇａｍｍａ Ｃ￣ｃｒｙｓｔａｌｌｉｎ
ｌｅａｄｓ ｔｏ ｄｏｍｉｎａｎｔ ｃａｔａｒａｃｔｓ ｉｎ ｍｉｃｅ. Ｍａｍｍａｌｉａｎ Ｇｅｎｏｍｅꎬ ２１
(７): ３６１ － ３６９
Ｚｈｏｕ ＸＧꎬ Ｏｉ ＦＭꎬ Ｓｃｈａｒｆ ＭＥ. ２００６. Ｓｏｃｉａｌｌ ｅｘｐｌｏｉｔａｔｉｏｎ ｏｆ ｈｅｘａｍ￣
ｅｒｉｎ: ＲＮＡｉ ｒｅｖｅａｌｓ ａ ｍａｊｏｒ ｃａｓｔｅ￣ｒｅｇｕｌａｔｏｒｙ ｆａｃｔｏｒ ｉｎ ｔｅｒｍｉｔｅｓ.
Ｐｒｏｃｅｅｄｉｎｇｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｎａｔｉｏｎａｌ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｕｎｉｔｅｄ
Ｓｔａｔｅｓ ｏｆ Ａｍｅｒｉｃａꎬ １０３(１２): ４４９９ － ４５０４
Ｚｈｏｕ ＸＧꎬ Ｗｈｅｅｌｅｒ ＭＭꎬ Ｏｉ ＦＭꎬ Ｓｃｈａｒｆ ＭＥ. ２００８. ＲＮＡ ｉｎｔｅｒｆｅｒ￣
ｅｎｃｅ ｉｎ ｔｈｅ ｔｅｒｍｉｔｅꎬ Ｒｅｔｉｃｕｌｉｔｅｒｍｅｓ ｆｌａｖｉｐｅｓ ｔｈｒｏｕｇｈ ｉｎｇｅｓｔｉｏｎ ｏｆ
ｄｏｕｂｌｅ￣ｓｔｒａｎｄｅｄ ＲＮＡ. Ｉｎｓｅｃｔ Ｂｉｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ ａｎｄ Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｂｉｏｌ￣
ｏｇｙꎬ ３８(８): ８０５ － ８１５
Ｚｈｕ Ｆꎬ Ｘｕ ＪＪꎬ Ｐａｌｌｉ Ｒꎬ Ｆｅｒｇｕｓｏｎ Ｊꎬ Ｐａｌｌｉ Ｓ. ２０１０. Ｉｎｇｅｓｔｅｄ ＲＮＡ
ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ ｆｏｒ ｍａｎａｇｉｎｇ ｔｈｅ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎｓ ｏｆ ｔｈｅ ｃｏｌｏｒａｄｏ ｐｏｔａｔｏ
ｂｅｅｔｌｅꎬ Ｌｅｐｔｉｎｏｔａｒｓａ ｄｅｃｅｍｌｉｎｅａｔａ. Ｐｅｓｔ Ｍａｎａｇｅｍｅｎｔ Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ
６７(２): １７５ － １８２
Ｚｈｕ ＫＹ. ２０１３. ＲＮＡ ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ: ａ ｐｏｗｅｒｆｕｌ ｔｏｏｌ ｉｎ ｅｎｔｏｍｏｌｏｇｉｃａｌ
ｒｅｓｅａｒｃｈ ａｎｄ ａ ｎｏｖｅｌ ａｐｐｒｏａｃｈ ｆｏｒ ｉｎｓｅｃｔ ｐｅｓｔ ｍａｎａｇｅｍｅｎｔ. Ｉｎ￣
ｓｅｃｔ Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ２０(１): １ － ３
Ｚｈｕａｎｇ ＪＪꎬ Ｈｕｎｔｅｒ ＣＰ. ２０１２. ＲＮＡ ｉｎｔｅｒｆｅｒｅｎｃｅ ｉｎ Ｃａｅｎｏｒｈａｂｄｉｔｉｓ
ｅｌｅｇａｎｓ: ｕｐｔａｋｅꎬ ｍｅｃｈａｎｉｓｍꎬ ａｎｄ ｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ. Ｐａｒａｓｉｔｏｌｏｇｙꎬ １３９
(５): ５６０ － ５７３
Ｚｏｔｔｉ ＭＪꎬ Ｓｍａｇｇｈｅ Ｇ. ２０１５. ＲＮＡｉ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ ｆｏｒ ｉｎｓｅｃｔ ｍａｎａｇｅ￣
ｍｅｎｔ ａｎｄ ｐｒｏｔｅｃｔｉｏｎ ｏｆ ｂｅｎｅｆｉｃｉａｌ ｉｎｓｅｃｔｓ ｆｒｏｍ ｄｉｓｅａｓｅｓ: ｌｅｓｓｏｎｓꎬ
ｃｈａｌｌｅｎｇｅｓ ａｎｄ ｒｉｓｋ ａｓｓｅｓｓｍｅｎｔ. Ｎｅｏｔｒｏｐｉｃａｌ Ｅｎｔｏｍｏｌｏｇｙꎬ ４４
(３): １９７ － ２１３
(责任编辑:高 峰)
０９６ 植 物 保 护 学 报 ４２ 卷