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葡萄属植物抗旱相关基因研究进展



全 文 :河北林业科技第 4期 2015年 8月
葡萄属植物抗旱相关基因研究进展
李 菲 1,2,颜培玲 1,2,潘学军 1,2,张文娥 1,2
(1.贵州大学,贵州 贵阳 550025;2.贵州省果树工程技术研究中心,贵州 贵阳 550025)
收稿日期:2015-07-01
摘要:干旱是影响葡萄正常生长发育、产量和品质的一个重要逆境因子。随着分子生物学的应用与发展,葡萄对干
旱胁迫相关基因的响应这一领域备受国内外广大学者的关注与重视。干旱胁迫诱导葡萄表达的基因主要分为 2类,一类
是能够增强葡萄抗旱能力的功能基因;另一类是调控基因。该文综述了葡萄响应干旱胁迫相关基因的克隆、转录、表达调
控、功能验证及抗旱转录因子方面的研究进展,并对葡萄响应干旱胁迫相关基因研究存在的问题和未来的研究方向进行
了分析和讨论。
关键词:葡萄;抗旱;功能基因;调控基因
中图分类号:Q945.78 文献标识码:A 文章编号:1002-3356(2015)04-0095-05
葡萄(Vitis vinifera L.)是世界第二大水果,
拥有悠久的栽培历史,种类繁多,具有重要的食
用价值和经济价值,目前生产上主推的许多葡萄
栽培品种抗逆性、抗病虫能力均较差。且近年来,
随着全球气候的恶变,世界各地干旱事件频繁发
生,在非干旱季节或非干旱地区干旱危害也频繁
出现[1]。干旱(Drought)对葡萄生长发育过程和产量
品质有严重的影响,已经成为制约葡萄生长和提
高果品质量的主要因素之一,尤其是近年来全球
气候的变化和我国南方干旱的频频出现,使葡萄
产业受到很大的威胁。在世界范围内都面临缺水问
题的大背景之下,发掘抗旱葡萄资源、研究葡萄抗
旱基因对提高葡萄抗旱性、培育抗旱新品种及节
水栽培等都具有重要的科学价值和意义。本文对
与葡萄抗旱相关的基因的功能和调控进行较全
面的综述,有助于对葡萄抗旱分子机制的理解。
葡萄的抗旱性(Drought resistance)是由多基
因控制的数量性状,对干旱等逆境应答和适应需
要多个基因的参与,且受到多种途径的调控。在
轻度干旱胁迫时,渗透调节是植物体适应水分亏
缺的主要途径,植物一方面提高合成渗透调节物
质相关酶基因的转录水平,促进基因的表达,增
加表达产物的积累;另一方面植物增强抗氧化、
解毒相关酶基因(如 SOD、CAT、GST等)的表达水
平。当胁迫强度超出渗透调节的能力时,LEA蛋
白及糖类的脱水保护物质积累,保护生物大分子
和生物膜系统免受损害。由此,葡萄的抗旱能力
取决于自身的组织结构和生理特性,归根结底在
于分子水平的差异。随着葡萄全基因组序列的公
布,许多与干旱胁迫相关的基因及其调控因子已
经得到分离与克隆,并转化到葡萄或模式植物中
并对其功能进行分析和验证。响应干旱胁迫的基
因根据其功能可分为两类:一类是直接参与提高
葡萄抗旱能力起保护作用的功能基因;另一类是
主要对信号传导和基因表达的过程起调节作用
的调控基因。
1 葡萄抗旱相关的功能基因
这类基因的表达产物能直接维持细胞的各
种理化代谢活动的正常进行。目前在葡萄研究中
涉及的这一类基因主要包括渗透调节因子的合
成酶基因、直接保护细胞免受水分胁迫损伤的功
能蛋白基因及毒性降解酶基因等。
1.1 渗透调节物质合成相关基因
渗透调节物质是指植物在干旱或盐碱等逆
境胁迫下,为消除胁迫所造成的伤害维持体内的
水分和渗透平衡,在细胞中产生或积累的小分子
有机化合物,主要包括脯氨酸、多胺等氨基酸及
其衍生物,果聚糖、海藻糖等低分子糖类,甘油、
甘露醇、山梨醇等多元醇,渗调蛋白等。目前,干
旱胁迫下,在葡萄中发现起渗透调节作用的主要
是脯氨酸和多胺。
1.1.1 脯氨酸合成相关基因
脯氨酸(Proline)是在高等植物中广泛存在的
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DOI:10.16449/j.cnki.issn1002-3356.2015.04.033
河北林业科技第 4期 2015年 8月
组成性氨基酸,具有水溶性,是植物中主要的渗
透调节物质之一,它能聚集与渗透调节有关的蛋
白,避免或减少因细胞失水引起的蛋白质变性。
在盐、干旱和低温等逆境胁迫下,多数植物体内
会积累较高水平的游离脯氨酸,从而起到渗透调
节的作用。与脯氨酸合成相关的基因主要有吡咯
啉-5-羧酸合成酶基因(P5CS)、吡咯琳-5-羧酸还
原酶基因(PSCR)、鸟氨酸-6-氨基转移酶基因
(OAT)和脯氨酸脱氢酶基因(ProDH)。其中吡咯
啉-5-羧酸合成酶基因(P5CS)已在葡萄中克隆出
来,其登录编号为 CBI31612[2],在其他植物中有关
P5CS基因调控脯氨酸合成积累进而提高其抗旱
性的研究较多,但 P5CS基因与葡萄抗旱性关系
的报道较少。
1.1.2 多胺合成相关基因
多胺(Polyamine)是生物体的氮素类细胞组
分,多胺的多聚阳离子使其在众多植物体内发挥
着重要的生理活性功能,如酸中和、抗氧化以及
维持细胞膜系统的稳定性等。植物在干旱、高盐
等逆境条件下可积累多胺。多胺生物合成过程中
的关键基因有小鼠鸟氨酸脱羧酶编码基因
(ODC)和燕麦精氨酸脱羧酶编码基因(ADC)。Liu
等[3]将葡萄幼苗用氯化钠和甘露醇处理后,获得 4
种多胺合成基因,它们分别是精氨酸脱羧酶基因
(pVvADC)、S - 腺 苷 甲 硫 氨 酸 脱 羧 酶 基 因
(pVvSAMDC)、亚精胺合成酶基因(pVvSPDS)、精
胺合成酶基因(pVvSPMS),其中 pVvADC是在盐
处理 1d后获得,pVvSAMDC和 pVvSPMS表达较
晚,是在胁迫后期表达,这些基因的获得表明植
物周围的渗透压提高水分缺少时为了抵御逆境
环境的胁迫,通过基因表达合成多胺以维持植物
体细胞膜系统的稳定性抵御外界不良环境。
1.2 响应水分胁迫损伤的功能基因
当植物受到干旱胁迫超出其渗透调节范围
时,有些植物可以产生具有脱水保护功能的有机
物,保护生物大分子及膜系统免受脱水造成的危
害,植物在干旱胁迫解除后便能恢复生长。主要
包括水通道蛋白(AQP)、脱水响应基因(RD)和晚
期胚胎丰富蛋白(LEA)等有机物。
1.2.1 水通道蛋白相关基因
水通道蛋白(aquaporins,AQPs)是指动、植物
体内一系列分子量为 26~34kD、选择性强、能高
效转运水分子的膜蛋白,其种类繁多、分布广泛,
是植物体内水分平衡调节的分子基础[4]。AQPs作
为生物体中广泛存在的功能性跨膜蛋白,是水分
跨膜运输的主要途径,在介导不同类型细胞的水
分运输、维持水分平衡和干旱胁迫下细胞内的渗
透调控以及提高植物抗旱性中发挥重要作用[5-9]。
质膜内在水通道蛋白(plasma membrane
instrinsic proteins,PIPs)能够介导叶和根中水分
的跨膜运输传导[10]。Vandeleur[11]等发现冬葡萄×沙
地葡萄的杂交种‘R-110’中的 PIP1;1 在其根中
的表达量最多,PIP1;2、PIP2;2 在其叶中有最高
表达量;Perrone[12]等研究发现 PIP2;4在欧亚葡萄
‘歌海娜’的根中有特异性表达;颜培玲 [9]等从中
国野生毛葡萄(V.heyneana)‘花溪-9’中克隆出 9
个 PIP基因,其中得到的 VhPIP1基因在其根中
有最多表达量。由此可知,PIPs蛋白参与水分的
吸收和运输,在根中的高度表达,为参与根系的
导水率,增加水通道蛋白的活性,以及促进根系
吸收土壤中的水分和水分的径向运输提供更重
要的作用[13]。同时,PIPs蛋白还参与叶片气孔的运
动、蒸腾作用以及光合作用的顺利进行,因此有
的 PIPs基因会在叶片中高效表达[14-15]。
在干旱中度胁迫初期,在‘R-110’中的 PIP1;
1、PIP1;2、PIP1;3、PIP2;1 和 PIP2;2 在根与叶中
的表达量的比值会上升,在持续胁迫 7d后,根与
叶中表达量的比值恢复至对照水平[16];欧亚酿酒
品种‘歌海娜’和‘霞多丽’经干旱处理 8~10d后,
VvPIP2;2表达量不变[17];Pou[18]等以欧亚酿酒品种
‘霞多丽’为材料,发现在水分胁迫下,PIP2;1、
PIP2;2表达下调;Chitarra [19] 等干旱胁迫处理 2a
生葡萄‘歌海娜’植株,发现葡萄叶片中的 PIP2;4
表达量下调,并且还发现 PIPs基因参与木质部栓
塞的形成;而抗旱性强的毛葡萄‘花溪-9’VhPIP1
的表达量随着胁迫时间的延长先增加后降低,而
不抗旱的欧亚种‘红地球’VvPIP1的表达量呈下
降的趋势,表明 VhPIP1的表达丰度与毛葡萄抗
旱性密切相关[9]。由此可知,PIPs基因参与葡萄干
旱胁迫过程,但是其具体作用还要通过转基因等
技术进行功能验证。
1.2.2 脱水响应基因
在干旱胁迫下,脱水响应基因 RD系列基因
诱导表达,引起植物的抗旱反应,RD系列主要有
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RD29A、RD29B、RD22等。葡萄的 RD22基因是一
个组成型表达基因,其表达量低,干旱诱导特性可
被 ABA调节。在干旱胁迫条件下,耐寒葡萄品种
(V.vinifera‘Razegui’)和干旱敏感品种(V. Vinifera
‘Syrah’)的 VvRD22基因表达量均显著增加,因
此,VvRD22基因的干旱诱导表达与品种无关[20]。
1.2.3 晚期胚胎发生丰富蛋白
LEA蛋白即高等植物胚胎发育晚期丰富蛋
白(Late embryo genesis abundant proteins,LEA
proteins),可以在细胞层面上保护植物体免受干
旱胁迫的损伤,且 LEA基因的表达或蛋白的积累
与抗逆性存在正相关性。LEA蛋白作为脱水保护
剂,或是一种调节蛋白参与植物渗透调节来提高
植物抗旱性。同时,LEA蛋白可能还具有去垢剂
和分子伴侣的特点,在水分胁迫下,能稳定和保护
植物大分子的结构,对植物提高抗旱能力有着重要
作用[21]。Yang等[22]从燕山葡萄株系‘燕山-1’中获得
脱水素基因DHN1、DHN2、DHN3和 DHN4。吴康[23]
等以欧洲葡萄‘无核白’品种为材料,以‘霞多丽’
品种脱水素基因序列设计引物得到这两个不同
的脱水素基因 DHN1-L和 DHN1-S。这些基因的
获得也为脱水素基因家族的进一步深入研究和
有效利用提供依据和参考。
2 葡萄抗旱相关的调节基因
调节基因主要对信号传导和基因表达的过
程进行调节。主要包括传递信号和调控基因表达
的转录因子基因、感应和转导胁迫信号的蛋白激
酶基因、在信号传导中起重要作用的蛋白酶基因。
2.1 葡萄抗旱相关转录因子
转录因子是转录起始过程中 RNA聚合酶所
需的辅助因子。在无转录因子时,真核生物的基
因不表达,RNA聚合酶自身也无法启动基因的转
录,只有当转录因子结合在特定的 DNA序列上
后,相关基因才能表达。植物体内干旱胁迫信号
经过一系列信号传导,最终通过激活特定的转录
因子与其相应的顺式作用元件相结合,在转录水
平上调控一系列基因的表达,所以转化调节基因
可以有效地提高植物的耐旱性。与抗旱相关的转
录因子有 MYC/MYB、AP2/ERF和 MAPK等。
2.1.1 MYB/MYC转录因子
MYB/MYC是植物中最大一类转录因子家族
之一,参与次生代谢、细胞形态发生、生物和非生
物胁迫应答等过程。J.T. macus[24]等发现葡萄第一
个 bHLH基因 MYCA1。MYCA1在葡萄幼苗受到
非生物胁迫时也能做出反应。
2.1.2 AP2/ERF类转录因子
AP2/ERF类转录因子参与植物对高盐、干旱
等环境胁迫的响应,ERF类转录因子(Ethylene-
Responsive element binding Factor)是一类能结
合乙烯应答元件的蛋白,而干旱、低温、盐碱等逆
境胁迫都能诱导 ERF亚家族基因的产生,提高植
物的相关抗性[25]。ERF转录因子调控胁迫相关功
能基因的表达,在植物应对生物及非生物胁迫反
应、提高植物的抗逆性中均起着重要的作用。王
文艳等[26]以‘藤稔’葡萄的叶片为试材,克隆了水
杨酸(SA)和茉莉酸(JA)信号转导途径中的重要
基因 NPR1、PR1、COI1和 LOX2,利用定量和半定
量 PCR 法研究其在 SA 与 JA 处理后的表达情
况。干旱、低温、盐碱等逆境胁迫的诱导下这些基
因的过量表达表明了 ERF亚家族基因与提高植
物的抗性有关。
2.1.3 MBF1转录因子
多蛋白桥梁因子 MBF1(Multiprotein bridging
factor 1)在真核生物中是一个高度保守的转录辅
激活因子,它主要是通过连接特异转录因子和
TATA-box结合蛋白(TBP)来促进靶基因的转录。
已有研究表明,植物 MBF1参与植物的生长发育
和多种胁迫反应,超表达 MBF1可以提高植物对
多种胁迫的抵抗力[27-28]。Yan[29]等首次从葡萄中分
离干旱胁迫响应基因 VvMBF1,并通过在模式植
物拟南芥中超表达 VvMBF1 基因研究其抗旱能
力,结果表明:VvMBF1转基因株系叶片气孔比野
生型植株对 ABA敏感;VvMBF1转基因株系中依
赖于 ABA途径的抗旱基因 AtRD22和 AtRD29B
的表达量显著高于野生对照。
2.2 感应和转导胁迫信号的蛋白激酶基因
促分裂原活化蛋白激酶(MAPK)基因是感应
和转导胁迫信号相关的蛋白激酶基因,MAPK家
族成员是细胞信号转导中极为重要的一类蛋白
激酶,它参与多种信号传递过程,通过对转录因
子的磷酸化,调控多种基因的表达;MAPK级联信
号传递途径在介导生长因子、激素反应、细胞增
殖和分化、胞外环境胁迫信号和调节胞内胁迫反
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应中起重要作用。Samia Daldoul等[30]以葡萄为材
料,以非生物胁迫诱导 VvMAPK激酶基因的表
达,克隆并获得其 cDNA 序列,该发现为今后研
究葡萄的 MAPK途径提供了基础。
3 问题和展望
近年来,随着分子遗传学、转录组学、蛋白质
组学和基因表达调控的研究,葡萄抗旱分子机制
的不断深入和转基因技术的日趋完善,利用现有
的野生抗旱资源与现代生物技术相结合,在分子
水平上培育高效抗旱葡萄新品种是今后葡萄育
种的发展趋势。葡萄对干旱胁迫的响应受多基因
调控,很难从单个或几个基因的作用解释葡萄抗
旱的分子机理,应该全面系统的研究多基因的协
同作用。所以,要大幅度提高葡萄的抗旱性,培育
优良抗性新品种只能在充分了解葡萄干旱胁迫
下的生理生化反应及分子机制的基础上,采用多
功能基因、主效基因和调节基因结合转化的策
略,才有可能在整体水平上提高葡萄的抗旱能
力。国内研究主要集中在对已有葡萄品种和砧木
抗旱性的比较与鉴定上,缺乏对葡萄抗旱性的深
入研究和利用,尤其是对喀斯特地貌等特殊地形
地貌条件下的抗旱野生葡萄品种的抗旱分子机
制研究较少。因此,结合蛋白质组学、功能基因组
学、蛋白质组学及转录组学的技术与方法,例如
突变体库的筛选、微阵列分析、定量蛋白质组学
分析,大规模鉴定葡萄的抗旱基因,从而全面揭
示葡萄抗旱分子机制、筛选抗旱砧木,综合改良
培育抗旱性较强的葡萄新品种。
参 考 文 献
[1]Liu C C,Liu Y G,Guo K,Fan D Y,et al. Effect of
drought on pigments,osmotic adjustment and antioxi-
dant enzymes in six woody plant species in karst
habitats of southwestern China[J].Environ. Exp. Bot,
2011,71:174-183.
[2]黄志,邹志荣,黄焕焕,等.甜瓜抗旱性相关基因MeP5CS
的克隆、序列分析及表达[J]. 园艺学报.2010,37(8):
1279-1286.
[3]Liu J H,Nakajima I,Morriguchi T . Effects of salt
and osmotic stresses on free polyamine content and
expression of polyamine biosynthetic genes in Vitis
vinifera[J].Biologia Plantarum,2011,55(2):340-344
[4]Sengupta S,Majumder AL. Physiological and genomic
basis of mechanical-functional trade-off in plant vas-
culature[J].Plant Sci.,2014,5(224):1-18.
[5]Maurel C,Verdoucq L,Luu D T,et al. Plant aquapor-
ins:Membrane channels with multiple integrated func-
tions[J]. Annual Review of Plant Biology,2008,59:
595-624.
[6]Tomoaki H,Toshiyuki K,Genki S,et al. Mechanisms of
water transport mediated by PIP aquaporins and their
regulation via phos phory lation eventsunder salinity
stress in barley roots[J]. Plant Cell Physiology,2011,52
(4):663-675.
[7]Ricardo A,Rosa P,Juan M R. Regulation of root wa-
ter uptake under abiotic stress conditions[J].Journal
of Experimental Botany,2012,63(1):43-57.
[8]张燕,李娟,姚青,等. 枇杷质膜水孔蛋白基因 EjPIP1
的克隆及 AM真菌对其表达的影响[J].中国农业科
学,2014,47(7):1387-1396.
[9]颜培玲,潘学军,张文娥.野生毛葡萄水通道蛋白基因
VhPIP1 的克隆及其在干旱胁迫下的表达分析[J].园
艺学报,2015,42(2):221-232.
[10]Heinen R B,Ye Q,Chaumont F. Role of aquaporins
in leaf physiology[J]. Journal of Experimental Botany,
2009,60(11):2971-2985.
[11]Vandeleur R K,Mayo G,Shelden M C,gilliham M,et
al. The role of plasma membrane intrinsic protein
aquaporins in water transport through roots:diurnal
and drought stress responses reveal different strate-
gies between isohydric and anisohydric cultivars of
grapevine[J].Plant Physiol,2009,149:445-460.
[12]Perrone I,gambino g,chitarra W,Pagliarani C,Ricco-
magno N,Balestrini R,Kaldenhoff R,Uehlein N,gribau
do I. The grapevine root-specific aquaporin VvPIP2;
4 N controls root hydraulic conductance and leaf gas
exchange upon irrigation but not under water stress
[J]. Plant Physiol,2012,160:965-977.
[13]Sakurai -Ishikawa J,Murai -Hatano M,Hayashi H,et
al. Transpiration from shoots triggers diurnal changes
in root aquaporin expression[J]. Plant,cell environ,
2011,34:1150-1163.
[14]Flexas J,Bota J,Escalona J M,et al. Effects of
drought on photosynthesis in gra pevines under field
conditions:an evaluation of stoma tal and mesophyll
limitations[J]. Funct. Plant Biol.,2002,29:461-471.
[15]Ferrio J P,Pou A,Florez-Sarasa I,et al. The Peclet
effect on leaf water enrichment correlates with leaf
98- -
河北林业科技第 4期 2015年 8月
hydraulic conductance and mesophyll conductance for
CO2[J]. Plant Cell Environ,2012,35:611-625.
[16]Galmés J,Pou A,Alsina MM,et al. Aquaporin ex-
pression in response to different water stress intensi-
ties and recovery in Richter-110(Vitis sp.):relation-
ship with ecophysiological status [J]. Planta,
2007,226:671-681.
[17]Vandeleur R K,Mayo G,Shelden M C,et al. The
role of plasma membrane intrinsic protein aquaporins
in water transport through roots:diurnal and drought
stress responses reveal different strategies between
isohydric and anisohydric cultivars of grapevine[J].
Plant Physiol,2009,149:445-460.
[18]Pou A,Medrano H,Flexas J,et al. A putative role
for TIP and PIP aquaporins in dynamics of leaf hy-
draulic and stomatal conductances in grapevine un-
der water stress and re-watering[J]. Plant,Cell and
Environment,2013,36:828-843.
[19]Chitarra W,Vitali M,Pagliarani C,et al. Gene ex-
pression in vessel associated cells upon xylem em-
bolism repair in Vitis vinifera L. petioles[J]. Planta
2014,239:887-899.
[20]Hanana M,Deluc L,Fouquet R. Identification and
characterization of rd22 dehydration responsive
gene in grapevine (Vitis vinifera L.)[J]. Comptes
Rendus Biologics ,2008,331(8):569-578.
[21]Qiu Q S,Wang Z Z. Changes of UHN1 expression
and subcelluar distributeon in A. delicisoa cells un-
der osmotic stress [J]. Science in China,2002,45
(1):1-1.
[22]Yang Y,He M,Zhu Z,et al. Identification of the
dehydrin gene family from grapevine species and
analysis of their responsiveness to various forms of
abiotic and biotic stress [J]. BMC Plant Biology,
2012,12:140.
[23]吴康,杨亚洲,张朝红,等.无核白葡萄脱水素等位基
因的克隆和序列分析[J]. 果树学报,2012,29(2):
177-183.
[24]J. T. Matus,M. J. Poupin,P. Canon. Isolation of and
bHLH genes related to flavonoid synthesisin
grapevine (Vitis vinifera L.)[J]. Plant Mol Biol,
2010,72:607-620.
[25]Singh K,Foley R C,Onate-Sanchez L. Transcription
factors in plant defense and stress responses[J].
Curr Opin Plant Biol,2000,5(5):430-436.
[26]王文艳,岳林许,张演义,等贵.葡萄 SA和 JA信号转
导重要基因克隆及其对外源信号应答?分析[J].园艺
学报,2012,39(5):817-827.
[27]Arce DP,Tonón C,Zanetti ME,et al. The potato
transcriptional co -activator StMBF1 is up -regulated
in response to oxidative stress and interacts with the
TATA -box binding protein. J Biochem Mol Biol,
2006,39:355-360.
[28]Mauro MF,Iglesias MJ,Arce DP,et al.MBF1s regu-
late ABA -dependent germination of Arabidopsis
seeds.Plant SignalBehav,2012,(7):188-192.
[29]Yan Qin,Hou Hongmin,Singer Stacy D,et al. The
grape VvMBF1 gene improves drought stress tolerance
in transgenic Arabidopsis thaliana[J]. Plant Cell,Tis-
sue & Organ Culture,2014,(5).
[30]Samia D,Michael H,Ahmed Mliki. Osmotic Stress
Induces the Expression of VvMAP Kinase Gene in
Grapevine(Vitis vinifera L.)[J]. Journal of Botany,
2012.
99- -