全 文 ：植物生态学报 2009, 33 (4) 812~823
Chinese Journal of Plant Ecology

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收稿日期: 2008-09-01 接受日期: 2009-03-15
基金项目: 国家自然科学基金(30470335和30770402)和广东省自然科学基金(E039254和06025813)
* 通讯作者 Author for correspondence E-mail: wangjw@scau.edu.cn
叶片涂施茉莉酸对玉米幼苗防御反应的
时间和浓度效应
冯远娇 王建武* 骆世明
(华南农业大学热带亚热带生态研究所,广州 510642)
摘 要 茉莉酸是环境胁迫下植物产生防御反应的重要信号物质, 但它发挥生理作用的时间和浓度效应以及该效
应在叶片和根系中差异性并不清楚。该文以‘高油115’玉米(Zea mays)为材料, 采用4种浓度(1、2.5、5和10 mmol·L–1)
的外源茉莉酸溶液涂施玉米幼苗叶片, 在3~48 h的不同时间内跟踪测定叶片和根系中的直接防御物质(丁布
(DIMBOA)和总酚)含量及其合成调控基因(Bx1、Bx9和PAL)、直接防御蛋白调控基因(PR-1、PR-2a和MPI)和间接
防御物质挥发物调控基因(FPS和TPS)表达的动态变化。结果表明, 外源茉莉酸处理对玉米叶和根系的化学防御反
应具有显著的时间和浓度效应。茉莉酸处理玉米叶片后3~6 h就能诱导叶片中Bx9和PAL基因的表达, 使得丁布和
总酚的含量显著增加, 且与处理浓度有呈正比的趋势, 随后诱导作用逐渐减弱; 茉莉酸处理还能明显诱导叶片中
PR-2a和MPI基因的表达, 诱导作用分别持续到24和48 h; 在处理后3~6 h内, 高浓度茉莉酸处理对挥发物调控基因
FPS表达起诱导作用, 而低浓度茉莉酸则对TPS基因的表达起诱导作用。此外, 茉莉酸处理玉米叶片还能间接影响
到根系的防御反应, 但大部分检测指标表明间接诱导作用主要出现在处理后期(24~48 h)。例如, 在处理后48 h, 茉
莉酸能系统增加根系中直接防御物质丁布和总酚的含量, 增强根系中防御相关基因PR-2a、MPI、FPS和TPS的表
达, 并有随茉莉酸处理浓度的增加而增强的趋势。可见, 外源茉莉酸叶片涂施玉米幼苗对根系的间接诱导作用不
如对叶片的直接诱导作用强; 叶片启动防御反应的时间较根系早; 随着处理浓度的增加, 茉莉酸对叶片和根系中
防御反应的诱导作用有增强的趋势。
关键词 玉米 茉莉酸 诱导防御 时间和浓度效应
TIMING AND CONCENTRATION EFFECTS ON THE DEFENSE RESPONSE OF
ZEA MAYS SEEDLINGS AFTER APPLICATION OF JASMONIC ACID TO
LEAVES
FENG Yuan-Jiao, WANG Jian-Wu*, and LUO Shi-Ming
Institute of Tropical and Subtropical Ecology, South China Agricultural University, Guangzhou 510642, China
Abstract Aims Our objectives were to investigate temporal dynamics of the contents of direct de-
fense chemicals (DIMBOA and total phenolics) and the expression levels of their corresponding key
genes (Bx1, Bx9 and PAL), direct defense protein-related genes (PR-1, PR-2a and MPI), and indirect
defense chemical volatile-related genes (FPS and TPS) in leaves and root systems of Zea mays seedlings
under the application of exogenous jasmonic acid (JA) on leaf surface.
Methods Leaves of Z. mays cultivar Gaoyou 115 were treated with JA with concentrations of 1, 2.5, 5
and 10 mmol·L–1. We examined contents of the defense chemicals and expression dynamics of their
synthesis-mediated genes, direct defense protein-related genes and indirect defense chemical vola-
tile-related genes in both leaves and roots from 3 to 48 h after the application.
Important findings Exogenous JA application resulted in significant timing and concentration effects
on the chemical defense response. Gene expression of Bx9 and PAL in the leaves could be induced 3 to
6 h after treatment, resulting in an apparent increase in the content of DIMBOA and total phenolics. The
increase was positively correlated with JA concentrations, but the inductive effect gradually decreased
afterward. Gene expression of PR-2a and MPI in the leaves was also dramatically induced by JA up to
冯远娇等: 叶片涂施茉莉酸对玉米幼苗防御
4期 反应的时间和浓度效应 DOI: 10.3773/j.issn.1005-264x.2009.04.020 813
24 and 48 h, respectively. High JA concentrations induced the expression of FPS gene, whereas low JA
concentrations had inducible effects on the expression of TPS after 3–6 h. In addition, JA treatment to
leaves could indirectly induce the defense response in roots. Most parameters measured in the indirect
induction mainly occurred in the later phase (after 24–48 h) of the treatment. For example, JA system-
atically increased the contents of DIMBOA and total phenolics in the roots and enhanced the expression
of PR-2a, MPI, FPS and TPS genes in the roots 48 h after the treatment, showing a tendency of positive
relationship with JA concentrations. These findings provided evidence that the indirect induction by JA
application to Z. mays leaves on roots was not as strong as on leaves. Leaves started the defense re-
sponse earlier than roots, and the induction of defense response both in leaves and roots was increased
with increasing JA concentrations.
Key words Zea mays, jasmonic acid, induced defense, timing and concentration effects
DOI: 10.3773/j.issn.1005-264x.2009.04.020
茉莉酸(Jasmonic acid, JA)是植物面临生物与
非生物胁迫中产生防御反应的重要信号分子
(Wasternack, 2005), 可以在植物体内移动和传输
(Zhang & Baldwin, 1997; Stout et al., 1999; Ryan,
2000; Stratmann, 2003)。茉莉酸信号途径在植物对
病虫害的防御中起着重要作用 (Halitschke &
Baldwin, 2005; Howe, 2005; Peña-Cortés et al.,
2005; Pozo et al., 2005; Wang & Ma, 2005)。外源
施用茉莉酸或茉莉酸甲酯不仅可以诱导植物抗病
虫害的直接防御物质如烟碱(Halitschke & Bald-
win, 2003; Saedler & Baldwin, 2004)、蛋白酶抑制
剂 (Zavala et al., 2004a, 2004b)和多酚氧化酶
(Thaler et al., 2002)等含量和活性的升高, 也可以
诱导植物产生对植食性昆虫的天敌有吸引作用的
挥发性间接防御物质(徐涛等, 2003; 吕要斌和刘
树生, 2004), 还可以诱导这些植物防御相关基因
的表达(Pauw & Memelink, 2005; Schenk et al.,
2005; Wang & Ma, 2005)。这类植物防御反应的诱
导具有系统性(Creelman & John, 1997; van Dam
et al., 2001; 桂连友等, 2004), 但多数研究集中在
茉莉酸处理叶片后对非处理叶片的系统性防御反
应(Walters et al., 2002; Schenk et al., 2005; 徐涛
等, 2005; 冯远娇等, 2007)。众所周知, 植物地上
部可通过韧皮部向地下部输送光合产物等, 那么
对地上部叶片进行处理后就有可能系统影响到根
系的防御反应。有关茉莉酸诱导对根系防御反应
的影响已有部分报道(Ludwig-Müller et al., 1997;
van Dam et al., 2001, 2004)。然而, 这些报道仅限
于单一浓度和固定时间的研究。事实上, 茉莉酸
不同处理浓度对植物防御反应的诱导作用在不同
时间有明显差异(Schenk et al., 2005; Wang et al.,
2007), 因此非常有必要研究对地上部叶片进行
处理时茉莉酸的作用强度(浓度)和处理后不同时
间对植物叶片和根系防御反应影响的规律。
玉米 (Zea mays)是世界上重要的粮食作物 ,
在长期进化过程中形成了抵御地上部与地下部病
虫害的直接和间接防御体系(聂呈荣等, 2005; 徐
涛等, 2005; 冯远娇等, 2007; Wang et al., 2007;
Rasmann & Turlings, 2008)。在受到病虫害攻击时,
玉米会激活体内相关基因的表达, 产生更多的防
御化合物。例如丁布(DIMBOA)及调控其合成的
吲哚合成酶(Bx1)和糖基转移酶(Bx9)基因 ; 酚类
物质及其调控基因苯丙氨酸转氨酶 (PAL); 直接
防御蛋白中的病原相关蛋白(PR-1和PR-2a)和蛋
白酶抑制剂(MPI)调控基因以及挥发性的间接防
御物质及调控其合成的法呢烯基焦磷酸合成酶
(FPS)和萜类合成酶(TPS)基因等。为此, 本文以2
叶1心期的‘高油115’玉米幼苗为材料, 重点研
究4种浓度(1、2.5、5和10 mmol·L–1)的茉莉酸处
理玉米叶片3、6、12、24和48 h后, 对处理部位(叶
片)及非处理部位(根系)直接防御物质(丁布和总
酚)含量及其合成调控基因(Bx1、Bx9和PAL)、直
接防御蛋白调控基因(PR-1、PR-2a和MPI)以及间
接防御物质挥发物调控基因 (FPS和TPS)表达的
影响, 探讨外源茉莉酸处理玉米幼苗叶片后, 对
叶片和根系防御反应的影响是否具有时间和浓度
效应, 旨在为进一步揭示植物地上部处理对地下
部防御反应的诱导规律。
1 材料和方法
1.1 材料
供试玉米品种‘高油115’由中国农业大学农

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学院育种系提供。茉莉酸((±)-Jasmonic acid)购自
美国Sigma-aldrich公司 , 分子量为210.3, 固体 ,
纯度为98%。
1.2 实验设计
茉莉酸用少量无水乙醇溶解后, 用蒸馏水配
制成浓度分别为1、2.5、5和10 mmol·L–1的茉莉酸
溶液 (每种浓度的茉莉酸溶液均含体积分数为
2.2%的无水乙醇和 0.05%的Tween-20), 以只含
2.2%乙醇和0.05%Tween-20水溶液作为对照。实
验设4个处理(1、2.5、5和10 mmol·L–1 JA)和1个对
照(CK), 每个处理4个重复。种子催芽后, 播种于
装有珍珠岩的塑料杯(φ 6 cm×6 cm)中, 每杯7粒,
隔1 d浇水, 生长5~6 d后, 选取长势一致的200株
幼苗去胚乳用泡沫固定在另外100个塑料杯(φ 10
cm×9 cm)上, 每杯固定2株, 杯中加450 mL营养
液, 其组分与Schmelz等(2003)在中氮条件下水培
玉米时一致, 每隔2 d更换, 在生长条件一致(温
度: 22 ℃ (黑夜)/28 ℃ (白天); 光照: 12 h·d–1
(6:00~18:00); 相对湿度 : 70%)的人工气候箱
(RXZ-500D, 宁波东南仪器有限公司)中长至2叶1
心期时进行处理。处理时用移液器分别吸4种浓度
的茉莉酸或对照溶液, 均匀涂在玉米幼苗两片展
开叶(每叶片各50 μL)的正面上, 待3、6、12、24
和48 h后分叶片(2株玉米苗两片展开叶混合样)和
根系(2株玉米苗根系混合样)取样, 测定叶片和根
系的直接防御物质(丁布和总酚)含量, 同时提取
叶片和根系的RNA, 分析叶片和根系中丁布合成
调控基因(Bx1和Bx9)、酚酸合成调控基因(PAL)、
直接防御蛋白调控基因(PR-1、PR-2a和MPI)以及
间接防御物质挥发物调控基因 (FPS和TPS)的表
达量。
1.3 测定方法
1.3.1 丁布含量的测定
采用本实验室改进的HPLC外标法 (聂呈荣
等, 2005)。将玉米叶片和根系称重后, 加入石英
砂和少量蒸馏水匀浆 , 室温静置15 min, 用0.1
mol·L–1的H3PO4调节pH至3.0, 转入10 mL离心管,
12 000 r·min–1离心20 min, 取上清液, 用等体积
乙醚萃取3次, 彻底蒸干乙醚, 残渣复溶于2 mL
色谱纯甲醇中, 过0.45 µm滤膜, –20 ℃冰箱中保
存以备HPLC测定。采用Angillent 1100高效液相
色谱仪进行检测, 配备二极管阵列检测器。色谱
柱: Hypersil C18柱, 250 mm×4.0 mm, 5 µm; 流动
相为25%甲醇和75%乙酸水溶液(pH 2.6), 检测时
间为20 min; 流速为1 mL·min–1; 检测波长为262
nm; 进样量为20 µL。以不同浓度丁布标样的吸收
峰面积作标准曲线求出叶片和根系中的丁布含
量 , 然后以每个取样时间段4个茉莉酸浓度处理
后的丁布含量分别与对照相对比, 结果以影响百
分比((处理–对照)/对照×100%)来表示。
1.3.2 总酚含量的测定
总酚含量的测定方法参见冯远娇等(2007)。
将玉米叶片和根系称重, 用液氮研磨后加10 mL
含1% HCl的甲醇提取液, 室温放置1.5 h, 超声波
振荡20 min, 过滤 , 将滤液稀释20倍 , 在紫外分
光光度计上测定在280 nm下的OD值, 以没食子
酸作标准曲线求出叶片和根系中的总酚含量。与
丁布含量的算法一样, 也以影响百分比来表示结
果。
1.3.3 防御基因表达分析
采用RT-PCR (Reversed transcription PCR)方
法分析各样品中防御相关基因的表达。取玉米幼
苗叶片150 mg和根系300 mg, 液氮冷冻条件下碾
成粉末, 在液氮挥发完全前移入2 mL离心管中 ,
根据Invitrogen公司的Trizol试剂盒提供的方法提
取玉米总RNA。取 7 μL各样品总RNA, 采用
TaKaRa公司RNA PCR Kit提供的方法进行逆转
录, 逆转录后各基因扩增所用的特异性引物及其
出处见表1。各个基因扩增的PCR程序及信息来源
的参考文献见徐涛等(2005)以及冯远娇等(2007)。
1.4 统计分析
数据采用Excel整理, 用统计软件SAS 8.0进
行分析, 各个浓度和时间的茉莉酸处理与对照间
平均数的差异性检验用成组数据的t检验(p<0.05
表示差异显著)。
2 实验结果
2.1 对丁布含量及调控基因表达的时间和浓度
效应
2.1.1 叶片丁布含量及调控基因的表达
茉莉酸处理玉米叶片后, 使叶片的丁布含量
在短时间(6 h)内上升, 其后(12~48 h)丁布的含量
与对照相比有降低的趋势(图1A)。处理后6 h, 随
着茉莉酸处理浓度的升高, 对丁布含量的促进作
用有增强的趋势, 1、2.5、5和10 mmol·L–1茉莉酸
处理后, 叶片的丁布含量均显著高于对照, 增加
冯远娇等: 叶片涂施茉莉酸对玉米幼苗防御
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表1 实验所用的特异性引物
Table 1 The specific primers used in the experiment
基因
Genes
登陆号
Accession
number
引物
Primers
大小
Size (bp)
吲哚合成酶
Indole synthase (Bx1)
AY254103 F: 5′-ATGGCTTTCGCGCCCAAAACGTCCTC-3′
R: 5′-CGTGGACCCCCGCCTCTTTCATCTCG-3′
612
糖基转移酶
Glucosyltransferase (Bx9)
AF331885 F: 5′-TCGTCACCACGCTGAACGCCAG-3′
R: 5′-GGATCCTCCTTGCGCTCCTCTTTC-3′
262
苯丙氨酸转氨酶
Phenylalanine ammonia-lyase (PAL)
L77912 F: 5′-CACAAG CTGAAGCACCACCC-3′
R: 5′-GAGTTCACGTCCTGGTTGTG-3′
560
病程相关蛋白-1
Pathogenesis related protein-1 (PR-1)
U82200 F: 5′-GTGGACCCGCACAACGCG-3′
R: 5′-GCCGATGGCGGTGGAGTC-3′
309
酸性β-1,3-葡聚糖酶
Acidic beta-1,3-glucanase (PR-2 a)
M95407 F: 5′-CCAACGTCTACCCCTACTTC-3′
R: 5′-GGGTTGAAGAGGCCGAAGTG-3′
394
玉米蛋白酶抑制剂
Maize proteinase inhibitor (MPI)
X78988 F: 5′-ACAACCAGCAGTGCAACAAG-3′
R: 5′-GAAGATGCGGACACGGTTAG-3′
370
法呢烯基焦磷酸合成酶
Farnesyl pyrophosphate synthetase (FPS)
L39789 F: 5′-GGCTGGTGCATTGAATGGCT-3′
R: 5′-ATGTCCGTTCCAATCTTGCC-3′
518
萜类合成酶
Terpene synthase (TPS)
AF529266 F: 5′-GCCATGCCAGTGAAGCTGACTCCTGC-3′
R: 5′-GTAGACGGTCCAATGTGGTGTAGAAG-3′
679
甘油醛-3-磷酸脱氢酶
Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase (GAPc)
X07156 F: 5′-GCTAGCTGCACCACAAACTGCCT-3′
R: 5′-TAGCCCCACTCGTTGTCGTACCA-3′
512




图1 不同浓度茉莉酸处理玉米叶片后不同时间对叶片和根系丁布含量的影响
Fig. 1 Effects of different concentrations of jasmonic acid to maize leaves on the content of DIMBOA in
leaves and roots at different time intervals
A: 叶片 Leaf B: 根系 Root


的幅度分别为47.44% (t=2.785 7, p=0.031 8)、
98.02% (t=5.860 7, p=0.001 1)、82.04% (t=4.577 9,
p=0.003 8)和127.21% (t=5.915 3, p=0.001 0)。但到
了12 h, 较低浓度(1和2.5 mmol·L–1)的茉莉酸处
理就明显降低叶片的丁布含量 , 48 h时 , 仅10
mmol·L–1茉莉酸处理使叶片的丁布含量比对照显
著降低26.33% (t=–2.855 1, p=0.029 0)。
所有茉莉酸处理浓度和取样时间均没有检测
到叶片吲哚合成酶(Bx1)基因的表达, 说明茉莉酸
处理叶片没有影响到处理部位叶片Bx1基因的表
达 , 但明显影响了丁布合成另一调控基因Bx9的
表达, 并具有时间和浓度效应(图2A)。在3~24 h
内 , 茉莉酸处理叶片后对Bx9基因的表达具有明
显的诱导作用, 并随着浓度的增加, 诱导作用有
增强的趋势 , 到了48 h, 诱导作用有所减弱 , 高
浓度甚至表现出抑制作用。例如在3和24 h, 2.5和
10 mmol·L–1茉莉酸处理对叶片中Bx9基因表达的
诱导作用明显强于1 mmol·L–1茉莉酸处理的, 而
到了48 h, 2.5和10 mmol·L–1茉莉酸处理则使该基
因的表达量明显低于对照(图2A)。

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图2 不同浓度茉莉酸处理玉米叶片后不同时间对叶片和根系丁布调控基因表达的影响
Fig. 2 Effects of different concentrations of jasmonic acid to maize leaves on the expression patterns of key
genes in DIMBOA biosynthesis in leaves and roots at different time intervals
GAPc示甘油醛-3-磷酸脱氢酶, 为RT-PCR的内标下同 GAPc, internal standard of RT-PCR
A、B: 同图1 See Fig. 1


2.1.2 根系丁布含量及调控基因的表达
茉莉酸处理叶片后, 除了6 h时根系丁布含量
有所下降外, 其余取样时间(3、12、24和48 h)根
中的丁布含量均有所增加, 并在48 h有随浓度升
高而上升的趋势(图1B)。1、2.5和5 mmol·L–1茉莉
酸在处理后6 h, 使得根中的丁布含量比对照显著
降低31.50%、31.86%和41.57%。浓度为5 mmol·L–1
茉莉酸处理叶片3、12和48 h后, 能分别系统增加
根中75.60%、76.87%和25.40%的丁布含量。48 h
时, 10 mmol·L–1的茉莉酸处理使根中丁布含量显
著增加 63.48% (t=3.259 3, p=0.017 3), 高于 5
mmol·L–1茉莉酸的系统诱导作用。
本实验中除2.5 mmol·L–1的茉莉酸处理叶片
12 h后对根中Bx1基因的表达有微弱诱导作用外,
其余处理和取样时间均没有影响到根中该基因的
表达 , 同时对根中Bx9基因表达的间接诱导作用
时间短, 只表现在处理后3 h, 并随着处理浓度的
增加有增强的趋势, 6 h后基本上没有影响, 48 h时
还有一定的抑制作用(图2B)。在处理后3 h, 10
mmol·L–1茉莉酸处理对根中Bx9基因表达的间接
诱导作用明显强于2.5 mmol·L–1的茉莉酸处理 ,
到了48 h, 除1 mmol·L–1外的其他3种浓度的茉莉
酸处理对该基因的表达均有明显的抑制作用。
2.2 对总酚含量及调控基因表达的时间和浓度
冯远娇等: 叶片涂施茉莉酸对玉米幼苗防御
4期 反应的时间和浓度效应 DOI: 10.3773/j.issn.1005-264x.2009.04.020 817
效应
2.2.1 叶片总酚含量及调控基因的表达
高浓度茉莉酸处理叶片后3~6 h能明显增加
叶片的总酚含量, 而低浓度则在3 h起促进作用,
其后起抑制作用, 到了48 h, 所有浓度的茉莉酸
处理均没有影响到叶片的总酚含量(图3A)。最高
浓度10 mmol·L–1茉莉酸在处理后3和6 h, 叶片的
总酚含量比对照分别增加 15.82% (t=3.596 9,
p=0.011 4)和17.39% (t=3.352 8, p=0.015 4); 而较
低浓度2.5 mmol·L–1茉莉酸在处理后3 h能显著增
加叶片15.02% (t=4.995 9, p=0.002 5)的总酚, 到
了 24 h时则比对照低 14.59% (t=–5.818 9, p=
0.001 1)。
茉莉酸处理叶片后对处理部位叶片PAL基因
表达的诱导作用主要发生在3~6 h, 其后没有明
显作用, 高浓度10 mmol·L–1茉莉酸处理的诱导效
果不如其他浓度(图4A)。1~5 mmol·L–1茉莉酸处
理在3~6 h内均明显诱导了该基因在叶片中的表
达, 处理间的诱导作用没有明显差异。
2.2.2 根系总酚含量及调控基因的表达
茉莉酸处理叶片后3~48 h内只在3和48 h时1
和5 mmol·L–1茉莉酸处理对根系总酚含量表现出
显著的增强作用(图3B)。1 mmol·L–1茉莉酸处理
后 , 3和48 h分别使得根中总酚含量增加9.10%
(t=2.686 2, p=0.036 2)和14.61% (t=2.592 7, p=
0.041 1), 5 mmol·L–1茉莉酸在48 h也能增加根中
26.68% (t=3.118 9, p=0.020 6)的总酚。
不同浓度的茉莉酸处理玉米叶片后12~24 h
才对根中PAL基因的表达有间接诱导作用, 比对
叶片的直接诱导时间(3~6 h)晚(图4)。在处理后12
h, 2.5 mmol·L–1以上浓度的茉莉酸能间接诱导根
中PAL基因的表达, 2.5 mmol·L–1茉莉酸还在处理
后24 h明显增强了该基因在根中的表达(图4B)。
2.3 对直接防御蛋白调控基因表达的时间和浓
度效应
2.3.1 病原相关蛋白调控基因的表达
2.3.1.1 叶片病原相关蛋白调控基因
2.5 mmol·L–1茉莉酸在处理后6和24 h、10
mmol·L–1茉莉酸在12和24时均使叶片中PR-1基因
的表达量明显高于对照, 其余浓度和时间对叶片
中该基因的表达则没有明显的诱导作用(图5A)。
茉莉酸处理叶片后3~24 h内, 能明显诱导叶
片中PR-2a基因的表达, 1和5 mmol·L–1茉莉酸对
该基因起诱导作用的时间点较多, 相同取样时间
中具诱导作用的浓度间没有明显差异, 48 h时有
所减弱 , 此时起诱导作用的茉莉酸浓度只有5
mmol·L–1 (图5A)。
2.3.1.2 根系病原相关蛋白调控基因
茉莉酸处理叶片后对根中PR-1基因的表达
没有明显的间接促进作用, 在处理后3~12 h还有





图3 不同浓度茉莉酸处理玉米叶片后不同时间对叶片和根系总酚含量的影响
Fig. 3 Effects of different concentrations of jasmonic acid to maize leaves on the content of total phenolics
in leaves and roots at different time intervals
A、 B: 同图1 See Fig. 1


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图4 不同浓度茉莉酸处理玉米叶片后不同时间对叶片和根系总酚调控基因表达的影响
Fig. 4 Effects of different concentrations of jasmonic acid to maize leaves on the expression patterns of key
genes in total phenolics biosynthesis in leaves and roots at different time intervals
图注同图1 Notes see Fig. 1


一定的抑制作用(图5B)。1、2.5和10 mmol·L–1茉
莉酸在处理后3~6 h均明显降低了根中PR-1基因
的表达量, 1和2.5 mmol·L–1茉莉酸处理在12 h时
也有一定的抑制作用。
茉莉酸处理后3和48 h对根中PR-2a基因的表
达有一定的间接诱导作用, 而在6~24 h内基本上
没有明显影响 (图5B)。处理后 3 h, 高浓度10
mmol·L–1茉莉酸处理对PR-2a基因表达的诱导作
用强于低浓度1 mmol·L–1的 ; 到了48 h, 除了1
mmol·L–1外的其他浓度的茉莉酸处理均明显促进
了该基因在根中的表达。
2.3.2 蛋白酶抑制剂调控基因的表达
2.3.2.1 叶片蛋白酶抑制剂调控基因
茉莉酸处理叶片后 , 与对照相比 , 叶片中
MPI基因的表达量在处理后3 h就明显增加, 并一
直持续到48 h, 同时不同浓度之间对该基因表达
的诱导作用没有明显差异(图6A)。
2.3.2.2 根系蛋白酶抑制剂调控基因
茉莉酸处理叶片后3~6 h, 对根中MPI基因的
表达没有明显的诱导作用 , 12 h以后 , 2.5
mmol·L–1以上浓度的茉莉酸处理对该基因的表达
则有一定的诱导作用(图6B)。在处理后12、24和
48 h取样时, 对根中MPI基因的表达起诱导作用
最强的茉莉酸浓度分别为5、10和2.5 mmol·L–1。
2.4 对挥发物调控基因表达的时间和浓度效应
2.4.1 叶片挥发物调控基因的表达
1和2.5 mmol·L–1茉莉酸处理叶片后对叶片中
FPS基因的表达没有明显的诱导作用 , 而5和10
mmol·L–1茉莉酸处理则有一定的诱导作用 , 但5
mmol·L–1茉莉酸处理对该基因表达的诱导作用主
要体现在后期 (24~48 h)取样中 , 而高浓度 (10
mmol·L–1)茉莉酸处理的诱导作用则在前期 (3~6
h) (图7A)。
茉莉酸对处理部位叶片TPS基因表达的诱导
作用主要在处理后6 h, 此时只有较低浓度(1和
2.5 mmol·L–1)茉莉酸才有明显的诱导作用 (图
7A)。
2.4.2 根系挥发物调控基因的表达
4种浓度的茉莉酸处理叶片后3~24 h内, 随
着时间的延长, 能够对FPS基因表达起明显诱导
作用的茉莉酸浓度反而下降 , 而浓度在 2 . 5
mmol·L–1以上的茉莉酸处理在48 h时均能明显诱
冯远娇等: 叶片涂施茉莉酸对玉米幼苗防御
4期 反应的时间和浓度效应 DOI: 10.3773/j.issn.1005-264x.2009.04.020 819


图5 不同浓度茉莉酸处理玉米叶片后不同时间对叶片和根系病程相关蛋白调控基因表达的影响
Fig. 5 Effects of different concentrations of jasmonic acid to maize leaves on the expression patterns of
pathogenesis related protein genes in leaves and roots at different time intervals
图注同图1 Notes see Fig. 1


导FPS基因在根中的表达(图7B)。在处理后3、12
和24 h起明显诱导作用的茉莉酸浓度分别是10、5
和2.5 mmol·L–1。
不同浓度的茉莉酸处理叶片后48 h才对根中
TPS基因的表达有明显的间接诱导作用, 比对叶
片的直接诱导作用晚(6 h) (图7)。在3~24 h内, 对
照和处理均没有检测到TPS基因在根中的表达 ,
而在48 h时, 除1 mmol·L–1外的其他3个浓度的茉
莉酸处理均能明显诱导根中TPS基因的表达, 2.5
mmol·L–1茉莉酸处理对该基因表达的诱导作用最
强(图7B)。
3 讨 论
目前有关植物叶片处理对处理部位叶片和非
处理部位根系诱导防御的影响中多采用单一的虫
害密度、信号物质浓度和单一的取样时间进行研
究, 结果显示叶片和根系防御物质含量的变化因
供试品种、诱导方式、检测的防御物质种类而不
同(Ludwig-Müller et al., 1997; Hol et al., 2004;
van Dam et al., 2004; Bezemer & van Dam, 2005;
Soler et al., 2007)。本研究证实了茉莉酸处理浓度
及处理后时间的不同对玉米幼苗同一部位同一检
测指标产生了不同程度的影响。另外, 本文检测
了直接防御物质含量及其调控基因表达的变化。
基因表达和最终产物的变化趋势在多数情况下是
相一致的, 但也存在个别相矛盾的地方, 这应当
与基因表达和终端产物合成过程的反馈关系以及
不同防御产物的相互作用有关。

820 植 物 生 态 学 报 www. plant-ecology.com 33卷



图6 不同浓度茉莉酸处理玉米叶片后不同时间对叶片和根系蛋白酶抑制剂调控基因表达的影响
Fig. 6 Effects of different concentrations of jasmonic acid to maize leaves on the expression patterns of proteinase
inhibitor gene in leaves and roots at different time intervals
图注同图1 Notes see Fig. 1

本研究表明, 不同浓度茉莉酸涂施玉米幼苗
叶片不同时间后, 叶片防御反应的变化与浓度和
时间相关。具体表现在茉莉酸处理玉米叶片后 ,
能在较短时间(3~6 h)内直接诱导叶片中直接防御
物质丁布和总酚含量的升高及相应调控基因的表
达, 并有随处理浓度的升高而增强的趋势, 其后
诱导作用逐渐变小 ; 但对于直接防御蛋白来说 ,
茉莉酸处理对其调控基因诱导表达持续的时间较
长 , PR-2a和MPI基因的表达能分别持续到24和
48h, 相同取样时间中具诱导作用的浓度间没有
明显差异。随着玉米直接防御机制的启动, 在某
些处理中也伴随着间接防御机制的启动。如在处
理后3~6 h内 , 高浓度茉莉酸处理对挥发物调控
基因FPS表达起诱导作用, 而低浓度茉莉酸则对
TPS基因的表达起诱导作用, 从两个基因所调控
的挥发物种类可以得出(Lichtenthaler, 1999), 高
浓度茉莉酸主要诱导叶片释放单萜类的挥发物 ,
而低浓度茉莉酸则主要诱导倍半萜类挥发物的释
放, 挥发物种类和数量的具体变化尚待进一步研
究。
另外, 茉莉酸处理叶片对根系防御反应的影
响也具有时间和浓度效应。对根系的诱导作用不
如对处理部位叶片的诱导作用强, 根系启动防御
机制的时间相对比叶片的晚。例如, 不同浓度的
茉莉酸处理后, 根中的丁布含量到12 h才有上升
的趋势, 但到48 h时, 根中丁布和总酚的含量大
多数明显高于对照 , 而叶片中的丁布和总酚在
3~6 h就显著增加; 茉莉酸处理叶片对根中MPI基
因表达的诱导作用也仅出现在12 h以后, 这与茉
莉酸处理对叶片中直接防御蛋白调控基因的诱导
表达情况基本相反; 同时对根中间接防御物质挥
发物调控基因的诱导表达也主要体现在取样后
期。根系启动防御机制的时间相对比叶片的晚 ,
应当是由于叶片的茉莉酸信号从叶片传递到根系
需要一定时间的缘故; 而对根系的诱导作用不如
对处理部位叶片的诱导作用强则可能是与根系形
成较早, 且经常与地下生物发生相互作用, 从而
对叶片处理产生的反应不如叶片自身这么敏感
(Bezemer & van Dam, 2005)。最近, Erb等(2008)
提出植物地上部与地下部诱导防御的相互作用可
以通过植物激素、挥发物以及非激素类次生代谢
物等三条途径来实现, 而外源茉莉酸涂施玉米叶
冯远娇等: 叶片涂施茉莉酸对玉米幼苗防御
4期 反应的时间和浓度效应 DOI: 10.3773/j.issn.1005-264x.2009.04.020 821



图7 不同浓度茉莉酸处理玉米叶片后不同时间对叶片和根系萜烯类调控基因表达的影响
Fig. 7 Effects of different concentrations of jasmonic acid to maize leaves on the expression patterns of key
genes in terpenoids biosynthesis in leaves and roots at different time intervals
图注同图1 Notes see Fig. 1


片对根系防御反应的系统影响是通过何种途径起
作用的需要进一步验证。
目前已有研究证实了植物叶片经虫害或信号
物质处理后能影响到地下部生物的生长及行为
(Omer et al., 2000; Soler et al., 2007), 茉莉酸处理
玉米叶片对地下部生物种类和数量的影响是否具
有时间和浓度效应有待进一步研究, 同时外源茉
莉酸直接处理玉米根系对处理部位(根系)及非处
理部位(叶片)防御反应影响的时间和浓度效应也
有待探讨。这类研究会为进一步揭示植物地上部
对地下部的系统诱导以及地下部对地上部的系统
诱导规律。
参 考 文 献
Bezemer TM, van Dam NM (2005). Linking aboveground
and belowground interactions via induced plant de-
fenses. Trends in Ecology and Evolution, 20, 617–624.
Creelman RA, John EM (1997). Oligosaccharins, brassino-
lides, and jasmonates: nontr-aditional regulators of
plant growth, development, and gene expression. Plant
Cell, 9, 1211–1223.
Erb M, Ton J, Degenhardt J, Turlings TCJ (2008). Interac-
tions between arthropod-induced aboveground and
belowground defenses in plants. Plant Physiology,
146, 867–874.
Feng YJ (冯远娇), Wang JW (王建武), Luo SM (骆世明)
(2007). Effects of exogenous jasmonic acid on con-
centrations of direct defense chemicals and expression

822 植 物 生 态 学 报 www. plant-ecology.com 33卷
of related genes in Bt (Bacillus thuringiensis) corn
(Zea mays). Scientia Agricultura Sinica (中国农业科
学), 40, 2481–2487. (in Chinese with English abstract)
Gui LY (桂连友), Liu SS (刘树生), Chen ZM (陈宗懋)
(2004). Plant resistance to insects induced by applica-
tion of exogenous jasmonic acid and methyl jasmonate.
Acta Entomologica Sinica (昆虫学报), 47, 507–514.
(in Chinese with English abstract)
Halitschke R, Baldwin IT (2003). Antisense LOX expres-
sion increases herbivore performance by decreasing
defense responses and inhibiting growth-related tran-
scriptional reorganization in Nicotiana attenuate. The
Plant Journal, 36, 794–807.
Halitschke R, Baldwin IT (2005). Jasmonates and related
compounds in plant-insect interactions. Journal of
Plant Growth Regulation, 23, 238–245.
Hol WGH, Macel M, van Veen JA, van der Meijden E
(2004). Root damage and aboveground herbivory
change concentration and composition of pyrrolizidine
alkaloids of Senecio jacobaea. Basic and Applied
Ecology, 5, 253–260.
Howe GA (2005). Jasmonates as signals in the wound re-
sponse. Journal of Plant Growth Regulation, 23,
223–237.
Lichtenthaler HK (1999). The
1-deoxy-d-xylulose-5-phosphate pathway of isopre-
noid biosynthesis in plants. Annual Review of Plant
Physiology and Plant Molecular Biology, 50, 47–65.
Ludwig-Müller J, Schubert B, Pieper K, Ihmig S, Hilgen-
berg W (1997). Glucosinolate content in susceptible
and resistant chinese cabbage varieties during devel-
opment of clubroot disease. Phytochemistry, 44,
407–417.
Lü YB (吕要斌), Liu SS (刘树生) (2004). Effects of plant
responses induced by exogenous jasmonic acid on
host-selection behavior of Cotesia plutellae (Hymen-
opters: Braconidae). Acta Entomologica Sinica (昆虫
学报), 47, 206–212. (in Chinese with English abstract)
Nie CR (聂呈荣), Luo SM (骆世明), Wang JW (王建武),
Huang JH (黄京华 ), Zeng RS (曾任森 ) (2005).
Change in concentration of secondary metabolites-
DIMBOA and phenolic acids in leaves of Bt corn. Acta
Ecologica Sinica (生态学报), 25, 814–823. (in Chi-
nese with English abstract)
Omer AD, Thaler JS, Granett J, karban R (2000). Jasmonic
acid induced resistance in grapevines to a root and leaf
feeder. Journal of Economic Entomology, 93, 840–845.
Pauw B, Memelink J (2005). Jasmonate-responsive gene
expression. Journal of Plant Growth Regulation, 23,
200–210.
Peña-Cortés H, Barrios P, Dorta F, Polanco V, Sánchez C,
Sánchez E, Ramírez I (2005). Involvement of jasmonic
acid and derivatives in plant responses to pathogens
and insects and in fruit ripening. Journal of Plant
Growth Regulation, 23, 246–260.
Pozo MJ, Van Loon LC, Pieterse CMJ (2005). Jasmonates-
signals in plant-microbe interactions. Journal of Plant
Growth Regulation, 23, 211–222.
Rasmann S, Turlings TCJ (2008). First insights into speci-
ficity of belowground tritrophic interactions. Oikos,
117, 362–369.
Ryan CA (2000). The systemic signaling pathway: differen-
tial activation of plant defensive genes. Biochimica et
Biophysica Acta, 1477, 112–121.
Saedler R, Baldwin IT (2004). Virus-induced gene silencing
of jasmonate―induced direct defences, nicotine and
trypsin proteinase-inhibitors in Nicotiana attenuate.
Journal of Experimental Botany, 55, 151–157.
Schenk PM, Kazan K, Rusu AG, Manners JM, Maclean DJ
(2005). The SEN1 gene of Arabidopsis is regulated by
signals that link plant defence responses and senes-
cence. Plant Physiology and Biochemistry, 43,
997–1005.
Schmelz EA, Alborn HT, Engelberth J, Tumlinson JH
(2003). Nitrogen deficiency increases volicitin-induced
volatile emission, jasmonic acid accumulation, and
ethylene sensitivity in maize. Plant Physiology, 133,
295–306.
Soler R, Bezemer TM, Cortesero AM, van der Putten WH,
Vet LEM, Harvey JA (2007). Impact of foliar herbi-
vory on the development of a root-feeding insect and
its parasitoid. Oecologia, 152, 257–264.
Stout MJ, Fidantsef AL, Duffey SS, Bostock RM (1999).
Signal interactions in pathogen and insect attack: sys-
temic plant-mediated interactions between pathogens
and herbivores of the tomato, Lycopersicon esculen-
tum. Physiological and Molecular Plant Pathology, 54,
115–130.
Stratmann JW (2003). Long distance run in the wound re-
sponse-jasmonic acid is pulling ahead. Trends in Plant
Science, 8, 247–250.
Thaler JS, Fidantsef AL, Bostock RM (2002). Antagonism
between jasmonate- and salicylate-mediated induced
plant resistance: effects of concentration and timing of
elicitation on defense-related proteins, herbivores, and
pathogen performace in tomato. Journal of Chemical
Ecology, 28, 1131–1159.
van Dam NM, Horn M, Mareš M, Baldwin IT (2001). On-
togeny constrains the systemic proteinase inhibitor re-
sponse in Nicotiana attenuata. Journal of Chemical
Ecology, 27, 547–568.
van Dam NM, Witjes L, Svatoš A (2004). Interactions be-
tween aboveground and belowground induction of lu-
cosinolates in two wild Brassica species. New
Phytologist, 161, 801–810.
冯远娇等: 叶片涂施茉莉酸对玉米幼苗防御
4期 反应的时间和浓度效应 DOI: 10.3773/j.issn.1005-264x.2009.04.020 823
Walters D, Cowley T, Mitchell A (2002). Methyl jasmonate
alters polyamine metabolism and induces systemic
protection against powdery mildew infection in barley.
Journal of Experimental Botany, 53, 747–756.
Wang JW, Xu T, Zhang LW, Zhong ZM, Luo SM (2007).
Effects of methyl jasmonate on hydroxamic acid and
phenolic acid content in maize and its allelopathic ac-
tivity to Echinochloa crusgalli (L.). Allelopathy Jour-
nal, 19, 161–170.
Wang XM, Ma QH (2005). Characterization of a jasmonate-
regulated wheat protein related to a beta-glucosidase-
aggregating factor. Plant Physiology and Biochemistry,
43, 185–192.
Wasternack C (2005). Introductory remarks on biosynthesis
and diversity in actions. Journal of Plant Growth
Regulation, 23, 167–169.
Xu T (徐涛), Wang JW (王建武), Luo SM (骆世明) (2005).
Cloning of the key genes in maize oxylipins pathways
and their roles in herbivore induced defense. Chinese
Science Bulletin (科学通报), 50, 2217–2225. (in Chi-
nese with English abstract)
Xu T (徐涛), Zhou Q (周强), Chen W (陈威), Zhang GR
(张古忍), He GF (何国锋), Gu DX (古德祥), Zhang
WQ (张文庆) (2003). Involvement of jasmonate- sig-
naling pathway in the herbivore-induced rice plant de-
fense. Chinese Science Bulletin (科学通报 ), 48,
1442–1449. (in Chinese with English abstract)
Zavala JA, Patankar AG, Gase K, Baldwin IT (2004a).
Constitutive and inducible trypsin proteinase inhibitor
production incurs large fitness costs in Nicotiana at-
tenuate. Proceedings of the National Academy of
Sciences of the United States of America, 101,
1607–1612.
Zavala JA, Patankar AG, Gase K, Hui D, Baldwin IT
(2004b). Manipulation of endogenous trypsin pro-
teinase inhibitor production in Nicotiana attenuata
demonstrates their function as antiherbivore defenses.
Plant Physiology, 134, 1181–1190.
Zhang ZP, Baldwin IT (1997). Transport of (2-14C) jas-
monic acid from leaves to roots mimics
wound-induced changes in endogenous jasmonic acid
pools in Nicotiana sylvestris. Planta, 203, 436–441.


责任编委: 李凤民 责任编辑: 李 敏