全 文 ： 收稿日期：2008-12-03
基金项目：中国科学院知识创新工程重要方向性项目（KSCX2-YW-N-032）资助
作者简介：高丽（1979-），女，河南南阳人，硕士，从事植物生物技术研究。
注：杨波为通讯作者。

花榈木组培苗茎段低温胁迫培养及耐冷性诱导
高 丽，杨 波，李洪林
(中国科学院 武汉植物园，湖北 武汉 430074)

摘 要：以花榈木组培苗茎段为试材，在低温胁迫条件下进行耐冷性愈伤组织诱导培养。结果表明，5 ℃是
花榈木茎段低温胁迫培养及耐冷性诱导的最适温度。经过 5 ℃低温胁迫培养获得的耐冷性愈伤组织在分化培
养基 MS + 6-BA 2.0 mg/L + NAA 0.25 mg/L 上的分化率达 70.0%，且再生植株的低温伤害率明显低于对照。
关键词：花榈木；低温胁迫；耐冷性
Doi: 10.3969/j.issn.1009-7791.2009.02.005
中图分类号：Q945.78 文献标识码：A 文章编号：1009-7791(2009)02-0019-03


Stems Culture under Low Temperature Stress and Chilling Tolerance
Induction of Ormosia henryi Seedlings Cultured in vitro
GAO Li, YANG Bo, LI Hong-lin
(Wuhan Botanical Garden, Chinese Academy of Sciences, Wuhan 430074, Hubei China)

Abstract: Stems of tissue culture seedlings of Ormosia henryi were cultured under low temperature
stress. The results showed that the optimal temperature for induction of chilling tolerance callus was
5 . The differentiation frequency of chilling tolerance callus cultured under 5℃ ℃ was 70.0% on
MS solid medium supplemented with 6-BA 2.0 mg/L and NAA 0.25 mg/L, and the injury rate of
regenerated plants from chilling tolerant callus was much lower than that of control group.
Key words: Ormosia henryi; low temperature stress; chilling tolerance

花榈木(Ormosia henryi)为豆科(Leguminosae)蝶形花亚科(Papilionideae)红豆属(Ormosia)常绿乔木，
又名花梨木、臭桶柴、亨氏红豆、红豆树[1]，属国家二级重点保护树种[2]。花榈木为亚热带树种，性喜
温暖湿润，较耐寒，北纬 33°20′的陕西宁陕县也有栽培。花榈木为珍贵用材树种，材质致密，纹理均匀，
是制作高档家具（红木家具）、工艺品及高级地板的重要原材料。其根、枝、叶入药，能祛风散结、解
毒去瘀，也是一种重要的药用植物。此外，因其常绿阔叶、树冠开展、枝叶浓密、树干光洁，亦是优
良的庭园绿化树种。近年来，随着城镇绿化水平的提高，对绿化物种多样性的要求越来越高，花榈木
用作城市绿化树种也倍受人们喜爱。由于花榈木木材有特殊用途，从 20 世纪 60 年代开始，在其原生
地，花榈木遭到大量砍伐，现已很难找到片林分布和较大单株。因此，研究提高花榈木的耐寒性，以
及利用现代生物技术手段筛选培育耐寒性较强的花榈木新品种，使花榈木推进温带地区甚至更寒冷地
区栽培，不仅可以扩大我国花榈木栽种范围，满足市场需求，有效地保护野生资源，而且对其它木本
植物的抗寒育种亦有重要参考价值。


2009,38(2):19-21.
Subtropical Plant Science
第 38 卷 ﹒20﹒
1 材料与方法
1.1 材料
选用中国科学院武汉植物园快繁学科组组培室保存的生长良好、整齐一致的花榈木组培苗作为供
试材料。
1.2 方法
1.2.1 组培苗茎段低温胁迫培养及愈伤组织诱导 取长势一致的花榈木组培苗，将茎段切成约 0.5 cm
小段接种于愈伤组织诱导培养基（MS + NAA 1.0 mg/L + KT 0.5 mg/L + 6-BA 1.0 mg/L）上。低温胁迫
培养参照赵福宽等[3]方法，即接种后分别于 1 ℃、5 ℃、10 3℃ 种低温处理与常温 25 ℃条件下昼夜交
替培养，每天低温暗培养 12 h，常温光培养 12 h。低温与常温交替培养 10 d 后转为连续常温培养。每
处理 3 瓶，每瓶接 4 个茎段，重复 3 次。未经低温处理的对照一直在常温 25 ℃条件下培养。接种后分
别于第 10 天和第 20 天统计愈伤组织的诱导情况及生长状况。
1.2.2 愈伤组织的耐冷性鉴定 在无菌操作条件下，将低温胁迫处理与常温交替培养产生的愈伤组织每
块分割成两份，一份用于耐冷性鉴定，另一份继续培养。愈伤组织的耐冷性鉴定采用电导率法：称取
0.1 g 愈伤组织，置于 5 ℃冰箱低温处理 24 h，然后将愈伤组织置于 50 ml 具塞试管中，加 10 ml 无离
子水在室温下浸泡 12 h，用 DDS-11A 型数字电导率仪测定浸出液电导率 S1，代表低温处理后细胞电解
质的外渗率。测定过的样品煮沸 15 min，待冷却至室温后，用同一方法测定细胞被全部破坏后浸泡液
电导率 S2，以代表细胞电解质总含量。每样品处理重复 2 次，计算组织伤害率（组织伤害率= S1/S2×100%）
作为筛选耐冷性的指标。
1.2.3 耐冷性愈伤组织的分化培养及再生植株的耐冷性鉴定 筛选出的耐冷性愈伤组织（与耐冷性鉴定
所用愈伤组织对应的另一部分一直培养的愈伤组织）转接到分化培养基(MS + 6-BA 2.0 mg/L + NAA
0.25 mg/L)上进行培养，30 d 后统计愈伤组织分化率。经分化培养获得的再生植株，每株选基部 3 片叶
片用打孔器取样进行耐冷性鉴定，鉴定方法同愈伤组织的耐冷性鉴定。
2 结果与分析
2.1 低温胁迫对愈伤组织诱导的影响
在 1 ℃、5 ℃、10 3℃ 种低温处理下进行花榈木组培苗茎段愈伤组织诱导，均能获得愈伤组织，但
诱导时间及愈伤组织块的大小有所不同。其
中，经 1 ℃低温处理诱导出愈伤组织所需的
时间最长，且愈伤组织块最小、生长最慢（图
1），接种 20 d 时愈伤诱导率只有 77.8%，而
5 ℃、10 ℃及常温处理下的愈伤诱导率均达
100%，并且在 5 ℃、10 ℃低温胁迫处理下
诱导出愈伤组织所需时间及愈伤组织块的
大小，与对照（常温 25 ℃培养产生的愈伤
组织）均无显著差异（表 1）。
表 1 低温胁迫对愈伤组织诱导的影响
产生愈伤组织的外植体数 处理温度(℃) 接种外植体数
10 d 20 d
愈伤组织生长状况 愈伤诱导率(%)
1 36 5 28 块小、生长缓慢 77.8
5 36 16 36 块大、生长较快 100
10 36 18 36 块大、生长较快 100
25(CK) 36 25 36 块大、生长最快 100
图 1 低温胁迫下诱导的愈伤组织
注：左 1 ℃处理；右 25 ℃处理
第 2 期 高丽,等：花榈木组培苗茎段低温胁迫培养及耐冷性诱导 ﹒21﹒
2.2 低温胁迫对愈伤组织耐冷性的影响
将 1 ℃、5 ℃、10 3℃ 个低温胁迫下产生的愈伤组织再以 5 ℃低温处理 24 h 后，用电导率法鉴定
其耐冷性。结果（表 2）显示，3 个温度
处理对产生的愈伤组织低温伤害率均有
一定影响，其中以 5 ℃处理获得的愈伤组
织低温伤害率最低，仅为 53.0%，与常温
培养获得的愈伤组织的低温伤害率的差
异达到显著水平。说明在本实验条件下，
5 ℃是花榈木组培苗茎段进行耐冷性愈
伤组织诱导的适宜温度。
2.3 低温胁迫对愈伤组织分化及再生植株耐冷性的影响
将 1 ℃、5 ℃、10 3℃ 个低温胁迫下产生的愈伤组织，转接到分化培养基中培养，30 d 后愈伤组
织的分化结果如表 3。在 1 ℃低温胁迫下产生的愈伤组织始终未能分化出再生植株；在 5 ℃、10 ℃低
温胁迫下产生的愈伤组织的分化率分别为 70.0%、73.3%，与对照分化率 76.7%相比无显著差异。对 5 ℃、
10 ℃低温胁迫下产生愈伤组织分化的再生植株用电导率法测定其耐冷性，可以发现其低温伤害率显著
低于对照（图 2），而这两种温度处理之间的再生植株的低温伤害率未显示出差异性（表 3）。
3 讨 论
植物细胞在逆境条件下，细胞膜透性反映了膜系统的稳定性。
当植物组织受到低温影响时，其质膜的功能可能受损或结构破坏，透性增大，细胞内各种可溶性物质
包括电解质均有不同程度的外渗[4]。细胞外渗物质的多少，与电解质渗出率成正比，电解质渗出比率
越高，表明质膜损伤程度越大。本研究表明，低温胁迫处理对愈伤组织及再生植株均产生了一定影响，
其组织伤害率均明显低于对照，说明低温胁迫培养增强了花榈木幼苗的抗寒力；且 5 ℃处理的效果最
好，表明 5 ℃是本实验条件下花榈木茎段低温胁迫培养及耐冷性诱导的最适温度。
通过植物组织离体培养再加以低温选择可增强植物对低温逆境的抗性。这种在低温胁迫条件下获
得的耐冷性，在育种工作中是否具有实际应用价值则取决于获得的耐冷性的遗传稳定性。植物组织离
体培养获得的耐冷性遗传稳定性研究已有报道，如 Dorffling 等[5]通过组织离体培养获得小麦耐冷性变
异系并对其遗传稳定性进行分析，发现耐冷性直至自交 4 代仍能较稳定地遗传。本研究获得的花榈木
耐冷性愈伤组织经过常温继代培养仍保持其耐冷性，且再生植株的耐冷性也比对照明显增强，表明耐
冷性的增强可能涉及基因组的微细变化。植物抗寒冻基因是一种诱发基因，只有在特定条件（主要是
低温和短日照）下才能启动表达，进而发展为抗寒冻力[6]。自从 Guy 等[7]首次报道低温改变菠菜基因
表达方式以来，许多研究结果表明，在植物抗寒冻锻炼中适当低温条件能诱导一些与抗寒冻性有关的
基因表达。20 世纪 90 年代以来，通过低温诱导处理，使高大乔木的幼苗抗寒冻能力增加的研究在国内
外均有报道。花榈木茎段低温胁迫培养诱导产生的耐冷性的遗传稳定性及其机制尚待进一步研究。
（下转第 25 页）
表 2 低温胁迫对愈伤组织耐冷性的影响
处理温度(℃) 电导率 S1 (μs/cm) 电导率 S2 (μs/cm) 低温伤害率(%)
1 22.5 37.3 60.3 ab
5 18.6 35.1 53.0 a
10 14.4 23.3 61.8 ab
25 13.1 16.5 79.4 b
注：同列数值后不同小写英文字母表示在 5%水平差异显著，表 3 同。
表 3 低温胁迫对愈伤组织分化及再生植株耐冷性的影响
处理温度
(℃)
接种愈伤组
织块数
分化愈伤
组织块数
分化率
(%)
再生植株的低温
伤害率(%)
1 20 — — —
5 30 21 70.0 a 38.8 a
10 30 22 73.3 a 41.5 a
25 30 23 76.7 a 63.2 b
图 2 5 ℃处理产生的愈伤组织
分化的再生植株
第 2 期 尹明华,等：黄独脱毒苗快繁及产业化技术探讨 ﹒25﹒
糖，这与张春华等[11]对马铃薯、菊花和满天星的研究结果一致。在植物组织培养中，通常采用三角瓶
作为培养容器，其成本较高[12]。本实验表明，在黄独脱毒苗的快繁中，果酱瓶可以代替三角瓶，脱毒
苗在果酱瓶内与三角瓶内生长情况一致，且果酱瓶瓶口比三角瓶大，操作更方便。实验还表明，在黄
独脱毒苗的快繁中，液体培养优于固体培养，这样也可节约琼脂的费用，符合工厂化生产的要求。另
外，在有些植物的组织培养中，可以将自来水煮沸以降低其中Ca2+、Mg2+等离子浓度，从而用自来水
代替蒸馏水[11]。但本实验结果表明，煮沸的自来水不能代替蒸馏水，这与李明军等[13]对怀地黄的研究
结果一致。大量实验表明，气孔行为异常是导致试管苗保水能力差、移栽成活率低的主要因素之一[8]。
本实验中，刚开始移栽的试管苗气孔张开率较大，随后逐渐减小，到第5天，气孔关闭率最高，达到80%，
然后逐渐减小，并维持在60%～70%之间，说明气孔已经恢复了正常的关闭功能。因此，为了防止气孔
张开率过高使水分散失过快而导致试管苗死亡，应在移栽后前5天注意保湿，这与李明军等[8]对怀山药
的研究结果一致。
3.2 黄独脱毒苗的产业化生产流程
通过对黄独脱毒苗快繁及产业化技术研究，我们认为，其产业化生产流程要以“合理安排、节约成
本”为原则，可分为“三大生产线”，即培养基生产、组培苗生产和商品苗生产。培养基生产线主要完成
洗涤、配制和消毒等工作；组培苗生产线主要完成无菌操作和组培苗等工作；商品苗生产线主要完成
移栽、管理、种苗出售（圃）。同时，各个生产线要注意各个环节的成本节约问题，从而获得更高的
经济效益。
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(上接第 21 页)
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