全 文 ：中国农业科学 2011,44(8):1670-1677
Scientia Agricultura Sinica doi: 10.3864/j.issn.0578-1752.2011.08.016

收稿日期：2010-10-12；接受日期：2011-02-23
基金项目：国家自然科学基金项目（30771762）、浙江省中青年学科带头人培养资助项目（2272000004）、浙江省人事厅留学人员科技活动基金资助
项目
联系方式：张 迟，E-mail: zhangchi1978@zafu.edu.cn。通信作者崔永一，E-mail: orchidcui@163.com


低温对朵丽蝶兰成花过程中碳水化合物及
糖转运蛋白基因表达的影响
张 迟 1，周庐萍 2, 3，罗小燕 2， 孙小明 2，秦巧平 1，周明兵 4，崔永一 1, 4
（1 浙江农林大学农业与食品科学学院，浙江临安 311300；2 浙江农林大学园林学院，浙江临安 311300；3 江西省庐山自然保护区管理处，
江西九江 332900；4 浙江农林大学亚热带森林培育国家重点实验室培育基地，浙江临安 311300）

摘要：【目的】分析低温诱导下朵丽蝶兰（Doritaenopsis hybrid）叶片的营养生长特性以及碳水化合物的
含量与相关基因表达模式的变化规律，为明确低温对朵丽蝶兰花梗抽出的生理生化机制奠定基础。【方法】对朵丽
蝶兰进行高温（30℃/25℃）和低温（22℃/18℃）处理，测定其叶片的生长和叶绿素荧光，以及碳水化合物含量
的变化，同时对朵丽蝶兰“温敏”SSH 文库中分离的两个糖转运蛋白基因（片段）在相对低温处理下的表达特性
进行分析。【结果】经过 22℃/18℃（昼/夜）的低温处理 29—36 d，98%的植株抽出花梗，并在以后的培养中（3
个月）陆续开花。而高温对照组无植株开花。整个低温处理阶段中，朵丽蝶兰叶面积的增长显著低于高温处理，
并且在低温处理的前 4 周（28 d），叶片的光能转化效率和 PSII 活性明显下降，叶片淀粉含量急剧下降，还原糖
含量持续增加，蔗糖含量在第 28 天前后表现为先增后减，其中，在低温处理 21—35 d 中，DhST1 的 mRNA 表达与
蔗糖含量的变化一致，而 DhSUT1 则表现为持续下降，但二者在抽出的花梗中都有较高的表达量。【结论】低温能
够明显减缓朵丽蝶兰叶片的营养生长，在处理的开始阶段对光合系统产生一定抑制作用，调节碳水化合物的降解
与累积，同时协调糖转运相关蛋白基因的表达，成为推动朵丽蝶兰顺利转向生殖生长并抽出花梗的动力之一。
关键词：朵丽蝶兰；“温敏”现象；碳水化合物；叶绿素荧光；糖转运蛋白

Relative Cold-Induced Flowering Arouse Fluctuation on
Carbohydrates and Expression of Genes Related to Sugar
Transport in Doritaenopsis hybrid
ZHANG Chi1, ZHOU Lu-ping2,3, LUO Xiao-yan2, SUN Xiao-ming2, QIN Qiao-ping1,
ZHOU Ming-bing4, CUI Yong-yi1, 4
（1School of Agriculture and Food Science, Zhejiang Agriculture & Forestry University, Lin’an 311300, Zhejiang; 2School of
Landscape Architecture Zhejiang Agriculture & Forestry University, Lin’an 311300, Zhejiang; 3Management Bureau of Jiangxi
Lushan Nature Reserve, Jiujiang332900, Jiangxi; 4State Key Laboratory Cultivation Base of Subtropical Silviculture, Zhejiang
Agriculture & Forestry University, Lin’an 311300, Zhejiang）

Abstract: 【Objective】 Experiments were performed to understand the response of the vegetative growth and the expression
patterns of related genes to low temperature, which is important to approach the mechanism of flower differentiation and its
temperature-sensitive mode and, hence, to accelerate the industry of Doritaenopsis hybrid. 【Method】 A Doritaenopsis hybrid
‘Tinny Tender’(Doritaenopsis Happy smile ×Happy valentine) was incubated at 22℃/18℃(day/night), with 30℃/25℃ as control, to
induce the floral transition. Changes of the contents of starch, sucrose and reducing sugar, leaf area, ratios of Fv/Fm and Fv/Fo, and
8 期 张 迟等：低温对朵丽蝶兰成花过程中碳水化合物及糖转运蛋白基因表达的影响 1671
mRNA transcripts of 2 genes isolated from the suppression subtractive hybridization (SSH) library of ‘Tinny Tender’ (DhSUT1, a
sucrose transporter and DhST1, a sugar transporter) were investigated. 【Result】 Comparing with the control, slower increase of the
leaf area and reduction of Fv/Fm and Fv/F0 were observed under 22℃/18℃ for 28 d. The peduncles sprout in most plants under
22℃/18℃ for about 29-36 days, and after 3 months, 98% of plants flowered. Quick degradation of starch, continuous accumulation
of reducing sugar and increase of sucrose to peak at 28 d were determined. The mRNA transcripts of DhST1 rose up to the peak at 28
d in cold-inducing, while those of DhSUT1 were decreased.【Conclusion】These results indicated that during cold-induced floral
initiation, vegetative growth and photosynthesis capacity of Doritaenopsis hybrid were slow down, and sharp changes in
carbohydrates were consist with up-regulated of DhST1 and down-regulated of DhSUT1 expression, suggesting those responses to
low temperature and performance of candidate genes were related to the unique flowering induction of Doritaenopsis.
Key words: orchid (Doritaenopsis hybrid); ‘cold-sensitive’; carbohydrates; chlorophyll fluorescence; sugar transporter

0 引言
【研究意义】蝴蝶兰（Phalaenopsis orchid）原产
于热带，其花芽分化对温度的要求比较高，必须经过
低温（25/18℃）条件，才能正常抽出花序轴，或促进
花芽的提早形成，这种现象被称为蝴蝶兰成花过程中
的“温敏”现象[1]。朵丽蝶兰（Doritaenopsis hybrid）
是朵丽兰（Doritis）与蝴蝶兰（Phalaenopsis）的杂交
后代，其外形与亲本之一蝴蝶兰相似，但花期更长，
是目前商业应用最多的蝶兰种类之一[2]。它们都存在
成花的“温敏”现象，商业生产过程中对花期的降温
处理大大提高了生产成本，已成为制约热带兰产业迅
速发展的重要因子。因此，明确朵丽蝶兰低温成花的
“温敏”机制，将为花期调控降低经济成本提供可能，
从而推动中国热带兰产业发展[3]。【前人研究进展】
热带兰开花的温度区别于其它植物的低温春化
（<10℃），商业催花有效的低温通常为 18—23℃，
被视为“质量春化” [4]。近年来，对蝴蝶兰等热带兰
花成花机理的研究，主要集中于对抗氧化酶系统[5]、
光合荧光系统[6]、内源激素水平[7-9]以及碳水化合物含
量[10-12]等生理生化指标的分析，其中，低温对碳水化
合物含量的影响最为显著。糖分子（蔗糖、葡萄糖和
果糖等）是植物体内碳水化合物的重要组分，其中蔗
糖是高等植物碳水化合物长距离运输的主要形式，作
为一种信号分子，它还参与调控植物体内同化产物
的转运效率和分配方式[13]以及特定基因的激活与抑
制[14]。而对热带兰成花的分子机理方面的研究则转向
花器官发育、花组织特征等相关基因的克隆与功能分
析，并没有进一步针对生理指标的变化深入探讨其分
子基础。【本研究切入点】上述研究侧重于蝴蝶兰、
卡特兰等属的兰科植物，对于热带兰属间杂种朵丽蝶
兰的低温成花机理研究较少。本研究组从朵丽蝶兰不
同温度（低温、高温）处理下的叶片 SSH 文库（结果
另篇发表）中，筛选获得两个与糖分子运输相关的克
隆 cintig87 和 contig609。【拟解决的关键问题】为进
一步明确糖分子转运蛋白在低温诱导的朵丽蝶兰花梗
抽出过程中的表达特性，及其与低温下营养生长状态
改变的联系，本研究对两个糖分子转运蛋白基因（片
段）进行 mRNA 表达量的实时定量分析，同时，对低
温诱导下朵丽蝶兰叶片的叶面积、叶绿素荧光，以及
碳水化合物的含量进行测定，期望揭示朵丽蝶兰成花
“温敏”现象的分子机理，并为花期调控候选基因的
开发利用提供科学依据。
1 材料与方法
1.1 植物材料的处理
取生长一致，出瓶移栽 7 个月，叶宽 5（±1）cm，
叶长 16（±1）cm，新叶长、宽约 0.5 cm 的朵丽蝶兰
（Doritaenopsis ‘Tinny Tender’：Doritaenopsis Happy
smile ×Happy valentine）组培苗，分成 2 组，每组 150
株，置于人工气候箱中培养，光照强度均为（140±10）
μmol·m-2·s-1，时间设置 14 h·d-1 相对湿度为 80%±5%，
温度设置为 22℃/18℃（昼/夜, ±0.5 ℃，下同）（处理）
和 30℃/25℃（对照）。每 2—3 d 浇透水 1 次。
1.2 叶面积的测定
取植株成熟叶片（从上数第二片叶），用打孔器
钻取直径为 1 cm 圆片。每隔 7 d 测量记录 1 次植株的
叶面积，叶面积计算：以长×宽×0.825 估算[14]。以
上所有试验数据均使用 SPSS13.0 统计软件进行分析。
1.3 叶绿素荧光测定
采用便携式叶绿素荧光仪（Handy PEA）测定相
同部位叶片的叶绿素荧光参数，每株选取成熟叶片（从
上数第二片叶），每个处理重复 10 次。初始荧光（Fo）
是用暗适应 15 min 的叶片在测量光下诱导产生，此时
PSII 反应中心全部处于开放状态。在 Fo 之后用强饱
和脉冲光（>600 W）激发，使原初电子受体 QA全部
1672 中 国 农 业 科 学 44 卷
处于还原状态，测得最大荧光值（Fm）。按照公式
Fv/Fm=(Fm- Fo)/Fm ，Fv/ Fo=(Fm-Fo) /Fo [15]计算光系
统 II 最大光化学效率。
1.4 碳水化合物含量的测定
在相对低温处理的第 0、7、14、21、28、35、42
和 49 天，取植株（含对照）成熟叶片（从上数第二片
叶），用打孔器钻取直径为 1 cm 圆片，放入盛有液氮
的容器中带回实验室，-70℃保存，用于碳水化合物的
测定。还原糖含量及淀粉含量测定参考 Cui 等[2]；蔗
糖含量的测定采用国家卫生部颁发的测定标准
GB5009.8—85。
1.5 糖转运蛋白基因的分离
取朵丽蝶兰分别在低温（22℃/18℃）（Tester）
和高温（30℃/25℃）（Driver）条件处理下叶长为 4 cm
大小的整个嫩叶，构建表达基因差减文库（SSH）。
文库经测序获得 contig87 和 contig609 的序列。序列采
用 BLASTX 和 CLUSTALW 软件分析。
1.6 Real-time PCR
取相对低温处理第 21、28、35 天的植株成熟叶片
（从上数第二片叶），用打孔器钻取直径为 1 cm 圆片，
以及抽出的花梗，放入盛有液氮的容器中带回实验室，
-70℃保存，用于 Real-time PCR 检测。总 RNA 的抽提
采用 Trizol Kits（Invitrogen）；根据差减文库的测序
结果，采用 Primers3 设计特异引物（表 1），对低温
诱导处理的朵丽蝶兰叶片中的 DhSUT1（contig87）和
DhST1（contig609）进行实时定量 PCR 检测。Real-time
PCR 采用 QuantiTect SYBR Green PCR Kits (Qiagen)，
以看家基因 DhACT1（GenBank No HO212487）为内
参，PCR 反应程序见表 2，每 PCR 反应重复 3 次。每
个基因的表达量以其第 21 天的表达水平作为比较，以
相对值表示。所有数据以 SPSS14.0.软件进行统计分
析，重复 3 次。

表 1 实时定量 PCR 引物
Table 1 Primers of selected genes for quantitative real-time PCR
基因名称
Gene name
正向引物
Forward primer (5′-3′)
反向引物
Reverser primer (5′-3′)
DhSUT1 TTCGGTCCTCGGTGTTCCATTAG CTCCTTGGTTGGCAGCTAGTTGT
DhST1 TCACAGGGCAACCAAGCGTTT CCAAGCCTATCCACCACCAGAAC
DhACT1 ACTCATTCACAACAACAGCCGAAC CCTCCGCACATCTGAACCTCTC

表 2 实时定量 PCR 程序
Table 2 Real-time PCR reaction condition
步骤
Steps in PCR
程序
Amplification program
步骤 1 Step 1 95℃变性, 2 min 95℃ denaturing for 2 min
步骤 2 循环 95℃变性, 10 s 95℃ denaturing for 10 s
Step 2 Cycling 60℃退火, 30 s 60℃ annealing for 30 s
40 次循环 40 repeats 72℃延伸, 30 s 72℃ extension for 30 s
步骤 3 Step 3 72℃延伸, 5 min 72℃extension for 5 min
步骤 4 Step 4 4℃保温 4℃ keep temperature for ever

2 结果
2.1 两个糖分子转运蛋白基因（片段）DhSUT1 和
DhST1 的分离
在成功构建低温（22℃/18℃）（Tester）诱导下
朵丽蝶兰 SSH 文库（以高温处理为对照）的基础上，
对差异表达的克隆进行测序及序列分析，分离获得两
个糖分子转运蛋白基因（片段）：contig87 和 contig609。
contig87 的 BLASTX 结果显示，与黍稷（Panicum
virgatum）的蔗糖转运蛋白（sucrose transporter 1,
SUT1）（ACO55747.1）的同源性最高（69%），保守
结构域分析（conserved domain analysis）中，该 EST
具明显的 SUT1 保守结构域。CLUSTAL 聚类分析显
示，其结构的进化与水稻的蔗糖转运蛋白最相近（图
1-A）。
contig609 的 BLASTX 分析表明，其蛋白结构与
粳稻（Oryza sativa Japonica Group）（AAG46179.1）
的糖分子转运蛋白（sugar transporter1, ST1）的同
源性最高（75%），保守结构域的进化树分析显
示，DhST1 可能是单糖（或还原糖）转运蛋白（图
1-B）。
对两个 contig 序列进行 CLUSTAL X 分析，两个
contig 推测的氨基酸序列的相似性较低（图 1-C）。
目前，两个 contig 已经在 GenBank 中登录，登录
号 分 别 为 HO212497 （ contig87 ） 和 HO212930
（contig609），并分别命名为 DhSUT1 和 DhST1。
8 期 张 迟等：低温对朵丽蝶兰成花过程中碳水化合物及糖转运蛋白基因表达的影响 1673

A: contig87 的聚类分析，其中，contig87（推测的蔗糖转运蛋白 DhSUT1）；ACO55747.1（黍稷蔗糖转运蛋白）；AAV41028.1（甘蔗蔗糖转运蛋白）；
ABF94213.1（粳稻蔗糖转运蛋白）；NP_001104840.1（玉米蔗糖转运蛋白 1）；ACY69230.1（高粱蔗糖转运蛋白 1）；AAM13409.1（普通小麦蔗糖
转运蛋白 SUT1B）; AAM13408.1（普通小麦蔗糖转运蛋白 SUT1A）; AAL90455.1（普通小麦蔗糖转运蛋白 SUT1D）。B: contig609 的聚类分析，其
中，contig609（推测的糖转运蛋白 DhST1）；AAG46179.1（粳稻糖转运蛋白）；XP_002873804.1（拟南芥胡菜亚种胡菜）；NP_850835.2（拟南芥
糖转运子）；NP_186959.2（拟南芥跨膜糖运输蛋白）；XP_002520022.1（蓖麻糖转运子）。C：contig87（推测的蔗糖转运蛋白 DhSUT1）；contig609
（推测的糖转运蛋白 DhST1）。*表示序列完全相同；:和.表示功能相似
A: The cladogram of contig87 depicts the amino acid sequences from contig87 (putative sucrose transporter DhSUT1), ACO55747.1 (sucrose transporter,
Panicum virgatum), AAV41028.1 (sucrose transporter, Saccharum hybrid cultivar Q117), ABF94213.1 (sucrose transporter, Oryza sativa japonica group),
NP_001104840.1 (sucrose transporter1, Zea mays), ACY69230.1 (sucrose transporter 1, Sorghum bicolor), AAM13409.1 (sucrose transporter SUT1B, Triticum
aestivum), AAM13408.1 (sucrose transporter SUT1A, Triticum aestivum), and AAL90455.1 (sucrose transporter SUT1D, Triticum aestivum). B: The
cladogram of contig609 depicts the amino acid sequences from contig609 (putative sugar transporter DhST1), AAG46179.1 (sugar transporter protein, Oryza
sativa Japonica Group), XP_002873804.1 (sugar transporter family protein, Arabidopsis lyrata subsp. Lyrata), NP_850835.2 (sugar transporter family protein,
Arabidopsis thaliana), NP_186959.2 (transmembrane transporter AtVGT1, Arabidopsis thaliana), XP_002520022.1 (sugar transporter, Ricinus communis). C：
contig87 (putative sucrose transporter DhSUT1); contig609 (putative sugar transporter DhST1). * means that the residues or nucleotides in that column are
identical in all sequences in the alignment; : means that conserved substitutions have been observed; . means that semi-conserved substitutions are observed

图 1 contig87 和 contig609 的聚类分析
Fig. 1 Analysis of cladogram of contig87 and contig609

2.2 相对低温对植物营养生长的影响
两组温度处理下，朵丽蝶兰叶面积的变化速率均
以 28 d 为分界，且前期增长速率极显著高于后期，高
温组（30℃/25℃）的叶面积始终大于低温组（22℃/18
℃）。两组处理在 28 d 前的叶面积增长速率，高温组
显著高于低温组；28 d 以后，高温组仍有缓慢上升，
而低温组则在峰值以后（28 d）无明显变化（图 2-A）。
对两组温度处理中朵丽蝶兰叶片的叶绿素荧光参
数进行测定，结果显示，处理第 7 天时低温组 Fv/Fm
陡降，达到最低值 0.67，随后开始逐渐上升，28 d 后
变化甚微，徘徊于 0.76 附近。而高温组在整个处理过
程中的 Fv/Fm 波动较小，维持在 0.80 左右，并且始终
高于低温组（图 2-B）。而 Fv/Fo 的测定结果显示，
低温处理后 Fv/ Fo 经历一段小幅上升后，又迅速下降，
在第 28 天时达到低谷 3.28，随后又缓慢上升。高温组
的 Fv/Fo 波动较小，前 35 d 有小幅上升，并达到最大
值 4.28（35 d），随后持续下降，但 Fv/ Fo 始终高于
低温组（图 2-C）。
2.3 相对低温对叶片中 DhSUT1 和 DhST1 的表达及碳
水化合物含量的影响
在低温处理（22℃/18℃）的 27—29 d 后，朵丽蝶
兰陆续抽出花梗，至第 36 天时，低温处理组 98%的
植株顺利抽梗，并在后续培养（3 个月）中相继开花。
而高温对照组则无植株开花。对处理后的第 0、7、14、
21、28、35、42 和 49 天的样品中碳水化合物的含量
进行测定（图 3-A—C），结果表明，碳水化合物的含
1674 中 国 农 业 科 学 44 卷


A：叶面积的变化；B、C：分别表示叶绿素荧光参数 Fv/Fm 和 Fv/ Fo 的变化
A: the dynamic changes of leaf area; B and C: the dynamic changes of the maximal efficiency of PSII photochemistry Fv/Fm and Fv/ Fo, respectively

图 2 不同温度处理朵丽蝶兰叶面积及荧光参数的变化
Fig. 2 Changes of upper leaf size, photosynthesis parameters of Doritaenopsis ‘Tinny Tender’ incubated under 22℃/18 ℃ and 30
℃/25 ℃



从左至右，分别为 0—49 d 不同温度处理下，每 7 d 的淀粉（A），蔗糖（B）和还原糖含量（C）的变化趋势。DhSUT1 和 DhST1 在低温诱导过程中
的相对表达量分析（D）：DhSUT1 和 DhST1 的实时表达量与第 21 天各自表达量的比值，以看家基因 DhACT1 作为内参。以 SPSS14.0.软件进行 P<0.05
和 P<0.01 水平的统计分析，差异显著性以 abc 或 ABC 表示
Changes of starch (A), sucrose (B) and reducing sugars (C) content of leaves and in transcript levels of DhSUT1 (GenBank No HO212497) & DhST1 (GenBank
No HO212930) (D) selected from the SSH library in leaves and the flower stalks of Doritaenopsis ‘Tinny Tender’ incubated in relative low temperature (22
℃/18 ℃). The Dpts actin DhACT (GenBank No HO212487) was used as an internal reference. Three replicates were carried out for each sample. For
individual genes, the transcript quantification for leaves at 28 d, 35 d and flower stalks was calculated relative to the transcript level in leaves at 21 d. Values
within the same graph with the same letter are not significantly different by Duncan’s multiple comparison test (P<0.05)

图 3 不同温度处理下叶片中碳水化合物的变化趋势以及低温诱导的 DhSUT1 和 DhST1 的相对表达
Fig. 3 Alteration of carbohydrates changes consist with expression of DhSUT1 and DhST1 induced of relative low temperature
8 期 张 迟等：低温对朵丽蝶兰成花过程中碳水化合物及糖转运蛋白基因表达的影响 1675
量对低温诱导存在明显的响应。与高温对照相比，在
低温诱导的前 2 周（第 14 天测定），淀粉含量有缓慢
且明显的上升，随后便开始大幅下降，尽管中间存在
一定的起伏，但在第 7 周（第 49 天测定）明显上升（图
3-A）。相应地，叶片中蔗糖的含量在低温诱导过程
中，尽管存在较小的起伏（第 2 周，即第 14 天测定有
下降），但总体呈现出上升的趋势，从第 28 天开始，
叶片中的蔗糖含量开始大幅下降（图 3-B）。而还原
糖含量的变化，在整个低温诱导过程中始终处于上升
趋势（图 3-C）。
有研究表明，在热带亚热带地区，通常在高山冷
凉气候诱导 22—33 d 后始见花序轴[16]。因此，对低温
诱导 21、28、35 d 的朵丽蝶兰叶片中的 DhSUT1 和
DhST1 进行了 qRT-PCR 的检测。结果显示，碳水化合
物剧烈变化的同时， DhSUT1 和 DhST1 的表达也同时
对低温作出响应（图 3-D）。DhSUT1 的表达量随低
温诱导呈下降趋势，在第 35 天达到最低，但在抽出的
花梗中表达量陡增，达到极显著水平；而 DhST1 的表
达在低温处理过程中呈现出起伏，在第 28 天时的表达
量显著上升，随后下降，但同样在花梗中可以检测到
较高的表达量。
3 讨论
植物花芽分化的诱导主要与适宜光周期和低温处
理有关。朵丽蝶兰的父母本均属于热带兰，其开花所
需的低温是相对的[6]。在本研究中，22℃/18℃的低温
可以有效诱导朵丽蝶兰营养生长的减缓并且促使其向
有利于成花的生理状态转变；而 30℃/25℃的高温处理
则促进朵丽蝶兰叶面积增加迅速，并始终处于良好的
营养生长状态。
Fv/ Fm、Fv/ Fo 值可用于诊断光合结构在逆境胁
迫中的损坏程度[17]，不同种类的植物叶片，Fv/Fm 比
值基本维持在 0.83 左右[18]。朵丽蝶兰保留着热带植物
对高温的适应性，而对低温有较明显的生理反应，在
低温处理初期 Fv/Fm 迅速下降，28 d 前明显偏低，这
可能与朵丽蝶兰叶片光能转化效率和 PSⅡ的潜在活
性降低有关[19]，而处理后期低温组的 Fv/Fm恢复到 0.8
附近，则体现出朵丽蝶兰对相对低温环境的适应[20]。
光合荧光参数的变化反映了热带花卉朵丽蝶兰在成花
诱导初期对低温的敏感，以及在诱导后期的逐渐适应，
从而在相对较低的温度下进行着适度的光合作用，以
满足成花所需物质与能量的需求。
植物花芽的形成总是伴随体内碳水化合物的显著
变化[21]，这些显著的变化通过“能量分配”的方式，
协调和改变着库-源关系[22]。本研究中，尽管高温对照
（30℃/25℃）中的碳水化合物含量也存在变化，但是
持续高水平的营养物质（尤其是淀粉、蔗糖）的积累，
促使朵丽蝶兰始终维持较好的营养生长（叶面积的迅
速扩大），并阻碍其向生殖生长的转变。正好相反，
碳水化合物（淀粉、蔗糖、还原糖）含量的波动，则
反映了朵丽蝶兰花梗诱导抽出的规律。其中，淀粉含
量在低温处理开始的 2 周内明显增加，随后又大幅下
降（图 3-A），相应地，蔗糖含量的起伏与还原糖含
量的不断增加（图 3-B、C），很可能与花梗诱导的起
始阶段密切相关[23]。虽然蔗糖与还原糖的含量均呈上
升趋势，但是，蔗糖的含量在前 4 周（第 28 天）均比
对照组（30℃/25℃）高，表明蔗糖有可能是朵丽蝶兰
花梗抽出起始阶段的主导糖分子[24]。
在朵丽蝶兰“温敏”SSH 文库的众多差异表达基
因（片段）中，DhSUT1 和 DhST1 与低温诱导成花过
程中碳水化合物的变化关系密切：DhSUT1 和 DhST1
都在 mRNA 水平对低温作出响应（图 3-D），但存在
较大差异。低温中 DhST1 的表达量在第 28 天时达到
最大（图 3-D），表现出较高水平的糖分代谢（转移）
酶活性，有利于增大叶（腋）芽的库强[25]，推动花芽
休眠的打破，可能与相对低温处理的第 27—29 天能够
观察到花梗抽出有关，而这个时间点（段）可能是朵
丽蝶兰营养生长向生殖生长的转折点，相应地，淀粉、
蔗糖、还原糖等生理指标的波动也与 DhST1 的表达
基本一致。而 DhSUT1 表达量在低温诱导中的持续下
降（图 3-D），可能与韧皮部装载减缓进而蔗糖大量
积累有关[26-28]。因此，DhST1 与 DhSUT1 表达模式的
较大差异，表明其很可能在低温诱导的花梗抽出过程
中作用不同。目前，关于这两个基因的功能验证正在
进一步研究中，将为揭示朵丽蝶兰成花“温敏”现象
的分子机理以及后续关键基因的利用提供可靠的依
据。
4 结论
本研究通过分析朵丽蝶兰低温成花过程中，叶片
的生长速率、光合能力、碳水化合物含量的变化以及
糖转运相关基因的表达，发现相对低温能够促进叶片
营养生长的减缓，光合能力的适度减弱，调节碳水化
合物的降解与累积，同时协调糖转运相关基因的表达，
并成为推动朵丽蝶兰顺利转向生殖生长并抽出花梗的
动力之一。
1676 中 国 农 业 科 学 44 卷
References
[1] Grindal G, Junttila O, Reid J B, Moe R. The response to gibberellin in
Pisum sativum grown under alternating day and night temperature.
Plant Growth Regulation, 1998, 17: 161-167.
[2] Cui Y Y, Pandey D M, Hahn E J, Paek K Y. Effect of drought on
physiological aspects of Crassulacean acid metabolism in
Doritaenopsis. Plant Science, 2004, 167: 1219-1226.
[3] 朱根发, 郭振飞. 重要观赏兰科植物的分子生物学研究进展. 植物
学通报, 2004, 21(4): 471-477.
Zhu G F, Guo Z F. Progress on molecular biology of main ornamental
orchidaceae. Bulletin of Botany, 2004, 21(4): 471-477. (in Chinese)
[4] Chen W S, Liu H Y, Liu Z H, Yang L, Chen W H. Gibberellin and
temperature influence carbohydrate content and flowering in
Phalaenopsis. Physiologia Plantarum, 1994, 90: 391-395.
[5] Ali M B, Hahn E J, Paek K Y. Effects of temperature on oxidative
stress defense systems, lipid peroxidation and lipoxygenase activity in
Phalaenopsis. Plant Physiology and Biochemistry, 2005, 43: 213-223.
[6] 刘学庆．蝴蝶兰（Phalaenopsis spp.）抗冷特性研究[D]．山东泰安：
山东农业大学，2007．
Liu X Q. Research on resistance to cold of Phalaenopsis[D]. Tai’an,
Shandong: Shandong Agriculture University, 2007. (in Chinese)
[7] Chou C C, Chen W S, Huang K L, Yu H C, Liao L J. Changes in
cytokinin levels of Phalaenopsis leaves at high temperature. Plant
Physiology and Biochemistry, 2000, 38(4): 309-314.
[8] Wang W Y, Chen W S, Chen W H, Hung L S, Chang P S. Influence
of abscisic acid on flowering in Phalaenopsis hybrida. Plant
Physiology and Biochemistry, 2002, 40: 97-100.
[9] 陈志金．卡特兰成花机理及 GA3 对其调控的研究[D]．海南儋州：
华南热带农业大学，2003.
Chen Z J. The effect of GA3 treatments on flower bud differentiation
of Cattleya[D]. Dhanzhou, Hainan: Hua’nan Tropical Agriculture
University, 2003. (in Chinese)
[10] Kataoka K, Sumitomo K, Fudano T, Kawase K. Changes in sugar
content of Phalaenopsis leaves before floral transition. Scientia
Horticulturae, 2004, 102: 121-132.
[11] 黄胜琴, 李永涛, 吕翠婷, 雷洪波, 叶庆生. 蝴蝶兰花芽诱导过程
中碳水化合物在叶与腋芽中的分配变化. 园艺学报, 2007, 34(6):
1515-1519.
Huang S Q，Li Y T，Lü C T，Lei H B，Ye Q S. Changes in
carbohydrates distribution in Phalaenopsis leaves and axillary buds
during floral induction. Acta Horticulturae Sinica, 2007, 34(6):
1515-1519. (in Chinese)
[12] Smeekens S. Sugar-induced signal transduction in plants. Annual
Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology, 2000, 51:
49-81.
[13] Lalonde S, Boles E, Hellmann H, Barker L, Patrick J W, Frommer W
B, Ward J M. The dual function of sugar carriers: transport and sugar
sensing. The Plant Cell, 1999, 11: 707-726.
[14] 林菁敏, 李 哖. 蝴蝶兰叶面积之估算与温度对叶片生长之影响.
中国园艺（台湾）, 1988, 34 (1): 73-80.
Lin G M, Lee N. Leaf area estimation and the effect of temperature on
the growth of Phalaenopsis leaves. Chinese Society for Horticultural
Science, 1988, 34 (1): 73-80. (in Chinese)
[15] Genty B，Briantais J M，Baker N R. The relationship between the
quantum yield of photosynthetic electron transport and quenching of
chlorophyll fluorescence. Biochemica et Biophysica Acta，1989, 990:
87-92.
[16] Moss G I. Temperature effects on flower initiation in sweet orange
(Citrus sinensis). Australian Journal of Agricultural Research, 1976,
27: 399-407.
[17] Valladares F, Pearcy R W. Interactions between water stress,
sun-shade acclimation, heat to lerance and photoinhibition in the
sclerophyll Heteromeles arbutifolia. Plant, Cell and Environment,
1997, 20: 25-36.
[18] 冯建灿, 胡秀丽, 毛训甲. 叶绿素荧光动力学在研究植物逆境生理
中的应用. 经济林研究, 2002, 20 (4): 14-18.
Feng J C，Hu X L，Mao X J. Application of chlorophyll fluorescence
dynamics to plant physiology in adverse circumstance. Economic
Forest Reseaches, 2002, 20 (4): 14-18. (in Chinese)
[19] 王可玢, 赵福洪, 王孝宣, 李树德. 用体内叶绿素 a 荧光诱导动力
学鉴定番茄的抗冷性. 植物学通报, 1996, 13 (2): 29-33.
Wang K F，Zhao F H，Wang X X，Li S D. In vivo chlorophyll a
fluorescence induction kinetics as a tool for chilling-tolerance
detection in tomato. Chinese Bulletin of Botany, 1996, 13 (2): 29-33.
(in Chinese)
[20] 刘学庆, 王秀峰, 朴永吉. 蝴蝶兰不同品种耐冷特性的研究. 园艺
学报, 2007, 34 (2): 425-430.
Liu X Q，Wang X F，Piao Y J. A study on cold tolerance of different
phalaenopsis cultivars. Acta Horticulturae Sinica, 2007, 34 (2):
425-430. (in Chinese)
[21] Kinet J M, Lejeune P, Bernier G. Shoot-root interactions during floral
transition: a possible role for cytokinins. Environmental and
Experimental Botany, 1993, 33: 459-469.
[22] Sachs R M. Nutrient diversion: a hypothesis to explain the chemical
control of flowering. Horticultural Science, 1977, 12: 220-222.
[23] Peng S A, Iwahori S. Morphological and cytological changes in apical
8 期 张 迟等：低温对朵丽蝶兰成花过程中碳水化合物及糖转运蛋白基因表达的影响 1677
meristem during flower bud differentiation of Japanese pear, Pyrus
pyrifolia Nakai. Journal of the Japanese Society for Horticultural
Science, 1994, 63: 313-321.
[24] Saeid E, Enayatollah T, Shahram D, Majid R, Yahya E. Changes in
carbohydrate contents in shoot tips, leaves and roots of strawberry
(Fragaria × ananassa Duch.) during flower-bud differentiation.
Scientia Horticulturae, 2007, 113(3): 255-260.
[25] Ito A, Hayama H, Kashimura Y. Possible roles of sugar concentration
and its metabolism in the regulation of flower bud formation in
Japanese pear (Pyrus pyrifolia). Acta Horticulturae, 2004, 363:
365-373.
[26] Chiou T J, Bush D R. Sucrose is a signal molecule in assimilate
partitioning. Proceedings of the National Academy of Sciences of the
USA, 1998, 95: 4784-4788.
[27] Vaughn M W, Harrington G N, Bush D R. Sucrose-mediated
transcriptional regulation of sucrose symporter activity in the phloem.
Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA, 2002,
99: 10876-10880.
[28] Yang Z P, Zhang L, Diao F Q, Huang M J, Wu N H. Sucrose
regulates elongation of carrot somatic embryo radicles as a signal
molecule. Plant Molecular Biology, 2004, 54: 441-459.

（责任编辑 曲来娥）