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生物技术通报
BIOTECHNOLOGY BULLETIN 2012年第8期
传统的 DNA 传递系统分为病毒载体介导系统
和非病毒载体介导系统［1，2］。病毒载体是较为常用
的 DNA 运载工具，其运载效率高达 90% 以上，但
是该系统具有免疫原性和病毒性，不能装载大片的
DNA，组装难度大，花费较高，因此限制了病毒载
体的广泛使用［3，4］。非病毒载体主要包括阳离子脂
质体，阳离子多聚体和纳米颗粒［5，6］，它们具有高
安全性、低免疫原性及易于生产等优点。因此，非
病毒载体的研究日益受到人们的重视。纳米颗粒载
体是由生物兼容性材料制备而成，可以偶联外源
DNA 分子形成纳米颗粒 /DNA 复合物。纳米颗粒因
其亚细胞的尺寸效应能有效地被细胞内吞，通过细
胞吞噬作用，实现核酸向细胞内的转运，进入细胞
的纳米颗粒可以快速地从溶酶体中逃逸出来进入细
胞质，从而保护 DNA 免受各种酶的消化降解［7］，提
高转染效率。也可在其表面偶联特异性的靶向分子
并通过靶向分子与细胞表面特异性受体结合，实现
靶向运输。
纳米颗粒作为基因载体具有以下优点 ：纳米颗
粒装载容量大 ；纳米颗粒能浓缩 DNA，保护外源
收稿日期 : 2012-03-26
基金项目 : 转基因生物新品种培育科技重大专项资助项目（2009ZX08010-006）
作者简介 : 卢艳敏 , 女 , 副教授 , 博士研究生 , 研究方向 : 纳米生物技术 ; E-mail: hsxylym@sina.com
通讯作者 : 崔海信 , 男 , 研究员 , 博士生导师 , 研究方向 : 农业纳米生物技术 ; E-mail: haixincui@cjac.org.cn
磁性纳米颗粒作为基因转染载体的研究
卢艳敏1， 2 崔海信1 崔金辉1 李瑶1
（1 中国农业科学院农业环境与可持续发展研究所，北京 100081 ；2 衡水学院生命科学系，衡水 053000）
摘 要： 通过扫描电子显微镜和 Zeta电位仪对磁性纳米颗粒的形貌、粒径、表面电位等进行了表征。利用凝胶电泳阻滞试
验分析磁性纳米颗粒与 DNA的结合情况，研究磁性纳米颗粒对 DNA的保护效果，运用 MTT和流式细胞术分析磁性纳米颗粒对细
胞的毒性。以绿色荧光蛋白基因为报告基因进行 293T细胞的转染，研究磁性纳米颗粒与质粒 DNA不同比例条件下对 293T细胞的
转染效率，并与脂质体（Lipofectamine2000）介导的转染进行比较分析。结果表明，磁性纳米颗粒与 DNA可以稳定结合，可以保
护 DNA免受酶的消化作用，当磁性纳米颗粒与 DNA比为 1 1时，转染效率最高，优于脂质体（Lipotamine2000）介导的转染，且
对细胞的毒害作用小于 Lipotamine2000。
关键词： 磁性纳米颗粒 基因载体 转染
Study on Magnetic Nanoparticles as Carriers for Gene Transfection
Lu Yanmin1， 2 Cui Haixin1 Cui Jinhui1 Li Yao1
（1Institute of Environment and Sustainable Development on Agriculture，Chinese Academy of Agricultural Sciences，Beijing 100081；
2Department of Life Sciences，Hengshui University，Hengshui 053000）
Abstract: The appearance, particle size, surface potential of magnetic nanoparticles （MNPs） were characterized by scanning
electron microscopy and zeta potential analyzer. Combination ability, protection ability of MNPs to DNA, toxicity to cells was investigated
by gel retardation assay, protection assay of magnetic nanoparticles against DNaseⅠ, MTT and flow cytometer assay. Transfection efficiency
to 293T cells mediated by MNPs with GFP gene as reporter gene were examined, Lipofectamine2000-mediated transfection were used as
control. The results show that magnetic nanoparticles can combine with DNA stably, can protect DNA from enzymatic digestion. Transfection
efficiency mediated by MNPs were better than Lipotamine2000 mediated transfection and toxic of MNPs/DNA complex to cells was less than
Lipotamine2000/DNA complex when the ratio of magnetic nanoparticles to DNA is 1 1.
Key words: Magnetic nanoparticles Gene carrier Transfection
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2012年第8期200
DNA 分子免受溶酶体、DNA 酶的破坏，提高转染效
率 ；可介导 DNA 在细胞核染色体基因组上的整合，
从而获得转基因的稳定表达 ；纳米颗粒对外源基因
可以发挥靶向输送功能［8］。纳米基因载体由于具有
高度的生物相容性与安全性，可以克服线性病毒与
农杆菌等基因介导载体对靶细胞生命活动的干扰与
破坏，避免有害基因附带携入 ；其寄主适应范围宽、
通用性强，纳米基因载体可以直接用于介导动植物
细胞的遗传转化，也可以同基因枪法、注射法等传
统基因转导方法相互结合，以提高转化效率。
磁性纳米颗粒除了具有纳米颗粒的优点外，还
具有超顺磁性，在外加磁场作用下使携带 DNA、
RNA、PNA（肽核苷酸）、dsRNA（双链 RNA）的磁
性纳米颗粒定向移动，定位富集，增加了磁性纳米
颗粒 - 基因复合物与细胞的接触时间和接触量，可
实现安全、高效的基因运输，有助于基因表达和功
能的研究及靶向性基因治疗［9-11］。在磁性纳米颗粒
表面包裹生物材料，可使磁性纳米颗粒具有良好的
生物相容性，磁性纳米颗粒作为基因载体在肿瘤基
因治疗中的应用得到迅速发展。
PEI（聚乙烯亚胺）携带高密度的正电荷，具
有很高的吸附、浓缩与保护 DNA 的能力［12］，可以
作为非病毒基因载体与 DNA 结合［13］。本研究利用
PEI 包裹的磁性纳米颗粒作为基因载体，将磁性纳
米颗粒与质粒 DNA 结合形成磁性纳米颗粒 /DNA 复
合物，在外加磁场作用下，质粒快速沉降，在细胞
表面富集下来，随后进入细胞内部，既加快了转染
速度，又大大提高了转染效率。
1 材料与方法
1.1 材料
1.1.1 质粒和细胞培养 质粒 pEGFP-N1、人胚肾细
胞 293T 细胞均由本室保存。细胞培养基 DMEM 购
自 Hyclone 公司，胎牛血清购自 Gibco 公司，细胞置
于 37℃，5% CO2 培养箱中培养。
1.1.2 磁性纳米颗粒和试剂 PEI 包裹的磁性纳
米 颗 粒 polyMAG1000 购 自 德 国 Chemicell 公 司，
LipofectamineTM 2000 购自 Invitrogen 公司。DNase Ⅰ
购自大连宝生物公司，MTT 购自 Sigma，其他试剂
均为分析纯。
1.2 方法
1.2.1 磁性纳米颗粒的表征
1.2.1.1 电镜检测 polyMAG1000 用灭菌的超纯水
稀释 100 倍，取 2 μL 点样于样品台上，自然干燥后
进行扫描电镜检测。
1.2.1.2 Zeta 电位测定 取 polyMAG 5 μL，以灭菌
超纯水稀释至 2 mL，以 Zeta 电位仪测定其表面电位。
1.2.2 磁性纳米颗粒的 DNA 结合试验
1.2.2.1 磁性纳米颗粒与 DNA 结合的凝胶阻滞试验
在 pH7.0 时，在 100 μL 的反应体系中，将 polyMAG
与质粒 DNA 按不同比例混合（体积∶质量）（表 1），
体系用 Tris-Cl（pH7.0）补足，室温放置 1 h 后，进
行琼脂糖凝胶电泳（0.8%）。
表 1 polyMAG/质粒 DNA复合物的组成
比例 polyMAG（μL） 质粒（μg）
1 ：1 1 1
1 ：2 1 2
1 ：5 1 5
1 ：10 1 10
1 ：15 1 15
1 ：20 1 20
1.2.2.2 磁性纳米颗粒与 DNA 结合效率试验 在
pH7.0 时，在 100 μL 的反应体系中将 polyMAG 与质
粒 DNA 按不同的比例混合（体积∶质量）（表 1），
室温下放置 1 h，12 000 r/min 离心 15 min，取上清
测定 260 nm 的吸光度，计算上清中 DNA 的浓度。
经高速离心后，polyMAG 结合的 DNA 沉淀下来，未
与磁性纳米颗粒结合的 DNA 即游离的 DNA 存于上
清中。根据公式 ：结合效率 =（总 DNA - 未结合
DNA）/ 总 DNA×100% 计算 DNA 的结合效率，确定
磁性纳米颗粒与 DNA 结合效率最高时两者的比例。
1.2.3 磁性纳米颗粒的 DNA 保护试验 将 polyMAG
与 DNA 按 1 1 的比例混合，室温放置 1 h，加入
DNase Ⅰ 1 μL，10×DNase Ⅰ Buffer 5 μL，用 ddH2O
补至 50 μL。37℃，30 min。热处理使 DNase Ⅰ失
活，加入 SDS 使其终浓度为 1%，65℃过夜，将与
polyMAG 结合的 DNA 洗脱下来，加入等体积的苯
酚混匀后离心，取上清，加入等体积的氯仿，混
匀后离心，取上清，加入 2 倍体积的无水乙醇沉淀
2012年第8期 201卢艳敏等 ：磁性纳米颗粒作为基因转染载体的研究
DNA，离心弃去上清，用 75% 的冷乙醇洗涤沉淀，
加入 20 μL ddH2O 溶解。得到的 DNA 用 0.8% 的琼
脂糖凝胶进行检测。同时，用未经 DNase Ⅰ切割的
polyMAG/ 质粒 DNA 复合物和经 DNase Ⅰ切割的裸
质粒 DNA 作为对照。
1.2.4 磁性纳米颗粒的细胞毒性试验
1.2.4.1 MTT 用 0.25% 胰蛋白酶消化单层培养的细
胞，用含 10% 胎牛血清的 DMEM 培养基制成单细
胞悬液，以每孔 104 个细胞接种于 96 孔板，每孔加
入 200 μL 培养基。将培养板放到 CO2 培养箱中，在
37℃、5% CO2 条件下培养 24 h，在细胞板孔内分别
加入 polyMAG/DNA 复合物（2 1，1 1，1 2），Lipo-
fectamine 2000/DNA 复合物（0.5 μL + 0.2 μg），质粒
DNA（0.5 μg），每个处理设 3 个复孔。继续培养 24 h
后，每孔加入 20 μL 的 MTT（5 mg/mL），37℃培养
4 h。终止培养，吸去孔内上清液。每孔加入 150 μL
DMSO，振荡 10 min，使结晶物充分溶解。在酶标仪
上测定 490 nm 各孔光吸收值，以不加细胞只加培养
液的空白对照孔调零（其他试验步骤一致）。细胞存
活率（%）=［OD490（样品）/OD490（对照）］×100。
1.2.4.2 流式细胞术 将 293T 细胞以每孔 105 个细
胞接种于 24 孔培养板中，每孔加入 500 μL 培养基，
在 37℃、5% CO2 条件下培养 24 h，在细胞板孔内
分别加入 polyMAG/DNA 复合物（2 1，1 1，1 2），
Lipofectamine 2000/DNA 复合物（2 μL + 0.8 μg），质
粒 DNA（0.5 μg），每个处理设 3 个复孔，继续培养
24 h。用 0.25% 胰蛋白酶消化细胞，用含 10% 胎牛
血清的 DMEM 培养基配成单细胞悬液，转移至 15
mL 离心管中，1 000 r/min，离心 5 min，弃去上清，
用 PBS 洗两次，用 500 μL 的 PBS 重悬细胞，将细
胞悬液加入 5 mL 70% 的冷乙醇中，-20℃过夜。4℃，
1 000 r/min，离心 10 min，弃去乙醇，用 5 mL 的
PBS（1% BSA）洗两次，用 400 μL PBS（1% BSA）
重悬细胞，转移至流式细胞管中，加入 50 μL PI
（500 μg/mL）、50 μL RNaseA（10 mg/mL），37℃孵育
30 min，上流式细胞仪检测。
1.2.5 细胞转染试验 将 293T 细胞以每孔 105 个细
胞接种于 24 孔培养板中，每孔加入 500 μL 培养基，
在 37℃、5% CO2 条件下培养 24 h 后弃去培养基，
加入无血清和双抗的 DMEM，将 polyMAG 与 DNA
以 2 1，1 1，1 2 的比例混合，孵育 15 min，将
混合物加入细胞中，将 24 孔板置于磁铁上孵育 15
min，以 Lipofectamine2000/DNA 复合物（2 μL + 0.8
μg）作为对照，37℃，培养 5 h 后更换为含 10% 胎
牛血清的 DMEM 培养基，继续培养 48 h，用 0.25%
胰蛋白酶消化细胞，用含 10% 胎牛血清的 DMEM
培养基配成单细胞悬液，转移至 15 mL 离心管中，
1 000 r/min，5 min，弃去上清，用 PBS 洗两次，用
1 mL PBS 重悬细胞，置于流式管中，上流式细胞仪
检测转染效率。
2 结果
2.1 磁性纳米颗粒的表征
将 polyMAG 进行扫描电镜检测，在电镜下观察
（图 1）为规则球形颗粒，表面光滑，粒径大小均匀
一致。分散性良好，颗粒粒径为 100 nm。Zeta 电位
又叫电动电位或电动电势，可以用来量化表征纳米
颗粒的荷电性能，它是表征分散体系稳定性的重要
指标。由于带电的分散粒子吸引周围带相反电荷的
离子，离颗粒表面近的离子被强烈束缚着，而那些
距离较远的离子形成一个松散的电子云，电子云的
内外电位差就叫作 Zeta 电位。通过 Zeta 电位仪测定
的磁性纳米颗粒表面电位为 29.4 mV（图 2），呈正
电性，能够通过静电吸附与 DNA 上带负电荷的磷酸
基团结合，由于细胞表面所带电荷为负，磁性纳米
颗粒上剩余的正电荷可以与细胞结合，携带目的基
因进入细胞。
图 1 磁性纳米颗粒扫描电子显微镜图
2.2 DNA结合试验
polyMAG 为 PEI 包裹的磁性纳米颗粒，表面带
正电荷，可以通过静电作用与质粒 DNA 结合形成磁
性纳米颗粒 /DNA 复合物。磁性纳米颗粒 /DNA 复合
物颗粒尺寸比原来的 DNA 分子尺寸大，在琼脂糖凝
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2012年第8期202
胶电泳时会阻滞 DNA 的泳动，使复合物滞留于点样
孔中，当磁性纳米颗粒结合 DNA 达到饱和时，未与
磁性纳米颗粒结合的 DNA 可以在凝胶中迁移并形成
条带。通过这种方法可以鉴定 DNA 是否与磁性纳米
颗粒结合以及结合程度。电泳结果（图 3，2-4 泳
道）显示，无质粒 DNA 条带，表明在磁性纳米颗粒
与 DNA 比例分别为 1 1、1 2、1 5 时，磁性纳米
颗粒可与质粒 DNA 完全结合，并且阻止了荧光染料
插入 DNA 双螺旋结构中，故观察不到荧光 ；图 3，
5-7 点样孔中有荧光，泳道中有 DNA 条带，并且随
着 DNA 量的增加，未结合的 DNA 越来越多。
最后接近饱和。当两者比例为 1 5 时，DNA 的结合
效率达到 96.5%，此时结合能力几乎饱和，再增加
磁性纳米颗粒的量，结合效率几乎不再增加，表明
此时 DNA 和磁性纳米颗粒几乎完全结合，与凝胶电
泳结果一致。
图 2 磁性纳米颗粒的 Zeta电位
Zeta Potential. Zeta 电位 ；Zeta deviation. Zeta 偏差 ；Conductivity. 传导率
图 3 磁性纳米颗粒 /DNA复合物的凝胶电泳阻滞试验
M. DL2000 DNA Marker ；1. 裸质粒 ；2-7. polyMAG 与 DNA 的比例
分别为 1 1、1 2、1 5、1 10、1 15、1 20
磁性纳米颗粒与 DNA 结合形成的复合物，经高
速离心后可沉淀下来，而未被结合的 DNA 仍然留在
上清中，通过测定上清液中的 DNA 含量，可以计算
磁性纳米颗粒和 DNA 的结合效率。如图 4 所示，随
着磁性纳米颗粒比例的增加，DNA 的结合效率增大，
图 4 磁性纳米颗粒与 DNA结合效率试验
2.3 DNA保护试验
为了考察磁性纳米颗粒的酶切保护效应，采
用 DNase Ⅰ作为反应酶，研究磁性纳米颗粒对质粒
DNA 的酶切保护效果。DNase Ⅰ是一种核酸内切酶，
可以将质粒 DNA 降解为寡核苷酸。结果（图 5）显
示，裸质粒经 DNase Ⅰ消化后 30 min 后，在凝胶
上看不到条带。而结合在磁性纳米颗粒上的质粒
DNA，经 DNase Ⅰ消化后，条带亮度和对照基本相同，
酶切保护效果几乎 100%。
M. DL2000 DNA Marker ；1. DNase Ⅰ 消 化 后 的 DNA ；2. 从 polyMAG-DNA
复合物上解离下来的 DNA（两者的比例为 1 1）；3-5. DNase Ⅰ消化后的
polyMAG-DNA 复合物解离下来的 DNA（两者的比例分别为 1 1、1 2、1 5）
图 5 磁性纳米颗粒对质粒 DNA DNaseⅠ的保护试验
2.4 细胞毒性
在传统的非病毒载体如脂质体、阳离子聚合物
的应用中，载体的细胞毒性是体外转染试验的主要
2012年第8期 203卢艳敏等 ：磁性纳米颗粒作为基因转染载体的研究
障碍。采用 MTT 法检测磁性纳米颗粒对细胞的毒性
作用，结果（图 6）显示，当磁性纳米颗粒与 DNA
比例为 1 1 时，磁性纳米颗粒 /DNA 复合物对细胞
的毒害作用最小，细胞存活率稍高于脂质体 /DNA
复合物。当磁性纳米颗粒与 DNA 比例为 2 1 时，对
细胞毒性增加，细胞存活率降低。
图 6 MTT法检测磁性纳米颗粒对细胞的毒性作用
流式细胞仪检测结果（图 7）表明，当磁性纳
米颗粒与 DNA 比例为 1 1 时，细胞凋亡水平低于
脂质体，随着磁性纳米颗粒的增加，细胞凋亡水平
增加。
图 7 流式细胞仪检测磁性纳米颗粒对细胞的毒性作用
2.5 细胞转染效率
用磁性纳米颗粒 /DNA 复合物转染 293T 细胞，
48 h 后在荧光显微镜下观察绿色荧光蛋白的表达情
况。消化细胞用流式细胞仪检测转染效率，结果（图
8）显示，当磁性纳米颗粒与 DNA 比例为 1 1 时转
染效率最高，达到 88%，稍高于脂质体介导的转染
效率。
3 讨论
理想的基因载体要具有高安全性和低免疫原性，
能够保护 DNA 不被核酸酶降解，可以运载不同大小
图 8 磁性纳米颗粒转染 293T的转染效率
的基因片段。本试验表明，PEI 包裹的磁性纳米颗
粒具有很强的浓缩与保护 DNA 的作用，较高的安全
性和低的免疫原性 ；具有超顺磁性，在外加磁场的
作用下可以提高转染效率。有希望在寄主范围、基
因装载容量、转染效率等方面克服现有基因载体的
局限性，是一种极具应用前景的非病毒载体。在磁
性纳米颗粒表面包裹生物材料，可使磁性纳米颗粒
具有良好的生物相容性，促进了磁性纳米颗粒在肿
瘤基因治疗中的应用。
PEI 包裹的磁性纳米颗粒具有很强的结合和浓
缩 DNA 的能力，这主要是因为 PEI 富含易于被质子
化的氨基而携带大量的正电荷，可以通过静电作用
与带负电荷的 DNA 结合，因此 PEI 包裹的磁性纳米
颗粒具有很强的结合、浓缩与保护 DNA 的能力。
PEI 包裹的磁性纳米颗粒具有很强的保护 DNA
的能力，可以保护 DNA 免受核酸酶的降解作用。磁
性纳米颗粒与 DNA 是通过静电吸引结合的，这种随
机的非特异性相互作用使颗粒与 DNA 之间形成紧
密的复合物，产生空间位阻效应，阻止 DNase Ⅰ及
Mg2+ 与 DNA 的接触，使得 DNase Ⅰ不能发挥消化
活性［14］，因此磁性纳米颗粒具有很好的酶切保护效
果。颗粒的粒径越小，颗粒对结合的 DNA 的酶切保
护效果越好。
细胞毒性试验结果表明，当磁性纳米颗粒与
DNA 比例为 1 1 时，PEI 包裹的磁性纳米颗粒对细
胞的毒害作用最小，细胞存活率高于脂质体物。转
染试验结果表明，PEI 包裹的磁性纳米颗粒可以将
含绿色荧光蛋白基因的真核表达载体运送到细胞内
部并获得表达。当磁性纳米颗粒与 DNA 比例为 1 1
时转染效率最高，高于脂质体介导的的转染效率。
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2012年第8期204
由于纳米基因载体具有很好的酶切保护效应，因而
能更高效地传递 DNA，并使其在细胞内得到更高水
平的表达［15］。磁性纳米颗粒具有超顺磁性，在外加
磁场作用下，质粒迅速富集于细胞表面富，大大提
高了转染效率。
4 结论
聚乙烯亚胺包裹的磁性纳米颗粒具有良好的分
散性，形成粒径约为 100 nm 的球形颗粒，可与 DNA
稳定结合，对 DNA 具有很好的保护效果，在外加磁
场的作用下可以携带质粒 pEGFP-N1 进入 293T 细胞
实现绿色荧光蛋白的瞬时表达。当磁性纳米颗粒与
DNA 的比例为 1 1 时，转化效率达到最高，高于脂
质体介导的转化效率，并且对细胞的毒性作用最小。

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（责任编辑 马鑫）