全 文 ：生物技术通报
·综述与专论· BIOTECHNOLOGY BULLETIN 2014年第1期
生物柴油新原料—— 微生物油脂
贾彬1，2 王亚南2 何蔚红2 刘德海2 谢复红2 王继雯2 冯菲2 黄瑛1
（1. 深圳大学生命科学学院，深圳 518061 ；2. 河南省微生物工程重点实验室，郑州 450003）
摘 要 ： 生物柴油是替代传统石化能源的重要途径，但高昂的原料油成本限制其进一步应用。微生物油脂具有价格低廉、
供给充足和不占用耕地资源等优点，是理想的生物柴油原料油脂。对微生物油脂组成成分，提取和测定方法等方面进行详细介绍，
并重点综述转座标签育种、代谢通路调控育种、转录因子调控育种和发酵过程优化等技术在提高细胞油脂积累量方面的应用进展，
探讨以微生物油脂为新原料制备生物柴油的优点及可行性。
关键词 ： 微生物油脂 生物柴油 油脂含量测定 代谢通路调控
New Biodiesel Raw Material—Microbial Lipid
Jia Bin1，2 Wang Yanan2 He Weihong2 Liu Dehai2 Xie Fuhong2 Wang Jiwen2 Feng Fei2 Huang Ying1
（1. College of Life Science，Shenzhen University，Shenzhen 518061 ；2. Henan Key laboratory of microbe engineering，Zhengzhou 450003）
Abstract:  Biodiesel is an important approaches for substitution of fossil energy, however, high raw material cost restricts its further
application. Microbial lipid is ideal biodiesel raw material because of its quality of sufficient supply, cheapness and none farmland consuming.
In this paper, we summarized resent progress in microbial lipid extraction and determination, detailed reviewed the applications of transposon
tagging, metabolic pathway control, transcription factor control and fermentation optimization in cellular lipid accumulation, discussed the
possibility and advantages of biodiesel production using microbial lipid.
Key words:  Microbial lipid Biodiesel Lipid determination Metabolism pathway control
生物柴油指甘油三酯经酯交换工艺生成的脂肪
酸甲酯或乙酯。随着能源危机的加剧和原油价格的
飙升， 生物柴油技术受到越来越多的关注与重视。
就我国实际情况而言， 我国是世界第二大能源消费
国， 对外石油依存度已超过 50%， 石油供给的相对
不足已成为制约经济发展的关键瓶颈， 这使生物柴
油具有巨大的发展空间。本文就生物柴油的发展趋
势， 对微生物油脂的研究状况进行综述， 探讨以微
生物油脂为新原料制备生物柴油的优点及可行性，
为降低生物柴油成本提供对策。
理想替代品。生物柴油的原料油可分为植物油脂、
动物油脂、废弃油脂以及新兴的微生物油脂等。各
国在原料油的选择上区别较大， 欧、美等国多数以
大豆油、菜籽油、芥末籽油等作为原料油， 而东南
亚等国基本使用棕榈油， 日本则一般使用餐饮废油，
我国主要采用麻风树油、黄连木油等木本油脂和地
沟油等废弃油脂， 而以微生物油脂为原料的生物柴
油还处于研究阶段。据统计， 现阶段生物柴油的原
料油成本占总成本的 50%-85%［1］， 成为决定生物柴
油最终价格的关键因素。
1 生物柴油概况 2 生物柴油原料油优劣分析
与石化柴油相比， 生物柴油具有良好的燃料性 2.1 现有生物柴油油源特点及缺陷
能、较高的安全性能、清洁尾气排放性能和发动机 草本油料作物油脂含量较高， 种子收获、贮藏、
低温启动性能， 且润滑性良好， 能延长发动机使用 运输和加工的程序简便。但我国种植量少， 不能用
寿命， 属于典型的绿色可再生能源， 是石化燃料的 于生物柴油生产 ； 木本油料植物可在荒山种植， 不
收稿日期 ：2013-06-03
基金项目 ： 国家自然科学基金项目（31100582）
作者介绍 ： 贾彬， 男， 博士， 副研究员， 研究方向 ： 生物质能源 ；E-mail ：Jiasanlin@gmail.com
20 生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2014年第1期
占用耕地资源， 还可绿化环境、改良生态。但其油
脂含量偏低， 收获、存储成本高， 荒山种植进一步
增加了采摘难度和效率 ； 废弃油脂成本较低， 但其
成分复杂， 酸度高， 加上我国废弃油脂的回收渠道
缺乏、监督不严， 且回流餐桌现象屡禁不止， 难以
稳定、持续供给生物柴油生产。
按照我国当前运输燃油消耗量估算， 以生物柴
油完全替代石化燃料需要相应种植大豆 27 605×104
hm2， 占现有耕地面积 225.5% ； 种植油菜 7 524×104
hm2， 占耕地 61% ； 种植麻疯树 2 666×104 hm2， 占
耕地 22%［2］。巨大的种植量和种植面积在我国难以
实现， 寻找高油脂含量的新油源意义重大。
2.2 微生物油脂及其优势
微生物油脂又称单细胞油脂（Single cell oils），
是微生物在一定条件下将碳水化合物、碳氢化合物
等碳源转化为菌体内大量储存的油脂。其主要成分
同植物油脂类似， 但不饱和程度更高， 以它为原料
生产的生物柴油品质更高［3］。与其它原料油相比微
生物油脂具有以下优点 ：（1） 原料供给充足。微生
物生长周期仅 4-7 d， 且环境适应性强， 甚至可以做
到即时生产 ；（2） 不占用耕地和淡水资源。部分藻
类可在江海湖泊生长， 更符合国家生物柴油发展政
策 ；（3） 可规模化管理和生产。微生物不受外界环
境影响， 能在工厂发酵罐中大规模生产， 进而实现
现代化工业生产 ；（4） 产品附加值高。大部分微生
物在产油的同时会积累 EPA 、DHA 和饲料蛋白等高
附加值副产品，增加生物柴油产业链，提高产品利润。
由此可见， 微生物油脂具有广阔前景， 是生物柴油
未来发展的重要方向。
3 微生物油脂研究进展
3.1 产油微生物的种类
微生物大都能合成少量油脂， 但只有油脂积累
量超过 20% 的部分才可被称为油脂微生物。虽然油
脂微生物在藻类、酵母、真菌和细菌中都存在， 但
可用于生物柴油生产的仅有一少部分， 表 1 列举了
几种常见油脂微生物及其油脂含量。表中酵母、真
菌类油脂含量最高（50%-70%）， 藻类油脂含量稍
低（30%-60%），细菌类油脂含量最低（20%-40%）。
可见， 对生物柴油来说， 酵母、真菌和藻类才具有
实际意义。其中酵母、真菌为异养型微生物， 需额
外添加碳、氮源才能合成油脂。而藻类为典型自养
微生物，生长需求低，能直接利用光和 CO2 合成油脂。
它们在无论淡水还是海水的开放环境中都可大量繁
殖， 更适合生物柴油发展的需求。
表 1 常见油脂微生物及其油脂含量
Microorganism Lipid content（W/W，%）
Yeast［4-8］
Lipomyces starkeyi 64.9
Lipomyces lipofer 64
Rhodotorula giutinis 72
Cryptococcus albidus 65
Yarrowia lipolytica 44-54
Trichosporon fermentans 62.4
Candida curvata 58-60
algae［5］
Botryococcus braunii 25-75
Isochrysis galbana 22-38
Haematococcus pluvialis 30-40
Nannochloropsis sp. 31-68
Nitzschia sp. 45
Parietochloris incise 30-45
Mold［9，10］
Aspergillus oryzae 37
Pythium ultimum 48
Cunninghamella japonica 60
Entomophthora coronata 43
Mortierella alpina 50
Bacteria［11］
*Rhodococcus erythropolis 21.0%
*Nocardia coralline 23.9%
*Rhodococcus opacus 87%
*Acinetobacter sp. strain 211 25%
* 细胞全脂肪酸含量
3.2 微生物油脂成分组成
微生物油脂成分同植物油脂成分基本相同， 均
为脂肪酸甘油三酯。甘油酯的脂肪酸碳链长度多
为偶数， 尤其以棕榈酸、油酸、亚油酸和硬脂酸
等含量较高， 但部分微生物多不饱和脂肪酸含量
较高， 不同来源微生物油脂脂肪酸组成情况见表
2［6，10］。藻类油脂以 C16 、C18 为主，Δ9、Δ12 和 Δ15
形式的不饱和脂肪酸较多。酵母和真菌油脂也以不
饱和脂酸为主，C18∶1 和 C18∶2 最多，C16∶1 略
少， 且多含特殊脂， 如 M. alpina 含 7% 的 C20∶3，
21 2014年第1期 贾彬等 ： 生物柴油新原料——微生物油脂
E. coronata 则 含 13% 的 C20∶1 和 6% 的 C22∶1 。 饱和脂肪酸为主， 但极少数细菌油脂积累度可高达
细菌油脂含量较低， 油脂成分结构也相对简单， 以 70% 以上， 但总体上讲， 细菌油脂不适合生物柴油
表 2 油脂微生物的脂肪酸组成
Microorganism
C14∶0 C16∶0 C16∶1
relative lipid content（%）
C18∶0 C18∶1 C18∶2 C18∶3 Other
Algae 4-16 16-56 1-2 0-1 16-21 4-20 14-30 2-6
Yeast - 11-37 1-6 1-10 28-66 3-24 1-3 3-6
Mold 0-31 7-23 1-6 2-6 19-81 8-40 4-42 5-13
Bacteria 1-7 8-10 10-11 11-12 25-28 14-17 - -
生产。
3.3 微生物油脂的提取及含量测定
3.3.1 提取方法 油脂提取方法可能随目标提取物
不同而存在较大差异， 但其效率却是影响油脂价格
和品质的关键因素。微生物油脂提取一般只涉及细
胞破碎和油脂分离两个过程， 但由于藻类水分含量
高需增加脱水步骤， 因而晒干、喷雾干燥、冷冻干
燥和滚筒干燥等方法常被作为藻类油脂提取的预处
理步骤。
细胞破碎的方法有基于机械剪切力的超声、高
压、珠磨床和粉碎机破碎等， 也有基于物理 / 化学
法的反复冻融、有机溶剂处理、渗透压休克和生物
酶处理等方法。根据原料材质， 选择合理的细胞破
碎方法非常重要。Lee 等［12］比较了高压、微波、超
声等 5 种破碎方法对微藻油脂提取率的影响发现，
在同等条件微波法提取效率最高， 油脂提取量达到
28.6% 。而 Mendes-Pinto［13］等在提取微藻虾青素时
则发现高压和匀浆器破碎的效率最高， 是酸、碱、
酶处理等方法的 2-3 倍。
油脂分离过程中常用的方法有有机溶剂萃取
和超临界萃取等。在有机溶剂萃取法中， 可供选择
的溶剂种类很多， 但萃取溶剂不同会导致油脂成分
发生改变， 如用乙醇替代正己烷能显著增加羟基
苯乙烯甾醇酯、生育酚等高附加值油脂的含量［14］。
Moreau［15］则认为随着溶剂极性增加油脂回收量也
增加， 并且高温也有利于提高溶剂的萃取效率 ；CO2
超临界法萃取（SCCO2） 是新近发展的一种高效油
脂分离方法， 该方法操作温和、对有效成分破坏少、
无溶剂残留。Halim 等［16］详细评估了有机溶剂萃取
和 SCCO2 在微藻油脂提取效率、脂肪酸组成、萃取
动力学等方面的差异， 得到 SCCO2 法提取油脂效率
高， 非常适用于生物柴油油脂提取的结论。该方法
能直接原位提取藻类油脂， 效率是正己烷萃取法的
5.6 倍。
3.3.2 测定方法 传统油脂定量必须在细胞油脂提
取结束后， 经计算得到。该方法虽然准确但步骤多、
耗时长、细胞消耗量大， 无法满足快速定量的要求。
Izard 等［17］通过硫酸-磷酸-香草醛显色反应的方法，
快速定量细胞油脂含量（ 包括极性脂和中性脂）。由
于该方法无需油脂提取步骤， 且细胞用量只有 0.5
mL， 极大缩短了油脂含量测定时间。Wang 等［18］利
用该方法筛选经粒子束照射的酵母突变体， 成功筛
选到两株高产油脂酵母。
为了实时测定菌体油脂含量，Kimura 等［19］开
发了基于尼罗红（Nile red） 染色的荧光检测法。他
们将细胞用尼罗红染色 5 min， 在发射光 400 nm-
700 nm， 激发光 488 nm 的条件下测定荧光强度， 换
算油脂含量。该方法速度快、灵敏度高、对细胞无害，
可进行活体细胞测定。Chen 等［20］在此基础上进行
改进， 加入 DMSO 辅助尼罗红染色， 荧光测定条件
改为 530 nm/575 nm， 并与 96 孔板筛选结合， 发展
出高通量油脂测定方法， 成功应用于工程油脂微藻
的快速筛选。Montero 等［21］则结合尼罗红染色荧光
和流式细胞分选快速测定微藻油脂含量， 进一步提
高油脂测定效率， 并实现了细胞的实时筛选。与尼
罗红类似的染料油红（Oil red O） 也逐渐应用于微生
物油脂含量测定［22］。
染色荧光法在液态培养的油脂含量测定中非
常有效， 但无法在固态培养测定中应用。为此，
Peng 等［23］ 建立了基于近红外光谱分析的刻度模
22 生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2014年第1期
型法对固态培养的微生物油脂含量进行测定， 该
方法测定结果的平均标准误差低于 0.58%， 成功对
Microsphaeropsis sp 、Nigrospora sp 等 5 种固体发酵的
真菌油脂含量进行测定。
4 提高微生物油脂含量的策略
4.1 高含量油脂微生物育种技术
4.1.1 传统诱变育种 传统物理、化学诱变技术曾
在工业微生物育种中发挥重要作用， 迄今仍在微生
物育种广泛使用。常见物理诱变有紫外线、X-射线等，
化学诱变剂有碱基类似物、5-氟尿嘧啶、烷化剂和
氯化锂等， 利用该技术提高微生物油脂含量的报道
较多， 鉴于篇幅限制不再此过多讨论。
4.1.2 转座标签育种 利用转座子随机插入基因组，
寻找与油脂合成相关基因的育种工作已取得一定进
展， 发现了与油脂合成相关的系列基因。Kamisaka
等［24］通过转座子突变在酿酒酵母中发现 5 个能提
高菌体含量的基因， 其中 ΔSnf2 使油脂含量提高 3.8
倍。宋安东等［25］利用转该技术选育出油脂含量提
高 20.6% 的发酵型丝孢酵母突变株。
4.1.3 代谢通路调控育种 微生物油脂代谢是一个
多酶参与的复杂过程， 从油脂的合成、碳链的延伸、
脂质体的转运、存储到最终氧化转化为能量涉及了
糖酵解、三羧酸循环、β-氧化等多个细胞生理生化
过程， 线粒体、内质网、过氧化物酶体等多个细胞
器都参与其中， 共同构成复杂的网络结构。研究者
针对代谢网络特点， 利用基因工程和代谢工程手段
对其进行调整和结构优化， 以期提高柴油酵母的油
脂含量。
直接增加油脂合成量是首选调控策略。乙酰
CoA 羧化酶（ACC）、酯酰 CoA ： 二酰甘油酰基转移
酶（DGAT） 和磷酸酯：二酰甘油酰基转移酶（PDAT）
直接参与油脂合成并为关键限速酶， 通过增加它们
的表达量来提高油脂含量的方法非常有效。ACC 是
脂肪酸从头合成途径中第一个限速酶，Davis 等［26］
将大肠杆菌 BL21 中 4 个 ACC 基因全部过表达， 直
接导致菌体油脂含量提高 6 倍，Klaus［27］将拟南芥
ACC 基因在马铃薯中表达使其油脂含量提高 5 倍 ；
DGAT 和 PDAT 都是甘油三酯合成途径最后一步的
催化酶， 负责催化二酰甘油到三酰甘油的转化， 前
者对酰基 CoA 依赖， 后者不依赖。迄今为止， 至少
发现两个 DGAT1 家族（DGAT1 和 DGAT2）， 两者不
仅在序列同源性上有较大差别， 很可能具有不同的
生理学功能。Bouvier 等［28］将拟南芥 DGAT 两个基
因分别导入酵母和烟草发现， 转化株中 DGAT 活性
提高 200-600 倍，相应油脂含量分别提高 9 倍和 7 倍。
DGA1 是酵母中最早鉴定的 DGAT，属于 DGAT2 家族，
负责催化酿酒酵母中 87% 的二酰甘油转化为三酰甘
油。研究者还在 Y. lipolytica 中发现了属于 DGAT1
家族的 DGA2， 用 POX 启动子调控单独过表达它能
使细胞油脂含量提高 63% 。LOR1 是目前唯一发现
的酵母 PDAT， 该酶同时具有磷脂酶和酰基转移酶
的活性， 在酵母对数生长期的 TAG 合成中起主要作
用， 该酶缺失导致 TAG 含量下降 40%， 目前尚未有
藻类 DGAT 和 PDAT 的报道［29］。
减少细胞油脂自身消耗量是另一种常见策略。
脂肪酸 β-氧化是胞内氧化消耗油脂的主要代谢途径，
抑制该途径可减少油脂自身消耗量。酯酰 CoA 氧化
酶（AOX） 是该途径关键酶， 该酶家族保守性差，
在不同种属间区别较大， 在 C. tropicalis 中发现 3 个，
C. maltose 中 2 个， 在 S. cerevisiae 中只有一个， 在 Y.
lipolytica 中则发现 6 个。研究表明， 部分抑制 β-氧
化可增加细胞油脂含量， 但完全缺失 AOX 则会影响
细胞能量供给导致细胞难以正常生长［30］。
改变中间代谢产物流向， 减少分支路径竞争也
能有效增加细胞油脂含量。甘油醛 3 磷酸（G3P）
是甘油三酯基本骨架， 它和磷酸二羟丙酮（DHAP）
同为糖酵解中间产物且二者能相互转化，Beopoulos
等［31］将负责从 G3P 到 DHAP 转化的关键酶 GUT2
敲除， 改变代谢网络中碳流向， 生成了更多甘油 -3-
磷酸， 使酵母油脂含量提高了 3 倍， 在此基础上他
们继续敲除 β-氧化途径的 AOX 进一步使油脂含量
提高了 4 倍。类似地，Thierry 等［32］把负责 G3P 穿
梭作用的 Gpd1 基因过表达， 增加了甘油 -3-磷酸的
积累量， 进一步缺失 AOX 后使细胞油脂含量提高
34% ； 另一方面， 胞内磷脂合成与甘油酯合成相互
竞争， 它们均以磷脂酸为底物， 减少磷脂合成量能
增加细胞甘油酯含量［30］。
增强油脂合成相关途径酶促进细胞油脂含量。
虽然有些酶并未直接参与油脂代谢， 但是它们与油
23 2014年第1期 贾彬等 ： 生物柴油新原料——微生物油脂
脂代谢相关， 部分增加它们的表达量也可提高细胞
油脂含量。油脂合成基本原料乙酰辅酶 A 是由柠檬
酸裂解生成，Rangasamy 等［33］证明增加 ATP ： 柠檬
酸裂解酶（ACL） 表达量使油脂含量提高 16% ； 另
一方面， 甘油酯合成是一个化学耗能过程，NADPH
在合成途径中充当还原剂， 增加细胞 NADPH 供应
量同样能提高细胞油脂含量， 而 NADPH 则由苹果
酸脱氢酶（ME） 催化苹果酸分解产生。Zhang 等［34］
分别将 Mucor circinelloides 和 Mortierella alpine 的 ME
基因在 M. circinelloides 中过表达， 使油脂含量相应
增加 2.5 倍和 2.4 倍。
4.1.4 其他 随着研究深入， 人们发现从转录水平
调节油脂合成的优势逐渐突出，利用转录因子（TFs）
调节油脂合成途径关键酶水平和丰度的研究正在开
展。已经在动植物中发现大量与油脂合成相关的
TFs， 如 SREBP 、SebHLH 和 GmDof4 等， 但在微生
物却比较少。Courchesne 等［30］认为细胞转录因子
构成金字塔形结构， 高等级 TFs 相对保守且能调控
低等级 TFs， 低等级 TFs 数量多却不保守导致研究
难度大， 而与油脂合成相关的 TFs 恰为低等级 TFs 。
目前，只有 S. cerevisiae SNF2 转录因子研究相对清楚，
它负责调控磷脂合成， 受纤维醇、胆碱抑制， 如上
文所述，直接缺失 SNF2 可使油脂含量提高 3.8 倍［24］。
可见，TFs 调控策略在提高油脂含量上极有潜力，
但当前研究仍处于寻找和发现 TFs 的阶段。越来越
多研究证明单一代谢途径调节取得的效果有限， 在
细胞水平上开展多策略综合应用才能有效提高油脂
积累研究也被逐渐重视。2007 年由欧盟第七框架计
划支持建立了“ 脂酵母” 计划， 该计划希望以油脂
酵母 Y. lipolytica 为出发菌， 利用海洋解烷烃类细菌
特有降解转化酶开发出脂类通用型发酵平台， 用以
生产各种功能脂。
4.2 发酵过程优化
虽然基因工程、代谢工程在提高油脂含量方面
发挥了重要作用， 但对遗传背景不清楚的菌来说，
利用发酵过程控制提高油脂含量无疑是最简单、有
效的途径。介于篇幅限制， 有关发酵温度、pH 、通
气量等基本参数的控制优化不在此讨论。
4.2.1 限制因子控制 油脂合成已被证明是细胞在
碳源充裕而其他方面受限制时的一种能量积累方式。
常见限制性因子有氮源受限、硫源受限和磷源受限
等。其中氮源受限最易实现， 简单改变培养基 C/N
比即可实现油脂发酵生产的控制。Papanikolaou 等［35］
发现培养基 C/N 从 83.5 增加到 133.5 后，Cunningha-
mella echinulata 油脂含量随之从 36% 增至 47% 。李
永红等［36］在 R. toruloides 同样发现其油脂含量随之
C/N 增加而提高，C/N 为 420 时油脂含量达到最高值
76% ； 硫限制对油脂含量积累同样有促进作用。Wu
等［37］研究了 R. toruloides 在硫限制时的油脂状况发
现，C/S 比为 46750 时， 细胞油脂含量达 58.3%， 且
硫限制时， 细胞油脂含量保持稳定不再随 C/N 而变
化。磷限制也有类似结果， 降低培养基磷含量可显
著增加 R. toruloides 油脂含量［36］。
4.2.2 发酵底物控制 萄糖、甘油是油脂发酵生产
常用底物， 但大规模工业化生产仍可能存在成本较
高的问题， 为减少微生物油脂生产成本， 研究者研
究廉价底物的油脂生产工艺。因此， 利用木质纤维
素水解物作为发酵底物的报道非常多。油脂微生物
代谢底物谱广， 不但能利用水解产物中的葡萄糖等
六碳糖， 而且能有效转化木糖等五碳糖， 对解决纤
维素全糖利用问题有积极促进作用。除木质纤维素
水解物外， 几丁质水解物也是一种非常有潜力的油
脂发酵底物。R. glutinis 、R. opacus 和 C. curvatus 等
已被证实能以该水解产物为唯一碳源进行生长， 且
油 脂 积 累 量 能 达 到 28% 以 上［38］。 为 进 一 步 增 加
发酵底物范围，Zhao 等［39］ 将菊粉酶基因转入 Y.
lipolytic 中， 获得了能直接利用菊芋生产油脂的工程
菌， 菌体油脂含量可达 50% 以上， 部分解决原料来
源问题， 同时也可有效解除滩涂、盐碱地荒置问题。
4.2.3 发酵模式优化 当前， 微生物油脂生产主要
以液态发酵为主， 其中分批补料培养模式可方便控
制限制因子浓度， 获得了广泛应用。在 C. curvatus
发酵粗甘油生产油脂的研究中， 批式培养时生物量
仅能达到 6 g/L， 而分批补料培养则能达到 30 g/L 以
上， 油脂含量可达 52%［40］。此外， 为缩短发酵时
间， 减少原料消耗， 林金涛［41］等提出了两阶段的
培养模式， 该模式将菌体的生长阶段和产油阶段分
开， 能节省氮源及其他辅料的消耗， 提高油脂产量。
也有少数固体发酵产油脂的报道， 但总体水平不高，
24
5
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2014年第1期
Peng 等［23］固体发酵后油脂产量为 80 mg/gds， 油脂
占干发酵物的 10.2% 。
近年来， 混合培养法逐渐成为一种新油脂发酵
模式。Cheirsilp 等［42］将黏红酵母与小球藻混合培养
后发现菌体生长速度和油脂产量均有明显提高， 菌
体培养时间缩至 5 d， 菌体量达（4.63±0.15）g/L，
油脂产量达（2.88±0.16）g/L 。他们认为， 混合培
养时藻类作为 O2 供体提高了酵母生长速度， 而酵
母作为 CO2 供体促进藻类生长， 二者共同使菌体量
和油脂含量有明显提高。国内北京化工大学谭天伟
等［43］也采用类似方法取得了良好效果， 油脂产量
达 216 mg/L， 分别是纯培养黏红酵母的 5.42 倍， 螺
旋藻的 7.64 倍。
结语
高原料成本而引起的高价格生物柴是影响整个
产业普及和应用的关键因素。微生物油脂生产周期
短、供给充足的优点使各国在油源选择的问题上逐
步趋向一致， 开发高油脂含量微生物资源、增加微
生物的油脂产量、降低微生物产油成本等研究已成
为当前共识。
欧美等国在高油量微生物资源开发研究中走在
前列。以微藻为例， 美国可再生能源实验室自 1978
年起就开展了海洋高产油脂藻类的大规模筛选研究，
已从 3 000 多种产油藻类中筛选出近 300 种油脂含
量超过 50% 的硅藻和绿藻。我国在这方面的研究还
有待加强， 油脂微生物资源的获取环境也需从土壤
过度到深海、高山、冰川、极地等特殊环境。
基于代谢工程、基因工程等技术， 人类已有了
不少提高微生物油脂产量的调控策略， 并进一步获
得了一系列产脂肪酸、脂肪醇和脂肪酸乙酯的工程
菌株。但多数调控策略的手段单一， 导致其通用性
差， 在一个材料中有效而另一材料中无效的例子随
处可见。如增加 ACC 表达量， 可显著提高马铃薯的
油脂含量， 但对藻类却收效甚微［44］。而且现阶段
产油微生物种类较多， 各自遗传背景差异较大， 也
进一步增加了研究难度。因此， 选择合适的宿主做
模式， 在适当改造的基础上综合各种调控策略， 系
统研究油脂合成、转运和氧化等步骤， 将逐步受到
重视和认可， 并将成为今后研究的热点。本实验室
已从深海中筛选出一批产油酵母， 并对其中一株 Y.
lipolytica 的产油模式和发酵过程进行了研究， 由于
该菌遗传背景相对清晰， 本实验室试图将它改造成
为酵母类油脂调控研究的参照物之一， 相关的遗传
改造工作正在进行。
综上所述， 微生物油脂技术作为生物质能源研
究中的重要内容， 已逐步在生物柴油研究和应用中
发挥关键作用， 取得了很大进展。有理由相信， 随
着微生物油脂生产工业化、自动化和规模化程度的
提高， 微生物油脂将会越来越廉价， 并最终解决生
物柴油价格高的难题。
参 考 文 献
［1］JV G. Business management for biodiesel producers［R］. NREL
Technical Report, 2004, NREL/SR-51036342.
［2］ 童牧 , 周志刚 . 新一代生物柴油原料— 微藻［J］. 农业工程技
术（ 新能源产业）, 2009（5）：19-26.
［3］Xu H, Miao X, Wu Q. High quality biodiesel production from
a microalga Chlorella protothecoides by heterotrophic growth in
fermenters［J］. J Biotechnol, 2006, 126（4）：499-507.
［4］Lin J, Shen H, Tan H, et al. Lipid production by Lipomyces starkeyi
cells in glucose solution without auxiliary nutrients［J］. J
Biotechnol, 2011, 152（4）：184-188.
［5］Ratledge C, Cohen Z. Microbial and algal oils ：Do they have a future
for biodiesel or as commodity oils?［J］. Lipid Technol, 2008, 20（7）：
155-160.
［6］Meng X, Yang J, Xu X, et al. Biodiesel production from oleaginous
microorganisms［J］. Renew Energ, 2009, 34（1）：1-5.
［7］Papanikolaou S, Chevalot I, Komaitis M, et al. Single cell oil
production by Yarrowia lipolytica growing on an industrial derivative
of animal fat in batch cultures［J］. Appl Microbiol Biotechnol,
2002, 58（3）：308-312.
［8］Zhu LY, Zong MH, Wu H. Efficient lipid production with
Trichosporon fermentans and its use for biodiesel preparation［J］.
Bioresour Technol, 2008, 99（16）：7881-7885.
［9］Kaur P, Worgan JT. Lipid production by Aspergillus oryzae from
starch substrates［J］. Appl Microbiol Biotechnol, 1982, 16（2）：
126-130.
［10］Ratledge C, Wynn JP. Advances in applied microbiology［M］. 1st
editon. Calif ：Academic Press, 2002 ：1-44.
25 2014年第1期 贾彬等 ： 生物柴油新原料——微生物油脂
［11］Alvarez HM, Steinbuchel A. Triacylglycerols in prokaryotic
microorganisms［J］. Appl Microbiol Biotechnol, 2002, 60（4）：
367-376.
［12］Lee JY, Yoo C, Jun SY, et al. Comparison of several methods
for effective lipid extraction from microalgae［J］. Microbiol
Biotechnol, 2010, 101（Suppl 1）：S75-S77.
［13］Mendes-Pinto M, Raposo M, Bowen J, et al. Evaluation of different
cell disruption processes on encysted cells of Haematococcus
pluvialis ：effects on astaxanthin recovery and implications for bio-
availability［J］. J Appl Phycol, 2001, 13（1）：19-24.
［14］Moreau R, Hicks K. The composition of corn oil obtained by the
alcohol extraction of ground corn［J］. J Am Oil Chem Soc, 2005,
82（11）：809-815.
［15］Moreau R, Powell M, Singh V. Pressurized liquid extraction of
polar and nonpolar lipids in corn and oats with hexane, methylene
chloride, isopropanol, and ethanol［J］. J Am Oil Chem Soc, 2003,
80（11）：1063-1067.
［16］Halim R, Gladman B, Danquah MK, et al. Oil extraction from
microalgae for biodiesel production［J］. Bioresour Technol, 2011,
102（1）：178-185.
［17］Izard J, Limberger RJ. Rapid screening method for quantitation of
bacterial cell lipids from whole cells［J］. J Microbiol Methods,
2003, 55（2）：411-418.
［18］Wang J, Li R, Lu D, et al A quick isolation method for mutants
with high lipid yield in oleaginous yeast［J］. World J Microbiol
Biotechnol, 2009, 25（5）：921-925.
［19］Kimura K, Yamaoka M, Kamisaka Y. Rapid estimation of lipids in
oleaginous fungi and yeasts using Nile red fluorescence［J］. J
Microbiol Methods, 2004, 56（3）：331-338.
［20］Chen W, Zhang C, Song L, et al. A high throughput Nile red method
for quantitative measurement of neutral lipids in microalgae［J］.
J Microbiol Methods, 2009, 77（1）：41-47.
［21］Montero MF, Aristizábal M, Reina GG. Isolation of high-lipid content
strains of the marine microalga Tetraselmis suecica for biodiesel pro-
duction by flow cytometry and single-cell sorting［J］. J Appl Phy-
col, 2010（1）：1-5.
［22］Shin HY, Lee JY, Kim EJ, et al. Rapid quantification of lipids in
Acremonium chrysogenum using Oil Red O［J］. Curr Microbiol,
2011, 62（3）：1023-1027.
［23］Peng X, Chen H. Rapid estimation of single cell oil content of
solid-state fermented mass using near-infrared spectroscopy［J］.
Bioresour Technol, 2008, 99（18）：8869-8872.
［24］Kamisaka Y, Noda N, Tomita N, et al. Identification of genes
a f f e c t in g l i pid con t e n t u si n g t r a n sp o son m u t a g e nes i s i n
Saccharomyces cerevisiae［J］. Biosci Biotechnol Biochem, 2006,
70（3）：646-653.
［25］ 宋安东 , 刘玉博 , 谢慧 , 等 . 利用转座标签 mTn-lacZ/leu2 插入
突变发酵性丝孢酵母 2.1368-Leu 筛选高效产油突变株［J］.
生物工程学报 , 2011, 27（3）：468-474.
［26］Davis MS, Solbiati J, Cronan JE, et al. Overproduction of acetyl-
CoA carboxylase activity increases the rate of fatty acid biosynthesis
in Escherichia coli［J］. J Biol Chem, 2000, 275（37）：28593-
28598.
［27］Klaus D, Ohlrogge JB, Neuhaus HE, et al. Increased fatty acid pro-
duction in potato by engineering of acetyl-CoA carboxylase［J］.
Planta, 2004, 219（3）：389-396.
［28］Bouvier-Nave P, Benveniste P, Oelkers P, et al. Expression in yeast
and tobacco of plant cDNAs encoding acyl CoA ：diacylglycerol
acyltransferase［J］. Eur J Biochem, 2000, 267（1）：85-96.
［29］Beopoulos A, Nicaud JM, Gaillardin C. An overview of lipid
metabol ism in y ea st s and its impact o n bio techno logic al
processes［J］. Appl Microbiol Biotechnol, 2011, 90（4）：1193-
1206.
［30］Courchesne NM, Parisien A, Wang B, et al. Enhancement of lipid
production using biochemical, genetic and transcription factor engi-
neering approaches［J］. J Biotechnol, 2009, 141（2）：31-41.
［31］Beopoulos A, Mrozova Z, Thevenieau F, et al. Control of lipid
accumulation in the yeast Yarrowia lipolytica［J］. Appl Environ
Microbiol, 2008, 74（24）：7779-7789.
［32］Dulermo T, Nicaud JM. Involvement of the G3P shuttle and beta-
oxidation pathway in the control of TAG synthesis and lipid
accumulation in Yarrowia lipolytica . Metab Eng, 2011, 13 ：［J］ （35）
482-491.
［33］Rangasamy D, Ratledge C. Genetic enhancement of fatty acid
synthesis by targeting rat liver ATP ：Citrate lyase into plastids of
tobacco［J］. Plant Physiol, 2000, 122（4）：1231-1238.
［34］Zhang Y, Adams IP, Ratledge C. Malic enzyme ：the controlling
activity for lipid production? Overexpression of malic enzyme in
Mucor circinelloides leads to a 2.5-fold increase in lipid accum-
ulation［J］. Microbiology, 2007, 153（7）：2013-2025.
26 生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2014年第1期
［35］Papanikolaou S, Sarantou S, Komaitis M, et al. Repression of reserve
lipid turnover in Cunninghamella echinulata and Mortierella isab-
ellina cultivated in multiple-limited media［J］. J Appl Microbiol,
2004, 97（4）：867-875.
［36］ 李永红 , 刘波 , 赵宗保 , 等 . 圆红冬孢酵母菌发酵产油脂培养
基及发酵条件的优化研究［J］. 生物工程学报 , 2006, 22（4）：
650-656.
［37］Wu S, Zhao X, Shen H, et al. Microbial lipid production by Rhodos-
poridium toruloides under sulfate-limited conditions［J］. Bioresour
Technol, 2011, 102（2）：1803-1807.
［38］Zhang G, French WT, Hernandez RE, et al. Microbial lipid produ-
ction as biodiesel feedstock from N-acetylglucosamine by oleaginous
microorganisms［J］. J Chem Technol Biotechnol, 2011, 86（5）：
642-650.
［39］Zhao CH, Cui W, Liu XY, et al. Expression of inulinase gene in the
oleaginous yeast Yarrowia lipolytica and single cell oil production
from inulin-containing materials［J］. Metab Eng, 2010, 12（6）：
510-517.
［40］Liang Y, Cui Y, Trushenski J, et al. Converting crude glycerol der-
ived from yellow grease to lipids through yeast fermentation［J］.
Bioresour Technol, 2010. 101（19）：7581-7586.
［41］ 林金涛 , 沈宏伟 , 张泽会 , 等 . 圆红冬孢酵母两阶段培养法生
产微生物油脂［J］. 生物工程学报 , 2010, 4（07）：997-1002.
［42］Cheirsilp B, Suwannarat W, Niyomdecha R. Mixed culture of
oleaginous yeast Rhodotorula glutinis and microalga Chlorella vul-
garis for lipid production from industrial wastes and its use as biod-
iesel feedstock［J］. N Biotechnol, 2011, 28（4）：362-368.
［43］ 苗金鑫 , 薛飞燕 , 张栩 , 等 . 粘红酵母和钝顶螺旋藻混合培养
生产微生物油脂培养基优化［J］. 生物加工过程 , 2007（3）：
27-31.
［44］Dunahay T, Jarvis E, Dais S, et al. Manipulation of microalgal
lipid production using genetic engineering［J］. Appl Biochem
Biotechnol, 1996, 57（1）：223-231.
（责任编辑 狄艳红）