全 文 ：中国生态农业学报 2014年 10月 第 22卷 第 10期
Chinese Journal of Eco-Agriculture, Oct. 2014, 22(10): 1207−1213


* 国家自然科学基金项目(31070403)、福建省自然科学基金项目(2009J01056, 2013J01083)、福建省教育厅基金项目(JA09084)和福建省
高校服务海西建设重点项目(0B08B005)资助
** 通讯作者: 林瑞余, 主要从事作物生理生态、化学生态研究, E-mail: lrylin2004@163.com; 黄锦文, 主要从事植物生理与分子生态学研
究, E-mail: huangjw1126@ sohu.com
谢惠玲, 主要从事作物栽培生理研究。E-mail: xhlhui0506@163.com
收稿日期: 2014−03−22 接受日期: 2014−07−16
DOI: 10.13930/j.cnki.cjea.140341
紫苏叶片响应镉胁迫的蛋白质差异表达分析*
谢惠玲 1 刘 杰 2 陈 珊 2 王经源 2 傅 伟 2 李圆萍 2 王 微 2
肖清铁 2 郑新宇 2 黄锦文 1** 林瑞余 1,2** 林文雄 2
(1. 福建农林大学农业生态研究所 福州 350002; 2. 福建农林大学生命科学学院 福州 350002)
摘 要 为阐明紫苏[Perilla frutescens (L.) Britt.]响应镉胁迫的分子机制, 应用营养液加镉法, 采用蛋白质组
学技术分析了紫苏叶片响应镉胁迫 3周的蛋白质表达差异。结果表明, 镉胁迫下紫苏叶片有 25个蛋白发生差
异表达, 其中 20个蛋白质得到 LC-MS/MS鉴定: 光合作用相关蛋白 3个, 能量代谢相关蛋白 11个, 胁迫相关
蛋白 1个, 蛋白质代谢相关蛋白 2个, 基因表达相关蛋白 1个, 结构蛋白 1个, 生物合成与解毒相关蛋白 1个。
在浓度为 2.0 mg·kg−1、5.0 mg·kg−1、10.0 mg·kg−1镉胁迫下, 紫苏叶片中 ATP合成酶、丝氨酸羧肽酶、植物细胞色
素 P450均上调表达, Rubisco大亚基、核糖体蛋白 S3和肌动蛋白表达均下调。光合系统Ⅱ稳定/装配因子 HCF136
及胁迫反应蛋白乙酰辅酶 A硫酯酶在低浓度镉(2 mg·kg−1)处理下表达上调, 在高浓度镉(5 mg·kg−1, 10 mg·kg−1)处理
下表达下调; 磷酸核酮糖激酶/尿苷激酶家族蛋白在 2 mg·kg−1和 5 mg·kg−1镉处理时表达上调, 10 mg·kg−1镉处
理时不变; 逆转录转座子蛋白在 10 mg·kg−1镉处理时表达下调。可见, 紫苏叶片通过增强能量代谢、降低光合
作用、改变蛋白代谢与基因表达和提高解毒能力, 增强了镉耐性。
关键词 紫苏 镉胁迫 镉耐性 重金属污染 蛋白质组学
中图分类号: S567.21; Q945.78 文献标识码: A 文章编号: 1671-3990(2014)10-1207-07
Analysis of differentially expressed proteins in Perilla frutescens
(L.) Britt. leaves under cadmium stress
XIE Huiling1, LIU Jie2, CHEN Shan2, WANG Jingyuan2, FU Wei2, LI Yuanping2, WANG Wei2,
XIAO Qingtie2, ZHENG Xinyu2, HUANG Jinwen1, LIN Ruiyu1,2, LIN Wenxiong2
(1. Institute of Agro-ecology, Fujian Agriculture & Forestry University, Fuzhou 350002, China;
2. School of Life Sciences, Fujian Agriculture & Forestry University, Fuzhou 350002, China)
Abstract To elucidate the mechanism of tolerant of exposed Perilla frutescens (L.) Britt. to cadmium stress, a set of hydroponic
culture experiments were set up to analyze the differential expressions of proteins in P. frutescens leaves after 3 weeks of exposure.
The study used two-dimensional electrophoresis technique and added Cd2+ to hydroponic solutions of the hydroponic culture
experiments. Based on the results, 25 proteins changed in P. frutescens leaves and 20 of them were identified by LC-MS/MS analysis.
The identified proteins included 3 proteins related to photosynthesis, 11 proteins related to energy metabolism, 1 protein related to
stress, 2 proteins related to protein metabolism, 1 protein related to gene expression, 1 structural protein, and 1 protein related to
biosynthesis and detoxication. Under Cd2+ concentrations of 2.0 mg·kg−1, 5.0 mg·kg−1 and 10.0 mg·kg−1, ATP synthase, serine
carboxypeptidases and plant cytochrome P450 up-regulated in P. frutescens leaves, but oxygenase large subunit, ribosomal protein S3
and actin down-regulated in P. frutescens leaves. Furthermore, photosystem Ⅱ stability/assembly factor HCF136 and acyl-CoA
thioesterase up-regulated in low Cd2+ concentration of 2 mg·kg−1, but down-regulated in higher Cd2+ concentrations of 5 mg·kg−1 and
10 mg·kg−1. Phosphoribulokinase/uridine kinase family protein up-regulated under 2 mg·kg−1 and 5 mg·kg−1 Cd2+ concentrations, but
no difference was detected under 10 mg·kg−1 Cd2+ concentration. Additionally, retrotransposon protein involved in gene expression
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down-regulated under 10 mg·kg−1 Cd2+ concentration. The results indicated that P. frutescens strengthened energy metabolism,
reduced photosynthesis, altered protein metabolism and gene expression, and improved detoxification under Cd2+ stress, and thereby
enhanced P. frutescens cadmium tolerance.
Keywords Perilla frutescens (L.) Britt.; Cadmium stress; Cadmium tolerance; Heavy metal pollution; Proteomics
(Received Mar. 22, 2014; accepted Jul. 16, 2014)
我国农田土壤及农产品的镉超标问题已受到有
关部门的高度重视, 如何修复农田土壤镉污染以保
障农产品安全生产成为当前农业部门亟待解决的问
题[1−2]。应用超富集植物进行修复具有治理过程原位
性、效果永久性和成本低廉性及保持农业土壤生产
的连续性等特点, 成为新近发展的治理重金属污染
新技术[3]。目前人们已发现大约 494 种重金属超富
集植物, 并在实际应用中取得了初步成效[4]。这些已
发现的超富集植物主要包括天蓝遏蓝菜 (Thalspi
caerulescens L.)、遏蓝菜(Thlaspi arvense L.)、宝山
堇菜 (Viola baoshanensis Shu Liu et Lan)、商陆
(Phytolacca acinosa Roxb.)、东南景天(Sedum alfredii
Hance)、紫苏[Perilla frutescens (L.) Britt.]等, 主要吸
收镍、铜、铅、锌等重金属[5−7]。进一步探讨镉在超
富集植物体中的吸收、转运特性及其分子机理, 将
有助于建立合理的镉污染调控手段。蛋白质组学技
术的发展为研究重金属胁迫下植物的分子响应提供
了技术支持。一些研究表明, 镉胁迫下垂序商陆枝
条与光合途径、硫及谷胱甘肽等代谢过程密切相关
的蛋白质发生差异表达[8], 东南景天叶、根的蛋白合
成、信号传导、光合作用等过程的相关蛋白发生差
异表达 [8], 油菜经过短时间镉处理后诱导了一种叫
BjCdR15 的亮氨酸拉链蛋白的产生[9], 镉处理诱导
了水稻(Oryza.sativa L.)根中新陈代谢酶、ATP活动相
关调节蛋白[10], 水稻叶片中与细胞防御相关的蛋白
热激蛋白、硫氧还蛋白、谷胱甘肽还原酶、蛋白酶
体 α 亚基 6 型等的表达量随镉处理浓度的升高而上
调[11]。水稻钙调蛋白在响应不同浓度镉胁迫时起到重
要作用[12]。一些对模式植物拟南芥的研究发现, 在高
浓度镉胁迫时其 bHLH 转录因子 FIT、AtbHLH38 和
AtbHLH39 这 3 个基因上调表达[13]; 镉影响拟南芥
[Arabidopsis thaliana (L.) Heynh.]ERF 蛋白的表达,
在镉处理 2 h 后, 拟南芥根中诱导产生了 ERF1 和
ERF2基因, 诱导形成了逆境相关转录因子 DREB2A,
DREB2A 与 rd29A 的启动子区域的 DRE 模体相互
作用并激活镉胁迫下植物的转录[14]; 镉诱导产生一
种亮氨酸拉链结合蛋白 OBF5, 它与编码谷胱甘肽
S-转移酶基因的启动子区域结合, 提高了植物的活
性氧清除及重金属解毒能力[15]。可见, 不同植物在
镉胁迫下的分子响应存在差异, 但有关重金属超积
累植物的相关研究报道较少。课题组前期研究表明,
一年生草本植物紫苏具有很强的镉耐性和镉富集能
力, 探讨镉胁迫下紫苏的蛋白质差异表达, 将为进
一步揭示紫苏响应镉胁迫的分子机制及实现其镉富
集能力的分子调控提供借鉴。
1 材料与方法
1.1 材料
供试紫苏种子购自江西省会昌县祖有种养场。
所用紫苏为尖叶紫苏, 叶片宽卵或圆卵形, 叶面平
而多茸毛 , 叶面呈绿色 , 叶背呈紫色 , 叶柄茎秆绿
色, 分枝较少。该植物具有镉富集能力, 水培条件下
富集系数大于 1, 属镉超富集植物 , 迁移系数为
0.27~0.59。镉处理均能够显著抑制紫苏植株生长 ,
对叶片生长的抑制效应最大, 2 mg⋅kg−1、5 mg⋅kg−1
和 10 mg⋅kg−1镉处理后的紫苏生物量为对照的 71.6%、
57.6%和 34.0%[16]。
1.2 试验方法
1.2.1 紫苏的培养与取样
紫苏培养采用水培法[16], 水培营养液参照 Hoagland
配方。试验于 2010 年 3—5 月在福建农林大学生命
科学学院玻璃温室进行。挑选饱满紫苏种子 , 用
0.05% NaClO 浸泡消毒 30 min, 再用蒸馏水冲洗干
净, 用 0.5 mg⋅L−1赤霉素处理 2 h后, 播种于温室试
验地土壤中, 在温室环境中发芽、培养。待幼苗长至
10 cm 时, 选择长势一致的幼苗, 将其移至 40 cm×
30 cm×15 cm 的塑料盆中, 植株以塑料泡沫板和海
绵固定, 每盆培养 32 株, 并加入 10 L 完全营养液,
营养液 pH控制在 5.5左右。
紫苏水培 7 d后, 进行添加 CdCl2溶液处理, 设
4 个处理浓度, 营养溶液中镉离子初始浓度依次为
0 mg⋅L−1、2.0 mg⋅L−1、5.0 mg⋅L−1、10.0 mg⋅L−1, 各
处理 3次重复, 每周更换 1次营养液, 连续培养 3周
后取样。分别取紫苏功能叶片若干份, 每份 5 g, 用
锡箔纸包好 , 迅速放入液氮中冷冻 , 随后转移至
−80 ℃冰箱中备用。
1.2.2 蛋白质样品制备
蛋白质提取方法为酚萃取法[17]: 迅速称取 5 g
样品, 放入经液氮预冷并加有少量 PVP的研钵中研磨
至粉末, 转入 50 mL 离心管, 加入 15 mL 提取液Ⅰ
第 10期 谢惠玲等: 紫苏叶片响应镉胁迫的蛋白质差异表达分析 1209


(1%PVP, 0.7 mol⋅L−1 sucrose, 0.1 mol⋅L−1 KCl, 0.5 mol⋅L−1
Tris-HCl pH 7.5, 0.5 mol⋅L−1 EDTA, 1 mmol⋅L−1
PMSF, 2% β-巯基乙醇), 冰上放置 30 min, 每 5 min
用手摇匀 1次。加入等体积的 pH 8.0 Tris-平衡酚充分混
合, 冰上放置 30 min, 间隔 5 min摇匀 1次。15 000 g、
4 ℃离心 20 min。取上清液于另一干净的离心管中,
用等体积提取液Ⅰ清洗 2 次, 吸取酚相。加入 5 倍
体积 0.1 mol⋅L−1甲醇−醋酸铵, 于−20 ℃沉淀过夜。
10 000×g、4 ℃离心 30 min, 用预冷的 100%丙酮(含
0.07%巯基乙醇)和 80%丙酮各洗涤 1 次。制得的蛋
白粉末放置冰上, 在真空干燥箱中干燥。配制的蛋
白质溶液按 Brandford法测定蛋白质含量[18]。
1.2.3 蛋白质双向电泳与质谱分析
IEF电泳: 采用自制胶条, 上样量 150 μg。电泳
程序: 200 V, 0.5 h; 300 V, 0.5 h; 400 V, 0.5 h; 500 V,
0.5 h; 600 V, 0.5 h; 800 V, 16.5 h; 1 000 V, 4 h; 1 200
V, 2 h, 共 25 h。IEF完成后, 胶条放入平衡液(pH 6.8
Tris-HCl 4 mL, 2 g SDS, β-巯基乙醇 5 mL, 甘油 10 mL,
少量的溴酚蓝)中平衡 15 min, 后将胶条放置于第二
向 SDS 胶上, 进行 SDS-PAGE 电泳, 电泳参数: 每
板 10 mA, 10 h。
染色: 参照硝酸银染色法[19]。将电泳凝胶从玻
璃板上剥离, 放入固定液(50%甲醇, 5%乙酸)中固定
2 h以上; 水洗 3×5 min; 加入敏化液(30%乙醇, 68 g·L−1
无水乙酸钠, 3.14 g·L−1硫代硫酸钠)敏化 30 min; 水
洗 3×5 min; 加入含 400 µL·L−1甲醛的 2.5 g·L−1硝酸
银溶液银染 20 min; 水洗 2次, 每次 1 min后, 加入
25 g·L−1碳酸钠和 200 µL·L−1甲醛显色, 待蛋白点基
本显现后, 立即用 5%的乙酸停显。水洗数次, 存于
4 ℃冰箱。
2D 图像分析: 用 Image Scanner 扫描仪扫描凝
胶, 分辩率设为 300 dpi, 得到蛋白质 2-DE图谱; 利
用 Image Master 5.0软件对 2-DE图谱进行分析, 当
两两之间的差量值大于 1.5 时, 认为是具有明显性
差异。确定为差异蛋白质点, 从胶上挖取差异点。
质谱分析: 挖取的蛋白点经脱色(20 min, 重复
2次)、干胶、酶解(trypsin酶溶液, 过夜)、肽段提取
等处理后用于质谱鉴定。质谱分析采用 Thermo公司
的液相色谱−二维线性离子阱质谱 LC-MS/MS(型号
LTQ-XL)进行[17]。高效液相色谱分析条件: 1)色谱柱:
BioBasic C18 Column (100 ×0.18 mm, particle size:
5 μm); 2)进样量: 10 μL; 3)流动相: A: 0.1% 甲酸
(HPLC)的水溶液; B: 含有 0.1% 甲酸(HPLC)的乙腈
(HPLC)溶液; 梯度: 5%~35% B 组分 20 min, 35%~
95% B组分 2 min; 流速: 2.5 μL·min−1。质谱分析条
件: 喷雾电压: 3.5 kV; 毛细管温度: 275 ; ℃ 鞘气流
速: 15 arb; 母离子扫描范围: 400~2 000 m⋅z−1; Isola-
tion width: 2 Da。二级质谱条件 : AGC Target 1e4,
1 microscans; 碰撞能量: 35% CID。
1.2.4 数据分析
质谱分析所获得的原始数据用 Proteome Disco-
verer 1.2软件进行相对定量分析及数据库的检索。使
用的数据库为 NCBI 的绿色植物(green Plant.fasta)
蛋白库。将质谱分析得到的蛋白质点根据其登录
号 , 在 NCBI 上查询比对, 再到 UniProt(http://www.
uniprot.org/)进行蛋白质功能查询, 并结合文献进行
蛋白质点的功能分类。
2 结果与分析
2.1 不同镉浓度处理下紫苏叶片的蛋白质差异表达
将提取的紫苏叶片蛋白进行双向电泳 , 得到
2-DE凝胶图谱, 利用 Image Master 2D Elite 5.0软件
进行分析, 经软件自动检测和人工去除杂点后, 每
块胶得到 700 个左右蛋白质点, 各蛋白质的 pI 范围
为 3.5~10.0, Mr范围为 14.4~116.2 kD(图 1)。
对凝胶图谱中重复性较好、丰度值变化达到 1.5
倍以上的 25个差异蛋白点(图 1)进行串联质谱分析,
其中有 20 个蛋白质点得到鉴定, 鉴定结果如表 1
所示。
2.2 镉胁迫下紫苏叶片差异表达蛋白的功能分类
根据质谱鉴定结果, 所鉴定出的 20个蛋白按其
功能可分为七大功能群, 包括: 1)光合作用相关蛋白
3 个, 分别为 Rubisco 大亚基(Y17)、光系统Ⅱ稳定/
装配因子 HCF136(Y20)、磷酸核酮糖激酶/尿苷激酶
家族蛋白(Y21); 2)能量代谢相关蛋白 11个, 分别为
ATP合成酶 CF α亚基(Y1)、ATP合成酶 CF α亚基
(Y2)、ATP合成酶 β亚基(Y3)、ATP合成酶 β亚基(Y4)、
ATP合成酶 β亚基(Y5)、ATP合成酶 F1 α亚基(Y6)、
ATP 合成酶 β 亚基(Y12)、ATP 合成酶 CF1 α 亚基
(Y13)、ATP合成酶 CF1 α亚基(Y14)、磷酸/烯醇丙
酮酸膦酸转运蛋白(Y18)、ATP合成酶 α亚基(Y22); 3)
胁迫相关蛋白 1 个, 为乙酰辅酶 A 硫酯酶(Y10); 4)
蛋白质代谢相关蛋白 2 个 , 分别为核糖体蛋白
S3(Y8)、丝氨酸羧肽酶(Y9); 5)基因表达相关蛋白 1
个, 为逆转录转座子蛋白(Y24); 6)结构蛋白 1个, 为
肌动蛋白(Y7); 7)生物合成与解毒相关蛋白 1个, 为
细胞色素 P450(Y25)。
2.3 镉胁迫下紫苏叶片的差异表达蛋白表达模式
分析
与对照相比, 镉胁迫下各类差异表达蛋白的表
达模式分为 4 种。1)光合作用和碳代谢相关蛋白表
达量的变化: ATP合成酶 CF α亚基(Y1)、ATP合成
酶 CF α亚基(Y2)、ATP合成酶 β亚基(Y3)、ATP合
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图 1 不同镉浓度处理下紫苏叶片蛋白差异表达图谱
Fig. 1 2-DE maps of leaf proteins in Perilla frutescens under different Cd concentrations
成酶 β 亚基(Y4)、ATP 合成酶 β 亚基(Y5)、ATP 合
成酶 β 亚基(Y12)、磷酸/烯醇丙酮酸膦酸转运蛋白
(Y18)和细胞色素 P450(Y25)上调表达; ATP 合成酶
F1 α亚基(Y6)、ATP合成酶 CF1 α亚基(Y13)、ATP
合成酶 CF1 α亚基(Y14)和 ATP合成酶 α亚基(Y22)
下调表达; 光系统Ⅱ稳定/装配因子 HCF136(Y20)在
营养液中镉离子浓度为 2 mg·kg−1时上调表达, 镉离
子浓度为 5 mg·kg−1和 10 mg·kg−1时下调表达; 磷酸
核酮糖激酶/尿苷激酶家族蛋白(Y21)在镉离子浓度
为 2 mg·kg−1和 5 mg·kg−1时上调表达, 10 mg·kg−1时
不变; 2)胁迫反应相关蛋白表达量的变化: 乙酰辅
酶 A硫酯酶(Y10)在镉离子浓度为 2 mg·kg−1时上调
表达, 在 5 mg·kg−1和 10 mg·kg−1时下调表达; 3)蛋白
质代谢相关蛋白表达量的变化: 核糖体蛋白 S3(Y8)
下调表达; 丝氨酸羧肽酶(Y9)上调表达; 4)基因表达
及其他蛋白表达量的变化: 肌动蛋白(Y7)下调表达,
逆转录转座子蛋白(Y24)在镉离子浓度为 10 mg·kg−1
时出现上调表达。
3 讨论
镉胁迫能够抑制植物水分吸收和运输, 抑制光
合作用、呼吸作用、氮素代谢和细胞分裂等[11], 引
起植物生长不良, 高浓度镉对植物最常见的毒害表
现为叶片卷曲、失绿、萎黄、甚至死亡[16]。Chaffei
等[20]研究发现, 番茄(Lycopersicon esculentum L.)镉
毒害的主要途径之一是损伤植物细胞内的光合系统
元件, 尤其是捕光复合体及光合系统, 致使叶绿素
和类胡萝卜素含量降低; Singh等[14]认为逆境胁迫会
引起植物耗能, 能量代谢相关的基因表达增强。本
研究发现, 植物卡尔文循环特有的酶磷酸核酮糖激
酶/尿苷激酶家族蛋白(Y21)在镉浓度 2~5 mg·kg−1处
理下上调表达, 在镉浓度 10 mg·kg−1处理时与对照
第 10期 谢惠玲等: 紫苏叶片响应镉胁迫的蛋白质差异表达分析 1211


表 1 紫苏功能叶片中差异表达蛋白质点的液相色谱−质谱鉴定
Table 1 Identification of differential proteins in Perilla frutescens functional leaves by LC-MS/MS
表达模式
Expressing pattern
镉处理水平
Cd levels (mg·kg−1)
蛋白质点编号
Protein spot No.
GI数据库编号
GI database number
蛋白质名称
Protein identification
生物学功能
Biological function
等电点
pI
得分
Score
2 5 10
Y1 gi334084472 ATP合成酶 CF α亚基
ATP synthase CF1 alpha subunit
能量代谢
Energy metabolism
5.26 28.63 ↑ ↑ ↑
Y2 gi334084472 ATP合成酶 CF α亚基
ATP synthase CF1 alpha subunit
能量代谢
Energy metabolism
5.26 28.63 ↑ ↑ ↑
Y3 gi344030498 ATP合成酶 β亚基
ATP synthase CF1 beta subunit
能量代谢
Energy metabolism
5.26 282.42 ↑ ↑ ↑
Y4 gi351653886 ATP合成酶 β亚基
ATP synthase CF1 beta subunit
能量代谢
Energy metabolism
5.20 151.53 ↑ ↑ ↑
Y5 gi347810056 ATP合成酶 β亚基
ATP synthase CF1 beta subunit
能量代谢
Energy metabolism
5.21 232.20 ↑ ↑ ↑
Y6 gi114522 ATP合成酶 F1 α亚基
ATP synthase F1 sector subunit alpha
能量代谢
Energy metabolism
5.92 20.66 ↓ ↓ ↓
Y7 gi315321244 肌动蛋白
Actin
结构蛋白
Structural protein
5.26 9.90 ↓ ↓ ↓
Y8 gi56181342 核糖体蛋白 S3
Ribosomal protein S3
蛋白质代谢
Proteometabolism
10.10 3.34 ↓ ↓ ↓
Y9 gi75169954 丝氨酸羧肽酶
Serine carboxypeptidase-like 3
蛋白质代谢
Proteometabolism
6.60 3.48 ↑ ↑ ↑
Y10 gi300147895 乙酰辅酶 A硫酯酶
Acyl-CoA thioesterase
胁迫反应蛋白
Stress Response Proteins
6.80 2.22 ↑ ↓ ↓
Y12 gi347810058 ATP合成酶 β亚基
ATP synthase CF1 beta subunit
能量代谢
Energy metabolism
5.39 273.74 ↑ ↑ ↑
Y13 gi325126850 ATP合成酶 CF1 α亚基
ATP synthase CF1 alpha subunit
能量代谢
Energy metabolism
5.10 87.12 ↓ ↓ ↓
Y14 gi254798617 ATP合成酶 CF1 α亚基
ATP synthase CF1 alpha subunit
能量代谢
Energy metabolism
5.91 12.43 ↓ ↓ ↓
Y17 gi94448793
Rubisco大亚基
Ribulose-1,5-bisphosphate
carboxylase/oxygenase large subunit
光合作用
Photosynthesis
7.40 6.0 ↓ ↓ ↓
Y18 gi226502813
磷酸/烯醇丙酮酸膦酸转运蛋白
Phosphate/phosphoenolpyruvate
translocator
能量代谢, 氧化磷酸化
Energy metabolism, oxida-
tive phosphorylation
11.21 3.66 ↑ ↑ ↑
Y20 gi68565863
光系统 II稳定/装配因子 HCF136
Photosystem II stability/assembly
factor HCF136
光合作用
Photosynthesis
4.28 6.75 ↑ ↓ ↓
Y21 gi222629465
磷酸核酮糖激酶/尿苷激酶家族蛋白
Phosphoribulokinase/uridine kinase
family protein
光合作用
Photosynthesis
6.95 10.87 ↑ ↑ →
Y22 gi110456208 ATP合成酶 α亚基
ATPase alpha subunit
能量代谢
Energy metabolism
5.40 11.63 ↓ ↓ ↓
Y24 gi302832022 逆转录转座子蛋白
Retrotransposon protein
基因表达
Genetic expression
8.43 7.88 → → ↑
Y25 gi255538634 细胞色素 P450
Cytochrome P450
生物合成与解毒
Biosynthesis and
detoxification
7.05 3.32 ↑ ↑ ↑
↑表示蛋白质表达量上调, ↓表示蛋白质表达量下调, →表示蛋白质表达量差异不显著。↑ shows the protein up-regulated expression, ↓ shows
the protein down-regulated expression, → shows the protein expressed indifferently compared with control.

无显著差异, 参与氧化磷酸化和光合磷酸化的 ATP
合成酶(Y1、Y2、Y3、Y4、Y5、Y12)均发生上调表达,
植物微丝主要组分的肌动蛋白(Y7)在镉浓度为 2~
10 mg·kg−1处理下均下调表达。磷酸核酮糖激酶/尿苷
激酶家族蛋白(Y21)是光合作用的关键酶, 该酶表达
的变化显示高浓度镉胁迫影响了紫苏的能量转换, 光
合系统Ⅱ稳定/装配因子 HCF136(Y20)在 2 mg·kg−1镉
处理下上调表达, 在 5~10 mg·kg−1 镉处理时下调表
达, 与镉处理下水稻叶片的光合作用及磷酸核酮糖
激酶表达结果相吻合。肌动蛋白(Y7)不仅参与细胞
形状维持、胞质环流、细胞运动、细胞分裂、细胞
分化、胞内物质运输、极性建成以及信号转导[21], 还
能促进光敏色素在光的诱导下增加微丝的合成 [22],
镉胁迫后肌动蛋白的表达量均下调, 微丝的合成能
力下降 , 这与不同浓度镉胁迫下 Rubisco 大亚基
(Y17)表达均下调相一致。同时, 镉胁迫下紫苏叶片
ATP 的合成能力上升, 可持续生成 ATP 供植物体耗
能, 这与水稻、秋茄[Kandelia candel (L.) Druce.]对
Cd 胁迫的响应基本一致[12,23]。镉胁迫下, 紫苏叶片
ATP 合成加速, 提高了紫苏的镉抗性, 但叶绿体活
1212 中国生态农业学报 2014 第 22卷


动降低 , 光合效率下降 , 不利于光合产物的积累 ,
影响紫苏生长。
植物响应重金属胁迫存在一个复杂的体内平衡
机制, 包括激发各种主动与被动的途径将重金属离
子从细胞中移除, 涉及复杂的代谢网络及其交互作
用[3−4]。一些研究表明, 镉可通过与蛋白的巯基结合
影响酶的折叠与活性从而抑制碳、氮同化过程, 致
使植物水分吸收、养分代谢失衡, 促进细胞衰老与
凋亡[24−26]。乙酰辅酶 A硫酯酶(Y10)位于植物叶绿体
内膜, 是植物体内物质代谢的枢纽性物质之一, 参与
细胞体内乙酰辅酶 A 和自由脂肪酸比例的调节[27],
是合成脂肪酸、酮体等能源物质的前体, 也是合成
胆固醇及其衍生物等生理活性物质的前体[28]。过量
的乙酰辅酶 A 积累会导致叶绿体被破坏, 乙酰辅酶
A硫酯酶则可以防止乙酰辅酶 A的积累[29]。研究发
现低浓度(2 mg·kg−1)镉处理紫苏叶片的乙酰辅酶 A
硫酯酶上调表达, 但在镉浓度为 5~10 mg·kg−1 时下
调表达, 这种改变可能造成乙酰辅酶 A 的积累, 对
紫苏叶片造成伤害。丝氨酸羧肽酶(serine carboxy-
peptidases, SCP)位于植物的溶酶体中, 参与生长发
育过程中多肽和蛋白质的加工、修饰等, 并对植物
体内次生代谢产物合成、酰基转移等过程中相关蛋
白质的降解起重要作用[30]。OsBISCPLI基因是 SCPL
(serine carboxypeptidases-like)家族基因, OsBISCPLI
基因的表达能够在一定程度上降低 ABA 的敏感性,
提高对氧化胁迫的抗性, 在逆境防卫反应中起重要
的作用[31−32]。紫苏在 2~10 mg·kg−1镉处理下, 叶片
中丝氨酸羧肽酶表达量均上调, 提高了对镉胁迫逆
境的抗性[33]。刘丽等[34]研究玉米(Zea mays L.)时也
发现 , ZmSCP(玉米丝氨酸羧肽酶)基因在立枯丝核
菌、ABA、JA、低温及盐胁迫下均被诱导表达, 增
强了逆境防卫能力。此外, 镉胁迫能增强植物对含
硫化合物的代谢, 增强其镉抗性与解毒能力[35]。如
镉胁迫能够提高谷氨酸脱氢酶活性, 激发镉信号通
路的细胞分裂素活化蛋白激酶(MAPK), 提高 ATP
酶活性, 增强其镉抗性与解毒能力 [35], 这与本研究
发现不同浓度镉处理下参与生物合成和生物解毒的
植物细胞色素 P450表达上调、增强了紫苏将外源污
染物转化成非毒物质的能力相一致[36]。
参考文献
[1] 史海娃 , 宋卫国 , 赵志辉 . 我国农业土壤污染现状及其成
因[J]. 上海农业学报, 2008, 24(2): 122–126
Shi H W, Song W G, Zhao Z H. The current conditions and
causes of agricultural soil pollution in China[J]. Acta
Agriculturae Shanghai, 2008, 24(2): 122–126
[2] 顾继光 , 周启星 . 镉污染土壤的治理及植物修复[J]. 生态
科学, 2002, 21(4): 352–356
Gu J G, Zhou Q X. Cleaning up through phytoremediation: A
review of Cd contaminated soils[J]. Ecological Science, 2002,
21(4): 352–356
[3] 戴媛 , 谭晓荣 , 冷进松 . 超富集植物修复重金属污染的机
制与影响因素[J]. 河南农业科学, 2007(4): 10–13
Dai Y, Tan X R, Leng J S. The mechanism of
hyperaccumulation plants remediate heavy metal pollution
and its influence factor[J]. Journal of Henan Agricultural
Sciences, 2007(4): 10–13
[4] 梅娟, 李华, 郭翠花. Cd 超富集植物修复污染土壤的研究
进展[J]. 能源与节能, 2013(2): 80–82
Mei J, Li H, Guo C H. The research progress of Cd-hypera-
ccumulator in contaminated soil remediation[J]. Energy and
Energy Conservation, 2013(2): 80–82
[5] 刘威, 束文圣. 蓝崇钰. 宝山堇菜(Viola baoshanensis)——
一种新的镉超富集植物[J]. 科学通报, 2003, 48(19): 2046–2049
Liu W, Su W S, Lan C Y. Viola baoshanensis: A new plant
that hyperaccumulates cadmium[J]. Chinese Science Bulletin,
2003, 48(19): 2046–2049
[6] 薛生国, 叶晟, 周菲, 等. 锰超富集植物垂序商陆(Phytolacca
americana L.)的认定[J]. 生态学报, 2008, 28(12): 6344–6347
Xue S G, Ye S, Zhou F, et al. Identity of Phytolacca
americana L. (phytolacca), pokeweed: A manganese hypera-
ccumulator plant[J]. Acta Ecologica Sinica, 2008, 28(12):
6344–6347
[7] 金晓芬. 镉超积累植物东南景天谷胱甘肽代谢特征及比较
蛋白质组学研究[D]. 浙江: 浙江大学, 2008
Jin X F. Glutathione metabolisms in cadmium hypera-
ccumulator sedum alfredii hance and its proteomics analysis[J].
Zhejiang: Zhejiang University of Technology, 2008
[8] Zhao L, Sun Y L, Cui S X, et al. Cd-induced changes in leaf
proteome of the hyperaccumulator plant Phytolacca ame-
rica[J]. Chemosphere, 201l, 85(1): 56–66
[9] Fusco N, Micheletto L, Dal Corso G, et al. Identification of
cadmium-regulated genes by cDNA-AFLP in the heavy metal
accumulator Brassica juncea L.[J]. Journal of Experimental
Botany, 2005, 56(421): 3017–3027
[10] Aina R, Labra M, Fumagalli P, et al. Thiol-peptide level and
proteomic changes in response to cadmium toxicity in Oryza
sativa L. roots[J]. Environmental and Experimental Botany,
2007, 59: 381–392
[11] 肖清铁, 戎红, 周丽英, 等. 水稻叶片对镉胁迫响应的蛋白
质差异表达[J]. 应用生态学报, 2011, 22(4): 1013–1019
Xiao Q T, Rong H, Zhou L Y, et al. Differential expression of
proteins in Oryza sativa leave in response to cadmium
stress[J]. Chinese Journal of Applied Ecology, 2011, 22(4):
1013–1019
[12] 张国君. 水稻钙调蛋白对镉胁迫的分子响应[D]. 福州: 福
建农林大学, 2013
Zhang G J. Molecular response of Calmodulin in rice (Oryza
sativa L.) under cadmium stress condition[D]. Fuzhou: Fujian
Agriculture and Forestry University, 2013
[13] Wu H L, Chen C L, Du J, et al. Co-overexpression FIT with
AtbHLH38 or AtbHLH39 in Arabidopsis-enhanced cadmium
tolerance via increased cadmium sequestration in roots and
第 10期 谢惠玲等: 紫苏叶片响应镉胁迫的蛋白质差异表达分析 1213


improved iron homeostasis of shoots[J]. Plant Physiology,
2012, 158(2): 790–800
[14] Singh K B, Foley R C, Oñate-Sánchez L. Transcription
factors in plant defense and stress responses[J]. Current
Opinion in Plant Biology, 2002, 5(5): 430–436
[15] Zander M, La Camera S, Lamotte O, et al. Arabidopsis
thaliana class-II TGA transcription factors are essential activators
of jasmonic acid/ethylene-induced defense responses[J]. The
Plant Journal, 2009, 61(2): 200–210
[16] 谢惠玲, 陈爱萍, 张凤英, 等. 紫苏对不同浓度镉胁迫的生
理响应[J]. 中国生态农业学报, 2011, 19(3): 672–675
Xie H L, Chen A P, Zhang F Y, et al. Physiological response
of Perilla frutescens (L.) Britt. to cadmium[J]. Chinese
Journal of Eco-Agriculture, 2011, 19(3): 672–675
[17] 吴林坤, 王海斌, 尤垂淮, 等. 地黄块根总蛋白质提取及双
向电泳条件优化[J]. 中国中药杂志, 2011, 36(8): 984–986
Wu L K, Wang H B, You C H, et al. Establishment of
extraction method and 2-dimensional electrophoresis
conditions for root tuber proteome analysis of Rehmannia
glutinosa[J]. China Journal of Chinese Materia Medica, 2011,
36(8): 984–986
[18] 汪家政. 蛋白质技术手册[M]. 北京: 科学出版社, 2000
Wang J Z. Handbook of Protein Technology[M]. Beijing:
Science Press, 2000
[19] 王经源, 陈舒奕, 梁义元, 等. ISO-DALT 双向电泳方法的
优化与改进 [J]. 福建农林大学学报 : 自然科学版 , 2006,
35(2): 187–190
Wang J Y, Chen S Y, Liang Y Y, et al. Improvement of
ISO-DALT electrophoresis system[J]. Journal of Fujian
Agriculture and Forestry University: Natural Science Edition,
2006, 35(2): 187–190
[20] Chaffei C, Pageau K, Suzuki A, et al. Cadmium toxicity
induced changes in nitrogen management in Lycopersicon
esculentum leading to a metabolic safeguard through an
amino acid storage strategy[J]. Plant and Cell Physiology,
2004, 45(11): 1681–1693
[21] 刘曦 , 张少斌 , 汪澈 . 植物肌动蛋白功能的研究进展 [J].
生物技术通报, 2010(3): 13–16
Liu X, Zhang S B, Wang C. Research progress of plant action
function[J]. Biotechnology Bulletin, 2010(3): 13–16
[22] 陈颖 , 王刚 , 赵俊霞 . 高等植物体内的肌动蛋白[J]. 生物
学通报, 2003, 38(1): 13–15
Chen Y, Wang G, Zhao J X. Actin of Higher Plants[J]. Bulletin
of Biology, 2003, 38(1): 13–15
[23] 翁兆霞. 镉胁迫下秋茄(Kandelia cande1)根系蛋白质组变化
及差异表达蛋白功能研究[D]. 福州: 福建农林大学, 2011
Weng Z X. Proteomic changes of Cd stress response in Kandelia
candel roots and analysis of differentially expressed proteins[D].
Fuzhou: Fujian Agriculture and Forestry University, 2011
[24] Nussbaum S, Schmutz D, Brunold C. Regulation of
assimilatory sulfate reduction by cadmium in Zea mays L.[J].
Plant Physiology, 1998, 88: 1407–1410
[25] Boussama N, Ouariti O, Suzuki A, et al. Cd-stress on nitrogen
assimilation[J]. Journal of Plant Physiology, 1999, 155(3): 310–317
[26] Chaffei C, Pageau K, Suzuki A, et al. Cadmium toxicity in-
duced changes in nitrogen management in Lycopersicon es-
culentum leading to a metabolic safeguard through an amino
acid storage strategy[J]. Plant and Cell Physiology, 2004,
45(11): 1681–1693
[27] Diczfalusy M A, Andersson U, Björkhem I, et al. Microsomal
long-chain acyl-CoA thioesterase (carboxylesterase ES-4) is
regulated by thyroxine[J]. Biochimica et Biophysica Acta,
1999, 1439(1): 40–46
[28] 李合生. 现代植物生理学[M]. 北京: 高等教育出版社, 2006
Li H S. Modern Plant Physiology[M]. Beijing: Higher
Education Press, 2006
[29] Block M A, Dome A J, Joyard J, et al. The acyl-CoA
synthetase and acyl-CoA thioesterase are located on the outer
and inner membrane of the chloroplast envelope, respec-
tively[J]. FEBS Letters, 1983, 153(2): 377–381
[30] 叶玲飞, 罗光宇, 向建华, 等. 丝氨酸羧肽酶及其类蛋白的
研究进展[J]. 植物生理学报, 2013, 49(2): 122–126
Ye L F, Luo G Y, Xiang J H, et al. Research progress of serine
carboxypeptidases and serine carboxypeptidase-like proteins[J].
Plant Physiology Journal, 2013, 49(2): 122–126
[31] Liu H, Wang X, Zhang H, et al. A rice serine carboxy-
peptidase-like gene OsBISCPL1 is involved in regulation of
defense responses against biotic and oxidative stress[J]. Gene,
2008, 420(1): 57–65
[32] 王育华 , 邹杰 , 陈信波 . 植物丝氨酸羧肽酶及其类蛋白的
研究进展[J]. 生物学杂志, 2010, 27(6): 72–75
Wang Y H, Zou J, Chen X B. Research progress of plant SCP
and SCPL proteins[J]. Journal of Biology, 2010, 27(6): 72–75
[33] Ohkawa H, Imaishi H, Shiota N, et al. Molecular mechanisms
of herbicide resistance with special emphasis on cytochrome
P450 monooxygenases[J]. Plant Biotechnology, 1998, 15(4):
173–176
[34] 刘丽, 王静, 张志明, 等. 玉米丝氨酸羧肽酶基因(ZmSCP)
的克隆及表达分析[J]. 作物学报, 2013, 39(1): 164–171
Liu L, Wang J, Zhang Z M, et al. Cloning and expression
analysis of serine carboxypeptidases in Maize (Zae may L.)[J].
Acta Agronomica Sinica, 2013, 39(1): 164–171
[35] Romero-Puertas M C, Laxa M, Mattè A, et al. S-nitrosylation
of peroxiredoxin Ⅱ E promotes peroxynitrite-mediated
tyrosine nitration[J]. The Plant Cell, 2007, 19(12): 4120–4130
[36] Nomura T, Bishop G J. Cytoehrome P450s in plant steroid
hormone synthesis and metabolism[J]. Phytochemistry Re-
views, 2006, 5(2/3): 421–432