全 文 ：不同草原类型针茅根部内生真菌群落结构*
张少鹏1,2 摇 胥摇 婷1,2 摇 杨丽强1,2 摇 宋摇 宇3 摇 李新宇1 摇 张惠文1**
( 1中国科学院沈阳应用生态研究所森林与土壤生态国家重点实验室, 沈阳 110164; 2中国科学院大学, 北京 100049; 3辽东学
院, 辽宁丹东 118003)
摘摇 要摇 为了解我国北方不同草原类型中针茅根部内生真菌的群落结构及多样性变化,从新
疆、甘肃、内蒙古 3 省(区)选择了 6 种不同草原类型(亚高山草甸、高山草甸、戈壁、荒漠草原、
典型草原和草甸草原),进行针茅根部组织内生真菌的研究. 共分离得到针茅根部内生真菌
213 株,根据序列的相似性(以 97%为阈值),共获得 51 个真菌分类操作单元(OTUs),覆盖了
4 门 7 纲 23 科 27 属. 在门的水平上子囊菌门真菌为绝对优势菌群,占分离真菌总数的
93. 4% ,在各草原类型中均有分布;6 种草原类型中针茅根部内生真菌的优势属差别较大,仅
子囊菌门的镰孢菌属为各草原类型共有优势属,占分离真菌总数的 41. 3% ,亚高山草甸的微
结节霉属、高山草甸的 Saccharicola和短梗霉属、戈壁的弯孢属和根霉属以及草甸草原的木霉
属,为各草原类型中针茅根部内生真菌的优势属.高山草甸针茅根部内生真菌群落覆盖的门
和属最多,Margalef丰富度指数和香农多样性指数最高,均匀度指数仅次于荒漠草原;而荒漠
草原的 Margalef丰富度指数最低,典型草原的多样性指数和均匀度指数最低. 高山草甸和荒
漠草原的内生真菌群落结构与其他草原类型之间的相似性系数都较低,分别为 0. 12 ~ 0. 25
和0. 13 ~ 0. 22,其他几种草原类型之间相似性相对较高,尤其是典型草原和草甸草原之间相
似性系数为 0. 60.冗余分析(RDA)表明,海拔和纬度是影响 6 种草原类型中针茅根部内生真
菌群落结构变化的主要环境因子.
关键词摇 针茅摇 内生真菌摇 多样性指数摇 相似性系数摇 冗余分析(RDA)
*中国科学院战略性先导科技专项(XDB15010401)资助.
**通讯作者. E鄄mail: hwzhang@ iae. ac. cn
2014鄄03鄄14 收稿,2014鄄09鄄12 接受.
文章编号摇 1001-9332(2014)12-3475-08摇 中图分类号摇 S963摇 文献标识码摇 A
Endophytic fungal communities of Stipa sp. roots in different types of steppes in northern
China. ZHANG Shao鄄peng1,2, XU Ting1,2, YANG Li鄄qiang1,2, SONG Yu3, LI Xin鄄yu1, ZHANG
Hui鄄wen1 ( 1State Key Laboratory of Forest and Soil Ecology, Institute of Applied Ecology, Chinese
Academy of Sciences, Shenyang 110164, China; 2University of Chinese Academy of Sciences, Beijing
100049, China; 3Eastern Liaoning University, Dandong 118003, Liaoning, China) . 鄄Chin. J. Ap鄄
pl. Ecol. , 2014, 25(12): 3475-3482.
Abstract: In order to explore the endophytic fungal communities of Stipa sp. roots in different types
of steppes in the north of China, root tissues of Stipa sp. were collected from six different types of
steppes, i. e. , subalpine meadow, alpine meadow, Gobi desert, desert steppe, typical steppe, and
meadow steppe across Xinjiang, Gansu and Inner Mongolia. A total of 213 isolates were obtained
and sequenced, which were divided into 51 operational taxonomic units (OTUs) at the 97% simi鄄
larity threshold and classified to 4 phyla, 7 classes, 23 families and 27 genera. Ascomycota was
found to be the predominant flora (93. 4% of the total isolates) at the level of phylum and distribu鄄
ted in all the six steppe types. The dominant genera other than Fusarium (41. 3 of the total iso鄄
lates) in the six steppe types were different, such as Microdochium in subalpine meadow, Sacchari鄄
cola and Aureobasidium in alpine meadow, Curvularia and Rhizopus in Gobi desert and Trichoderma
in typical steppe. The endophytic fungal community from the alpine meadow contained the most
abundant groups at the level of genus and phylum, and had the highest Margalef index, Shannon in鄄
dex and second highest evenness index after the desert steppe. By contrast, the lowest Margalef in鄄
dex was observed in the desert steppe and the lowest Shannon index and evenness index were found
应 用 生 态 学 报摇 2014 年 12 月摇 第 25 卷摇 第 12 期摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇
Chinese Journal of Applied Ecology, Dec. 2014, 25(12): 3475-3482
in the typical steppe. Furthermore, endophytic fungal communities from alpine meadow and desert
steppe showed low similarity coefficients (0. 12 -0. 25 and 0. 13 -0. 22, respectively) with other
steppe types. However, the similarity coefficients among the other four steppe types were relatively
high, especially between the typical steppe and the meadow steppe (0. 60). Redundancy analysis
(RDA) showed that the altitude and latitude were the main environmental factors affecting endo鄄
phytic fungal community distribution in the roots of Stipa sp. in the six steppe types.
Key words: Stipa sp. ; endophytic fungi; diversity index; similarity coefficient; redundancy analy鄄
sis (RDA).
摇 摇 内生真菌是指在其生活史中的某一段时期生活
于植物组织内部,而不会引起宿主出现明显病害特
征的一类真菌[1] . 内生真菌生存于宿主组织中,与
宿主之间有密切的相互作用. 内生真菌能够促进宿
主植物从周围环境中获取营养物质并促进其生
长[2],提高宿主植物对干旱、低温等逆境的拮抗能
力[3-4] . 同时,内生真菌还能够协助宿主植物抵抗
病、虫害[5-8] . 此外,内生真菌作为天然活性产物的
优良来源[4,9-10],也愈来愈受到重视.
内生真菌分布广泛,在目前已经研究的植物中
均发现了内生真菌的存在[2,11-15] .研究发现,植物不
同的物种、不同组织部位、不同年龄、土壤类型、气候
条件、季节变化等诸多因素均会影响内生真菌的种
类、群落结构变化[4,12,15] . 目前,关于内生真菌群落
结构的研究大多在小尺度生境范围内进行,而在大
尺度环境下内生真菌多样性和群落结构的研究还比
较缺乏.
针茅为禾本科针茅属多年生草本植物,是我国
北方草原上最重要的饲用植物之一. 由于其分布范
围广,覆盖了多种草原类型,因此在进行大尺度生态
学研究时,是一种优良的研究材料. Su 等[16]对内蒙
古草原大针茅(Stipa grandis)内生真菌的研究表明,
移除样区中部分种类的植物后,大针茅根部的内生
真菌群落结构发生了变化,优势菌群由镰孢菌属
(Fusarium )变成了瓶霉属(Phialophora).这说明人
工干扰会改变内生真菌的群落结构,也表明了在研
究不同生境中内生真菌群落结构时,选择天然的植
被群落的重要性.因此,本研究选取了我国北方 6 种
天然草原类型,对其中针茅根部组织进行内生真菌
分离纯化、鉴定,旨在揭示内生真菌在不同草原类型
中的群落结构特征,为进一步研究其功能奠定基础.
1摇 材料与方法
1郾 1摇 试验材料
我国北方草原区横跨新疆、甘肃、内蒙古 3 省
(区),东西长约 4000 km,气候属温带干旱半干旱气
候,样地的植被类型自西向东依次为:亚高山草甸、
高山草甸、戈壁、荒漠草原、典型草原、草甸草原
(表 1).
每个样地内设置 3 个 5 m伊5 m 样方,每个样方
中随机选取健康针茅 3 ~ 5 株,株间距离>2 m,采集
针茅根部组织,放入密封袋中,置于 4 益冰箱中
备用.
1郾 2摇 内生真菌的分离纯化
将根表面冲洗干净,用 75%酒精(1 min)、5%
次氯酸钠(5 min)和 75%酒精(30 s)依次对根进行
表面消毒,再用无菌水洗涤 4 次,取最后一遍洗涤用
过的无菌水 100 滋L涂布于 PDA 平板上,28 益培养
一周,无菌落长出说明表面消毒合格. 表面消毒后,
将材料剪成 0. 3 ~ 0. 5 mm 的根段,放置在 PDA(含
浓度为 100 mg·L-1青霉素和 100 mg·L-1链霉素)
平板上,28 益黑暗培养 2 周,每天观察一次,及时挑
表 1摇 样地概况
Table 1摇 General description of sampling sites
样点
Sampling site
经纬度
Longitude and latitude
海拔
Altitude
(m)
年降雨量
Annual precipitation
(mm)
年平均气温
Annual average
temperature (益)
亚高山草甸 Subalpine meadow 42毅58忆44. 18义 N, 84毅2忆48. 45义 E 2468 260. 0 -3. 6
高山草甸 Alpine meadow 43毅12忆52. 19义 N, 84毅49忆38. 53义 E 3062 301. 0 -4. 4
戈壁 Gobi desert 41毅34忆12. 85义 N, 95毅17忆50. 04义 E 1736 65. 0 5. 3
荒漠草原 Desert steppe 41毅47忆46. 44义 N, 107毅28忆11. 62义 E 1517 151. 0 4. 3
典型草原 Typical steppe 43毅58忆46. 01义 N, 114毅49忆36. 29义 E 1130 246. 0 1. 1
草甸草原 Meadow steppe 49毅20忆17. 60义 N, 117毅5忆28. 24义 E 718 297. 0 -1. 5
6743 应摇 用摇 生摇 态摇 学摇 报摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 25 卷
出新出现的菌落.菌株的分离纯化采用尖端菌丝挑
取法,即挑取菌落边缘少量菌丝到新的 PDA 平板
上,重复 3 ~ 5 次,得到纯培养的菌株.将纯培养的菌
株接种到 PDA斜面上,培养后于 4 益冰箱中保存.
1郾 3摇 内生真菌的序列鉴定
将获得的可培养菌株在 PDA 平板上生长 1 ~ 2
周后,挑取适量菌丝,提取 DNA[2],利用 Nano2000
检测 DNA浓度、OD260 / 280、OD260 / 230.
以 ITS1 / ITS4[17]为引物,扩增内生真菌的 ITS
序列(internal transcribed spacer region)全长. PCR产
物用 1%琼脂糖凝胶电泳检测,然后送至华大基因
公司测序,获得的序列用 Mothur 4. 0 将相似度
逸97%的归并为一个 OTU ( operational taxonomic
unit) .从每个 OTU 中选出一株代表菌株,在 Gen鄄
Bank中进行比对.
1郾 4摇 数据处理
采用相对频率来比较、判断优势菌群[18] . 相对
频率(relative frequency, RF)=样地中菌株各属的分
离数 /样地中菌株总分离数伊区中菌株. 其中,RF>
10%的属为样地的优势属,5% 臆RF臆10%为常见
属,RF<5%为稀有属.
群落物种的多样性采用香农指数(Shannon in鄄
dex, H)和 Margalef丰富度指数(Margalef index, R)
表示,群落物种分布的均匀程度采用均匀度指数
(evenness, E)表示[18-21],计算公式分别为:
H =- 移
k
i = 1
P i 伊 lnP i
R=(k-1) / lnN
E=H / lnk
式中:k 为内生真菌的类群总数目;P i为某一类群内
生真菌占内生真菌总数的比例;N为个体总数.
各草原类型之间内生真菌类群组成的相似程度
用相似性系数(Cs)表示[16],计算公式为:
Cs =2j / (a+b)
式中:a 和 b 分别为 2 个比较的草原类型中各自包
含的内生真菌的类群数;j为两者共有的内生真菌的
类群数.
采用 Canoco For Windows 4. 5 对不同类型草原
中内生真菌群落结构与环境因子进行冗余分析(re鄄
dundancy analysis, RDA) [22-23] .
2摇 结果与分析
2郾 1摇 针茅根部可培养内生真菌的总体群落结构
从 6 种草原类型中共分离得到可培养内生真菌
213 株,扩增 213 株真菌的 ITS 序列,按 97%的相似
度为阈值进行比对,共获得 51 个 OTUs.在 Genbank
中,有 7 个 OTUs共 22 株真菌比对的相似度<97% ,
这些菌株可能是潜在的新菌株,有待进一步鉴定.已
鉴定出分类地位的菌株覆盖了 4 门 7 纲 23 科 27
属,其中子囊菌门(Ascomycota)真菌占绝大多数,占
总菌数的 93. 4% .
在纲的水平上,粪壳菌纲(Sordariomycetes)真菌
和座囊菌纲(Dothideomycetes)真菌为优势菌群,分
别占总菌株数的 56. 3%和 20. 2% ;在目的水平上,
肉座菌目(Hypocreales)真菌和格孢腔菌目(Pleospo鄄
rales)真菌为优势菌群,分别占总菌株数的 42. 7%
和 18. 3% ;在科的水平上,丛赤壳菌科(Nectriaceae)
真菌为优势菌群,占总菌株数目的 42. 3% ;在属的
水平上,镰孢菌属(Fusarium)为优势菌群,占总菌株
数目的 41. 3% .
2郾 2摇 针茅根部可培养内生真菌在不同草原类型中
的种群分布
由表 2 可知,各草原类型中内生真菌分离数量
为 26 ~ 47 株,OTU数目为 9 ~ 14,其中,戈壁和荒漠
草原的 OTU数目较低. 在门的水平上,各草原类型
都以子囊菌门真菌所占比例最高,西边海拔较高的
3 种草原类型(高山草甸、亚高山草甸和戈壁)中都
含有一定比例的接合菌门(Zygomycota)真菌. 而东
边海拔较低的 3 种草原类型(荒漠草原、典型草原
和草甸草原)比较单一,绝大多数为子囊菌门真菌.
海拔最高的高山草甸中可培养的针茅根部内生真菌
种类最丰富,分布在 4 个门,而其他草原类型仅有
1 ~ 2个门.
在属的水平上,镰孢菌属在 6 种草原类型都是
优势菌群,亚高山草甸、高山草甸、荒漠草原和典型
草原中所占比例最高的属分别为 38. 3% 、25郾 7% 、
59. 0% 、69. 2% ,而在戈壁和草甸草原中,所占比例
最高的分别为弯孢属(Curvularia,18. 5% )和木霉属
(Trichoderma,38. 5% ),木霉属也是草甸草原中特有
的菌群.另外,高山草甸中的 Saccharicola(11郾 4% )、
亚高 山 草 甸 中 的 微 结 节 霉 属 ( Microdochium,
25郾 5% )和戈壁中的根霉属(Rhizopus,14. 8% )均为
独有的优势菌群.不同草原类型的共有属较少,镰孢
菌属是唯一一个 6种草原类型的共有属.除了镰孢菌
属外,尽管高山草甸内生真菌分布的属最多,其仅与
亚高山草甸有一个共有属 Mortierella. 此外,典型草
原、戈壁和草甸草原分别拥有弯孢属(Curvularia)、
旋孢腔属(Cochliobolus)和弯孢属(Curvularia)和青
774312 期摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 张少鹏等: 不同草原类型针茅根部内生真菌群落结构摇 摇 摇 摇 摇 摇
表 2摇 6 种草原类型中针茅根部可培养内生真菌数量和种群分布
Table 2摇 Numbers and classification of endophytic fungi isolated from roots of Stipa sp. in six steppe types
草原类型
Steppe type
菌株数
Isolates
number
OTU数
OTU
number
门
Phyla
属
Genera
亚高山草甸
Subalpine meadow
47 10 子囊菌门 Ascomycota (93. 6% )、
接合菌门 Zygomycota (6. 4% )
镰孢菌属 Fusarium (38. 3% )、微结节霉属 Mi鄄
crodochium (25. 5% )、顶囊壳属 Gaeumannomyces
(8. 5% )、被孢霉属 Mortierella (6. 4% )、柱霉属
Scytalidium (2郾 1% )、未知 Unclassified (19郾 2% )
高山草甸
Alpine meadow
35 14 子囊菌门 Ascomycot (82. 8% )、不等
鞭毛门 Heterokontophyta (8. 6% )、
担子菌门 Basidiomycota (5. 7% )、
接合菌门 Zygomycota (2. 9% )
镰孢菌属 Fusarium (25. 7%)、短梗霉属 Aureobasi鄄
dium (11郾 4%)、 Saccharicola (11郾 4%)、 腐霉属
Pythium (8. 6%)、小菇属Mycena (5. 7%)、瓶霉属
Phialophora (5. 7%)、暗球腔菌属 Phaeosphaeria
(2. 9%)、亚隔孢壳属 Didymella (2. 9%)、拟隐孢
壳属 Cryptosporiopsis (2. 9%)、粒毛盘菌属 Lach鄄
num (2. 9%)、被孢霉属 Mortierella (2. 9%)、未知
Unclassified (17郾 1%)
戈壁
Gobi desert
27 9 子囊菌门 Ascomycota (85. 2% )、
接合菌门 Zygomycota (14. 8% )
弯孢属 Curvularia ( 18. 5% )、根霉属 Rhizopus
(14. 8% )、镰孢菌属 Fusarium (11. 1% )、埃里格
孢属 Embellisia (3. 7% )、旋孢腔属 Cochliobolus
(3. 7% )、虫草属 Cordyceps (3. 7% )、未知 Un鄄
classified (44. 4% )
荒漠草原
Desert steppe
39 9 子囊菌门 Ascomycota (100% ) 镰孢菌属 Fusarium (59. 0% )、离蠕孢属 Bipolaris
(5. 1% )、丛赤壳属 Nectria (5. 1% )、曲霉属 As鄄
pergillus (2. 5% )、外瓶梅属 Exophiala (2郾 6% )、
未知 Unclassified (25. 6% )
典型草原
Typical steppe
39 14 子囊菌门 Ascomycota (100% ) 镰孢菌属 Fusarium (69. 2% )、旋孢腔菌属 Coch鄄
liobolus ( 7. 7% )、 棘 壳 孢 属 Pyrenochaeta
(5郾 1% )、青霉属 Penicillium (2. 6% )、黑团孢属
Periconia (2. 6% )、弯孢属 Curvularia (2郾 6% )、
未知 Unclassified (10. 3% )
草甸草原
Meadow steppe
26 11 子囊菌门 Ascomycota (96. 1% ) 木霉属 Trichoderma (38. 5% )、镰孢菌属 Fusari鄄
um ( 30. 8% )、 旋 孢 腔 菌 属 Cochliobolus
(11郾 5% )、青霉属 Penicillium (3. 9% )、未知 Un鄄
classified (15. 4% )
未知 Unclassified (3. 9% )
括号中的数字为每种草原类型中针茅根部可培养内生真菌在不同门和属中所占的比例 Numbers in parenthesis represented the population propor鄄
tion of endophytic fungi isolated from roots of Stipa sp. in different phyla and genera in each steppe type.
霉属(Penicillium),其余 22 个属的真菌都是不同草
原类型的特有属.
2郾 3摇 不同草原类型中可培养内生真菌的多样性
指数
丰富度指数和均匀度指数是反映生境中真菌菌
群分布的重要参数[20] . 由图 1 可知,西边海拔较高
的 3 种草原类型(高山草甸、亚高山草甸和戈壁)可
培养内生真菌的香农多样性指数和均匀度指数高于
东边海拔较低的 3 种草原类型(荒漠草原、典型草
原和草甸草原).其中,高山草甸中可培养内生真菌
的香农多样性指数最高,均匀度指数相对较高,为
0. 90,仅次于戈壁的 0. 91,而荒漠草原和典型草原
的这 2 个指数都较低.从 Margalef丰富度指数来看,
也是高山草甸最高,荒漠草原最低. 典型草原的
Margalef丰富度指数较高,但由于镰孢菌属占到
69郾 2%的比例,表现为均匀度指数很低(0. 56),因
此导致了香农指数最低.
2郾 4摇 不同草原类型中针茅根部内生真菌群落的相
似性系数
由表 3 可知,以属水平计算的 6 种草原类型中
针茅根部内生真菌群落之间的相似性系数高于以
图 1摇 不同草原类型中针茅根部内生真菌菌群多样性指数
Fig. 1 摇 Diversity indices of endophytic fungal communities in
roots of Stipa sp. in different steppe types.
AM: 高山草甸 Alpine meadow; SM: 亚高山草甸 Subalpine meadow;
GD: 戈壁 Gobi desert; DS: 荒漠草原 Desert steppe; TS: 典型草原
Typical steppe; MS: 草甸草原 Meadow steppe. 下同 The same below.
8743 应摇 用摇 生摇 态摇 学摇 报摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 25 卷
表 3摇 不同草原类型针茅根部内生真菌群落之间的相似性系数
Table 3摇 Similarity coefficients of endophytic fungal communities in roots of Stipa sp. between different steppe types
草原类型
Steppe type
亚高山草甸
Subalpine meadow
高山草甸
Alpine meadow
戈壁
Gobi desert
荒漠草原
Desert steppe
典型草原
Typical steppe
草甸草原
Meadow steppe
亚高山草甸 Subalpine meadow 0. 08 0. 21 0. 00 0. 17 0. 29
高山草甸 Alpine meadow 0. 25 0. 09 0. 00 0. 07 0. 08
戈壁 Gobi desert 0. 18 0. 12 0. 11 0. 26 0. 20
荒漠草原 Desert steppe 0. 20 0. 13 0. 18 0. 17 0. 10
典型草原 Typical steppe 0. 18 0. 12 0. 50 0. 18 0. 40
草甸草原 Meadow steppe 0. 36 0. 13 0. 40 0. 22 0. 60
对角线上、下分别为在 OTU、属 2 个水平的相似性系数 Similarity coefficients were on the level of OTU above diagonal and genus below diagonal.
OTU水平计算的相似性系数. 属和 OTU 水平都表
明,典型草原、草甸草原和戈壁三者之间的相似性系
数较高,其中,最高的是典型草原和草甸草原之间,
分别为 0. 60 和 0. 40.在 OTU水平,亚高山草甸与其
他 3 种草原类型之间的相似性相对较高,高山草甸
与其他草原类型间的相似性系数均<0. 10,荒漠草
原与其他草原类型间的相似性系数也较低,说明高
山草甸和荒漠草原与其他草原类型间的内生真菌群
落结构有较大差异.
2郾 5摇 冗余分析
利用不同草原类型针茅根部内生真菌群落在属
水平的分布数据和环境数据进行 RDA分析(图 2),
高山草甸与其他 5 种草原类型在第 1 轴明显分隔,
高山草甸在第 1 轴的右侧,而其他草原类型主要分
布在左侧.第 1 排序轴的主要影响因子为海拔(正
相关)、年降雨量(正相关)、年平均气温(负相关)和
经度(负相关).荒漠草原和亚高山草甸与其他 4 个
草原类型在第 2 轴明显分隔,第 2 排序轴的主要影
响因子为纬度(负相关).这说明环境因子引起了各
草原类型针茅根部内生真菌群落的变化,其中,海拔
图 2摇 不同草原类型中针茅根部内生真菌群落与环境因子
的 RDA分析
Fig. 2摇 Redundancy analysis of endophytic fungal community in
roots of Stipa sp. in different steppe types.
AL: 海拔 Altitude; AP:年降雨量 Annual precipitation; AT:年平均气
温 Annual average temperature; Lng: 经度 Longitude; Lat: 纬度 Lati鄄
tude.
和纬度是主要的环境因子.
3摇 讨摇 摇 论
3郾 1摇 内生真菌的分离、纯化和鉴定
内生真菌的分离纯化过程中,最重要的是对材
料进行表面消毒以排除非内生菌的干扰.然而,不同
的材料适合的消毒方法不同.消毒措施过于温和,会
有非内生菌的污染;而过于剧烈,则会降低可培养内
生真菌的多样性[24] . 因此,选择最合适的表面消毒
方法至关重要.本研究中,由于针茅根部形态在不同
草原类型中有明显差异,所以在进行表面消毒时,对
不同草原类型针茅根部组织进行了消毒浓度和处理
时间筛选,确定最佳的消毒条件,以保证内生真菌分
离的准确性和最优化.
传统的内生真菌分类鉴定主要依据其营养体
(菌丝)及孢子的形态特征[19-20],但真菌的形态特征
容易受到培养条件和其他因素的影响[25] . 真菌的
ITS序列变异程度较高,适合用来进行分子鉴定[12] .
本研究通过分子生物学方法扩增真菌的 ITS 序列来
进行菌株鉴定,快捷简便,能有效地避免由于真菌形
态变化、不产孢子等产生的鉴定问题. 然而,Nilsson
等[26]指出,对于真菌的不同类群,判定为同一种的
ITS相似度标准存在差异,同时受分析方法、数据库
不够完善等限制,精确鉴定到种还需要借助形态学、
生理学等其他分类指标进行综合分析.
3郾 2摇 内生真菌的群落多样性
6 种草原类型中共分离得到内生真菌 213 株,
覆盖了 4 门 7 纲 23 科 27 属,说明针茅根部内生真
菌有较高的多样性.在全部内生真菌中,子囊菌门真
菌占绝大多数 (93. 4% ). 在属的水平,镰孢菌属
(Fusarium)真菌在各草原类型中均有分布,占总菌
株数目的比例最高(41. 3% ),这与其他植物内生真
菌的报道一致[11-12,27] .镰刀菌属真菌在土壤中分布
较广[15],其作为根部内生真菌的普遍性,说明了土
974312 期摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 张少鹏等: 不同草原类型针茅根部内生真菌群落结构摇 摇 摇 摇 摇 摇
壤真菌群落是植物内生菌群的一个重要来源,同样,
在草甸草原中比例最高的木霉属真菌也在土壤中广
泛存在[28] . 海丽丽[29]研究了内蒙古锡林郭勒盟典
型草原中大针茅(S. grandis)根部内生真菌的群落
结构,其中优势菌群是镰孢菌属,通过接种试验发
现,内生真菌侵染后大针茅的株高、叶片数、干鲜质
量显著提高,这表明内生真菌的定殖增强了宿主的
生存和适应能力.
弯孢属(Curvularia)真菌在戈壁中占的比例最
高.该属真菌已经被证实可以显著提高水稻、小麦、
番茄和西瓜等宿主的抗旱能力[30-32];而戈壁中土壤
含水量极低,弯孢属真菌的存在可能有助于针茅适
应戈壁中干旱的环境.
在高山草甸中分离得到的 Pythium macrospo鄄
rum,是一种腐霉属真菌,是首次被作为内生真菌发
现.腐霉属真菌大多是植物病原菌[14,33],因此 P.
macrosporum也可能是一种潜在的植物致病菌.仅在
亚高山草甸中分离得到的 Microdochium bolleyi 是一
种能够引起植物炭疽病的病原真菌[29,34],而仅从典
型草原中分离得到的棘壳孢属(Pyrenochaeta)真菌
是一种小麦的病原真菌[16] . 在草原环境中,潜在的
植物病原真菌的存在应该引起高度重视. 这些真菌
都是分离自健康的植株,一方面原因可能是病原真
菌由于宿主的种类、抗病性、生理状态的改变,暂时
不表现出致病性,是潜在的致病菌[3];另一方面,可
能是由于这些病原真菌存在种内的基因位点差异,
所以导致在针茅根部生存的内生真菌丧失了致病
性[35] .
3郾 3摇 各草原类型中内生真菌的多样性和群落结构
差异
高山草甸中内生真菌覆盖的门和属最多,多样
性指数均较高,与其所处的地理环境有一定关系.该
区域海拔高,雨量充沛,地表植被丰富,因而土壤中
含有较多的有机质,湿润、高含量的有机质可能提高
了内生真菌群落多样性[18,36] .荒漠草原的内生真菌
群落丰富度指数 (1. 64 ) 和多样性指数都很低
(1郾 33),这可能与荒漠草原降雨量较低、植被较为
稀少有关.而戈壁地区的降雨量极低(年降雨量仅
为 65郾 0 mm),植被稀疏,但内生真菌的丰富度指数
(2郾 12)、多样性指数(1. 87)和均匀度指数(0. 91)都
较高,可能是由于该地区土壤中水分含量极低,反而
促进了针茅根系的生长与土壤的接触面更多,因而
提高了内生真菌侵染的可能性.另一方面,该草原类
型中分离到了能够协助宿主抗旱的弯孢属(Curvu鄄
laria)真菌[3,30-31],表明该地区极度干旱的环境促进
了那些能够协助宿主适应干旱环境的内生真菌的侵
染与定植,进而提高了内生真菌的多样性.
相似性系数是反映 2 个不同生境中真菌菌群组
成相似程度的重要参数[20] . 本研究中,各草原类型
间相似性系数较低,表明不同草原类型中针茅根部
内生真菌群落结构差异较大. 尽管本研究是在针茅
属的水平进行的,针茅的种类可能不同,但有报道指
出,同一生境中植物根部内生真菌群落结构的相似
性较高[3,37],环境因素对内生真菌群落结构的影响
要大于宿主种类的影响[27,38] . 本研究通过 RDA 分
析也表明,环境因素的变化影响 6 个草原类型针茅
根部内生真菌的群落结构,其中,海拔和年降雨量对
高山草甸针茅根部内生真菌的影响较大,而荒漠草
原和亚高山草甸主要是受纬度的影响.典型草原、草
甸草原和戈壁间的针茅根部内生真菌群落相似性较
高,可能与这 3 种草原类型的年平均气温、经度和纬
度较为相似有关.整体来看,针茅根部内生真菌群落
结构在各草原类型中的分布和多样化受各地生境差
异的影响,而针茅在各地定植演化的过程中,为了能
够适应特定的生境,与内生真菌经过长期的相互作
用,已经形成相对稳定的针茅鄄内生真菌群落结构.
本研究用 PDA 作为分离培养基对针茅根部内
生真菌进行分离纯化,获得了较高的内生真菌多样
性,证明在不同草原针茅属植物根部组织中存在丰
富的内生真菌,这些内生真菌在植物长期进化和适
应生态环境变化过程中发挥重要作用.然而,人工培
养基不同于植物组织内部特殊的生长环境[39],所以
通过分离培养的方法会导致不能培养或者生长特别
慢的内生真菌的缺失,并且由于培养基的不同,通过
培养获得内生真菌的群落结构只是针茅根部内生真
菌种群的一部分[4] . 今后的研究中,还需要进一步
结合非培养的分子生态学方法来更全面地了解针茅
根部内生真菌群落结构特征[13,27,40] .
参考文献
[1]摇 Guo L鄄D (郭良栋). Advances of researches on endo鄄
phytic fungi. Mycosystema (菌物学报), 2001, 20
(1): 148-152 (in Chinese)
[2]摇 Kleczewski NM, Bauer JT, Bever JD, et al. A survey of
endophytic fungi of switchgrass (Panicum virgatum) in
the Midwest, and their putative roles in plant growth.
Fungal Ecology, 2012, 5: 521-529
[3]摇 Loro M, Valero鄄Jim佴nez CA, Nozawa S, et al. Diversity
and composition of fungal endophytes in semiarid North鄄
west Venezuela. Journal of Arid Environments, 2012,
0843 应摇 用摇 生摇 态摇 学摇 报摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 25 卷
85: 46-55
[4]摇 Porras鄄Alfaro A, Bayman P. Hidden fungi, emergent
properties: Endophytes and microbiomes. Annual Review
of Phytopathology, 2011, 49: 291-315
[5]摇 Hanada RE, Pomella AW, Costa HS, et al. Endophytic
fungal diversity in Theobroma cacao ( cacao) and T.
grandiflorum ( cupuacu) trees and their potential for
growth promotion and biocontrol of black鄄pod disease.
Fungal Biology, 2010, 114: 901-910
[6]摇 Kunkel BA, Grewal PS, Quigley MF. A mechanism of
acquired resistance against an entomopathogenic nema鄄
tode by Agrotis ipsilon feeding on perennial ryegrass har鄄
boring a fungal endophyte. Biological Control, 2004,
29: 100-108
[7]摇 Naik BS, Shashikala J, Krishnamurthy YL. Study on
the diversity of endophytic communities from rice (Oryza
sativa L. ) and their antagonistic activities in vitro.
Microbiological Research, 2009, 164: 290-296
[8]摇 Tian P, Nan Z, Li C, et al. Effect of the endophyte
Neotyphodium lolii on susceptibility and host physiologi鄄
cal response of perennial ryegrass to fungal pathogens.
European Journal of Plant Pathology, 2008, 122: 593-
602
[9]摇 Adelin E, Martin MT, Bricot MF, et al. Biotransforma鄄
tion of natural compounds: Unexpected thio conjugation
of Sch鄄642305 with 3鄄mercaptolactate catalyzed by As鄄
pergillus niger ATCC 16404 cells. Phytochemistry,
2012, 84: 135-140
[10]摇 He L, Liu N, Wang Y, et al. Isolation an antimicrobial
action of endophytic fungi from sophora flavescens and
effects on microorganism circumstances in soil. Procedia
Environmental Sciences, 2013, 18: 264-270
[11]摇 Angelini P, Rubini A, Gigante D, et al. The endophy鄄
tic fungal communities associated with the leaves and
roots of the common reed (Phragmites australis) in Lake
Trasimeno ( Perugia, Italy) in declining and healthy
stands. Fungal Ecology, 2012, 5: 683-693
[12]摇 Ghimire SR, Charlton ND, Bell JD, et al. Biodiversity
of fungal endophyte communities inhabiting switchgrass
(Panicum virgatum L. ) growing in the native tallgrass
prairie of northern Oklahoma. Fungal Diversity, 2010,
47: 19-27
[13]摇 Kohout P, T侑觢itelov佗 T, Roy M, et al. A diverse fungal
community associated with Pseudorchis albida ( Orchi鄄
daceae) roots. Fungal Ecology, 2013, 6: 50-64
[14]摇 Manici LM, Kelderer M, Franke鄄Whittle IH, et al. Re鄄
lationship between root鄄endophytic microbial communi鄄
ties and replant disease in specialized apple growing are鄄
as in Europe. Applied Soil Ecology, 2013, 72: 207-214
[15]摇 Wilberforce E. Agricultural management affects commu鄄
nities of culturable root鄄endophytic fungi in temperate
grasslands. Soil Biology and Biochemistry, 2003, 35:
1143-1154
[16]摇 Su YY, Guo LD, Hyde KD. Response of endophytic
fungi of Stipa grandis to experimental plant function
group removal in Inner Mongolia steppe, China. Fungal
Diversity, 2010, 43: 93-101
[17]摇 White TJ, Bruns T, Lee S, et al. Amplification and di鄄
rect sequencing of fungal ribosomal RNA genes for phy鄄
logenetics / / Innis MA, Gelfand DH, Sninsky JJ, eds.
PCR Protocols: A Guide To Methods And Applications.
San Diego, CA: Acedimic Press, 1990, 18: 315-322
[18]摇 Gu P鄄W (顾沛雯), Hao L (郝 摇 丽), Xu R (徐 摇
润), et al. Diversity and antimicrobial activity of endo鄄
phytic fungi in Sophora alopecuroides L. from Baijitan
National Nature Reserve of Ningxia. Journal of North鄄
west A&F University (Nature Science) (西北农林科技
大学学报·自然科学版), 2012, 40(5): 209 -216
(in Chinese)
[19]摇 Chai X鄄Y (柴新义), Chen S鄄L (陈双林). Diversity of
endophytic fungi from Pteroceltis tatarinowii. Mycosys鄄
tema (菌物学报), 2011, 30(1): 18-26 (in Chinese)
[20]摇 Du S鄄K (杜少康), Chen S鄄L (陈双林), Lin D (林摇
岱), et al. Diverstiy of endophytic fungi in leaves of
Ginkgo biloba. Mycosystema (菌物学报), 2009, 28
(4): 504-511 (in Chinese)
[21]摇 Liu Z (刘摇 准), Tao G (陶 摇 刚), Liu Z鄄Y (刘作
易), et al. Diversity analysis of endophytic fungi associ鄄
ated with Bletilla ochracea (Orchidaceae). Mycosystema
(菌物学报), 2013, 32(5): 812-818 (in Chinese)
[22]摇 Lu X鄄P (卢鑫萍), Du Q (杜摇 茜), Yan Y鄄L (闫永
利), et al. Effects of soil rhizosphere microbial commu鄄
nity and soil factors on arbuscular mycorrhizal fungi in
different salinized soils. Acta Ecologica Sinica (生态学
报), 2012, 32(13) : 4071-4078 (in Chinese)
[23]摇 Qin H (秦摇 华), Li G鄄D (李国栋), Ye Z鄄Q (叶正
钱), et al. Evolvement of soil bacterial community in
intensively managed Phyllostachys praecox stand and re鄄
lated affecting factors. Chinese Journal of Applied Ecolo鄄
gy (应用生态学报), 2010, 21(10): 2645-2651 ( in
Chinese)
[24]摇 Tao S (陶摇 诗), Liu Y鄄L (刘一令), Huang X鄄X (黄
小香), et al. Isolation and culture features of Cymbidi鄄
um georingii mycorrhizal fungi. Northern Horticulture
(北方园艺), 2010(16): 108-111 (in Chinese)
[25]摇 Zhang Q鄄B (张庆波), Chen Y鄄C (陈玉婵), Li H鄄H
(李浩华), et al. Isolation, identification and cytotoxic
activities of endophytic fungi from Taxus chinensis var.
mairei. Biotechnology Bulletin (生物技术通报), 2013
(1): 172-177 (in Chinese)
[26]摇 Nilsson RH, Kristiansson E, Ryberg M, et al. Intraspe鄄
cific ITS variability in the kingdom fungi as expressed in
the international sequence databases and its implications
for molecular species identification. Evolutionary Bioin鄄
formatics Online, 2008, 4: 193-201
[27]摇 Khidir HH, Eudy DM, Porras鄄Alfaro A, et al. A gener鄄
al suite of fungal endophytes dominate the roots of two
dominant grasses in a semiarid grassland. Journal of
Arid Environments, 2010, 74: 35-42
[28]摇 Xia X, Lie TK, Qian X, et al. Species diversity, distri鄄
bution, and genetic structure of endophytic and epiphy鄄
tic Trichoderma associated with banana roots. Microbial
Ecology, 2011, 61: 619-625
[29]摇 Hai L鄄L (海丽丽). Study of Endophytic Fungi from the
184312 期摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 张少鹏等: 不同草原类型针茅根部内生真菌群落结构摇 摇 摇 摇 摇 摇
Roots of Stipa grandis in Typical Steppe. Master Thesis.
Hohhot: Inner Monglia Agricultural University, 2011
(in Chinese)
[30]摇 Redman RS, Sheehan KB, Stout RG, et al. Thermoto鄄
lerance generated by plant / fungal symbiosis. Science,
2002, 298: 1581
[31]摇 Rodriguez R, Redman R. More than 400 million years
of evolution and some plants still can爷t make it on their
own: Plant stress tolerance via fungal symbiosis. Journal
of Experimental Botany, 2008, 59: 1109-1114
[32]摇 Rodriguez RJ, Redman RS, Henson JM. The role of
fungal symbioses in the adaptation of plants to high
stress environments. Mitigation and Adaptation Strate鄄
gies for Global Change, 2004, 9: 261-272
[33]摇 Okubara PA, Dickman MB, Blechl AE. Molecular and
genetic aspects of controlling the soilborne necrotrophic
pathogens Rhizoctonia and Pythium. Plant Science,
2014. http: / / dx. doi. org / 10. 1016 / j. plantsci. 2014.
02. 001
[34]摇 Sung KH, Kim WG, Lee SY. Identification of Microdo鄄
chium bolleyi associated with basal rot of creeping bent
grass in Korea. Mycobiology, 2008, 36: 77-80
[35]摇 Xu P, Chen F, Mannas JP, et al. Virus infection im鄄
proves drought tolerance. New Phytologist, 2008, 180:
911-921
[36]摇 Mao Y鄄T (毛益婷), Dai X鄄Y (代晓宇), Ma R (马摇
荣). A preliminary study on diversity of endophytic fun鄄
gi from wild Dendrobium officinale under different habi鄄
tats. Journal of Xinjiang Agricultural University (新疆
农业大学学报), 2011, 34 (3): 234 - 238 ( in Chi鄄
nese)
[37]摇 S佗nchez MS, Bills GF, Zabalgogeazcoa I. Diversity and
structure of the fungal endophytic assemblages from two
sympatric coastal grasses. Fungal Diversity, 2008, 33:
87-100
[38]摇 Arnold AE, Lutzoni F. Diversity and host range of foliar
fungal endophytes: Are tropical leaves biodiversity
hotspots? Ecology, 2007, 88: 541-549
[39]摇 Yang X鄄W (杨晓雯), Zhao B鄄Y (赵宝玉), Lu H (路
浩), et al. Effect of different culture conditions on di鄄
versity of endophytic fungi in Oxytropis kansuensis. Acta
Veterinaria et Zootechnica Sinica (畜牧兽医学报),
2013, 44(10): 1660-1666 (in Chinese)
[40]摇 Premalatha K, Kalra A. Molecular phylogenetic identifi鄄
cation of endophytic fungi isolated from resinous and
healthy wood of Aquilaria malaccensis, a red listed and
highly exploited medicinal tree. Fungal Ecology, 2013,
6: 205-211
作者简介摇 张少鹏,男,1989 年生,硕士研究生.主要从事微
生物资源与多样性研究. E鄄mail: zsp07@ qq. com
责任编辑摇 孙摇 菊
2843 应摇 用摇 生摇 态摇 学摇 报摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 摇 25 卷