全 文 ：彩叶草是一种极美的观叶植物，适宜作案头盆花及花
坛布置，也可作切花和镶配花篮，具有很高的观赏价值 [1]。它
的叶可入药，有清热解毒、消肿之功效，可治疗蛇咬伤和疥
疮。彩叶草一般采用传统的播种和扦插方式繁殖，但这种方
法存在繁殖速度慢、繁殖周期长、繁殖效率低等问题 [2]。该研
究旨在通过对不同的植物生长调节物质的控制找出适合彩
叶草增殖、生根的基本培养基，形成彩叶草快速繁殖的技术
体系，以为进一步研究彩叶草的工厂化育苗技术提供参考。
1 材料与方法
1.1 试验材料
试验用彩叶草采自苏州大学花卉园内，品种为红妃。
1.2 培养条件
以 MS 为基本培养基，分别含蔗糖、琼脂粉 30、8 g/L，pH
值 5.8。培养条件 ：温度 、光照时间 、光照强度分别为 22～
28 ℃、13 h/d、40～50 μmol/（m2·s）[3]。
1.3 试验方法
1.3.1 外植体的灭菌处理。剪取长 2 cm 左右的彩叶草节段
240 枚，切去较大的叶片，用自来水冲洗 30 min，取出其中
120 枚，平均分成 4 组，用 0.1% HgCl2灭菌，灭菌时间分别为
6、8、10、12 min。无菌水洗涤数次后 ，接种于初代培养基
（MS+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.1 mg/L），每瓶接 1 个，每组接 30
瓶。另外 120 枚彩叶草节段，先用 70%乙醇浸泡 30 s，灭菌、
接种方法同上，21 d 后统计外植体的污染与死亡情况 [3]。
1.3.2 丛生芽的诱导。以 MS 为基本培养基，共设 16 个组合
的培养基，其 6-BA 含量分别为 0.5、1.0、2.0、4.0 mg/L，NAA
含量分别为 0.05、0.10、0.20、0.40 mg/L，将初代培养的试管苗
切割成单节茎段后接种，继代 2～3 次，以获得足够的试管
苗。每组接种 10 瓶，每瓶接 3 个，30 d 后根据丛生芽生长情
况筛选出较好的诱导培养基 [3-4]。
1.3.3 生根培养。以 1/2 MS 为基本培养基，共设 8 个组合
的培养基，其 6-BA 含量分别为 0、0.2 mg/L，NAA 含量分别
为 0.1、0.2、0.5、1.0 mg/L。待丛生芽长至约 2 cm 高的丛苗
后，切成单株，转接到培养基上，因彩叶草的不定根均从节
部生出，为保证统计数据的准确，接种时每株有 1 个节插入
培养基。每组培养基接 10 瓶，每瓶 4 株。21 d 后统计生根
数、根长、生根率等，筛选出理想的生根培养基 [3]。
1.3.4 移栽。试管苗根长 1.0 cm 左右时移栽。移栽前先炼
苗，3 d 后用清水洗去根部培养基，移栽到穴盘内，栽培基质
配比为腐叶土：珍珠岩：菜园土=1∶1∶1，28 d 后统计成活率。
2 结果与分析
2.1 不同灭菌时间与灭菌方法对彩叶草节段外植体的灭
菌效果
用 70%乙醇和 0.1% HgCl2 对彩叶草外植体进行灭菌
试验，结果见表 1。可以看出，无论是只采用升汞灭菌还是
采取复合灭菌，随着灭菌时间的增加，污染外植体数明显减
少，而死亡率明显上升。其中，复合灭菌时外植体死亡率较
高，以只采用升汞灭菌的效果稍好，适宜的灭菌时间为 8 min，
无菌外植体存活率为 70%[3]。
表 1 接种后 21 d不同处理时间与方法对彩叶草外
植体污染情况的影响
灭菌时间
s+min
接种外植
体数∥株
污染外植
体数∥株
无菌外植体
死亡数∥株
无菌外植体
存活数//株
无菌外植体
存活率//%
0+6 30 11 0 19 63
0+8 30 9 0 21 70
0+10 30 9 1 20 67
0+12 30 8 4 18 60
30+6 30 11 0 19 63
30+8 30 8 2 20 67
30+10 30 7 5 18 60
30+12 30 7 6 17 57
彩叶草组织培养与快速繁殖技术研究
邵明月 陈梦菲 周烽明 姜亚博 顾福根 *
（苏州大学医学部，江苏苏州 215123）
摘要 以彩叶草节段为外植体进行离体培养，对外植体灭菌方法以及培养基中不同种类外源激素的浓度对试管苗增殖、生根的影响
等进行了研究。结果表明：以 0.1% HgCl2灭菌 8 min，无菌外植体成活率可以达到 70%；在 MS+6-BA 2.0 mg/L +NAA 0.20 mg/L 的增殖培养基
上培养 30 d，试管苗的增殖系数可达 8.8；在 1/2MS+6-BA 0.2 mg/L+NAA 0.5 mg/L 的生根培养基上培养 21 d 后，生根率为 100.0%，生根 5.6
条/株；炼苗后移植成活率达 95%。
关键词 彩叶草；节段；组织培养
中图分类号 Q943.1 文献标识码 A 文章编号 1007-5739（2012）18-0141-02
Research on Tissue Culture and Rapid Propagation of Coleus blumei
SHAOMing-yue CHEN Meng-fei ZHOU Feng-ming JIANG Ya-bo GU Fu-gen *
（Medicine Department，Suzhou University，Suzhou Jiangsu 215123）
Abstract The in vitro culture of Coleus blumei was established by using the nodal stem segments as explants. The method of surface sterilization
of explants，the effects of different plant growth regulators on the multiplication and rooting were investigated. The results showed that 70% sterile
explants could be obtained by surface treatment with 0.1% HgCl2 for 8 minutes.When cultured on a MS multiplication medium supplemented with 2.0
mg/L of 6-BA and 0.2 mg/L of NAA for 30 d，the test-tube seedling exhibited a multiplication coefficient of 8.8. For optimal rooting，induction on a 1/2
MS rooting medium supplemented with 0.2 mg/L of 6-BA and 0.5 mg/L of NAA for 21 days could produce rooted plantlets and each plantlet generated
5.6 roots on average. Rooted plantlets were acclimatized and transferred into outdoor environment with 95% survival rate.
Key words Coleus blumei； node； tissue culture
基金项目 苏州大学第十四批大学生科研基金。
* 通讯作者
收稿日期 2012-07-25
林业科学现代农业科技 2012 年第 18 期
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林业科学 现代农业科技 2012年第 18期
2.2 植物生长调节物质的种类及浓度对彩叶草丛生芽诱导
的影响
在灭菌试验中，外植体培养到 14 d 时，已经有了腋芽
萌发；培养至 30 d 时，侧枝可以长至 2 cm 左右。将这些侧
枝处理后接种到诱导培养基上，30 d 后统计试管苗的增殖
系数及其丛生苗高度，统计结果见表 2。可以看出，当 6-BA
浓度不变时，随着 NAA 浓度的增加，丛生苗的高度明显呈
增高趋势。NAA 浓度为 0.05、0.10 mg/L 时，丛生苗过矮，节
间偏短，继代时的切割操作不方便；NAA浓度为 0.40 mg/L时，
丛生苗枝条细弱无力。因此，NAA 浓度应选用 0.20 mg/L；当
NAA 浓度一定时，随着 6-BA 浓度的增加，增殖系数呈增大
的趋势，而高度变化不大，但当 6-BA 浓度为 4.0 mg/L 时，
虽然增殖系数均超过 10，但整个培养物长成球形 ，分割
操作不方便 ，且玻璃化苗数量较多 。综上所述 ，增殖培养
基应选择 MS+6-BA 2.0 mg/L+NAA 0.20 mg/L，培养 30 d
后 ，丛苗平均的高度 、增殖系数分别达 4.90 cm 以上 、8.8
以上 [3]。
2.3 不同浓度 6-BA 和 NAA 对彩叶草试管苗生根的影响
将获得的丛生苗壮苗切下，接种于生根培养基中，接种
10 d 后开始有白色的不定根根尖产生，15 d 后生根率 75%
以上，21 d 后统计根、苗的生长情况，结果见表 3。可以看出，
NAA 浓度为 1.0 mg/L 时，根长势较差，根长明显低于其他
组，可能是高浓度 NAA，对根的生长产生了抑制作用 ；当
NAA 浓度从 0.1 mg/L 增加到 0.5 mg/L 时，苗和根的长势均
表现良好，根长和生根数随之增加。因此，NAA 浓度为 0.5
mg/L 较为合适；在加入 0.2 mg/L 6-BA 的培养基中，生根苗
能同时长出 4～6 个腋芽，而不加 6-BA 的培养基中，生根苗
只能长出 0～4 个腋芽。彩叶草的栽培应用中，以株形丰满者
为佳，而具有 4～6 个腋芽的生根苗更利于移栽后的成株培
植。因此，彩叶草的生根培养基选择 1/2MS+6-BA 0.2 mg/L+
NAA 0.5 mg/L 较为合适。
表 3 接种后 21 d不同 6-BA 和 NAA 浓度对试管苗生根培养的影响
接种苗
数∥株 根长∥cm
生根
数∥条/株
生根
率∥%
新增侧枝
数∥个/株
0 0.1 40 2.80±0.67 3.80±1.22 100.0 2.30±0.95
0 0.2 40 2.90±0.60 3.90±0.84 100.0 2.20±0.79
0 0.5 40 3.40±0.68 5.80±0.89 100.0 2.80±0.78
0 1.0 40 2.00±0.55 6.50±1.11 100.0 2.00±0.82
0.2 0.1 40 2.80±0.62 3.40±1.03 97.5 5.80±1.21
0.2 0.2 40 2.90±0.68 3.80±0.67 100.0 4.80±1.05
0.2 0.5 40 3.20±0.74 5.60±0.86 100.0 4.50±0.77
0.2 1.0 40 2.50±0.52 6.20±0.81 100.0 3.90±0.84
生长调节物浓度 //mg/L
6-BA NAA
表 2 接种后 30 d生长调节物的不同浓度及其配比
对彩叶草丛生芽诱导的影响
接种个体
数∥个
增殖
系数
平均高
度∥cm
0.5 0.05 30 4.2±1.2 3.30±0.81
0.5 0.10 30 4.1±1.4 4.50±0.74
0.5 0.20 30 4.2±1.4 5.10±0.95
0.5 0.40 30 4.3±1.5 5.40±1.01
1.0 0.05 30 6.7±2.7 3.30±0.59
1.0 0.10 30 6.2±2.2 4.40±0.64
1.0 0.20 30 6.9±2.2 5.40±0.87
1.0 0.40 30 7.9±2.6 5.30±0.93
2.0 0.05 30 8.1±2.8 2.60±0.53
2.0 0.10 30 7.5±2.0 3.80±0.52
2.0 0.20 30 8.8±2.6 4.90±0.71
2.0 0.40 30 8.9±2.3 5.50±0.85
4.0 0.05 30 >10.0，基部成球状，有玻璃化苗 2.30±0.44
4.0 0.10 30 >10.0，基部成球状，有玻璃化苗 3.30±0.48
4.0 0.20 30 >10.0，基部成球状，有玻璃化苗 4.00±0.57
4.0 0.40 30 >10.0，基部成球状，有玻璃化苗 4.80±0.60
生长调节物
浓度∥Mg/L
6-BA NAA
2.4 移栽试管苗的生长情况
炼苗 3 d 后移栽到穴盘中 ，浇透水并喷多菌灵溶液
1 000 倍液，然后用塑料薄膜覆盖，每天通气 1～2 次，相对湿
度保持在 85%左右，减少因叶面蒸腾而引起的叶片萎蔫。15
d 后移栽苗开始长出新叶，28 d 后统计，成活率达 95%。
3 结论与讨论
3.1 酒精灭菌对彩叶草叶片色彩的影响
彩叶草用酒精和升汞灭菌后，各组彩叶草叶片色彩的
深浅有着明显的差异：用酒精灭菌的叶色变浅。继续培养 10
d 后叶片的色彩逐渐恢复，20 d 后各组之间已基本没什么差
异。造成这个现象可能的原因是：在用酒精灭菌的过程中，
一部分色素被溶解在酒精中，当生长一段时间后，彩叶草体
内的色素又被重新合成，所以叶片的色彩又恢复正常。
3.2 彩叶草的培养时间与增殖系数的关系
在统计初期，彩叶草的增殖系数随着时间的延长而增
加，如在 MS+6-BA 2.0 mg/L+NAA 0.20 mg/L 的培养基上增
殖时，培养 10 d 时，彩叶草的增殖系数为 3.3，培养 20 d 后，
增殖系数为 6.9，培养 30 d 后 ，增殖系数为 8.8，培养 40 d
后，增殖系数达 9.1。但培养 50 d 后，由于培养基中营养的缺
乏和培养物代谢废物的积累，改变了培养环境，彩叶草基部
逐渐出现黄叶，增殖系数已经基本没什么改变。因此，为了
达到快速增殖的目的，增殖培养时间以不超过 40 d 为宜。
3.3 彩叶草玻璃苗产生的原因
在增殖培养中，6-BA 浓度为 4.0 mg/L 时，出现较多的
玻璃化苗，表现为叶子呈现透明状，而同样培养条件下的其
他培养基上未出现玻璃化苗，说明彩叶草试管苗的玻璃化
与 6-BA 浓度有直接关系。把有玻璃化苗的培养瓶盖（透明
塑料盖）换成滤纸后约 15 d，大多玻璃化苗恢复正常状态，
说明彩叶草试管苗的玻璃化与培养瓶微环境中的湿度有直
接关系。试管苗玻璃化的因素有许多 [5-6]，其发生机理有待进
一步研究。
3.4 关于不同品种彩叶草的组织培养
不同品种彩叶草的组织培养屡见报道，因品种不同，其
培养方法也各不相同 [7-11]，尤其是增殖培养基的变化较大，而
最适生根培养基几乎是一样的，均为 1/2MS+NAA 0.5 mg/L。
（下转第 145 页）
142
大，以混沙湿藏、层积催芽发芽率最高，为 80%；精选播种后
出苗率 98%，苗全苗齐。因此，香樟育苗应采用混沙湿藏、层
积催芽的方法。
（2）香樟播种一年生苗的年生长周期分为出苗期、幼苗
期、速生期和苗木硬化期 4 个时期，时间分别为 4 月下旬至
5 月初、5—6 月、7 月至 9 月中旬、9 月下旬至 10 月下旬，11
月上旬新梢封顶，下旬粗生长停止。速生期生长量最大，高
度占全年的 72.5%，粗度占 42.4%。
（3）虽有不同的病虫危害香樟枝叶 ，及时有效进行防
治，基本不影响正常生长。
（4）对香樟苗木采取一定的越冬防护措施，保护苗木不
受冻害，翌年香樟生长旺盛，长势良好。这说明香樟在当地
采取适当的栽培模式可以保障香樟苗木正常生长，育苗工
作取得成功。
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表 4 苗木生长量调查
苗龄
a
苗高∥m 地径∥cm
平均 最高 平均 最高
1 0.68 1.00 0.72 0.9
2 1.49 1.82 1.60 2.0
3 2.62 3.00 2.98 3.5
（上接第 140页）
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的方法培养出来[19]。
在内生真菌与宿主植物共生体系中，二者的相互作用方
式以及产生的特殊代谢产物，还有许多值得探究的领域：①
内生真菌是如何与共生植物进行联系并提供有益帮助的；②
内生真菌与宿主植物在协同进化过程中究竟发生了怎样的
事件；③特异性与非特异性的菌群在宿主植物中各自扮演
着怎样的角色。诸多悬而未决的问题需要进一步研究和解
决，以使内生真菌这一重要微生物资源得以开发和应用。
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