全 文 ：植物科学学报　 ２０１５ꎬ ３３(４): ４８９~４９８
Ｐｌａｎｔ Ｓｃｉｅｎｃｅ Ｊｏｕｒｎａｌ
　 　 ＤＯＩ:１０􀆰 １１９１３ / ＰＳＪ􀆰 ２０９５－０８３７􀆰 ２０１５􀆰 ４０４８９
水蕨(Ｃｅｒａｔｏｐｔｅｒｉｓ ｔｈａｌｉｃｔｒｏｉｄｅｓ)查尔酮合成酶
基因的克隆和表达
曹建国１ꎬ 陈雪菲２ꎬ 谢颖华１ꎬ 张 敏１ꎬ 王全喜１∗
(１. 上海师范大学生命与环境科学学院ꎬ 上海 ２００２３４ꎻ ２. 华东师范大学生命科学学院ꎬ 上海 ２００２４１)
摘　 要: 查尔酮合酶(ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅꎬ ＣＨＳ)是植物类黄酮化合物合成的关键酶ꎬ 有关蕨类植物 ＣＨＳ基因的
序列及功能信息尚不完善ꎮ 本研究采用快速扩增 ｃＤＮＡ 末端(ＲＡＣＥ)技术克隆获得了模式蕨类植物———水蕨
(Ｃｅｒａｔｏｐｔｅｒｉｓ ｔｈａｌｉｃｔｒｏｉｄｅｓ)ＣｔＣＨＳ基因(ＧｅｎＢａｎｋ登录号: ＪＸ０２７６１６􀆰１)ꎬ 其 ｃＤＮＡ序列全长为 １６１６ ｂｐꎬ 具有
３个外显子和 ２个内含子ꎬ 开放阅读框(ＯＲＦ)为 １２１５ ｂｐꎬ 编码 ４０４ 个氨基酸ꎮ 进化树分析表明ꎬ ＣｔＣＨＳ 与问
荆(Ｅｑｕｉｓｅｔｕｍ ａｒｖｅｎｓｅ)、 松叶蕨(Ｐｓｉｌｏｔｕｍ ｎｕｄｕｍ)和 ３种薄囊蕨的查尔酮合成酶基因聚为一枝ꎬ 说明这些蕨类
植物亲缘关系较近且为单系起源ꎮ 通过构建原核表达体系成功获得 ＣｔＣＨＳ蛋白的多克隆抗体并用于免疫印迹分
析ꎬ 结果表明 ＣｔＣＨＳ基因的表达明显受紫外光(ＵＶ)诱导ꎮ ＣｔＣＨＳ基因的克隆与表达分析为进一步研究水蕨类
黄酮化合物的合成及其调控机制提供了依据ꎮ
关键词: 查尔酮合成酶(ＣＨＳ)ꎻ ＲＡＣＥꎻ 水蕨
中图分类号: Ｑ９４９.３６　 　 　 　 　 文献标识码: Ａ　 　 　 　 　 文章编号: ２０９５￣０８３７(２０１５)０４￣０４８９￣１０
　 　 　 收稿日期: ２０１５￣０３￣０６ꎬ 退修日期: ２０１５￣０４￣２８ꎮ
　 基金项目: 上海市自然科学基金项目(１３ＺＲ１４２９７００)ꎮ
　 作者简介: 曹建国(１９６８－)ꎬ 男ꎬ 教授ꎬ 主要从事植物生殖发育与资源植物学研究(Ｅ￣ｍａｉｌ: ｃａｏ１０１＠ｓｈｎｕ.ｅｄｕ.ｃｎ)ꎮ
　 ∗通讯作者(Ａｕｔｈｏｒ ｆｏｒ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｅｎｃｅ􀆰 Ｅ￣ｍａｉｌ: Ｗａｎｇｑｘ＠ｓｈｎｕ.ｅｄｕ.ｃｎ)ꎮ
Ｉｓｏｌａｔｉｏｎ ａｎｄ Ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ Ｐｒｏｆｉｌｉｎｇ ｏｆ Ｇｅｎｅ Ｅｎｃｏｄｉｎｇ Ｃｈａｌｃｏｎｅ
Ｓｙｎｔｈａｓｅ ｉｎ Ｃｅｒａｔｏｐｔｅｒｉｓ ｔｈａｌｉｃｔｒｏｉｄｅｓ
ＣＡＯ Ｊｉａｎ￣Ｇｕｏ１ꎬ ＣＨＥＮ Ｘｕｅ￣Ｆｅｉ２ꎬ ＸＩＥ Ｙｉｎｇ￣Ｈｕａ１ꎬ ＺＨＡＮＧ Ｍｉｎ１ꎬ ＷＡＮＧ Ｑｕａｎ￣Ｘｉ１∗
(１. Ｃｏｌｌｅｇｅ ｏｆ Ｌｉｆｅ ａｎｄ Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔ Ｓｃｉｅｎｃｅｓꎬ Ｓｈａｎｇｈａｉ Ｎｏｒｍａｌ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙꎬ Ｓｈａｎｇｈａｉ ２００２３４ꎬ Ｃｈｉｎａꎻ
２. Ｃｏｌｌｅｇｅ ｏｆ Ｌｉｆｅ Ｓｃｉｅｎｃｅｓꎬ Ｅａｓｔ Ｃｈｉｎａ Ｎｏｒｍａｌ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙꎬ Ｓｈａｎｇｈａｉ ２００２４１)
Ａｂｓｔｒａｃｔ: Ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅ (ＣＨＳ) ｉｓ ａ ｋｅｙ ｅｎｚｙｍｅ ｉｎ ｔｈｅ ｓｙｎｔｈｅｓｉｓ ｏｆ ｐｌａｎｔ ｆｌａｖｏｎｏｉｄｓ.
Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｉｎｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｏｎ ＣＨＳ ｇｅｎｅｓ ｉｎ ｆｅｒｎｓ ｉｓ ｓｔｉｌｌ ｕｎｃｌｅａｒ. Ｉｎ ｔｈｉｓ ｓｔｕｄｙꎬ ｒａｐｉｄ ａｍｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ
ｃＤＮＡ ｅｎｄｓ (ＲＡＣＥ) ｗａｓ ｕｓｅｄ ｔｏ ｉｓｏｌａｔｅ ｔｈｅ ｆｕｌｌ￣ｌｅｎｇｔｈ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｏｆ ｔｈｅ ＣＨＳ ｇｅｎｅ ｆｒｏｍ ｍｏｄｅｌ
ｆｅｒｎ Ｃｅｒａｔｏｐｔｅｒｉｓ ｔｈａｌｉｃｔｒｏｉｄｅｓ (ＣｔＣＨＳꎬ ＧｅｎＢａｎｋ ａｃｃｅｓｓｉｏｎ ｎｕｍｂｅｒ: ＪＸ０２７６１６􀆰１) . Ｓｅｑｕｅｎｃｅ
ａｎａｌｙｓｉｓ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｆｕｌｌ ｌｅｎｇｔｈ ｏｆ ｔｈｅ ＣｔＣＨＳ ｇｅｎｅ ｗａｓ １６１６ ｂｐꎬ ｗｉｔｈ ｔｈｒｅｅ ｅｘｏｎｓ ａｎｄ ｔｗｏ
ｉｎｔｒｏｎｓ. Ｉｔｓ ＯＲＦ ｒｅｇｉｏｎ ｗａｓ １２１５ ｂｐꎬ ｅｎｃｏｄｉｎｇ ４０４ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄｓ. Ｐｈｙｌｏｇｅｎｅｔｉｃ ａｎａｌｙｓｉｓ
ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ｔｈａｔ ＣｔＣＨＳ ｗａｓ ｃｌｕｓｔｅｒｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｏｔｈｅｒ ｆｅｒｎｓꎬ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ Ｅｑｕｉｓｅｔｕｍ ａｒｖｅｎｓｅꎬ
Ｐｓｉｌｏｔｕｍ ｎｕｄｕｍ ａｎｄ ｔｈｒｅｅ ｌｅｐｔｏｓｐｏｒａｎｇｉａｔｅ ｆｅｒｎｓꎬ ｗｈｉｃｈ ｒｅｆｌｅｃｔｅｄ ｔｈｅ ｍｏｎｏｐｈｙｌｅｔｉｃ ｆｅａｔｕｒｅ ｏｆ
ｔｈｅ ｆｅｒｎｓ ａｃｃｏｒｄｉｎｇ ｔｏ Ｓｍｉｔｈ’ｓ ｓｙｓｔｅｍ. Ｗｅｓｔｅｒｎ ｂｌｏｔ ａｎａｌｙｓｉｓ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｔｈｉｓ
ｇｅｎｅ ｗａｓ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ａｆｆｅｃｔｅｄ ｂｙ ｕｌｔｒａｖｉｏｌｅｔ (ＵＶ) ｔｒｅａｔｍｅｎｔ. Ｉｎ ｔｈｉｓ ｓｔｕｄｙꎬ ｔｈｅ ｆｕｌｌ￣ｌｅｎｇｔｈ
ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｏｆ ＣｔＣＨＳ ｗａｓ ｃｌｏｎｅｄ ａｎｄ ｔｈｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ＣｔＣＨＳ ｐｒｏｔｅｉｎ ｗａｓ ｓｔｕｄｉｅｄꎬ ｔｈｕｓ
ｐｒｏｖｉｄｉｎｇ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｉｎｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｆｕｒｔｈｅｒ ｓｔｕｄｉｅｓ ｏｎ ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ＣｔＣＨＳ ｏｎ ｆｌａｖｏｎｏｉｄｓ
ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ.
Ｋｅｙ ｗｏｒｄｓ: Ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅ (ＣＨＳ)ꎻ Ｒａｐｉｄ ａｍｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｃＤＮＡ ｅｎｄ (ＲＡＣＥ)ꎻ Ｃｅｒａｔｏｐ￣
ｔｅｒｉｓ ｔｈａｌｉｃｔｒｏｉｄｅｓ
　 　 Ｆｌａｖｏｎｏｉｄｓ ａｒｅ ｗｉｄｅｌｙ ｄｉｓｔｒｉｂｕｔｅｄ ｉｎ ｔｅｒｒｅｓｔｒｉａｌ
ｐｌａｎｔｓꎬ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ ｍｏｓｔ ｏｆ ｔｈｅ ｂｒｙｏｐｈｙｔｅｓꎬ ａｌｌ ｐｔｅｒｉ￣
ｄｏｐｈｙｔｅｓ ( ｆｅｒｎ ａｌｌｉｅｓ ａｎｄ ｆｅｒｎｓ) ａｎｄ ｓｐｅｒｍａｔｏ￣
ｐｈｙｔｅｓ[１] . Ｓｏ ｆａｒꎬ ｍｏｒｅ ｔｈａｎ １０ ０００ ｆｌａｖｏｎｏｉｄｓ
ｈａｖｅ ｂｅｅｎ ｉｄｅｎｔｉｆｉｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｐｌａｎｔ ｋｉｎｇｄｏｍ[２－５] .
Ｔｈｅ ｂｉｏｓｙｎｔｈｅｔｉｃ ｐａｔｈｗａｙ ｏｆ ｆｌａｖｏｎｏｉｄｓ ｉｓ ｗｅｌｌ
ｋｎｏｗｎ ｉｎ ｓｐｅｒｍａｔｏｐｈｙｔｅｓꎬ ｂｕｔ ｕｎｃｌｅａｒ ｉｎ ｓｐｏｒｅ￣
ｂｅａｒｉｎｇ ｐｌａｎｔｓ. Ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅ (ＣＨＳ) ｉｓ ａ
ｋｅｙ ｅｎｚｙｍｅ ｔｈａｔ ｃａｔａｌｙｚｅｓ ｔｈｅ ｆｉｒｓｔ ｓｔｅｐ ｉｎ ｔｈｅ ｆｌａ￣
ｖｏｎｏｉｄ ｂｉｏｓｙｎｔｈｅｔｉｃ ｐａｔｈｗａｙ[６] . Ｉｔ ｉｓ ａ ｍｅｍｂｅｒ ｏｆ
ｔｈｅ ｐｌａｎｔ ｐｏｌｙｋｅｔｉｄｅ ｓｙｎｔｈａｓｅ (ＰＫＳ) ｓｕｐｅｒｆａｍｉ￣
ｌｙ[７] . Ｓｏ ｆａｒꎬ ｓｅｖｅｒａｌ ｈｕｎｄｒｅｄ ＣＨＳ ｇｅｎｅｓ ｈａｖｅ
ｂｅｅｎ ｃｌｏｎｅｄ ｆｒｏｍ ｐｌａｎｔｓꎬ ａｎｄ ｔｈｅ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ａｎｄ
ｒｅａｃｔｉｏｎ ｍｅｃｈａｎｉｓｍ ｏｆ ｈｉｇｈｅｒ ｐｌａｎｔ ＣＨＳ ｇｅｎｅｓ
ｈａｖｅ ｂｅｅｎ ｓｔｕｄｉｅｄ[８－１２] . Ｔｈｅ ＣＨＳ ｇｅｎｅ ｈａｓ ｂｅ￣
ｃｏｍｅ ａｎ ａｔｔｒａｃｔｉｖｅ ｍｏｄｅｌ ｆｏｒ ｓｔｕｄｙｉｎｇ ｔｈｅ ｒｅｇｕｌａ￣
ｔｉｏｎ ｏｆ ｇｅｎｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ａｎｄ ｅｖｏｌｕｔｉｏｎ ｏｆ ｇｅｎｅ
ｆａｍｉｌｉｅｓ[１３－１６] .
Ｉｎ ｐｔｅｒｉｄｏｐｈｙｔｅｓꎬ ｔｈｅ ＣＨＳ ｇｅｎｅｓ ｏｆ Ｅｑｕｉｓｅ￣
ｔｕｍ ａｒｖｅｎｓｅꎬ Ｐｓｉｌｏｔｕｍ ｎｕｄｕｍ ａｎｄ ｔｈｒｅｅ ｌｅｐｔｏ￣
ｓｐｏｒａｎｇｉａｔｅ ｆｅｒｎｓ ｈａｖｅ ｂｅｅｎ ｃｌｏｎｅｄꎻ ｈｏｗｅｖｅｒꎬ
ｔｈｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎｓ ｏｆ ｔｈｅｓｅ ｇｅｎｅｓ ｈａｖｅ ｎｏｔ ｂｅｅｎ ｓｔｕ￣
ｄｉｅｄ. Ｉｎ ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｔ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｉｏｎꎬ ｔｈｅ ｆｅｒｎ Ｃｅｒａ￣
ｔｏｐｔｅｒｉｓ ｔｈａｌｉｃｔｒｏｉｄｅｓ ｗａｓ ｓｅｌｅｃｔｅｄ ｔｏ ｃｌｏｎｅ ｔｈｅ
ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅ ｇｅｎｅ ａｎｄ ａｎａｌｙｚｅ ｉｔｓ ｆｕｎｃｔｉｏｎ.
Ｃｅｒａｔｏｐｔｅｒｉｓ ｆｅｒｎｓ ａｒｅ ｒｅｇａｒｄｅｄ ａｓ ｍｏｄｅｌ ｐｌａｎｔｓ
ｆｏｒ ｓｔｕｄｙｉｎｇ ｔｈｅ ｇｅｎｅｔｉｃｓꎬ ｂｉｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙꎬ ａｎｄ ｃｅｌｌ
ｂｉｏｌｏｇｙ ｏｆ ｂａｓｉｃ ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｐｒｏｃｅｓｓｅｓ[１７] . Ｔｈｅ
ｈｉｇｈ￣ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｙ ｓｔａｂｌｅ ｔｒａｎｓｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｇｅｎｕｓ
Ｃｅｒａｔｏｐｔｅｒｉｓ ｈａｓ ａｌｓｏ ｂｅｅｎ ｅｓｔａｂｌｉｓｈｅｄ[１８ꎬ１９]ꎬ
ｗｈｉｃｈ ｐｒｏｖｉｄｅｓ ｔｈｅ ｐｏｓｓｉｂｉｌｉｔｙ ｆｏｒ ｓｔｕｄｙｉｎｇ ｇｅｎｅ
ｆｕｎｃｔｉｏｎｓ ｏｆ ｆｅｒｎｓ. Ｔｈｅ ｃｌｏｎｉｎｇ ａｎｄ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ
ｔｈｅ Ｃ. ｔｈａｌｉｃｔｒｏｉｄｅｓ ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎｔｈｅｓｉｓ ｇｅｎｅ ｃａｎ
ｐｒｏｖｉｄｅ ｕｓｅｆｕｌ ｉｎｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｓｔｕｄｙｉｎｇ ｆｌａｖｏｎｏｉｄ
ｂｉｏｓｙｎｔｈｅｓｉｓ ａｎｄ ｃｌａｒｉｆｙｉｎｇ ｔｈｅ ｆｌａｖｏｎｏｉｄ ｂｉｏｓｙｎ￣
ｔｈｅｔｉｃ ｐａｔｈｗａｙ ｉｎ ｆｅｒｎｓ.
１　 Ｍａｔｅｒｉａｌｓ ａｎｄ ｍｅｔｈｏｄｓ
１􀆰 １　 Ｉｓｏｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｏｔａｌ ＲＮＡ ａｎｄ ｇｅｎｏｍｉｃ ＤＮＡ
Ｔｈｅ ｓｐｏｒｅｓ ｏｆ Ｃ􀆰 ｔｈａｌｉｃｔｒｏｉｄｅｓ ｗｅｒｅ ｃｏｌｌｅｃｔｅｄ
ｆｒｏｍ ｐｌａｎｔｓ ｉｎ ｔｈｅ ｂｏｔａｎｉｃａｌ ｇａｒｄｅｎ ｏｆ ｔｈｅ Ｓｈａｎｇ￣
ｈａｉ Ｎｏｒｍａｌ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ. Ｔｈｅ ｓｐｏｒｅｓ ｗｅｒｅ ｓｕｒｆａｃｅ
ｓｔｅｒｉｌｉｚｅｄ ｗｉｔｈ ５％ ｓｏｄｉｕｍ ｈｙｐｏｃｈｌｏｒｉｔｅ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｆｏｒ
３ ｍｉｎ. Ａｆｔｅｒ ｒｉｎｓｉｎｇ ｔｈｒｅｅ ｔｉｍｅｓ ｗｉｔｈ ｄｉｓｔｉｌｌｅｄ ｗａ￣
ｔｅｒꎬ ｔｈｅ ｓｐｏｒｅｓ ｗｅｒｅ ｓｏｗｎ ｏｎ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｉｎ ｃｕｌ￣
ｔｕｒｅ ｄｉｓｈｅｓ. Ｔｈｅｓｅ ｄｉｓｈｅｓ ｗｅｒｅ ｐｌａｃｅｄ ｉｎ ａｎ ａｒｔｉｆｉ￣
ｃｉａｌ ｃｌｉｍａｔｅ ｃｈａｍｂｅｒ ｕｎｄｅｒ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ ｏｆ ２４℃
ａｎｄ ａ ｌｉｇｈｔ: ｄａｒｋ ｓｃｈｅｄｕｌｅ ｏｆ １８ ｈ ∶ ６ ｈ. Ａｆｔｅｒ ２
ｔｏ ４ ｗｅｅｋｓꎬ ｔｈｅ ｐｒｏｔｈａｌｌｉ ｏｆ Ｃ􀆰 ｔｈａｌｉｃｔｒｏｉｄｅｓ ｗｅｒｅ
ｃｏｌｌｅｃｔｅｄ. Ｔｏｔａｌ ＲＮＡ ｗａｓ ｅｘｔｒａｃｔｅｄ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｐｒｏ￣
ｔｈａｌｌｉ (０􀆰 ５ ｇ) ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ ＴＲＩｚｏＬ Ｒｅａｇｅｎｔ ( Ｉｎｖｉｔｒｏ￣
ｇｅｎꎬ ＵＳＡ) ｍｅｔｈｏｄ. Ｔｈｅ ｃＤＮＡ ｗａｓ ｓｙｎｔｈｅｓｉｚｅｄ
ｆｒｏｍ ２ μｇ ｏｆ ｍＲＮＡ ｕｓｉｎｇ Ｓｕｐｅｒｓｃｒｉｐｔ Ⅲ ｒｅｖｅｒｓｅ
ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔａｓｅ ( Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎꎬ ＵＳＡ) ａｎｄ ｔｈｅ Ｔ１７Ａｐ
ｐｒｉｍｅｒ ａｃｃｏｒｄｉｎｇ ｔｏ ｔｈｅ ｍａｎｕｆａｃｔｕｒｅｒ’ｓ ｉｎｓｔｒｕｃ￣
ｔｉｏｎｓ. Ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ＲＮａｓｅ Ｈ ｔｒｅａｔｍｅｎｔꎬ ｔｈｅ ｒｅｓｕｌｔｉｎｇ
ｓｉｎｇｌｅ￣ｓｔｒａｎｄ ｃＤＮＡ ｍｉｘｔｕｒｅ ｗａｓ ｕｓｅｄ ａｓ ａ ｔｅｍ￣
ｐｌａｔｅ ｆｏｒ ｐｏｌｙｍｅｒａｓｅ ｃｈａｉｎ ｒｅａｃｔｉｏｎ (ＰＣＲ) . Ｓｕｂ￣
ｓｅｑｕｅｎｔｌｙꎬ ｇｅｎｏｍｉｃ ＤＮＡ ｗａｓ ｅｘｔｒａｃｔｅｄ ｆｒｏｍ ｔｈｅ
ｐｒｏｔｈａｌｌｉ ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ ＣＴＡＢ ｍｅｔｈｏｄ. Ｔｈｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａ￣
ｔｉｏｎ ａｎｄ ｑｕａｌｉｔｙ ｏｆ ｔｈｅ ＲＮＡ ａｎｄ ＤＮＡ ｗｅｒｅ ａｌｌ
ｍｅａｓｕｒｅｄ ｂｙ ａｇａｒｏｓｅ ｇｅｌ ｅｌｅｃｔｒｏｐｈｏｒｅｓｉｓ ａｎｄ
ｓｐｅｃｔｒｏｐｈｏｔｏｍｅｔｅｒ ａｎａｌｙｓｉｓ ｂｅｆｏｒｅ ｕｓｅ.
１􀆰 ２　 Ｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｆｕｌｌ￣ｌｅｎｇｔｈ ＤＮＡ ｓｅｑｕｅｎｃｅ
ｏｆ ＣｔＣＨＳ
Ｆｏｒ ＰＣＲ ａｍｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｃｏｒｅ ｒｅｇｉｏｎ ｏｆ
ｔｈｅ ｃＤＮＡ ｅｎｃｏｄｉｎｇ ＣＨＳ￣ｌｉｋｅ ｅｎｚｙｍｅｓꎬ ｏｎｅ ｓｅｔ
ｏｆ ｔｈｅ ｄｅｇｅｎｅｒａｔｅ ｏｌｉｇｏｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅ ｐｒｉｍｅｒｓ ｗａｓ
ｓｙｎｔｈｅｓｉｚｅｄ ａｃｃｏｒｄｉｎｇ ｔｏ ｔｈｅ ｈｉｇｈｌｙ ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ ａ￣
ｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｏｆ ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅｓ
(ＧｅｎＢａｎｋ) . Ｔｈｅ ｆｉｒｓｔ ＰＣＲ ｗａｓ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ｕｓｉｎｇ
ＬＡ Ｔａｑ ＤＮＡ ｐｏｌｙｍｅｒａｓｅ ( Ｔａｋａｒａꎬ Ｊａｐａｎ) ｗｉｔｈ
ｔｈｅ ｓｅｔ ｏｆ ｄｅｇｅｎｅｒａｔｅ ｐｒｉｍｅｒｓ (ＣｔＣＨＳ￣Ｐ１: ５’ ￣
ＧＡＲＡＡＲＴＴＣＡＡＧＣＧＣＡＴＧＴＧ￣３’ ａｎｄ ＣｔＣＨＳ￣Ｐ２:
５’ ￣ＧＴＡＧＴＣＲＧＣＳＣＣＲＧＧＣＡＴＧＴ￣３’) . Ｔｈｅ ＰＣＲ
ｐｒｏｇｒａｍ ｗａｓ: ５ ｍｉｎ ｏｆ ｐｒｅ￣ｄｅｎａｔｕｒａｔｉｏｎ ａｔ ９４℃ꎬ
３５ ｃｙｃｌｅｓ ｏｆ ３０ ｓ ｏｆ ｄｅｎａｔｕｒａｔｉｏｎ ａｔ ９４℃ꎬ ３０ ｓ ｏｆ
ａｎｎｅａｌｉｎｇ ａｔ ６１􀆰７℃ꎬ ３０ ｓ ｏｆ ｅｘｔｅｎｓｉｏｎ ａｔ ７２℃ꎬ
ａｎｄ １０ ｍｉｎ ｏｆ ｆｉｎａｌ ｅｘｔｅｎｓｉｏｎ ａｔ ７２℃.
Ｔｈｅ ｃｏｒｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｔｈｕｓ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｗａｓ ｕｓｅｄ
０９４ 植 物 科 学 学 报 第 ３３卷　
ｔｏ ｄｅｓｉｇｎ ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｐｒｉｍｅｒｓ ｆｏｒ ｔｈｅ ｒａｐｉｄ ａｍｐｌｉｆｉｃａ￣
ｔｉｏｎ ｏｆ ｃＤＮＡ ｅｎｄｓ ( ＲＡＣＥ ) ｔｏ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅ ｆｕｌｌ￣
ｌｅｎｇｔｈ ｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ ５’ ￣ ａｎｄ
３’ ￣ｕｎｔｒａｎｓｌａｔｅｄ ｒｅｇｉｏｎｓ ｏｆ ｃＤＮＡ. Ｂｏｔｈ ５’ ￣ ａｎｄ
３’ ￣ＲＡＣＥ ｗｅｒｅ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ｕｓｉｎｇ ａ ｃＤＮＡ ａｍｐｌｉｆｉ￣
ｃａｔｉｏｎ ｋｉｔ ( Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎꎬ ＵＳＡ) . Ｆｏｒ ３’ ￣ＲＡＣＥꎬ ｔｏｔａｌ
ＲＮＡ ｗａｓ ｒｅｖｅｒｓｅ￣ｔｒａｎｓｃｒｉｂｅｄ ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ ａｄａｐｔｅｒ
ｐｒｉｍｅｒ ( ５ ’ ￣ＴＴＧＡＴＧＧＣＣＴＴＧＧＴＡＧＣＡＧＣＣＴＣ￣
ＣＴＴＧ￣３’) . Ｔｈｅ ＰＣＲ ｐｒｏｇｒａｍ ｗａｓ: ５ ｍｉｎ ｏｆ ｐｒｅ￣
ｄｅｎａｔｕｒａｔｉｏｎ ａｔ ９４℃ꎬ ３０ ｃｙｃｌｅｓ ｏｆ ３０ ｓ ｏｆ ｄｅｎａ￣
ｔｕｒａｔｉｏｎ ａｔ ９４℃ꎬ ３０ ｓ ｏｆ ａｎｎｅａｌｉｎｇ ａｔ ６３℃ꎬ ３０ ｓ
ｏｆ ｅｘｔｅｎｓｉｏｎ ａｔ ７２℃ꎬ ａｎｄ １０ ｍｉｎ ｏｆ ｆｉｎａｌ ｅｘｔｅｎ￣
ｓｉｏｎ ａｔ ７２℃ꎬ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｕｎｉｖｅｒｓａｌ ａｍｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ
ｐｒｉｍｅｒ ａｓ ｔｈｅ ａｎｔｉｓｅｎｓｅ ｐｒｉｍｅｒ. Ｌｉｋｅｗｉｓｅꎬ ５ ’ ￣
ＲＡＣＥ ｐｒｏｃｅｄｕｒｅｓ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ ｔｅｒｍｉｎａｌ ｄｅｏｘｙｎｕｃｌｅｏ￣
ｔｉｄｙｌ ｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｔａｉｌｉｎｇ ｗｅｒｅ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ａｃｃｏｒｄｉｎｇ
ｔｏ ｔｈｅ ｍａｎｕｆａｃｔｕｒｅｒ’ｓ ｐｒｏｔｏｃｏｌｓ ｕｓｉｎｇ ｐｒｉｍｅｒ
( ５’￣ＴＴＧＡＴＧＧＣＣＴＴＧＧＴＡＧＣＡＧＣＣＴＣＣＴＴＧ￣３’).
Ｔｈｅ ＰＣＲ ｐｒｏｇｒａｍ ｗａｓ ｔｈｅ ｓａｍｅ ａｓ ａｂｏｖｅ ａｐａｒｔ
ｆｒｏｍ ｔｈｅ ａｎｎｅａｌｉｎｇ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅꎬ ｗｈｉｃｈ ｗａｓ
６６􀆰７℃. Ｔｈｅ ＰＣＲ ａｍｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎｓ ｗｅｒｅ ｃａｒｒｉｅｄ ｏｕｔ
ｔｈｒｅｅ ｔｉｍｅｓ ａｎｄ ｔｈｅ ＰＣＲ ｐｒｏｄｕｃｔｓ ｗｅｒｅ ｌｉｇａｔｅｄ
ｉｎｔｏ ｐＥＡＳＹ￣Ｔ５ ｚｅｒｏ ｃｌｏｎｉｎｇ ｖｅｃｔｏｒ ( ＴｒａｎｓＧｅｎ
Ｂｉｏｔｅｃｈꎬ Ｂｅｉｊｉｎｇ) ａｎｄ ｃｌｏｎｅｄ ｉｎ Ｔｒａｎｓ１￣Ｔ１ ｐｈａｇｅ
ｒｅｓｉｓｔａｎｔ ｃｏｍｐｅｔｅｎｔ ｃｅｌｌｓ ｆｏｌｌｏｗｅｄ ｂｙ ｓｅｑｕｅｎｃｉｎｇ
ｆｒｏｍ ｂｏｔｈ ｓｉｄｅｓ.
１􀆰 ３　 Ｃｏｎｓｔｒｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｖｅｃｔｏｒ ｐＥＴ３２ａ￣
ＣｔＣＨＳ ｉｎ Ｅｓｃｈｅｒｉｃｈｉａ ｃｏｌｉ
Ａ ｐａｉｒ ｏｆ ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｐｒｉｍｅｒｓꎬ ｔｈａｔ ｉｓꎬ ＣｔＣＨＳ￣Ｐ３
(５’ ￣ＣＧＧＧＡＴＣＣ ＡＴＧＣＣＧＧＣＣＣＡＴＡＧ￣３’ꎬ ｓｔａｒｔ
ｃｏｄｏｎ ｂｏｘｅｄ ａｎｄ ＢａｍＨⅠ ｒｅｓｔｒｉｃｔｉｏｎ ｅｎｚｙｍｅ ｓｉｔｅ
ｕｎｄｅｒｌｉｎｅｄ) ａｎｄ ＣｔＣＨＳ￣Ｐ４ (５’ ￣ＣＣＡＡＧＣＴＴ ＴＴＡ
ＧＣＴＴＧＣＧＧＴＡＡＧＧＧＧ￣３’ꎬ ｓｔｏｐ ｃｏｄｏｎ ｂｏｘｅｄ
ａｎｄ ＨｉｎｄⅢ ｒｅｓｔｒｉｃｔｉｏｎ ｅｎｚｙｍｅ ｓｉｔｅ ｕｎｄｅｒｌｉｎｅｄ)ꎬ
ｗｅｒｅ ｄｅｓｉｇｎｅｄ ａｎｄ ｓｙｎｔｈｅｓｉｚｅｄ ｔｏ ａｍｐｌｉｆｙ ｔｈｅ
ｃｏｄｉｎｇ ｒｅｇｉｏｎ ｏｆ ＣｔＣＨＳ ｃＤＮＡ ｂｙ ＰＣＲ ｗｉｔｈ ｔｈｅ
ｉｎｃｏｒｐｏｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｒｅｓｔｒｉｃｔｉｏｎ ｅｎｚｙｍｅ ｓｉｔｅ ａｎｄ
ｐｒｏｔｅｃｔｉｖｅ ｂａｓｅꎬ ｗｈｉｃｈ ｗｏｕｌｄ ｓｉｍｐｌｉｆｙ ｌａｔｅｒ ｖｅｃｔｏｒ
ｃｏｎｓｔｒｕｃｔｉｏｎ. Ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ ｃＤＮＡ ａｓ ａ ｔｅｍｐｌａｔｅꎬ ｔｈｅ
ＰＣＲ ｐｒｏｇｒａｍ ｗａｓ ｔｈｅ ｓａｍｅ ａｓ ａｂｏｖｅ ａｐａｒｔ ｆｒｏｍ
ｔｈｅ ａｎｎｅａｌｉｎｇ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅꎬ ｗｈｉｃｈ ｗａｓ ５７􀆰５℃.
Ｔｈｅ ＰＣＲ ｐｒｏｄｕｃｔ ｗａｓ ｐｕｒｉｆｉｅｄꎬ ｄｉｇｅｓｔｅｄ ｗｉｔｈ
ＢａｍＨⅠ ａｎｄ ＨｉｎｄⅢꎬ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｌｉｇａｔｅｄ ｉｎｔｏ ｅｘ￣
ｐｒｅｓｓｉｏｎ ｖｅｃｔｏｒ ｐＥＴ３２ａꎬ ｗｈｉｃｈ ｗａｓ ｐｒｅ￣ｄｉｇｅｓｔｅｄ
ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｓａｍｅ ｅｎｚｙｍｅｓ. Ｔｈｅ ｒｅｓｕｌｔｉｎｇ ｒｅｃｏｍｂｉ￣
ｎａｎｔ ｐｌａｓｍｉｄ ｐＥＴ３２ａ￣ＣｔＣＨＳ ｗａｓ ｔｈｅｎ ｓｅｑｕｅｎ￣
ｃｅｄ ｆｒｏｍ ｂｏｔｈ ｓｔｒａｎｄｓ ｔｏ ｃｏｎｆｉｒｍ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｏｐｅｎ
ｒｅａｄｉｎｇ ｆｒａｍｅ ｗａｓ ｃｏｒｒｅｃｔ. Ｓｕｂｓｅｑｕｅｎｔｌｙꎬ
ｐＥＴ３２ａ￣ＣｔＣＨＳ ｗａｓ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｉｎｔｏ ｈｏｓｔ ｓｔｒａｉｎ
ＢＬ２１ ｆｏｒ ｐｒｏｔｅｉｎ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ.
１􀆰 ４　 Ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ａｎｄ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｒｅｃｏｍｂｉ￣
ｎａｎｔ ＣｔＣＨＳ ｉｎ Ｅ􀆰 ｃｏｌｉ
Ａ ｓｉｎｇｌｅ ｃｏｌｏｎｙ ｏｆ ｔｈｅ Ｅ􀆰 ｃｏｌｉ ｓｔｒａｉｎ ＢＬ２１ ｈａｒ￣
ｂｏｒｉｎｇ ｐｌａｓｍｉｄ ｐＥＴ３２ａ￣ＣｔＣＨＳ ｗａｓ ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ
ａｎｄ ｃｕｌｔｕｒｅｄ ａｔ ３７℃ ｉｎ Ｌｕｒｉａ￣Ｂｅｒｔａｎｉ (ＬＢ) ｌｉｑｕｉｄ
ｍｅｄｉｕｍ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ａｍｐｉｃｉｌｌｉｎ (１００ ｍｇ / Ｌ) ｗｉｔｈ
ｓｈａｋｉｎｇ (２５０ ｒ / ｍｉｎ) . Ｗｈｅｎ ｔｈｅ ｏｐｔｉｃａｌ ｄｅｎｓｉｔｙ
(ＯＤ６００) ｏｆ ｔｈｅ ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｃｅｌｌｓ ｒｅａｃｈｅｄ ~ ０􀆰 ６ꎬ
ｐｒｏｔｅｉｎ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｗａｓ ｉｎｄｕｃｅｄ ｂｙ ｔｈｅ ａｄｄｉｔｉｏｎ ｏｆ
ｉｓｏｐｒｏｐｙｌ￣β￣Ｄ￣ｔｈｉｏｇａｌａｃｔｏｓｉｄｅ ( ＩＰＴＧ) ｉｎ ｔｈｅ ｍｅ￣
ｄｉｕｍ ｔｏ ａ ｆｉｎａｌ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｏｆ １ ｍｍｏｌ / Ｌ. Ｔｈｅ
ｃｕｌｔｉｖａｔｉｏｎ ｏｆ Ｅ􀆰 ｃｏｌｉ ｓｔｒａｉｎ ＢＬ２１ ｗｉｔｈ ｐＥＴ３２ａ￣
ＣｔＣＨＳ ｗａｓ ｃｏｎｔｉｎｕｅｄ ｆｏｒ ０􀆰 ５ꎬ １ꎬ ２ꎬ ４ ａｎｄ ６ ｈꎬ
ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙꎬ ａｎｄ ｔｈｅ ｐｒｏｔｅｉｎ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｌｅｖｅｌｓ
ｗｅｒｅ ａｓｓｅｓｓｅｄ ｂｙ ａｎａｌｙｚｉｎｇ ｔｈｅ ｔｏｔａｌ ｐｒｏｔｅｉｎ ｏｎ
ＳＤＳ￣ＰＡＧＥ ｆｏｌｌｏｗｅｄ ｂｙ ｃｏｏｍａｓｓｉｅ ｂｒｉｌｌｉａｎｔ ｂｌｕｅ
ｓｔａｉｎｉｎｇ. Ｔｈｅ Ｅ􀆰 ｃｏｌｉ ｓｔｒａｉｎ ＢＬ２１ ｃｅｌｌｓ ｈａｒｂｏｒｉｎｇ
ｐＥＴ３２ａ￣ＣｔＣＨＳ ｗｅｒｅ ａｌｓｏ ａｎａｌｙｚｅｄ ｗｉｔｈｏｕｔ ＩＰＴＧ
ａｓ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ. Ｔａｋｉｎｇ ａｄｖａｎｔａｇｅ ｏｆ ６∗Ｈｉｓ￣ｔａｇꎬ
ｔｈｅ ｆｕｓｉｏｎ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ｗｅｒｅ ｐｕｒｉｆｉｅｄ ｂｙ ＡＫＴＡ ｐｒｏｔｅｉｎ
ｐｕｒｉｆｉｅｒ (ＧＥꎬ ＵＳＡ) . Ｔｈｅ ｐｕｒｉｆｉｅｄ ｐｒｏｔｅｉｎ ｗａｓ ｓｅｎｔ
ｔｏ ｔｈｅ ｃｏｍｐａｎｙ ｔｏ ｍａｋｅ ｐｒｏｔｅｉｎ ａｎｔｉｂｏｄｉｅｓ.
Ｗｅｓｔｅｒｎ ｂｌｏｔ ａｎａｌｙｓｉｓ ｗａｓ ｓｕｂｓｅｑｕｅｎｔｌｙ ｃａｒ￣
ｒｉｅｄ ｏｕｔ ｔｏ ｖｅｒｉｆｙ ｔｈｅ ｃｏｒｒｅｃｔ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ
ＣｔＣＨＳ ｐｒｏｔｅｉｎ. Ａｆｔｅｒ ｐｒｏｔｅｉｎ ｅｌｅｃｔｒｏｐｈｏｒｅｓｉｓꎬ ｔｈｅ
ｇｅｌ ｗａｓ ｅｌｅｃｔｒｏ￣ｂｌｏｔｔｅｄ ｏｎｔｏ ａ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｕｓｉｎｇ
ｔｈｅ ｔｒａｎｓ￣ｂｌｏｔ ｅｌｅｃｔｒｏｐｈｏｒｅｔｉｃ ｔｒａｎｓｆｅｒ ｃｅｌｌ ｓｙｓｔｅｍ
(ＧＥꎬ ＵＳＡ) . Ｔｈｅ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｗａｓ ｔｈｅｎ ｂｌｏｃｋｅｄ ｉｎ
ＴＢＳ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ５％ ｓｋｉｍ ｍｉｌｋ ｐｏｗｄｅｒ ｆｏｒ ｏｖｅｒ １ ｈ.
Ｔｈｅ ｐｒｉｍａｒｙ ａｎｔｉ￣ｒａｂｂｉｔ ＣｔＣＨＳ ａｎｔｉｂｏｄｙ ｗａｓ ａｄｄ￣
１９４　 第 ４期　 　 　 　 　 　 曹建国等: 水蕨(Ｃｅｒａｔｏｐｔｅｒｉｓ ｔｈａｌｉｃｔｒｏｉｄｅｓ)查尔酮合成酶基因的克隆和表达(英文)
ｅｄ ｔｏ ｔｈｅ ｍｅｍｂｒａｎｅ ａｔ ａ １ ∶ ２００００ ｄｉｌｕｔｉｏｎ ｉｎ ＴＢＳ
ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ５％ ｓｋｉｍ ｍｉｌｋ ｐｏｗｄｅｒ. Ａｆｔｅｒ ｗａｓｈｉｎｇꎬ
ｔｈｅ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｗａｓ ｔｒｅａｔｅｄ ｗｉｔｈ ａ ｇｏａｔ ａｎｔｉ￣ｒａｂｂｉｔ
ｓｅｃｏｎｄａｒｙ ａｎｔｉｂｏｄｙ (ＮＥＢꎬ Ｃｈｉｎａ) ａｔ ａ １ ∶ ２０００
ｄｉｌｕｔｉｏｎ. Ｆｉｎａｌｌｙꎬ ｔｈｅ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｗａｓ ｓｏａｋｅｄ ｉｎ
Ａｍｅｒｓｈａｍ ＥＣＬ ｐｒｉｍｅ ｗｅｓｔｅｒｎ ｂｌｏｔｔｉｎｇ ｄｅｔｅｃｔｉｏｎ
ｒｅａｇｅｎｔ (ＧＥꎬ ＵＳＡ) ｔｏ ｄｅｔｅｃｔ ｔｈｅ ｉｍｍｏｂｉｌｉｚｅｄ
ｓｐｅｃｉｆｉｃ ａｎｔｉｇｅｎｓ ｃｏｎｊｕｇａｔｅｄ ｔｏ ｈｏｒｓｅｒａｄｉｓｈ ｐｅｒｏ￣
ｘｉｄａｓｅ (ＨＲＰ) ｌａｂｅｌｅｄ ａｎｔｉｂｏｄｉｅｓ.
１􀆰 ５　 ＵＶ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ａｎｄ ｗｅｓｔｅｒｎ ｂｌｏｔ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ
ＣｔＣＨＳ
Ｆｏｒ ＵＶ ｔｒｅａｔｍｅｎｔꎬ ｔｈｅ ｐｒｏｔｈａｌｌｉ ａｆｔｅｒ ２１ ｄａｙｓ
ｇｒｏｗｔｈ ｗｅｒｅ ｅｘｐｏｓｅｄ ｔｏ ＵＶ ｉｒｒａｄｉａｔｉｏｎ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ
ｉｎ ｔｈｅ ｄａｒｋ ｉｎ ａ ｃｌｏｓｅｄ ｃｈａｍｂｅｒꎬ ａｎｄ ｓａｍｐｌｅｓ
ｗｅｒｅ ｃｏｌｌｅｃｔｅｄ ａｔ ０ꎬ １ꎬ ２ꎬ ３ꎬ ４ ａｎｄ ５ ｈ ｏｆ ｔｒｅａｔ￣
ｍｅｎｔ. Ｓｕｂｓｅｑｕｅｎｔｌｙꎬ ｔｏｔａｌ ｐｒｏｔｅｉｎ ｗａｓ ｅｘｔｒａｃｔｅｄ
ｆｒｏｍ ａｌｌ ｔｒｅａｔｅｄ ｔｉｓｓｕｅｓ ｕｓｉｎｇ ｐｈｏｓｐｈａｔｅ ｂｕｆｆｅｒ
(１０ ｍｍｏｌ / Ｌ Ｈｅｐｅｓꎬ ５ ｍｍｏｌ / Ｌ ｐｈｏｓｐｈａｔｅ ｂｕｆｆｅｒ
ｐＨ ７􀆰 ５ꎬ １０ ｍｍｏｌ / Ｌ ＭｇＣｌ２ꎬ １０ ｍｍｏｌ / Ｌ ＮａＣｌꎬ
２５％ ｇｌｙｃｅｒｏｌ) . Ａｃｃｏｒｄｉｎｇ ｔｏ ｔｈｅ Ｂｒａｄｆｏｒｄ (Ｂｉｏ￣
Ｒａｄꎬ ＵＳＡ) ｍｅｔｈｏｄ ｆｏｒ ｐｒｏｔｅｉｎ ｑｕａｎｔｉｔａｔｉｖｅꎬ ｔｈｅ
ＣｔＣＨＳ ｐｒｏｔｅｉｎ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｌｅｖｅｌｓ ｗｅｒｅ ａｓｓｅｓｓｅｄ
ｔｈｏｕｇｈ ｗｅｓｔｅｒｎ ｂｌｏｔｔｉｎｇꎬ ｕｓｉｎｇ ｇｌｙｃｅｒａｌｄｅｈｙｄｅ￣３￣
ｐｈｏｓｐｈａｔｅ ｄｅｈｙｄｒｏｇｅｎａｓｅ ( ＧＡＰＤＨ ) ａｓ ｔｈｅ
ｃｏｎｔｒｏｌ.
２　 Ｒｅｓｕｌｔｓ
２􀆰 １　 Ｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｆｕｌｌ￣
ｌｅｎｇｔｈ ＤＮＡ ｏｆ ＣｔＣＨＳ
Ａ ｓｅｔ ｏｆ ｄｅｇｅｎｅｒａｔｅ ｐｒｉｍｅｒｓ ａｎｄ ｃＤＮＡｓ ｐｒｅ￣
ｐａｒｅｄ ｆｒｏｍ ｔｏｔａｌ ｍＲＮＡ ａｓ ｔｈｅ ｔｅｍｐｌａｔｅ ｙｉｅｌｄｅｄ ａ
３００ ｂｐ ( ａｐｐｒｏｘ.) ｃｏｒｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅ. Ｆｕｌｌ￣ｌｅｎｇｔｈ
ｃＤＮＡ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ ｔｈｅ ５ ’ ￣ ａｎｄ ３ ’ ￣
ｕｎｔｒａｎｓｌａｔｅｄ ｒｅｇｉｏｎｓ ｗｅｒｅ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｂｙ ｅｍｐｌｏｙｉｎｇ
ｔｈｅ ＲＡＣＥ ｍｅｔｈｏｄ ｗｉｔｈ ｐｒｉｍｅｒｓ ｄｅｒｉｖｅｄ ｆｒｏｍ ｔｈｅ
ｃｏｒｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅ. Ｔｈｉｓ ｃＤＮＡ ｃｏｎｔａｉｎｅｄ ａｎ ｏｐｅｎ
ｒｅａｄｉｎｇ ｆｒａｍｅ (ＯＲＦ) ｏｆ １２１５ ｂｐꎬ ｅｎｃｏｄｉｎｇ ４０４
ａｍｉｎｏ ａｃｉｄｓ. ＥｘＰＡＳｙ Ｃｏｍｐｕｔｅ ＰＩ / ＭＷ ｓｅｒｖｅｒ ａ￣
ｎａｌｙｓｉｓ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｗｅｉｇｈｔ (ＭＷ)
ｗａｓ ４４􀆰 ３３ ｋＤꎬ ａｎｄ ｔｈｅ ｉｓｏｅｌｅｃｔｒｏｎｉｃ ｐｏｉｎｔ (ｐＩ)
ｗａｓ ６􀆰２８. Ｓｅｑｕｅｎｃｅ ａｎａｌｙｓｉｓ ｓｈｏｗｅｄ ８０％ ｏｆ ｔｈｅ
ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｏｆ ＣｔＣＨＳ ( ＧｅｎＢａｎｋ
ａｃｃｅｓｓｉｏｎ ｎｕｍｂｅｒ ＪＸ０２７６１６􀆰１) ｗａｓ ｃｏｎｓｉｓｔｅｎｔ
ｗｉｔｈ ｔｈｅ ＣＨＳ ｏｆ Ｅ􀆰 ａｒｖｅｎｓｅꎬ ｒｅｆｌｅｃｔｉｎｇ ｔｈｅｉｒ ｃｌｏｓｅ
ｅｖｏｌｕｔｉｏｎａｒｙ ｒｅｌａｔｉｏｎｓｈｉｐ.
Ｉｓ ｉｔ ｗｏｒｔｈ ｎｏｔｉｎｇ ｔｈａｔ ｔｈｒｅｅ ｅｘｏｎｓ ａｎｄ ｔｗｏ ｉｎ￣
ｔｒｏｎｓ ｗｅｒｅ ｆｏｕｎｄ ｉｎ ｔｈｅ Ｃ􀆰 ｔｈａｌｉｃｔｒｏｉｄｅｓ ｇｅｎｏｍｉｃ
ＣｔＣＨＳ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｂｙ ｃｏｍｐａｒｉｎｇ ｔｈｅ ｇｅｎｏｍｉｃ ａｎｄ
ｃＤＮＡ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ. Ｅｘｏｎ １ ( １９７ ｂｐ )ꎬ ｅｘｏｎ ２
(６８９ ｂｐ) ａｎｄ ｅｘｏｎ ３ (３２９ ｂｐ) ｗｅｒｅ ｓｅｐａｒａｔｅｄ
ｂｙ ｉｎｔｒｏｎ １ (３１２ ｂｐ) ａｎｄ ｉｎｔｒｏｎ ２ (８９ ｂｐ) . Ｔｈｅ
ｐｕｔａｔｉｖｅ ｓｐｌｉｃｉｎｇ ｓｉｔｅｓ ｏｂｅｙｅｄ ｔｈｅ ｇｔ / ａｇ ｒｕｌｅ ａｓ ｉｎ
ｍｏｓｔ ｓｐｅｃｉｅｓ (Ｆｉｇ. １) .
２􀆰 ２　 Ｃｏｎｓｔｒｕｃｔｉｏｎ ａｎｄ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｒｅｃｏｍｂｉ￣
ｎａｎｔ ｖｅｃｔｏｒ ｐＥＴ３２ａ￣ＣｔＣＨＳ
Ａ ｓｐｅｃｉｆｉｃ ＰＣＲ￣ａｍｐｌｉｆｉｅｄ ｆｒａｇｍｅｎｔ ｆｏｒ ｐｒｏｔｅｉｎ
ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｗａｓ ｔｈｅ ｃｏｄｉｎｇ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｏｆ ＣｔＣＨＳ
(１２１５ ｂｐ ) . Ａｆｔｅｒ ｄｉｇｅｓｔｉｏｎ ｗｉｔｈ ＢａｍＨⅠ ａｎｄ
Ｈｉｎｄ Ⅲꎬ ｗｈｉｃｈ ｄｉｄ ｎｏｔ ｃｕｔ ｗｉｔｈｉｎ ｔｈｅ ｃｏｄｉｎｇ
ｒｅｇｉｏｎꎬ ｔｈｅ ａｍｐｌｉｆｉｅｄ ｆｒａｇｍｅｎｔ ｗａｓ ｌｉｇａｔｅｄ ｉｎｔｏ
ｔｈｅ ＢａｍＨⅠ ａｎｄ ＨｉｎｄⅢ ｐｒｅ￣ｄｉｇｅｓｔｅｄ ｐＥＴ３２ａ
ｖｅｃｔｏｒ ｔｏ ｇｅｎｅｒａｔｅ ｔｈｅ ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ ｐｌａｓｍｉｄ
ｐＥＴ３２ａ￣ＣｔＣＨＳ ( Ｆｉｇ􀆰 ２) . Ｔｈｅ ｃｏｍｐｌｅｔｅ ｎｕｃｌｅｏ￣
ｔｉｄｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｏｆ ｔｈｅ ＰＣＲ￣ａｍｐｌｉｆｉｅｄ ｆｒａｇｍｅｎｔ ｗａｓ
ｃｏｎｆｉｒｍｅｄ ｃｏｒｒｅｃｔ ｂｙ ｓｅｑｕｅｎｃｉｎｇ ｆｒｏｍ ｂｏｔｈ
ｓｔｒａｎｄｓ ｂｅｆｏｒｅ ｉｔ ｗａｓ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｉｎｔｏ Ｅ􀆰 ｃｏｌｉ ｓｔｒａｉｎ
ＢＬ２１.
Ｕｐｏｎ ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ ｂｙ ＩＰＴＧꎬ ＣｔＣＨＳ ｗａｓ ｅｘ￣
ｐｒｅｓｓｅｄ ａｓ ａ ｍａｊｏｒ ｐｒｏｔｅｉｎ ｐｒｏｄｕｃｔ ｉｎ ｔｏｔａｌ ｃｅｌｌｕ￣
ｌａｒ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ｏｆ ｔｈｅ ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ ｖｅｃｔｏｒ. Ｓｉｍｕｌｔａ￣
ｎｅｏｕｓｌｙ ＳＤＳ￣ＰＡＧＥ ｐａｔｔｅｒｎｓ ｏｆ ｔｏｔａｌ ｃｅｌｌｕｌａｒ ｐｒｏ￣
ｔｅｉｎｓꎬ ｖｉｓｕａｌｉｚｅｄ ｂｙ ｃｏｏｍａｓｓｉｅ ｂｒｉｌｌｉａｎｔ ｂｌｕｅ ｓｔａｉ￣
ｎｉｎｇꎬ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈｅ ｔｉｍｅ ｃｏｕｒｓｅ ｆｏｒ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ
ｔｈｅ ｔａｒｇｅｔ ｐｒｏｔｅｉｎ (Ｆｉｇ􀆰 ３ａ) . Ｔｈｅ ｍａｘｉｍａｌ ｌｅｖｅｌ ｏｆ
ｔｈｅ ｐｒｏｔｅｉｎ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｗａｓ ｏｂｔａｉｎｅｄ ６ ｈ ａｆｔｅｒ
ＩＰＴＧ ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ. Ｔｈｅ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｗｅｉｇｈｔ ｏｆ ｔｈｅ ｅｘ￣
ｐｒｅｓｓｅｄ ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ ｐｒｏｔｅｉｎ ｗａｓ ｅｓｔｉｍａｔｅｄ ｔｏ ｂｅ
ａｂｏｕｔ ６３ ｋＤ ｆｕｓｅｄ ｗｉｔｈ Ｈｉｓ￣ｔａｇꎬ ｔｈｅｒｅｆｏｒｅ ｔｈｅ ｓｉｚｅ
ｏｆ ｔｈｅ ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ ＣｔＣＨＳ ｐｒｏｔｅｉｎ ｗａｓ ｉｎ ｇｏｏｄ ａ￣
ｇｒｅｅｍｅｎｔ ｗｉｔｈ ｔｈａｔ ｄｅｄｕｃｅｄ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ
２９４ 植 物 科 学 学 报 第 ３３卷　
Ｔｈｒｅｅ ｅｘｏｎｓ (ｕｐｐｅｒｃａｓｅ) ｗｅｒｅ ｓｅｐａｒａｔｅｄ ｂｙ ｔｗｏ ｉｎｔｒｏｎｓ ( ｌｏｗｅｒｃａｓｅ) . Ｐｕｔａｔｉｖｅ ｉｎｔｒｏｎ ｓｐｌｉｃｉｎｇ ｓｉｔｅｓ ｇｔ / ａｇ ｗｅｒｅ ｂｏｘｅｄ.
Ｆｉｇ􀆰 １　 Ｇｅｎｏｍｉｃ ＤＮＡ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｏｆ ｔｈｅ Ｃｅｒａｔｏｐｔｅｒｉｓ ｔｈａｌｉｃｔｒｏｉｄｅｓ ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅ ｇｅｎｅ
1 2 3 4 5 6 7
23130
9416
6557
4361
2322
20272000
1000
750
500
250
100
bpbp
Ｌａｎｅ １: ＤＬ２０００ ＤＮＡ Ｍａｒｋｅｒꎻ Ｌａｎｅ ２: ＰＣＲ ｐｒｏｄｕｃｔ ｏｆ ＣＨＳꎻ
Ｌａｎｅ ３: ｐＥＴ３２ａ￣ＣＨＳ ｄｉｇｅｓｔｅｄ ｂｙ ＢａｍＨⅠ / Ｈｉｎｄ Ⅲꎻ Ｌａｎｅ ４:
ｐＥＴ３２ａ ｄｉｇｅｓｔｅｄ ｂｙ ＢａｍＨⅠ / Ｈｉｎｄ Ⅲꎻ Ｌａｎｅ ５: ｐＥＴ３２ａ￣ＣＨＳ
ｄｉｇｅｓｔｅｄ ｂｙ ＢａｍＨⅠꎻ Ｌａｎｅ ６: ｐＥＴ３２ａ￣ＣＨＳ ｄｉｇｅｓｔｅｄ ｂｙ Ｈｉｎｄ
Ⅲꎻ Ｌａｎｅ ７: λＨｉｎｄ Ⅲ ＤＮＡ Ｍａｒｋｅｒ.
Ｆｉｇ􀆰 ２　 Ｇｅｌ ｅｌｅｃｔｒｏｐｈｏｒｅｓｉｓ ａｐｐｒａｉｓａｌ ｆｉｇｕｒｅ
ｏｆ ｖｅｃｔｏｒ ｃｏｎｓｔｒｕｃｔｉｏｎ
ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｏｆ ＣｔＣＨＳ. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ａ ｓｉｍｉｌａｒ ｍｏｌｅｃｕ￣
ｌａｒ ｗｅｉｇｈｔ ｂａｎｄ ｗａｓ ｆｏｕｎｄ ａｔ ｔｈｅ ｐｏｓｉｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ
ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ ｐｒｏｔｅｉｎ ｆｏｒ ｔｈｅ Ｅ􀆰 ｃｏｌｉ ｓｔｒａｉｎ ＢＬ２１
ｗｉｔｈｏｕｔ ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ. Ｗｅｓｔｅｒｎ ｂｌｏｔｔｉｎｇ ｏｆ ｓａｍｐｌｅｓ
ｃｏｎｆｉｒｍｅｄ ｉｔｓ ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｉｍｍｕｎｅ ａｃｔｉｖｉｔｙ ｔｏ ｔｈｅ ａｎｔｉ￣
ｒａｂｂｉｔ ＣＨＳ ａｎｔｉｂｏｄｉｅｓꎬ ｗｈｉｌｅ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ ｗｉｔｈ ａ
ｓｉｍｉｌａｒ ｂａｎｄ ｄｉｄ ｎｏｔ ｒｅａｃｔ (Ｆｉｇ􀆰 ３ｂ)ꎬ ｃｏｎｆｉｒｍｉｎｇ
ｔｈｅ ｃｏｒｒｅｃｔ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅ
ｉｎ Ｅ􀆰 ｃｏｌｉ. Ｔａｋｉｎｇ ａｄｖａｎｔａｇｅ ｏｆ ｔｈｅ ６∗Ｈｉｓ￣ｔａｇꎬ ｗｅ
ｏｂｔａｉｎｅｄ ｈｉｇｈｌｙ ｐｕｒｉｆｉｅｄ ＣｔＣＨＳ ｐｒｏｔｅｉｎ ａｎｄ ａｎｔｉ￣
ｂｏｄｙꎬ ａｎｄ ｌａｉｄ ｔｈｅ ｆｏｕｎｄａｔｉｏｎ ｆｏｒ ＣｔＣＨＳ ｆｕｎｃｔｉｏｎ
ｒｅｓｅａｒｃｈ.
２􀆰 ３　 Ｗｅｓｔｅｒｎ ｂｌｏｔｔｉｎｇ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ＣｔＣＨＳ ｕｎｄｅｒ
ＵＶ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ
Ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｐｒｏｔｈａｌｌｉ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｕｎｄｅｒ ＵＶꎬ ｔｈｅ
ＣｔＣＨＳ ｗａｓ ｏｂｖｉｏｕｓｌｙ ｉｎｄｕｃｅｄ (Ｆｉｇ􀆰 ４). Ｕｎｄｅｒ ＵＶ
３９４　 第 ４期　 　 　 　 　 　 曹建国等: 水蕨(Ｃｅｒａｔｏｐｔｅｒｉｓ ｔｈａｌｉｃｔｒｏｉｄｅｓ)查尔酮合成酶基因的克隆和表达(英文)
M 1 2 3 4 5 6 7 8
M 1 2 3 4 5 6
a
b
63 kD
ａ : Ａｃｃｕｍｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ ＣｔＣＨＳ ｐｒｏｔｅｉｎ ｉｎ Ｅ􀆰 ｃｏｌｉ ｓｔｒａｉｎ
ＢＬ２１. ＳＤＳ￣ＰＡＧＥ ｐａｔｔｅｒｎｓ ｏｆ ｔｏｔａｌ ｃｅｌｌｕｌａｒ ｐｒｏｔｅｉｎ ｕｎｄｅｒ ｉｎｄｕｃｅｄ
ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ ｔｏ ｐｅｒｆｏｒｍ ａ ｔｉｍｅ ｃｏｕｒｓｅꎬ ｖｉｓｕａｌｉｚｅｄ ｂｙ ｃｏｏｍａｓｓｉｅ
ｂｒｉｌｌｉａｎｔ ｂｌｕｅ Ｒ２５０ ｓｔａｉｎｉｎｇ. Ｌａｎｅ １: Ｓａｍｐｌｅ ｃｏｌｌｅｃｔｅｄ ｂｅｆｏｒｅ ｉｎ￣
ｄｕｃｔｉｏｎ ｂｙ ＩＰＴＧꎻ Ｌａｎｅｓ ２－６: Ｓａｍｐｌｅｓ ｃｏｌｌｅｃｔｅｄ ａｆｔｅｒ ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ
ｂｙ ＩＰＴＧ ｆｏｒ ０􀆰 ５ꎬ １ꎬ ２ꎬ ４ ａｎｄ ６ ｈꎬ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙꎻ Ｌａｎｅ ７: Ｓｏｌｕｂｌｅ
ｐｒｏｔｅｉｎ ａｆｔｅｒ ６ ｈꎻ Ｌａｎｅ ８: Ｉｎｓｏｌｕｂｌｅ ｐｒｏｔｅｉｎ ａｆｔｅｒ ６ ｈꎻ Ｌａｎｅ Ｍ:
Ｐｒｏｔｅｉｎ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｗｅｉｇｈｔ ｍａｒｋｅｒ. Ｄａｓｈｅｄ ｌｉｎｅ (６３ ｋＤ) ｉｎｄｉｃａｔｅｓ
ｐｒｏｔｅｉｎ ｏｆ ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ ＣｔＣＨＳ. ｂ : Ｗｅｓｔｅｒｎ ｂｌｏｔｔｉｎｇ ｏｆ ｒｅｃｏｍｂｉ￣
ｎａｎｔ ｐｒｏｔｅｉｎ. Ｗｅｓｔｅｒｎ ｂｌｏｔｔｉｎｇ ｐａｔｔｅｒｎｓ ｏｆ ｔｏｔａｌ ｐｒｏｔｅｉｎ ｕｎｄｅｒ ｉｎ￣
ｄｕｃｅｄ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ ｔｏ ｐｅｒｆｏｒｍ ａ ｔｉｍｅ ｃｏｕｒｓｅꎬ ｖｉｓｕａｌｉｚｅｄ ｂｙ ｓｔａｉ￣
ｎｉｎｇ ｗｉｔｈ ＥＣＬ ｐｒｉｍｅ ｗｅｓｔｅｒｎ ｂｌｏｔｔｉｎｇ ｄｅｔｅｃｔｉｏｎ ｒｅａｇｅｎｔ.
Ｆｉｇ􀆰 ３　 Ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ ＣｔＣＨＳ ｉｎ
Ｅ􀆰 ｃｏｌｉ ｓｔｒａｉｎ ＢＬ２１
1 2 3 4 5 6
a
b
ａ : Ｌａｎｅ １: Ｓａｍｐｌｅｓ ｃｏｌｌｅｃｔｅｄ ｂｅｆｏｒｅ ＵＶ ｉｒｒａｄｉａｔｉｏｎꎻ Ｌａｎｅｓ ２－
６: Ｓａｍｐｌｅｓ ｃｏｌｌｅｃｔｅｄ ａｆｔｅｒ ＵＶ ｉｒｒａｄｉａｔｉｏｎ ｆｏｒ １ꎬ ２ꎬ ３ꎬ ４ ａｎｄ ５ ｈꎬ
ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ. ｂ : Ｃ. ｔｈａｌｉｃｔｒｏｉｄｅｓ ｇｌｙｃｅｒａｌｄｅｈｙｄｅ￣３￣ｐｈｏｓｐｈａｔｅ
ｄｅｈｙｄｒｏｇｅｎａｓｅ (ＧＡＰＤＨ) ｗａｓ ｕｓｅｄ ｉｎ ｗｅｓｔｅｒｎ ｂｌｏｔｔｉｎｇ ａｓ ｔｈｅ
ｃｏｎｔｒｏｌ.
Ｆｉｇ􀆰 ４　 Ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｐｒｏｆｉｌｅ ｏｆ ＣｔＣＨＳ ｕｎｄｅｒ ＵＶ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ
ｔｒｅａｔｍｅｎｔꎬ ＣｔＣＨＳ ａｃｃｕｍｕｌａｔｉｏｎ ｒｅａｃｈｅｄ ｔｈｅ
ｈｉｇｈｅｓｔ ｌｅｖｅｌ ａｔ ３ ｈ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｇｒａｄｕａｌｌｙ ｄｅｃｌｉｎｅｄꎬ
ｂｕｔ ｓｔｉｌｌ ｓｈｏｗｅｄ ｈｉｇｈｅｒ ｌｅｖｅｌｓ ｔｈａｎ ｔｈａｔ ｗｉｔｈｏｕｔ
ｔｒｅａｔｍｅｎｔ (０ ｈ) . Ｔｈｅ ｄｅｃｒｅａｓｅ ｉｎ ＣｔＣＨＳ ｍａｙ ｂｅ
ｃａｕｓｅｄ ｂｙ ｉｎｊｕｒｙ ｆｒｏｍ ＵＶ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｔｏ ｔｈｅ ｙｏｕｎｇ
ｇａｍｅｔｏｐｈｙｔｅｓ ｏｆ Ｃｅｒａｔｏｐｔｅｒｉｓ.
３　 Ｄｉｓｃｕｓｓｉｏｎ
Ｉｎ ｇｅｎｅｒａｌꎬ ＣＨＳ ｇｅｎｅｓ ａｒｅ ｈｉｇｈｌｙ ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ
ａｎｄ ｕｓｕａｌｌｙ ｃｏｎｔａｉｎ ｏｎｅ ｉｎｔｒｏｎ ａｎｄ ｔｗｏ ｅｘｏｎｓꎬ
ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｏｎｌｙ ｅｘｃｅｐｔｉｏｎ ｂｅｉｎｇ Ａｎｔｉｒｒｈｉｎｕｍ ｍａｊｕｓꎬ
ｉｎ ｗｈｉｃｈ ｔｈｅ ＣＨＳ ｇｅｎｅ ｃｏｎｔａｉｎｓ ｔｗｏ ｉｎｔｒｏｎｓ[２０] .
Ｔｈｅ ｐｏｓｉｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｉｎｔｒｏｎ ｉｎ ＣＨＳ ｇｅｎｅｓ ｉｓ ｕｓｕａｌｌｙ
ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ. Ｅｘｏｎ １ ｕｓｕａｌｌｙ ｅｎｃｏｄｅｓ ３７－６４ ａｍｉｎｏ
ａｃｉｄ ｒｅｓｉｄｕｅｓ ａｎｄ ｅｘｏｎ ２ ｅｎｃｏｄｅｓ ａｌｍｏｓｔ ａｌｌ ｔｈｅ
ａｃｔｉｖｅ ｓｉｔｅｓ. Ｔｈｅ ｌｅｎｇｔｈ ｏｆ ｔｈｅ ｉｎｔｒｏｎ ｖａｒｉｅｓ ｉｎ
ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｐｌａｎｔ ｓｐｅｃｉｅｓꎬ ｒａｎｇｉｎｇ ｆｒｏｍ ｌｅｓｓ ｔｈａｎ
１００ ｂｐ ｔｏ ｍｏｒｅ ｔｈａｎ １ ｋｂ (Ｆｉｇ􀆰 ５) [１６] .
C. thalictroides
G. biloba
P. sylvestris
A. thaliana
G. max
P. hybrida
Z. mays whp)(
Z. mays C2( )
100 bp exon intron
Ｆｉｇ􀆰 ５　 Ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ ｏｆ ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅ ｇｅｎｅ
ｏｒｇａｎｉｓａｔｉｏｎ ｉｎ Ｃｅｒａｔｏｐｔｅｒｉｓ ｔｈａｌｉｃｔｒｏｉｄｅｓꎬ Ｇｉｎｇｋｏ ｂｉｌｏｂａꎬ
Ｐｉｎｕｓ ｓｙｌｖｅｓｔｒｉｓꎬ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｔｈａｌｉａｎａꎬ Ｇｌｙｃｉｎｅ ｍａｘꎬ
Ｐｅｔｕｎｉａ ｈｙｂｒｉｄａꎬ Ｚｅａ ｍａｙｓ (ｗｈｐ) ａｎｄ Ｚｅａ ｍａｙｓ (Ｃ２)
　 　 Ｔｈｅ ｓｔｒｉｃｔｌｙ ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ ＣＨＳ ａｃｔｉｖｅ ｓｉｔｅ ｒｅｓｉ￣
ｄｕｅｓꎬ Ｃｙｓ１７０ꎬ Ｈｉｓ３１５ꎬ ａｎｄ Ａｓｎ３４８[８]ꎬ ａｓ ｗｅｌｌ
ａｓ ｔｈｅ ｈｉｇｈｌｙ ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ ＣＨＳ ｓｉｇｎａｔｕｒｅ ｓｅ￣
ｑｕｅｎｃｅꎬ Ｇ３８４ ＦＧＰＧ[９]ꎬ ｗｅｒｅ ｆｏｕｎｄ ｉｎ ＣｔＣＨＳ
(Ｆｉｇ􀆰 ６ ) . Ｔｈｅ ｔｗｏ Ｐｈｅ ｒｅｓｉｄｕｅｓ ( Ｐｈｅ２２１ ａｎｄ
Ｐｈｅ２７１ )ꎬ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｉｎ ｄｅｔｅｒｍｉｎｉｎｇ ｔｈｅ ｓｕｂｓｔｒａｔｅ
ｓｐｅｃｉｆｉｃｉｔｙ ｏｆ ＣＨＳ[１０]ꎬ ｗｅｒｅ ａｌｓｏ ｆｏｕｎｄ ｉｎ ｔｈｅ
ｐｒｅｓｅｎｔ ｓｐｅｃｉｅｓ. Ｂｏｔｈ Ｐ􀆰 ｎｕｄｕｍ ａｎｄ Ｐｈｙｓｃｏｍｉ￣
ｔｒｅｌｌａ ｐａｔｅｎｓ ｗｅｒｅ ｃｏｎｔａｉｎｅｄ ｉｎ ｔｈｅｓｅ ａｃｔｉｖｅ ｓｉｔｅｓꎬ
ａｎｄ ｅｘｈｉｂｉｔｅｄ ｅｎｚｙｍｅ ａｃｔｉｖｉｔｙ[２１ꎬ ２２] .
Ｉｎ ａｌｍｏｓｔ ａｌｌ ｃａｓｅｓꎬ ｔｈｅ ｅｖｏｌｕｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｍｕｌｔｉ￣
ｇｅｎｅ ｆａｍｉｌｙ ｏｆ ＣＨＳ ｈａｓ ｂｅｅｎ ａｎａｌｙｚｅｄ ｗｉｔｈ
ｅｘｏｎｓ. Ｗｅ ｐｒｏｄｕｃｅｄ ａ ｎｅｉｇｈｂｏｒ￣ｊｏｉｎｉｎｇ ( ＮＪ )
ｐｈｙｌｏｇｅｎｅｔｉｃ ｔｒｅｅ ｕｓｉｎｇ ＣｌｕｓｔａｌＸ ａｎｄ ＭＥＧＡ５
ｓｏｆｔｗａｒｅ ｐａｃｋａｇｅｓ. Ｐｈｙｌｏｇｅｎｅｔｉｃ ａｎａｌｙｓｉｓ
( Ｆｉｇ􀆰 ７ ) ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ｔｈａｔ Ｃ􀆰 ｔｈａｌｉｃｔｒｏｉｄｅｓ ａｎｄ
Ｐ􀆰 ｎｕｄｕｍꎬ Ｅ􀆰 ａｒｖｅｎｓｅꎬ Ｄｒｙｏｐｔｅｒｉｓ ｅｒｙｔｈｒｏｓｏｒａꎬ
Ｃｙｃｌｏｓｏｒｕｓ ａｃｕｍｉｎａｔｕｓꎬ ａｎｄ Ｓａｌｖｉｎｉａ ｎａｔａｎｓ
ｆｏｒｍｅｄ ａ ｓｅｐａｒａｔｅ ｃｌｕｓｔｅｒ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｅｘｏｎ ｎｕｃｌｅｏ￣
ｔｉｄｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ａｎａｌｙｓｉｓꎬ ｗｈｉｃｈ ｉｓ ｉｎ ａｇｒｅｅｍｅｎｔ
ｗｉｔｈ ｔｈｅｉｒ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｅｖｏｌｕｔｉｏｎａｒｙ ｒｅｌａｔｉｏｎｓｈｉｐ ａｃ￣
ｃｏｒｄｉｎｇ ｔｏ Ｓｍｉｔｈ’ｓ ｓｙｓｔｅｍ [２３] .
Ｕｌｔｒａｖｉｏｌｅｔ (ＵＶ) ｌｉｇｈｔ ｉｓ ａ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｈａｚａｒｄ ｆｏｒ
ｏｒｇａｎｉｓｍｓ ｂｅｃａｕｓｅ ｉｔ ｃａｎ ｄａｍａｇｅ ＤＮＡ ａｎｄ ｉｍ￣
４９４ 植 物 科 学 学 报 第 ３３卷　
C. thalictroides
M. sativa
P. sylvestris
A. thaliana
E. arvense
P. nudum
M. paleacea
P. patens
- -MMYQQGCFAGG
- -MMYQQGCFAGG
- -MMYQQGCFAGG
- -MMYQQGCFAGG
- -MMYQQGCFAGG
- -MLYQQGCFAGG
- -MLYQQGCFGGA
- -MMYQTGCFGGA
170
- -FWIAHPGGPA
- -FWIAHPGGPA
- -FWIAHPGGPA
- -FWIAHPGGPA
- -FWIAHPGGPA
- -FWIAHPGGPA
- -FWCVHPGGRA
- -FWAVHPGGPA
315
- -SDYGNMSSAC
- -SEYGNMSSAC
- -SDYGNMSSAC
- -SEYGNMSSAC
- -SEYGNMSSAC
- -ADYGNMSSAC
- -YNYGNMSGAC
- -SEFGNMSSAS
348
- -LLGFGPGLT
- -LFGFGPGLT
- -LFGFGPGLT
- -LFGFGPGLT
- -LLGFGPGLT
- -LFGFGPGLT
- -VVGFGPGLT
- -FIGFGPGLT
387
Ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ａｒｏｕｎｄ ｔｈｅ ａｃｔｉｖｅ ｓｉｔｅ ｒｅｓｉｄｕｅｓꎬ Ｃｙｓꎬ Ｈｉｓꎬ ａｎｄ Ａｓｎꎬ ａｎｄ ｔｈｅ ｓｉｇｎａｔｕｒｅ ＧＦＧＰＧ ｌｏｏｐ ａｒｅ ｓｈｏｗｎ. Ｒｅｓｉｄｕｅ
ｎｕｍｂｅｒｓ ａｒｅ ｔｈｏｓｅ ｏｆ Ｃ. ｔｈａｌｉｃｔｒｏｉｄｅｓ ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅ.
Ｆｉｇ􀆰 ６ Ａｌｉｇｎｍｅｎｔ ｏｆ ＣＨＳ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｐａｒｔｓ ｆｒｏｍ Ｃｅｒａｔｏｐｔｅｒｉｓ ｔｈａｌｉｃｔｒｏｉｄｅｓ (ＪＸ０２７６１６􀆰 １)ꎬ Ｍｅｄｉｃａｇｏ ｓａｔｉｖａ (Ｐ３００７４)ꎬ
Ｐｉｎｕｓ ｓｙｌｖｅｓｔｒｉｓ (ＣＡＡ４３１６６)ꎬ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｔｈａｌｉａｎａ (ＣＡＩ３０４１８)ꎬ Ｅｑｕｉｓｅｔｕｍ ａｒｖｅｎｓｅ (Ｑ９ＭＢＢ１)ꎬ Ｐｓｉｌｏｔｕｍ
ｎｕｄｕｍ (ＢＡＡ８７９２２)ꎬ Ｍａｒｃｈａｎｔｉａ ｐａｌｅａｃｅａ (ＢＡＤ４２３２８)ꎬ ａｎｄ Ｐｈｙｓｃｏｍｉｔｒｅｌｌａ ｐａｔｅｎｓ (ＡＢＢ８４５２７)
Medicago sativa
Medicago truncatula
Astragalus membranaceus
Glycyrrhiza inflata
Pueraria montana
Arachis hypogaea
Glycyrrhiza uralensis
Senna tora
Rosa chinensis
Fragaria x ananassa
Prunus avium
Pyrus communis
Malus x domestica
Gossypium hirsutum
Acer palmatum
Lonicera japonica
Antirrhinum majus
Cannabis sativa
Eustoma grandiflorum
Gentiana triflora
Solanum lycopersicum
Capsicum annuum
Solanum tuberosum
Petunia x hybrida
Nicotiana tabacum
Loropetalum chinense
Saussurea medusa
Hydrangea macrophylla
Vaccinium corymbosum
Camellia japonica
Camellia sinensis
Ipomoea batatas
Ipomoea nil
Nelumbo nucifera
Persea americana
Raphanus sativus
Brassica juncea
Brassica napus
Brassica oleracea
Arabidopsis thaliana
Arabidopsis halleri
Parrya nudicaulis
Rudbeckia hirta
Dianthus monspessulanus
Polygonum cuspidatum
Rheum palmatum
Fagopyrum tataricum
Litchi chinensis
Populus alba
Paeonia lactiflora
Vitis vinifera
Citrus sinensis
Siraitia grosvenorii
Dendrobium nobile
Bromheadia finlaysoniana
Lilium speciosum
Narcissus tazetta
Allium cepa
Elaeis oleifera
Zingiber officinale
Scutellaria baicalensis
Perilla frutescens
Torenia hybrida
Boesenbergia rotunda
Triticum aestivum
Zea mays
Oryza sativa
Pinus densiflora
Pinus pinaster
Ginkgo biloba
Dryopteris erythrosora
Cyclosorus acuminatus
Salvinia natans
Ceratopteris thalictroides
Equisetum arvense
Psilotum nudum
Physcomitrella patens
Fabales
Rosales
Gentianales
Solanales
Ericales
Brassicales
Caryophyllales
Lamiales
Poales
Coniferales
Magnoliophyta
Gymnospermae
Pteridophyta
Bryophyta
9993
99
75
90
79
94
89
97 65
99
99
99
9981
85
97
94
68
76
5356
59
99
99
99
96
90
99
99
80
98
99
99
70
99
99
52
82
85
50
72
Ｎｕｍｂｅｒｓ ｂｅｌｏｗ ｂｒａｎｃｈｅｓ ｉｎｄｉｃａｔｅ ｂｏｏｔｓｔｒａｐ ｖａｌｕｅｓ.
Ｆｉｇ􀆰 ７　 Ｎｅｉｇｈｂｏｒ￣ｊｏｉｎｉｎｇ ｐｈｙｌｏｇｅｎｅｔｉｃ ｔｒｅｅ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｅｘｏｎ ｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｏｆ ｐｌａｎｔ ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅ
５９４　 第 ４期　 　 　 　 　 　 曹建国等: 水蕨(Ｃｅｒａｔｏｐｔｅｒｉｓ ｔｈａｌｉｃｔｒｏｉｄｅｓ)查尔酮合成酶基因的克隆和表达(英文)
ｐａｉｒ ｓｅｖｅｒａｌ ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｐｒｏｃｅｓｓｅｓ[２４] . Ｌｉｋｅ ａｌｌ
ｏｔｈｅｒ ｏｒｇａｎｉｓｍｓꎬ ｐｌａｎｔｓ ｈａｖｅ ｃｏｕｎｔｅｒ￣ｍｅａｓｕｒｅｓ
ｔｏ ｐｒｏｔｅｃｔ ｔｈｅｍｓｅｌｖｅｓ ｆｒｏｍ ＵＶ ｄａｍａｇｅ. Ｏｎｅ ｏｆ
ｔｈｅ ｍｏｓｔ ｃｏｍｍｏｎ ｒｅｓｐｏｎｓｅｓ ｏｆ ｐｌａｎｔ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｔｏ
ＵＶ ｌｉｇｈｔ ｉｓ ｔｈｅ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎａｌ ａｃｔｉｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｆｌａ￣
ｖｏｎｏｉｄ ｂｉｏｓｙｎｔｈｅｔｉｃ ｇｅｎｅｓ[２５ꎬ２６] . Ｆｌａｖｏｎｏｉｄｓ ａｒｅ
ｓｔｒｏｎｇｌｙ ＵＶ￣ａｂｓｏｒｂｉｎｇ ａｎｄ ａｃｃｕｍｕｌａｔｅ ｍａｉｎｌｙ ｉｎ
ｅｐｉｄｅｒｍａｌ ｃｅｌｌｓ ａｆｔｅｒ ＵＶ ｔｒｅａｔｍｅｎｔꎬ ｓｕｇｇｅｓｔｉｎｇ
ｔｈａｔ ｔｈｅｙ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ａｓ ａ ｐｒｏｔｅｃｔｉｖｅ ｓｈｉｅｌｄ[２５] . Ｔｈｅ
ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ＣＨＳ ｇｅｎｅｓ ｉｓ ｒｅｇｕｌａｔｅｄ ｂｙ ｌｉｇｈｔ
ｔｈｒｏｕｇｈ ａ ｐｈｏｔｏｒｅｃｅｐｔｏｒ￣ｍｅｄｉａｔｅｄ ｍｅｃｈａｎｉｓｍ[２７] .
Ｓｔｕｄｉｅｓ ｉｎ ａ ｗｉｄｅ ｒａｎｇｅ ｏｆ ｓｐｅｃｉｅｓꎬ ｓｕｃｈ ａｓ Ｌｉｇｕ￣
ｓｔｒｕｍ ｖｕｌｇａｒｅꎬ Ｖｉｔｉｓ ｖｉｎｉｆｅｒａꎬ ｐｅｔｕｎｉａꎬ ａｎｄ Ａｒａｂｉ￣
ｄｏｐｓｉｓ ｈａｖｅ ｐｒｏｖｉｄｅｄ ｎｅｗ ｅｖｉｄｅｎｃｅ ｔｈａｔ ＵＶ
ｌｉｇｈｔ ｉｎｄｕｃｅｓ ｔｈｅ ｓｙｎｔｈｅｓｉｓ ｏｆ ｆｌａｖｏｎｏｌ ｃｏｍ￣
ｐｏｕｎｄｓ[２８－３３] . Ｔｈｅ ｗｅｓｔｅｒｎ ｂｌｏｔ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ＣｔＣＨＳ
ｕｎｄｅｒ ＵＶ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ
ｏｆ ｔｈｅ ＣｔＣＨＳ ｇｅｎｅ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ. Ｔｈｉｓ ｐｈｅｎｏｍｅｎｏｎ
ｍｉｇｈｔ ｂｅ ｄｕｅ ｔｏ ａｎ ａｃｕｔｅ ｎｅｅｄ ｆｏｒ ｅｘｔｒａ ｍａｔｅｒｉａｌ
ｉｎ ｔｅｒｍｓ ｏｆ ＵＶ ｐｒｏｔｅｃｔｉｏｎ. Ｔｈｅ ｆｌａｖｏｎｏｉｄ ｓｋｅｌｅｔｏｎ
ｐｒｅｓｅｎｔ ｈｙｄｒｏｘｙ ｇｒｏｕｐ ｉｓ ｔｈｅ ｍａｉｎ ｓｔｒｕｃｔｕｒａｌ ｆｅａ￣
ｔｕｒｅ ｒｅｓｐｏｎｓｉｂｌｅ ｆｏｒ ｃｈｅｌａｔｉｎｇ ｍｅｔａｌ ｉｏｎｓ ｓｕｃｈ ａｓ
ｉｒｏｎꎬ ｃｏｐｐｅｒꎬ ａｎｄ ｚｉｎｃꎬ ａｎｄ ｈｅｎｃｅ ｉｎｈｉｂｉｔｓ ｔｈｅ
ｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｏｆ ｆｒｅｅ ｒａｄｉｃａｌｓ ａｎｄ ｐｒｏｔｅｃｔｓ ｐｌａｎｔｓ ｆｒｏｍ
ＵＶ ｉｒｒａｄｉａｔｉｏｎ[３３] . Ｔｈｉｓ ｍａｙ ｅｘｐｌａｉｎ ｗｈｙ ｔｈｅ
ＣｔＣＨＳ ｇｅｎｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｉｎ ｙｏｕｎｇ ｐｒｏｔｈａｌｌｉ ｉｎ￣
ｃｒｅａｓｅｄ ｔｒａｎｓｉｅｎｔｌｙ ｕｎｄｅｒ ＵＶ￣ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ.
Ｉｎ ｃｏｎｃｌｕｓｉｏｎꎬ ｗｅ ｃｌｏｎｅｄ ｔｈｅ ＣＨＳ ｇｅｎｅ ｆｒｏｍ
ｔｈｅ Ｃ􀆰 ｔｈａｌｉｃｔｒｏｉｄｅｓ ｆｅｒｎꎬ ａｎｄ ａｎａｌｙｚｅｄ ｔｈｅ ｎｕｃｌｅｉｃ
ａｃｉｄ ｓｅｑｕｅｎｃｅ. Ｐｈｙｌｏｇｅｎｅｔｉｃ ａｎａｌｙｓｉｓ ｉｎｄｉｃａｔｅｄ
ｔｈａｔ Ｃ􀆰 ｔｈａｌｉｃｔｒｏｉｄｅｓ ＣｔＣＨＳ ｈａｄ ａ ｃｌｏｓｅ ｒｅｌａｔｉｏｎ￣
ｓｈｉｐ ｔｏ ｆｅｒｎ ａｌｌｉｅｓ Ｅｑｕｉｓｅｔｕｍ ａｒｖｅｎｓｅ ａｎｄ Ｐｓｉｌｏ￣
ｔｕｍ ｎｕｄｕｍꎬ ｂｕｔ ｎｏｔ ｔｏ ｔｈｅ ｓｐｅｒｍａｔｏｐｈｙｔｅｓ. Ｔｈｅ
ＣｔＣＨＳ ｇｅｎｅ ｗａｓ ｉｎｔｒｏｄｕｃｅｄ ｉｎｔｏ ａｎ ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ
ｐｌａｓｍｉｄ ｐＥＴ￣３２ａ ｖｅｃｔｏｒ ａｎｄ ｔｈｅ ｆｕｓｉｏｎ ｐｒｏｔｅｉｎ
ｗａｓ ｈｉｇｈｌｙ ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ ｉｎ Ｅ􀆰 ｃｏｌｉ ｓｔｒａｉｎ ＢＬ２１ ｗｉｔｈ
ＩＰＴＧ ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ. Ｔｈｅ ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ ＣｔＣＨＳ ｐｒｏｔｅｉｎ
ｈａｄ ａ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｗｅｉｇｈｔ ｏｆ ａｂｏｕｔ ４５ ｋＤꎬ ａ ｓｉｚｅ
ｍａｔｃｈｉｎｇ ｔｈａｔ ｐｒｅｄｉｃｔｅｄ ｂｙ ｂｉｏｉｎｆｏｒｍａｔｉｃ ａｎａｌｙｓｉｓ.
Ｗｅｓｔｅｒｎ ｂｌｏｔ ａｎａｌｙｓｅｓ ｒｅｖｅａｌｅｄ ｔｈａｔ ＵＶ ｉｒｒａｄｉａｔｉｏｎ
ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ＣｔＣＨＳ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｉｎ Ｃ. ｔｈａ￣
ｌｉｃｔｒｏｉｄｅｓ. Ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｔ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｉｏｎ ｐｒｏｖｉｄｅｓ
ｂａｓｅ ｄａｔａ ｆｏｒ ｕｎｄｅｒｓｔａｎｄｉｎｇ ｔｈｅ ｆｌａｖｏｎｏｉｄ ｂｉｏｓｙｎ￣
ｔｈｅｔｉｃ ｐａｔｈｗａｙ ｏｆ ｆｅｒｎｓ.
Ｒｅｆｅｒｅｎｃｅｓ:
[ １ ] 　 Ｍａｒｋｈａｍ ＫＲ. Ｄｉｓｔｒｉｂｕｔｉｏｎ ｏｆ ｆｌａｖｏｎｏｉｄｓ ｉｎ ｔｈｅ ｌｏｗｅｒ
ｐｌａｎｔｓ ａｎｄ ｉｔｓ ｅｖｏｌｕｔｉｏｎａｒｙ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｃｅ[Ｍ] / / Ｈａｒ￣
ｂｏｒｎｅ ＪＢ ｅｄ. Ｔｈｅ ｆｌａｖｏｎｏｉｄｓ. Ｌｏｎｄｏｎ: Ｃｈａｐｍａｎ
ａｎｄ Ｈａｌｌꎬ １９８８: ４２７－４６８.
[ ２ ] 　 Ｂｏｈｉｎ ＭＣꎬ Ｖｉｎｃｋｅｎ ＪＰꎬ ｖａｎ ｄｅｒ Ｈｉｊｄｅｎ ＨＴＷＭꎬ
Ｇｒｕｐｐｅｎ Ｈ. Ｅｆｆｉｃａｃｙ ｏｆ ｆｏｏｄ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ａｓ ｃａｒｒｉｅｒｓ
ｆｏｒ ｆｌａｖｏｎｏｉｄｓ[Ｊ] . Ｊ Ａｇｒｉｃ Ｆｏｏｄ Ｃｈｅｍꎬ ２０１２ꎬ ６０:
４１３６－４１４３.
[ ３ ] 　 Ｘｉａｏ ＪＢꎬ Ｃｈｅｎ ＴＴꎬ Ｃａｏ Ｈꎬ Ｃｈｅｎ ＬＳꎬ Ｙａｎｇ Ｆ. Ｍｏ￣
ｌｅｃｕｌａｒ ｐｒｏｐｅｒｔｙ￣ａｆｆｉｎｉｔｙ ｒｅｌａｔｉｏｎｓｈｉｐ ｏｆ ｆｌａｖａｎｏｉｄｓ
ａｎｄ ｆｌａｖｏｎｏｉｄｓ ｆｏｒ ｈｕｍａｎ ｓｅｒｕｍ ａｌｂｕｍｉｎ ｉｎ ｖｉｔｒｏ
[Ｊ] . Ｍｏｌ Ｎｕｔｒ Ｆｏｏｄ Ｒｅｓꎬ ２０１１ꎬ ５５: ３１０－３１７.
[ ４ ] 　 Ｘｉａｏ ＪＢꎬ Ｃａｏ Ｈꎬ Ｗａｎｇ ＹＦꎬ Ｚｈａｏ ＪＹꎬ Ｗｅｉ ＸＬ. Ｇｌｙ￣
ｃｏｓｙｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｄｉｅｔａｒｙ ｆｌａｖｏｎｏｉｄｓ ｄｅｃｒｅａｓｅｓ ｔｈｅ ａｆ￣
ｆｉｎｉｔｉｅｓ ｆｏｒ ｐｌａｓｍａ ｐｒｏｔｅｉｎ[Ｊ] . Ｊ Ａｇｒ Ｆｏｏｄ Ｃｈｅｍꎬ
２００９ꎬ ５７: ６６４２－６６４８.
[ ５ ]　 Ｒｏｏｗｉ Ｓꎬ Ｃｒｏｚｉｅｒ Ａ. Ｆｌａｖｏｎｏｉｄｓ ｉｎ ｔｒｏｐｉｃａｌ ｃｉｔｒｕｓ
ｓｐｅｃｉｅｓ[Ｊ]. Ｊ Ａｇｒ Ｆｏｏｄ Ｃｈｅｍꎬ ２０１１ꎬ ５９: １２２１７－
１２２２５.
[ ６ ] 　 Ｄａｏ ＴＴＨꎬ Ｌｉｎｔｈｏｒｓｔ ＨＪＭꎬ Ｖｅｒｐｏｏｒｔｅ Ｒ. Ｃｈａｌｃｏｎｅ
ｓｙｎｔｈａｓｅ ａｎｄ ｉｔｓ ｆｕｎｃｔｉｏｎｓ ｉｎ ｐｌａｎｔ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ[Ｊ] .
Ｐｈｙｔｏｃｈｅｍ Ｒｅｖꎬ ２０１１ꎬ １０: ３９７－４１２.
[ ７ ] 　 Ｓａｎｃｈｅｚ ＩＪＦ. Ｐｏｌｙｋｅｔｉｄｅ ｓｙｎｔｈａｓｅ ｉｎ Ｃａｎｎａｂｉｓ ｓａｔｉ￣
ｖａ Ｌ.[Ｄ] . Ｌｅｉｄｅｎꎬ ｔｈｅ Ｎｅｔｈｅｒｌａｎｄｓ: Ｌｅｉｄｅｎ Ｕｎｉ￣
ｖｅｒｓｉｔｙꎬ ２００８.
[ ８ ] 　 Ｆｅｒｒｅｒ ＪＬꎬ Ｊｅｚ ＪＭꎬ Ｂｏｗｍａｎ ＭＥꎬ Ｄｉｘｏｎ ＲＡꎬ Ｎｏｅｌ
ＪＰ. Ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ｏｆ ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅ ａｎｄ ｔｈｅ ｍｏｌｅ￣
ｃｕｌａｒ ｂａｓｉｓ ｏｆ ｐｌａｎｔ ｐｏｌｙｋｅｔｉｄｅ ｂｉｏｓｙｎｔｈｅｓｉｓ [ Ｊ] .
Ｎａｔ Ｓｔｒｕｃｔ Ｂｉｏｌꎬ １９９９ꎬ ６: ７７５－７８４.
[ ９ ] 　 Ｓｕｈ ＤＹꎬ Ｆｕｋｕｍａ Ｋꎬ Ｋａｇａｍｉ Ｊꎬ Ｙａｍａｚａｋｉ Ｙꎬ
Ｓｈｉｂｕｙａ Ｍꎬ Ｅｂｉｚｕｋａ Ｙꎬ Ｓａｎｋａｗａ Ｕ. Ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ
ｏｆ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｒｅｓｉｄｕｅｓ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｉｎ ｔｈｅ ｃｙｃｌｉｚａｔｉｏｎ
ｒｅａｃｔｉｏｎｓ ｏｆ ｃｈａｌｃｏｎｅ ａｎｄ ｓｔｉｌｂｅｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅｓ[Ｊ] .
Ｂｉｏｃｈｅｍ Ｊꎬ ２０００ꎬ ３５０: ２２９－２３５.
[１０] 　 Ｊｅｚ ＪＭꎬ Ｎｏｅｌ ＪＰ. Ｍｅｃｈａｎｉｓｍ ｏｆ ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎ￣
ｔｈａｓｅ ｐＫａ ｏｆ ｔｈｅ ｃａｔａｌｙｔｉｃ ｃｙｓｔｅｉｎｅ ａｎｄ ｔｈｅ ｒｏｌｅ ｏｆ
ｔｈｅ ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ ｈｉｓｔｉｄｉｎｅ ｉｎ ａ ｐｌａｎｔ ｐｏｌｙｋｅｔｉｄｅ ｓｙｎ￣
ｔｈａｓｅ [ Ｊ ] . Ｊ Ｂｉｏｌ Ｃｈｅｍꎬ ２０００ꎬ ２７５: ３９６４０ －
６９４ 植 物 科 学 学 报 第 ３３卷　
３９６４６.
[１１] 　 Ｈｕａｎｇ Ｌꎬ Ｗａｎｇ Ｈꎬ Ｙｅ Ｈꎬ Ｄｕ Ｚꎬ Ｚｈａｎｇ Ｙꎬ Ｂｅｅｒ￣
ｈｕｅｓ Ｌꎬ Ｌｉｕ Ｂ. Ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｌ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｂｅｎｚｏｐｈｅ￣
ｎｏｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅ ａｎｄ ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅ ｉｎ Ｈｙｐｅｒｉ￣
ｃｕｍ ｓａｍｐｓｏｎｉｉ[Ｊ] . Ｎａｔ Ｐｒｏｄ Ｃｏｍｍｕｎꎬ ２０１２ꎬ ７:
１６１５－１６１８.
[１２] 　 Ｌｉｕ ＸＪꎬ Ｃｈｕａｎｇ ＹＮꎬ Ｃｈｉｏｕ ＣＹꎬ Ｃｈｉｎ ＤＣꎬ Ｓｈｅｎ
ＦＱꎬ Ｙｅｈ ＫＷ. Ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｅｆｆｅｃｔ ｏｎ ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎ￣
ｔｈａｓｅ ｇｅｎｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｓ ａｎｔｈｏｃｙａｎｉｎ
ｐｉｇｍｅｎｔａｔｉｏｎ ｉｎ ｆｌｏｒａｌ ｔｉｓｓｕｅｓ ｏｆ ｔｗｏ Ｏｎｃｉｄｉｕｍ ｏｒ￣
ｃｈｉｄ ｃｕｌｔｉｖａｒｓ[Ｊ] . Ｐｌａｎｔａꎬ ２０１２ꎬ ２３６: ４０１－４０９.
[１３] 　 Ｕｒｓｕｌａ ＮＫꎬ Ｂａｒｚｅｎ Ｅꎬ Ｂｅｍｈａｒｄａｒｄｔ Ｊꎬ Ｒｏｈｄｅ Ｗꎬ
Ｓｃｈｗａｒｚ￣Ｓｏｍｍｅｒ Ｚꎬ ＲｅｉｆＨ Ｊꎬ Ｗｉｅｎｎａｎｄ Ｕꎬ Ｓａｅ￣
ｄｌｅｒ Ｈ. Ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅ ｇｅｎｅｓ ｉｎ ｐｌａｎｔｓ: ａ ｔｏｏｌ
ｔｏ ｓｔｕｄｙ ｅｖｏｌｕｔｉｏｎａｒｙ ｒｅｌａｔｉｏｎｓｈｉｐ[Ｊ] . Ｊ Ｍｏｌ Ｅｖｏｌꎬ
１９８７ꎬ ２６: ２１３－２２５.
[１４] 　 Ｄｏｎｇ Ｘꎬ Ｂｒａｕｎ ＥＬꎬ Ｇｒｏｔｅｗｏｌｄ Ｅ. Ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｃｏｎ￣
ｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｐｌａｎｔ ｓｅｃｏｎｄａｒｙ ｍｅｔａｂｏｌｉｃ ｅｎｚｙｍｅｓ
ｒｅｖｅａｌｅｄ ｂｙ ｃｏｍｐｌｅｍｅｎｔａｔｉｏｎ ｏｆ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｆｌａ￣
ｖｏｎｏｉｄ ｍｕｔａｎｔｓ ｗｉｔｈ ｍａｉｚｅ ｇｅｎｅｓ[Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙ￣
ｓｉｏｌꎬ ２００１ꎬ １２７: ４６－５７.
[１５] 　 Ｌｕｋａｃｉｎ Ｒꎬ Ｓｃｈｒｅｉｎｅｒ Ｓꎬ Ｍａｔｅｒｎ Ｕ. Ｔｒａｎｓｆｏｒｍａｔｉｏｎ
ｏｆ ａｃｒｉｄｏｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅ ｔｏ ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅ [ Ｊ] .
Ｆｅｂｓ Ｌｅｔｔꎬ ２００１ꎬ ５０８: ４１３－４１７.
[１６] 　 Ｙａｎｇ Ｊꎬ Ｈｕａｎｇ Ｊꎬ Ｇｕ Ｈꎬ Ｚｈｏｎｇ Ｙꎬ Ｙａｎｇ Ｚ. Ｄｕｐｌｉ￣
ｃａｔｉｏｎ ａｎｄ ａｄａｐｔｉｖｅ ｅｖｏｌｕｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎ￣
ｔｈａｓｅ ｇｅｎｅｓ ｏｆ Ｄｅｎｄｒａｎｔｈｅｍａ (Ａｓｔｅｒａｃｅａｅ) [Ｊ] .
Ｍｏｌ Ｂｉｏｌ Ｅｖｏｌꎬ ２００２ꎬ １９: １７５２－１７５９.
[１７] 　 Ｃｈａｔｔｅｒｊｅｅ Ａꎬ Ｒｏｕｘ ＳＪ. Ｃｅｒａｔｏｐｔｅｒｉｓ ｒｉｃｈａｒｄｉｉ: ａ
ｐｒｏｄｕｃｔｉｖｅ ｍｏｄｅｌ ｆｏｒ ｒｅｖｅａｌｉｎｇ ｓｅｃｒｅｔｓ ｏｆ ｓｉｇｎａｌｉｎｇ
ａｎｄ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ [ Ｊ ] . Ｊ Ｐｌａｎｔ Ｇｒｏｗｔｈ Ｒｅｇｕｌꎬ
２０００ꎬ １９: ２８４－２８９.
[１８] 　 Ｍｕｔｈｕｋｕｍａｒ Ｂꎬ Ｊｏｙｃｅ ＢＬꎬ Ｅｌｌｅｓｓ ＭＰꎬ Ｓｔｅｗａｒｔ ＣＮ
Ｊｒ. Ｓｔａｂｌｅ ｔｒａｎｓｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｏｆ ｆｅｒｎｓ ｕｓｉｎｇ ｓｐｏｒｅｓ ａｓ
ｔａｒｇｅｔｓ: Ｐｔｅｒｉｓ ｖｉｔｔａｔａ ａｎｄ Ｃｅｒａｔｏｐｔｅｒｉｓ ｔｈａｌｉｃｔｒｏｉｄｅｓ
[Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌꎬ ２０１３ꎬ １６３: ６４８－６５８.
[１９] 　 Ｐｌａｃｋｅｔｔ ＡＲＧꎬ Ｈｕａｎｇ Ｌꎬ Ｓａｎｄｅｒｓ ＨＬꎬ Ｌａｎｇｄａｌｅ
ＪＡ. Ｈｉｇｈ￣ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｙ ｓｔａｂｌｅ ｔｒａｎｓｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ
ｍｏｄｅｌ ｆｅｒｎ ｓｐｅｃｉｅｓ Ｃｅｒａｔｏｐｔｅｒｉｓ ｒｉｃｈａｒｄｉｉ ｖｉａ ｍｉｃｒｏ￣
ｐａｒｔｉｃｌｅ ｂｏｍｂａｒｄｍｅｎｔ [ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌꎬ ２０１４ꎬ
１６５: ３－１４.
[２０] 　 Ｓｏｍｍｅｒ Ｈꎬ Ｓａｅｄｌｅｒ Ｈ. Ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ｏｆ ｔｈｅ ｃｈａｌｃｏｎｅ
ｓｙｎｔｈａｓｅ ｇｅｎｅ ｏｆ Ａｎｔｉｒｒｈｉｎｕｍ ｍａｊｕｓ[Ｊ] . Ｍｏｌ Ｇｅｎ
Ｇｅｎｅｔꎬ １９８６ꎬ ２０２: ４２９－４３４.
[２１] 　 Ｙａｍａｚａｋｉ Ｙꎬ Ｓｕｈ ＤＹꎬ Ｓｉｔｔｈｉｔｈａｗｏｒｎ Ｗꎬ Ｉｓｈｉｇｕｒｏ
Ｋꎬ Ｋｏｂａｙａｓｈｉ Ｙꎬ Ｓｈｉｂｕｙａ Ｍꎬ Ｅｂｉｚｕｋａ Ｙꎬ Ｓａｎｋａｗａ
Ｕ. Ｄｉｖｅｒｓｅ ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅ ｓｕｐｅｒｆａｍｉｌｙ ｅｎ￣
ｚｙｍｅｓ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｍｏｓｔ ｐｒｉｍｉｔｉｖｅ ｖａｓｃｕｌａｒ ｐｌａｎｔꎬ Ｐｓｉ￣
ｌｏｔｕｍ ｎｕｄｕｍ[Ｊ] . Ｐｌａｎｔａꎬ ２００１ꎬ ２１４: ７５－８４.
[２２] 　 Ｊｉａｎｇ ＣＧꎬ Ｓｃｈｏｍｍｅｒ ＣＫꎬ Ｋｉｍ ＳＹꎬ Ｓｕｈ ＤＹ. Ｃｌｏ￣
ｎｉｎｇ ａｎｄ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅ
ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｍｏｓｓꎬ Ｐｈｙｓｃｏｍｉｔｒｅｌｌａ ｐａｔｅｎｓ[Ｊ] . Ｐｈｙｔｏ￣
ｃｈｅｍꎬ ２００６ꎬ ６７: ２５３１－２５４０.
[２３] 　 Ｓｍｉｔｈ ＡＲꎬ Ｐｒｙｅｒ ＫＭꎬ Ｓｃｈｕｅｔｔｐｅｌｚ Ｅꎬ Ｋｏｒａｌｌ Ｐꎬ
Ｓｃｈｎｅｉｄｅｒ Ｈꎬ Ｗｏｌｆ ＰＧ. Ａ ｃｌａｓｓｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｅｘｔａｎｔ
ｆｅｒｎｓ[Ｊ] . Ｔａｘｏｎꎬ ２００６ꎬ ５５: ７０５－７３１.
[２４] 　 Ｓｔａｐｌｅｔｏｎ ＡＥ. Ｕｌｔｒａｖｉｏｌｅｔ ｒａｄｉａｔｉｏｎ ａｎｄ ｐｌａｎｔｓ:
Ｂｕｒｎｉｎｇ ｑｕｅｓｔｉｏｎｓ[Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ １９９２ꎬ ４: １３５３－
１３５８.
[２５] 　 Ｓｃｈｍｅｌｚｅｒ Ｅꎬ Ｊａｈｎｅｎ Ｗꎬ Ｈａｈｌｂｒｏｃｋ Ｋ. Ｉｎ ｓｉｔｕ ｌｏ￣
ｃａｌｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｌｉｇｈｔ￣ｉｎｄｕｃｅｄ ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅ
ｍＲＮＡꎬ ｃｈａｌｃｏｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅꎬ ａｎｄ ｆｌａｖｏｎｏｉｄ ｅｎｄ
ｐｒｏｄｕｃｔｓ ｉｎ ｅｐｉｄｅｒｍａｌ ｃｅｌｌｓ ｏｆ ｐａｒｓｌｅｙ ｌｅａｖｅｓ[ Ｊ] .
Ｐ Ｎａｔｌ Ａｃａｄ Ｓｃｉ ＵＳＡꎬ １９８８ꎬ ８５: ２９８９－２９９３.
[２６] 　 Ｋｕｂａｓｅｋ ＷＬꎬ Ｓｈｉｒｌｅｙ ＢＷꎬ ＭｃＫｉｌｌｏｐ Ａꎬ Ｇｏｏｄｍａｎ
ＨＭꎬ Ｂｒｉｇｇｓ Ｗꎬ Ａｕｓｕｂｅｌ ＦＭ. Ｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｆｌａ￣
ｖｏｎｏｉｄ ｂｉｏｓｙｎｔｈｅｔｉｃ ｇｅｎｅｓ ｉｎ ｇｅｒｍｉｎａｔｉｎｇ Ａｒａｂｉ￣
ｄｏｐｓｉｓ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ[Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ １９９２ꎬ ４: １２２９－
１２３６.
[２７] 　 Ｋｏｅｓ ＲＥꎬ Ｓｐｅｌｔ ＣＥꎬ ｖａｎ ｄｅｎ Ｅｌｚｅｎ ＰＪꎬ Ｍｏｌ ＪＮ.
Ｃｌｏｎｉｎｇ ａｎｄ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｃｈａｌ￣
ｃｏｎｅ ｓｙｎｔｈａｓｅ ｍｕｌｔｉｇｅｎｅ ｆａｍｉｌｙ ｏｆ Ｐｅｔｕｎｉａ ｈｙｂｒｉｄａ
[Ｊ] . Ｇｅｎｅꎬ １９８９ꎬ ８１: ２４５－２５７.
[２８] 　 Ｒｙａｎ ＫＧꎬ Ｓｗｉｎｎｙ ＥＥꎬ Ｍａｒｋｈａｍ ＫＲꎬ Ｗｉｎｅｆｉｅｌｄ Ｃ.
Ｆｌａｖｏｎｏｉｄ ｇｅｎｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ａｎｄ ＵＶ ｐｈｏｔｏｐｒｏｔｅｃ￣
ｔｉｏｎ ｉｎ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ａｎｄ ｍｕｔａｎｔ Ｐｅｔｕｎｉａ ｌｅａｖｅｓ[ Ｊ] .
Ｐｈｙｔｏｃｈｅｍꎬ ２００２ꎬ ５９: ２３－３２.
[２９] 　 Ｂｅｒｌｉ ＦＪꎬ Ｍｏｒｅｎｏ Ｄꎬ Ｐｉｃｃｏｌｉ Ｐꎬ Ｈｅｓｐａｎｈｏｌ￣Ｖｉａｎａ
Ｌꎬ Ｓｉｌｖａ ＭＦꎬ Ｂｒｅｓｓａｎ￣Ｓｍｉｔｈ Ｒꎬ Ｃａｖａｇｎａｒｏ ＪＢꎬ
Ｂｏｔｔｉｎｉ Ｒ. Ａｂｓｃｉｓｉｃ ａｃｉｄ ｉｓ ｉｎｖｏｌｖｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｒｅｓｐｏｎｓｅ
ｏｆ ｇｒａｐｅ (Ｖｉｔｉｓ ｖｉｎｉｆｅｒａ Ｌ.) ｃｖ. Ｍａｌｂｅｃ ｌｅａｆ ｔｉｓｓｕｅｓ
ｔｏ ｕｌｔｒａｖｉｏｌｅｔ￣Ｂ ｒａｄｉａｔｉｏｎ ｂｙ ｅｎｈａｎｃｉｎｇ ｕｌｔｒａｖｉｏｌｅｔ￣
ａｂｓｏｒｂｉｎｇ ｃｏｍｐｏｕｎｄｓꎬ ａｎｔｉｏｘｉｄａｎｔ ｅｎｚｙｍｅｓ ａｎｄ
ｍｅｍｂｒａｎｅ ｓｔｅｒｏｌｓ[ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌ Ｅｎｖｉｒｏｎꎬ ２０１０ꎬ
３３: １－１０.
[３０] 　 Ｓｔｒａｃｋｅ Ｒꎬ Ｊａｈｎｓ Ｏꎬ Ｋｅｃｋ Ｍꎬ Ｔｏｈｇｅ Ｔꎬ Ｎｉｅｈａｕｓ
Ｋꎬ Ｆｅｒｎｉｅ ＡＲꎬ Ｗｅｉｓｓｈａａｒ Ｂ. Ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ
ｏｆ ｆｌａｖｏｎｏｌ ｇｌｙｃｏｓｉｄｅｓ￣ｄｅｐｅｎｄｅｎｔ ｆｌａｖｏｎｏｌ ｇｌｙｃｏ￣
７９４　 第 ４期　 　 　 　 　 　 曹建国等: 水蕨(Ｃｅｒａｔｏｐｔｅｒｉｓ ｔｈａｌｉｃｔｒｏｉｄｅｓ)查尔酮合成酶基因的克隆和表达(英文)
ｓｉｄｅ ａｃｃｕｍｕｌａｔｉｏｎ ｉｎ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｔｈａｌｉａｎａ ｐｌａｎｔｓ
ｒｅｖｅａｌｓ ＭＹＢ１１￣ꎬ ＭＹＢ１２￣ ａｎｄ ＭＹＢ１１１￣ｉｎｄｅｐｅｎｄ￣
ｅｎｔ ｆｌａｖｏｎｏｌ ｇｌｙｃｏｓｉｄｅ ａｃｃｕｍｕｌａｔｉｏｎ[Ｊ] . Ｎｅｗ Ｐｈｙ￣
ｔｏｌꎬ ２０１０ꎬ １８８: ９８５－１０００.
[３１] 　 Ａｇａｔｉ Ｇꎬ Ｂｉｒｉｃｏｌｔｉ Ｓꎬ Ｇｕｉｄｉ Ｌꎬ Ｆｅｒｒｉｎｉ Ｆꎬ Ｆｉｎｉ Ａꎬ Ｔａｔ￣
ｔｉｎｉ Ｍ. Ｔｈｅ ｂｉｏｓｙｎｔｈｅｓｉｓ ｏｆ ｆｌａｖｏｎｏｉｄｓ ｉｓ ｅｎｈａｎｃｅｄ
ｓｉｍｉｌａｒｌｙ ｂｙ ＵＶ ｒａｄｉａｔｉｏｎ ａｎｄ ｒｏｏｔ ｚｏｎｅ ｓａｌｉｎｉｔｙ ｉｎ Ｌ.
ｖｕｌｇａｒｅ ｌｅａｖｅｓ [ Ｊ] . Ｊ Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌꎬ ２０１１ꎬ １６８:
２０４－２１２.
[３２] 　 Ｋｕｓａｎｏ Ｍꎬ Ｔｏｈｇｅ Ｔꎬ Ｆｕｋｕｓｈｉｍａ Ａꎬ Ｋｏｂａｙａｓｈｉ Ｍꎬ
Ｈａｙａｓｈｉ Ｎꎬ Ｏｔｓｕｋｉ Ｈꎬ Ｋｏｎｄｏｕ Ｙꎬ Ｇｏｔｏ Ｈꎬ Ｋａ￣
ｗａｓｈｉｍａ Ｍꎬ Ｍａｔｓｕｄａ Ｆꎬ Ｎｉｉｄａ Ｒꎬ Ｍａｔｓｕｉ Ｍꎬ Ｓａｉｔｏ
Ｋꎬ Ｆｅｒｎｉｅ ＡＲ. Ｍｅｔａｂｏｌｏｍｉｃｓ ｒｅｖｅａｌｓ ｃｏｍｐｒｅｈｅｎ￣
ｓｉｖｅ ｒｅｐｒｏｇｒａｍｍｉｎｇ ｉｎｖｏｌｖｉｎｇ ｔｗｏ ｉｎｄｅｐｅｎｄｅｎｔ
ｍｅｔａｂｏｌｉｃ ｒｅｓｐｏｎｓｅｓ ｏｆ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｔｏ ＵＶ￣Ｂ ｌｉｇｈｔ
[Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｊꎬ ２０１１ꎬ ６７: ３５４－３６９.
[３３] 　 Ｖｅｒｄａｎ ＡＭꎬ Ｗａｎｇ ＨＣꎬ Ｇａｒｃíａ ＣＲꎬ Ｈｅｎｒｙ ＷＰꎬ
Ｂｒｕｍａｇｈｉｍ ＪＬ. Ｉｒｏｎ ｂｉｎｄｉｎｇ ｏｆ ３￣ｈｙｄｒｏｘｙ￣
ｃｈｒｏｍｏｎｅꎬ ５￣ｈｙｄｒｏｘｙｃｈｒｏｍｏｎｅꎬ ａｎｄ ｓｕｌｆｏｎａｔｅｄ
ｍｏｒｉｎ: Ｉｍｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ ｆｏｒ ｔｈｅ ａｎｔｉｏｘｉｄａｎｔ ａｃｔｉｖｉｔｙ ｏｆ
ｆｌａｖｏｎｏｌｓ ｗｉｔｈ ｃｏｍｐｅｔｉｎｇ ｍｅｔａｌ ｂｉｎｄｉｎｇ ｓｉｔｅｓ[Ｊ] . Ｊ
Ｉｎｏｒｇ Ｂｉｏｃｈｅｍꎬ ２０１１ꎬ １０５: １３１４－１３２２.
(责任编辑: 刘艳玲)
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据———数字化期刊群、 中国学术期刊(光盘版)和中文科技期刊数据库等国内外著名刊库收录ꎮ ２０１３ 年荣获“江苏省首届新
闻出版政府奖———期刊奖”ꎻ ２０１４年荣获“江苏省精品科技期刊”称号ꎻ ２０１５年荣获“第六届江苏省科技期刊金马奖———精
品期刊奖”ꎮ
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植物园的建设和管理ꎬ 植物在保护和美化环境中的作用ꎬ 环境对植物的影响以及与植物资源和植物环境有关学科领域的原
始研究论文、 研究简报和综述等ꎮ 凡从事植物学、 生态学、 自然地理学以及农、 林、 园艺、 医药、 食品、 轻化工和环境保
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８９４ 植 物 科 学 学 报 第 ３３卷