全 文 ：99 植物生理与分子生物学学报, Journal of Plant Physiology and Molecular Biology 2006, 32 (1): 99-106
2004-12-24收到，2005-11-23接受。
Samuel Roberts 诺贝尔基金会、河北农业大学博士后科研基金和
河北省自然科学基金项目(No. 300112)资助。
*通讯作者(E-mail: xiaokai3@yahoo.com; Tel: 0312-7528115)。
MtPAP1 表达特性及异源表达对拟南芥有机态磷吸收的影响
肖凯 1*，谷俊涛 2，Maria Harrison3，Zeng-Yu Wang4
河北农业大学 1农学院，2生命科学学院，保定 071001；3Boyce Thompson Institute for Plant Research, Cornell University, NY 14853-1801,
USA; 4Forage Improvement Division, The Samuel Roberts Noble Foundation, Ardmore, OK 73401, USA
摘要：高磷条件下，MtPAP1主要在叶片中表达；在低
磷条件下，MtPAP1在叶片中表达水平较低，在根系中的
表达量则较高，超过了其它器官中的表达量。在以植酸盐
为唯一磷供源的条件下，与对照相比，超量表达MtPAP1
的拟南芥转基因植株中，根系细胞间隙中的酸性磷酸化
酶(APase)活性明显提高。HPLC分析表明，液体培养基中
的有机态磷可被转基因拟南芥分泌的APase快速降解。在
以植酸盐为唯一磷供源条件下，超量表达MtPAP1的拟南
芥转基因植株的生物学产量、植株无机磷含量和全磷含
量明显高于野生种。
关键词：MtPAP1；基因表达；转基因拟南芥；磷素吸收
中图分类号：Q7 4
磷(P)是核酸和生物膜的重要组分，对植物光
合、呼吸等能量代谢和许多其它生化代谢反应具有
重要的作用(Raghothama 1999)。通常，土壤中的绝
大部分磷以有机化合物的形式或被矿质颗粒吸附的方
式存在，很难被植物吸收(von Uexküll和Mutert 1995;
Whitelaw 2000)。世界范围内 30％以上的农田作物
生长和产量受到磷素供应不足的限制。经估测，世
界各国的磷矿石资源可能因长期开采而在 2050年枯
竭(Vance等 2003)。因此，增强植物对土壤难溶性
磷的吸收能力，对于农作物产量的提高及农业生态
环境的改善具有重要作用。
有机态磷占土壤全磷量的 30%~80%，在农田
土壤的磷素循环中具有重要的作用(Dalal 1977)。部
分土壤有机态磷经矿化、分解，以及在植物根系分
泌的某些酶，如在酸性磷酸酶(acid phosphatase,
APase)的作用下，释放出可吸收的无机磷(Pi)供应给
植物，增加植物对土壤磷的吸收(Bieleski 1973; Dalal
1977)。研究表明，在磷胁迫条件下，植物酸性磷
酸酶在根际的分泌量增多，从而起活化土壤有机态
磷的作用(Duff等 1994; Goldstein等 1988)。
APase基因的克隆及转基因技术为APase家族成
员的功能分析提供了有效途径，也为采用遗传工程
手段创建高效吸收磷素的转基因品种提供了可能。
但迄今为止，尽管已有一些植物APase基因被克隆
和鉴定(del Pozo等 1999; Haran等 2000; Baldwin等
2001)，但植物超量表达APase后产生的生物学效应
还未见报告。紫色酸性磷酸酶 ( p u r p l e a c i d
phosphotase, PAP)是具有双核金属脱氢酶(dinuclear
metallohydrolase)特征的一类APase (Vogel等 2002)，
在构成该酶活性位点的双金属核中心，有 7个保守
的氨基酸残基，具有较强的催化部分有机态磷化合
物分解的功能(Li等 2002)。本研究对从模式豆科植
物截叶三叶草(Medicago truncatula)中克隆的一个新
型紫色酸性磷酸化酶基因(MtPAP1)的表达特性进行
了分析，并通过转基因技术，研究了异源表达
MtPAP1对拟南芥吸收有机态磷能力的影响。文献
检索得知，该文是通过超量表达植物APase基因改
善植物磷素营养的首例报告。
1　材料与方法
1.1　MtPAP1基因的克隆
采用 PCR技术，用正向引物 5-TCGGTCCT-
G A T G T T C C C T A C A C T T - 3 和反向引物 5 -
AGCCTCATACATTACCCTCATTG-3，从磷胁迫后
的拟南芥(Arabidopsis thaliana)根系中扩增出 PAP10
(GenBank accession No. NP-179235)基因片段。以该
基因片段标记后做探针，按常规程序(Sambrook等
1989)，筛查磷胁迫截叶三叶草根系的 cDNA文库
(Harrison博士实验室构建)。对获得的 5个阳性克隆
进行序列测定分析，获得了一个具有全长序列的
cDNA克隆，命名为MtPAP1 (GenBank accession No.
100 32卷 植物生理与分子生物学学报
AY804257)。MtPAP1的阅读框、编码蛋白质的分
子量及编码蛋白在氨基酸序列水平上的系统进化树通
过DNAstar软件进行分析。该基因编码蛋白的N端
信号肽特征通过采用 T a r g e t P 软件进行预测
(Emanuelsson等 2000)。
1.2 　基因表达载体的构建和拟南芥遗传转化
用从磷转运蛋白(phosphate transporter) MtPT1基
因 5上游区分离的根系特异启动子(Chiou等 2001;
Xiao等 2003)取代 pCAMBIA3301中的 CaMV35S启
动子。M t P T 1 启动子通过正向引物 5 -
AGGATCCTATTATATGCATGGGCTG-3 (BamHI)和
反向引物 5 - TCC ATGG AC TG AATTTG TTA-
CCTAGT-3 (NcoI)从截叶三叶草 DNA中扩增后，
BamHI和 NcoI酶切，整合在经 BamHI和 NcoI酶解
后的 pCAMBIA3301中，构建MtPT1-GUS中间载
体。为构建表达载体MtPT1-sp-MtPAP1，首先从马
铃薯DNA中以正向引物 5-TCCATGGCAACTACT-
AAATCTTTT-3 (NcoI)和反向引物 5-TCCATGG-
GCGTAGCACATGTTGAACT-3 (NcoI)扩增 patatin
信号肽(sp); 其次，用正向引物 5 -TCCATGGG-
CAGAACTAGTACTTT-3 (NcoI)和反向引物 5-
AGGTTACCATTGTTGGTGGTATTGA-3 (BstEII)从
MtPAP1 cDNA中扩增不含有导肽的MtPAP1片段。
用T4 DNA连接酶将NcoI和BstEII酶解后的MtPAP1
和同样酶酶解后的MtPT1-GUS连接。再于 NcoI位
点处以正确读码框插入 NcoI酶解后的 sp，获得表达
载体MtPT1-sp-MtPAP1。
通过冻溶法将构建的双元表达载体导入根癌农
杆菌 C58 (Chen等 1994)。采用花序浸染法转化拟南
芥获得转基因植株(Clough和 Bent 1998)。转基因植
株自交后，通过 T2群体抗、不抗 phosphinothricin
(PPT)的比例，在 T3筛选 T3纯合系，用于植株生物
学特性的分析。
1.3　植株生长条件
经 7 min 硫酸消毒后的截叶三叶草种子，用无
菌水清洗干净后播于MS (Murashige和 Skoog 1962)
琼脂培养基上。10日龄时，将幼苗转移至装有细沙
的盆钵中，分为两组，分别浇含磷量为 10 µmol/L
和 2 mmol/L KH2PO4的Hoagland溶液。3周后，分
别收获根、茎、叶各器官，液氮快速冷冻后，于
- 80℃下保存，用于总 RNA的提取。
T3拟南芥转基因纯合系种子用50%的Bleach消
毒 7 min，用无菌水清洗干净后，置于含有 1％蔗
糖的MS琼脂培养基中生长 8 d。然后，将幼苗转
移至以水稻植酸十二钠盐(phytic acid dodecasodium
salt from rice, Sigma)为唯一磷供源的MS琼脂培养基
(相当于 P 1 mmol/L)中。幼苗生长温度为 24℃，光
周期 16 h，光通量密度 240 µmol E m-2 s-1。两周
后，收获根系，用于总 RNA的分离和酸性磷酸化
酶活性分析。此外，在植株日龄分别为 15、30和
45 d时，收获植株样本，供植株含磷量、鲜重和
干重测定之用。
1.4　Southern 杂交分析
取 20 µg 截叶三叶草基因组 DNA 3份，分别
用 EcoRI、HindIII和 XhoI进行限制性酶切，0.8％
琼脂糖电泳。采用常规方法进行 D N A 印迹转移
(Sambrook等 1989)。MtPAP1 3非翻译区用[32P]
dCTP 标记后作为探针。Souther n杂交过程依照
QuikHyb Hybridization产品的说明书(Stratagene,
USA)进行。
1.5　Northern 杂交分析
用 TRI reagent (Molecular Research Center, USA)
提取植物各组织的总RNA。采用常规方法进行RNA
印迹转移(Sambrook等 1989)。用[32P]-dCTP标记
MtPAP1的3非翻译区作为探针，分析MtPAP1在M.
truncatula各器官中的转录水平；用[32P]-dCTP标记
的MtPAP1编码区作为探针，分析MtPAP1在转基
因拟南芥根系中的表达水平。Northern杂交过程依
照QuikHyb Hybridization 产品的说明书(Stratagene,
USA)进行。
1.6　转基因拟南芥根系中APase活性测定
取在植酸盐琼脂培养基(P 1 mmol/L)生长 2周的
拟南芥转基因植株根系，在液氮中研磨至粉末。用
Gilbert等(1999)的分光光度计法测定根系酸性磷酸酶
活性。为测定根系细胞间隙APase活性，首先用离
心法提取新鲜根系的胞间隙汁液(Yu等 1999)，然后
依Gilbert等(1999)的方法立即测定APase活性。
1.7　拟南芥转基因植株根系分泌物降解植酸盐的
HPLC分析
拟南芥对照种子(转化空质粒)和 T3转基因纯合
系种子分别依前述方法消毒清洗后，播于MS琼脂
培养基。10日龄时，转入用植酸盐替代 Pi的MS液
101肖凯等: MtPAP1表达特性及异源表达对拟南芥有机态磷吸收的影响1期
体培养基，振荡培养 7 d。然后，将植株取出，用
去离子无菌水清洗干净，置入 50 mL顺丁烯二酸缓
冲溶液(pH 5.5)中。 缓冲液中含有 2 mmol/L CaCl2,
0.01%蛋白酶抑制剂(Sigma)和相当于 P 1 mmol/L的
水稻 InsP6 (水稻植酸二钠盐, Sigma)。振荡培养 0、
12和 24 h后，分别取出 1 mL培养液，加入 0.5 mL
TCA使酶失活。用 HPLC方法，分析样本 InsP6及
其降解产物的含量。InsP2、InsP1及其它中间产物
的数量通过各自在各测定时期的数量与初始 InsP6的
比值计算(Zimmermann等 2003)。
1.8　拟南芥转基因植株无机磷和全磷量测定
为测定无机磷(Pi)含量，首先将植株样本在液
氮中研磨成粉末，用 1％冰乙酸悬浮。在 42℃温育
30 min后离心，按 Ames (1966)的方法，通过测定
上清液的 OD820值计算。为测定全磷含量，先把样
品放入含有少量Mg(NO3)2溶液的玻璃试管中，在火
焰下将样品碳化。加盐酸处理后，依 Ames (1966)
的分光光度计法测定。
2 　结果
2.1　紫色酸性磷酸酶基因(MtPAP1)
以 PCR扩增出的拟南芥紫色酸性磷酸酶基因
(PAP10)片段为探针，筛查磷胁迫M. truncatula根系
的 cDNA文库后，获得一个全长的 cDNA克隆。该
cDNA全长 1 698 bp，开放阅读框为 1 395 bp，5
端编码一个由 23个氨基酸残基组成的导肽。翻译的
成熟酸性磷酸化酶的分子量为 51.3 kD。推测翻译的
蛋白质中，包含有植物紫色酸性磷酸酶(PAP)常见
的5个保守区GDLG/GDLSY/VLMH/GHVH/GNLE (图
1) (Schenk等 2000; Li等 2002)。这 5个保守区在空
间上环绕着一个由 7个保守氨基酸组成的基元，并
参与 PAP双金属二核与催化底物的结合。序列排比
分析表明，该蛋白与大豆、马铃薯、烟草和拟南
芥的 PAP高度同源。上述分析结果表明，该 cDNA
为紫色酸性磷酸酶基因，由此命名为 M t P A P 1
(GenBank accession No. AY804257)。
2.2　紫色酸性磷酸酶基因(MtPAP1)的表达
对MtPAP1在截叶三叶草不同器官的表达特性
分析表明，在高磷(Pi 2 mmol/L)条件下，MtPAP1
主要在叶片中表达，在根系中的表达水平较低(图
2A); 在低磷(10 µmol/L)条件下，MtPAP1在叶片中
的表达水平较低，在根系中的表达水平较高。不同
供磷水平下，MtPAP1在茎中的表达水平均较低(图
2 A )。S o ut h e r n 杂交分析表明，M t PA P 1 在 M .
truncatula基因组中有少数拷贝(图 2B)。
图 1　MtPAP1编码的氨基酸序列
Fig.1　The amino acid sequence encoded by MtPAP1
The twenty-three amino acids at the N-terminus underlined are putative signal peptide. The five conserved motifs of GDLG/GDLSY/VLMH/
GHVH/GNLE are underlined separately.
图 2　MtPAP1的Northern印迹(A)和 Southern印迹(B)
Fig.2　The results of Northern blot analysis (A) and Southern blot
analysis (B) of MtPAP1
The 3 UTR of MtPAP1 cDNA was used to be the probe.
102 32卷 植物生理与分子生物学学报
2.3　转基因拟南芥的APase活性
用MtPT1根系特异表达启动子、马铃薯 patatin
信号肽和MtPAP1构建的嵌合基因表达载体(MtPT1::
sp-MtPAP1) (图 3A)转化拟南芥，获得了 9个具有不
同MtPAP1转录水平的 T3转基因纯合系(图 3B)。上
述转基因系和对照(转化空质粒 T3纯合系)的种子在
MS琼脂培养基上萌发生长 1周后，转入以植酸盐作
为唯一磷源的 M S 琼脂培养基中生长。与对照相
比，在供试的 9 个转基因系中，2、3、8 和 9 中
MtPAP1的表达水平很低，提示MtPAP1在上述转基
因系中发生沉默现象。但另外 5个系(1、4~7)表现
出较高的根系 A P a s e 活性，较对照增加幅度为
12.91% 至 37.54%(图 4A)。对根系胞间隙汁液的
APase活性分析的结果表明，高表达MtPAP1转基因
系的APase活性较对照植株增加6.33倍至10.38倍(图
4B)。表明转基因系中MtPAP1的翻译产物在 patatin
基因信号肽的导引下能转移至细胞间隙。在上述转
基因系中，APase活性大小与MtPAP1的转录本水平
高低呈明显正相关(图 3B、4)。
2.4　转基因拟南芥的APase分泌和植酸盐降解
通过HPLC对转基因系在溶液培养条件下降解植
酸盐的动力学特性的研究表明，对照植株根系分泌
物降解溶液中 InsP6的能力很低(图 5A)，而高表达
MtPAP1转基因系的根系分泌物能快速降解 InsP6，
同时伴随着 InsP5、InsP4、InsP3、InsP2、InsP1和
Ins的出现(图 5B)。表明由马铃薯 patatin基因信号肽
能引导目的基因翻译产物分泌至根际，且分泌的
MtPAP1具有较强的降解植酸盐的功能。
2.5　转基因拟南芥的生长、生物学产量和磷积累
在植酸盐作为唯一磷供源条件下，与对照相
比，高表达MtPAP1的转基因植株生长状况得到明
显改善。受种子中贮存磷的影响，转基因植株 15日
图 3　MtPAP1表达载体DNA区域示意(A)和转基因拟南芥 T3纯合系根系MtPAP1的表达(B)
Fig.3　Schematic illustration of chimeric MtPAP1 construct (A) and Transcript levels of MtPAP1 in roots of transgenic Arabidopsis T3 lines
and control with phytate as the sole P source (B)
图 4　转基因拟南芥 T3纯合系和对照(CK)植株根(A)和根胞间隙汁液(B)中酸性磷酸酶活性
Fig.4 　The APase activities in root (A) and root apoplast (B) in transgenic T3 Arabidopsis lines and control with phytate as the sole P source
103肖凯等: MtPAP1表达特性及异源表达对拟南芥有机态磷吸收的影响1期
龄幼苗与同期对照幼苗的鲜、干重差异较小。此
后，随着植株的生长发育，转基因植株幼苗与对照
幼苗鲜、干重的差异增大。在 30和 45日龄时，转
基因植株的鲜、干重较对照分别约增加 1倍和 2倍
(图 6A、B)。与植株生物量的表现相似，15 日龄
转基因植株的无机磷(Pi)含量和全磷含量与对照差异
不大，在 30和 45日龄时，超量表达MtPAP1的转
基因植株与对照相比其 Pi含量和全磷含量增加，其
中全磷含量的增加幅度极为明显(图 7A、B)。
3　讨论
尽管已有较多的植物酸性磷酸酶基因通过序列
分析得到鉴定(Li等 2002; Schenk等 2000)，但迄今
仅有少数APase基因得到较为详尽的研究(Haran等
2000; del Pozo等 1999; Baldwin 2001)。研究发现，
拟南芥APase基因(AtACP5) (del Pozo等 1999)和番茄
磷饥饿诱导APase基因(LePS2) (Baldwin 2001)参与了
细胞间磷的再度分配。 在缺磷条件下，上述基因在
根、茎中被诱导；在磷供应充足条件下，根、茎
中则未检测到转录本的累积(del Pozo等1999; Baldwin
图 5　转基因拟南芥 T3纯合系(Line 1)和对照(CK)植株根系分
泌物降解植酸盐的能力
Fig.5　Intermediates of phytate degradation by root extrudes of
transgenic T3 Arabidopsis line 1 and control in liquid culture
medium with phytate as the sole P source
A: CK; B: Line 1.
图 6 转基因拟南芥 T3纯合系和对照(CK)的植株鲜重(A)和干
重(B)
Fig.6 Fresh weight (A) and dry weight (B) in transgenic Arabidopsis
T3 lines and control with phytate as the sole P source
图 7　转基因拟南芥T3纯合系和对照(CK)植株Pi浓度(A)和全
磷含量(B)
Fig.7 　Pi concentrations (A) and total Pi contents (B) in transgenic
Arabidopsis T3 lines and control with phytate as the sole P source
104 32卷 植物生理与分子生物学学报
2001)。对白羽扇豆一个具有分泌特性APase研究也
表现类似结果，该基因仅在磷胁迫条件下表达，在
供磷充足条件下未检测到基因的转录本(Wasaki等
2003)。本研究中，MtPAP1在不同供磷水平下的表
达谱与上述APase基因的表达模式有所不同。 在高
磷条件下，MtPAP1在叶片中表达的水平较高，在
根系中很低；在低磷条件下，该基因在根系中的表
达增强，表现诱导的特征。表明随着供磷水平的变
化，MtPAP1在器官间的表达特征发生改变(图 2)。
这提示着，在供磷充足条件下，该基因参与了植株
叶片中贮存磷的利用，而在供磷不足时该基因的表
达增强，参与了植株对低磷的适应。上述结果也表
明，植株内有控制MtPAP1对不同磷水平的响应的
精细调控系统。今后进一步阐明MtPAP1开放阅读
框上游启动子区的序列及其对磷水平响应的调控元
件，对于揭示MtPAP1的表达机制具有重要意义。
有研究表明，磷胁迫条件下植物根系能分泌
APase，分泌的APase的活力大小与植株吸收磷的数
量呈正相关(Goldstein等 1988; Haran等 2000)。通常
认为，植株根际酸性磷酸化酶分泌量的增加有利于
从土壤有机态磷中释放出无机磷( D u f f 等 1 9 9 4 ;
Tarafdar和 Claassen 1988)。但有报道指出，普通菜
豆中的一个对APase活性有重要影响的APase基因，
在磷胁迫下与植株磷的吸收效率和利用效率没有关系
(Yan等 2001)。上述不同研究结果，可能是由于植
物体内不同的APase在动力学特性、亚细胞定位和
代谢功能上具有较大差异所致。Duff 等(1994)指
出，植物体内 APa se 家族各成员的特征和功能各
异，全面系统揭示植物体内APase的生理生化功能
仍有较大难度。此外，植物APase在结构上有较大
变异，基因的转录调节机制复杂(Li等 2002; Schenk
等 2000)。因此，采用基因超量表达技术与基因敲
除创建突变体技术相结合，可能成为今后系统阐明
不同APase基因或不同类别APase基因的有效手段。
本研究对超量表达MtPAP1的拟南芥转基因植
株分析结果是：与对照相比，根系胞间隙的酸性磷
酸酶(APase)活性增加 6倍以上，且不同转基因系根
系胞间隙APase活性的高低与其MtPAP1的表达水平
密切相关(图 3、4)。HPLC分析结果显示，当植酸
盐为唯一磷源时，超量表达MtPAP1转基因系累积
的APase能被分泌至根际，植株的生物学产量和体
内积累的全磷量明显增加(图 6、7)。上述结果表
明，在有效磷供应不足时，植株中超量表达
MtPAP1能通过有效活化有机态磷改善植株的磷素营
养和植株生产力。这将在今后农业生产中减少磷肥
投入、提高磷肥利用率方面具有重要的潜在应用价
值。此外，与对照相比，转基因植株中具有较高
的无机磷含量，积累的全磷量明显增加。表明超量
表达MtPAP1基因，可能成为缓解或清除由畜禽粪
便过多造成的土壤环境中有机磷污染，以及因有机
磷过多淋失导致地表或地下水的污染(Gaston等2003;
Pote等 2003)的有效途径。
研究发现，植物信号肽序列的存在，是转真菌
植酸酶(phytase)基因转基因植株或细胞悬浮系向细胞
外分泌有活性真菌植酸酶的必需条件(Li等 1997)。
本研究中，转化在MtPAP1的编码区前以正确读码
框融合patatin信号肽的表达载体，超量表达MtPAP1
基因的拟南芥转基因系与对照相比，根系胞间隙具
有较高的APase活性。在溶液培养条件下，在根系
分泌物降解植酸盐特性的HPLC分析中，培养基中
的植酸盐能够被根系分泌的APase快速降解(图 5)。
表明 patatin信号肽能有效地导引目的基因产物分泌
至根际。该信号肽在今后根际分泌APase和分泌其
它外源基因产物的转基因研究中具有潜在的应用价
值。
参 考 文 献
Ames BN (1966). Assay of inorganic phosphate, total phosphate
and phosphatases. In: Neufeld E, Ginsburg V (eds). Methods
in Enzymology. New York: Academic Press 115–118
Baldwin JC, Karthikeyan AS, Raghothama KG (2001). LEPS2, a
phosphorus starvation-induced novel acid phosphatase from
tomato. Plant Physiol 125: 728–737
Bieleski RL (1973). Phosphate pools, phosphate transport, and
phosphate availability. Annu Rev Plant Physiol 24: 225–252
Chen H, Nelson RS, Sherwood JL (1994). Enhanced recovery of
transformants of Agrobacterium tumefaciens after freeze-
thaw transformation and drug selection. Biotechniques 16:
664–670
Chiou TJ, Liu H, Harrison MJ (2001). The spatial expression
patterns of a phosphate transporter (MtPT1) from Medicago
truncatula indicate a role in phosphate transport at the root/
soil interface. Plant J 25: 281–293
Clough SJ, Bent AF (1998). Floral dip: a simplified method for
105肖凯等: MtPAP1表达特性及异源表达对拟南芥有机态磷吸收的影响1期
Agrobacterium-mediated transformation of Arabidopsis
thaliana. Plant J 16: 735–743
Dalal RC (1977). Soil organic phosphorus. Adv Agron 29: 83–117
del Pozo JC, Allona I, Rubio V, Leyva A, de la Pena A, Aragoncillo
C, Paz-Ares J (1999). A type 5 acid phosphatase gene from
Arabidopsis thaliana is induced by phosphate starvation and
by some other types of phosphate mobilising/oxidative stress
conditions. Plant J 19: 579–589
Duff SMG, Sarath G, Plaxton WC (1994). The role of acid
phosphatases in plant phosphorus metabolism. Physiol Plant
90: 791–800
Emanuelsson O, Nielsen H, Brunak S, Heijne GV (2000). Predicting
subcellular localization of proteins based on their N-terminal
amino acid sequence. J Mol Biol 300: 1005–1016
Gaston LA, Drapcho CM, Tapadar S, Kovar JL (2003). Phosphorus
runoff relationships for Louisiana Coastal Plain soils
amended with poultry litter. J Environ Qual 32: 1422–1429
Gilbert GA, Knight JD, Vance CP, Allan DL (1999). Acid
phosphatase activity in phosphorus-deficient white lupin
roots. Plant Cell Environ 22: 801–810
Goldstein AH, Baertlein DA, McDaniel RG (1988). Phosphate
starvation inducible metabolism in Lycopersicon esculentum.
I. Excretion of acid phosphatase by tomato plants and
suspension-cultured cells. Plant Physiol 87: 711–715
Haran S, Logendra S, Seskar M, Bratanova M, Raskin I (2000).
Characterization of Arabidopsis acid phosphatase promoter
and regulation of acid phosphatase expression. Plant Physiol
124: 615–626
Li D, Zhu H, Liu K, Liu X, Leggewie G, Udvardi M, Wang D
(2002). Purple acid phosphatases of Arabidopsis thaliana.
Comparative analysis and differential regulation by
phosphate deprivation. J Biol Chem 277: 27772–27781
Li J, Hegeman CE, Hanlon RW, Lacy GH, Denbow DM, Grabau
EA (1997). Secretion of active recombinant phytase from
soybean cell-suspension cultures. Plant Physiol 114: 1103–
1111
Murashige T, Skoog F (1962). A revised medium for rapid growth
and bioassays with tobacco tissue culture. Physiol Plant 15:
473–497
Pote DH, Kingery WL, Aikena GE, Han FX, Moore PA, Jr
Buddington K (2003). Water-quality effects of incorporating
poultry litter into perennial grassland soils. J Environ Qual
32: 2392–2398
Raghothama KG (1999). Phosphate acquisition. Annu Rev Plant
Physiol Plant Mol Biol 50: 665–693
Sambrook J, Fritsch EF, Maniatis T (1989). Molecular Cloning: a
Laboratory Manual (2nd ed). New York: Cold Spring Harbor
Laboratory
Schenk G, Guddat LW, Ge Y, Carrington LE, Hume DA, Hamilton
S, de Jersey J (2000). Identification of mammalian-like purple
acid phosphatases in a wide range of plants. Gene 250: 117–125
Tarafdar JC, Claassen N (1988). Organic phosphorus compounds
as a phosphorus source for higher plants through the activity
of phosphatases produced by plant roots and microorganisms.
Biol Fertil Soil 5: 308–312
Vance CP, Uhde-Stone C, Allan DL (2003). Phosphorus acquisition
and use: critical adaptations by plants for securing a
nonrenewable resource. New Phytol 157: 423–447
Vogel A, Börchers T, Marcus K, Meyer HE, Krebs B, Spener F
(2002). Heterologous expression and characterization of
recombinant purple acid phosphatase from red kidney bean.
Arch Biochem Biophys 401: 164–172
von Uexküll HR, Mutert E (1995). Global extent development and
economic importance of acid soils. Plant Soil 171: 1–15
Wasaki J, Yamamura T, Shinano T, Osaki M (2003). Secreted acid
phosphatase is expressed in cluster roots of lupin in response
to phosphorus deficiency. Plant Soil 248: 129–136
Whitelaw MA (2000). Growth promotion of plants inoculated with
phosphate-solubilizing fungi. Adv Agron 69: 99–151
Xiao K, Harrison M, Wang ZY (2003). Isolation and analysis of
two root-specific promoters from Medicago truncatula. Third
International Symposium on Molecular Breeding of Forage
and Turf, USA, 30
Yan X, Liao H, Trull MC, Beebe SE, Lynch JP (2001). Induction
of a major leaf acid phosphatase does not confer adaptation
to low phosphorus availability in common bean. Plant Physiol
125: 1901–1911
Yu Q, Tang C, Chen Z, Kuo J (1999). Extraction of apoplastic sap
from plant roots by centrifugation. New Phytol 143: 299–
304
Zimmermann P, Zardi G, Lehmann M, Zeder C, Amrhein N,
Frossard E, Bucher M (2003). Engineering the root-soil
interface via targeted expression of a synthetic phytase genein
trichoblasts. Plant Biotechnol J 1: 353–360
106 Journal of Plant Physiology and Molecular Biology 2006, 32 (1): 99-106
Abstract: The MtPAP1 encodes 465 amino acids
(Fig.1). The transcript of MtPAP1 was detected
mainly in leaf under high-phosphate conditions
(Fig.2). While under low-phosphate condition, the
transcript level was low in leaves and very high in
roots, with the strongest hybridization signal de-
tected in roots (Fig.2). Chimeric MtPAP1 binary
vector was constructed and the transcript levels of
MtPAP1 in roots of transgenic T3 Arabidopsis lines
were analyzed (Fig.3). Under the condition in
which phytate was the sole source of phosphorus,
transgenic Arabidopsis plants over-expressing
MtPAP1 showed acid phosphatase activities in root
apoplast increasing markedly than that of the con-
trol plant (Fig.4). The results of analysis of organic
phosphorus degradation in liquid culture by HPLC
Expression Characteristics of MtPAP1 and Its Exotic Expression in
Arabidopsis Affecting Organic Phosphorus Absorption of Plants
XIAO Kai1*, GU Jun-Tao2, Maria Harrison3, Zeng-Yu Wang4
1College of Agronomy, 2College of Life Sciences, Hebei Agricultural University, Baoding 071001, China; 3Boyce Thompson Institute for Plant
Research, Cornell University, NY 14853-1801, USA; 4Forage Improvement Division, The Samuel Roberts Noble Foundation, Ardmore, OK 73401,
USA
This work was supported by The Samuel Roberts Noble Foundation,
Scientific Research Program for Post-Doctoral Fellow in Hebei
Agricultural University and Natural Scientific Foundation of Hebei (No.
300112).
*Corresponding author (E-mail: xiaokai3@yahoo.com; Tel: 86-312-
7528115).
indicated that the APase secreted by the transgenic
plants could quickly degrade the phytate (Fig.5).
Significant increase in biomass production, Pi and to-
tal phosphorus content of plants achieved in the
transgenic lines when phytate, an organic phospho-
rus compound, was supplied as the sole source of
phosphorus (Figs.6, 7).
Key words: MtPAP1; gene expression; transgenic Arabidopsis;
phosphorus absorption