全 文 ：·综述与专论· 2013年第12期
生物技术通报
BIOTECHNOLOGY BULLETIN
基因需要经历转录、转录后加工、翻译、翻译
后加工等环节，才能表达为具有功能的蛋白，每个
环节都需要一些辅助因子，这些辅助因子可统称为
基因表达调控因子。锌指蛋白属于基因表达调控因
子的成员，其具有的半胱氨酸（Cys）和组氨酸（His）
能与锌离子形成指状结构，可与 DNA 双链大沟结
合进行转录水平的调控，亦可与蛋白结合参与转录
调控，在基因的表达过程中具有重要的作用［1］。自
1985 年 Miller 等［2］在爪蟾卵母细胞中发现第一个
具有基因转录调控作用的 TFIIIA 锌指蛋白以来，科
学家们陆续在植物、酵母、病毒等其他物种中发现
收稿日期 ：2013-05-14
基金项目 ： 国家“863 计划”重点项目（SS2013AA100604），中央级公益性科研院所基本科研业务费专项（1630052012013），临沧师范高等
专科学校高层次人才引进科研启动项目（LXJ2012）
作者简介 ： 李晓君，女，讲师，博士，研究方向 ：植物生物技术与种质创新 ；E-mail ：lxj-148@163.com ；武媛丽为并列第一作者
通讯作者 ：张树珍，女，研究员，博士，研究方向 ：甘蔗生物技术 ；E-mail ：zhangsz2007@163.com
植物 A20/AN1 型锌指蛋白基因功能研究进展
李晓君1，2  武媛丽1  孔冉3  杨本鹏1  张树珍1
（1. 中国热带农业科学院热带生物技术研究所甘蔗研究中心，海口 571101 ；2. 临沧师范高等专科学校农学系，临沧 677000 ；3. 中国热带农
业科学院南亚热带作物研究所，湛江 524000）
摘 要： 在植物中，锌指蛋白是一类庞大的转录调控因子家族，可以通过与核酸或蛋白质结合来行使功能，参与多个生理过程。
近年来研究发现，植物 A20/AN1 型锌指蛋白与植物的非生物逆境应答密切相关。介绍植物 A20/AN1 型锌指蛋白基因功能和作用机
制的最新研究进展，并对植物 A20/AN1 锌指蛋白基因家族未来的研究趋势作出分析。
关键词 ： 锌指蛋白 A20 AN1 非生物胁迫
Functional Research of A20/AN1 Type Zinc Finger
Protein Gene in Plants
Li Xiaojun1，2 Wu Yuanli1 Kong Ran3 Yang Benpeng1 Zhang Shuzhen1
（1.Sugarcane Research Center，Institute of Tropical Biosciences and Biotechnology，Chinese Academy of Tropical Agricultural Sciences，
Haikou 571101 ；2. Department of Agronomy，Lincang Teachers College，Lincang 677000 ；3. South Subtropical Crops Research Institute，
Chinese Academy of Tropical Agricuitural Sciences，Zhangjiang 524000）
Abstract:  Zinc finger protein is a huge transcription regulating factors family in plants, which involved in variety of physiology process
via interacting with nucleinic acid or protein. Recently, plant A20/AN1 type zinc finger protein was studied and found to be involved with abiotic
stress response in plants. In this paper, we analyzed the function, mechanism research process and the further study trend of A20/AN1 type
protein gene family in plants.
Key words:  Zinc finger protein A20 AN1 Abiotic stress
具有锌指结构域的蛋白质，按照其蛋白结构的特点，
锌指蛋白被分为以下几种类型 ：C2H2 、C8 、C6 、
C3HC4（RING 型）、C2HC 、C2HC5（LIM 型）、C4、
C3H 和 C4HC3（其中 C 代表半胱氨酸，H 代表组
氨酸）［3］。A20/AN1 型锌指蛋白结构中具有 A20 锌
指、AN1 锌指或者二者并存，A20 锌指由一个或多
串联 C2C2 锌指结构组成，首次发现于人类血管内
皮细胞中的一个 TNFα-诱导蛋白中［4］；AN1 锌指首
次发现于爪蟾的受精卵动物半球母系来源 RNA 编
码蛋白中，锌指结构模式为 CX（2）CX（9-12）CX
（1-2）CX（4）CX（2）HX（5）HXC， 后 来 的 研
2013年第12期 7李晓君等 ：植物 A20/AN1 型锌指蛋白基因功能研究进展
究 中 把 CX（4）CX（9-12）CX（1-2）CX（4）CX
（2）HX（5）H XC 也定义为 AN1 锌指（其中 X 代
表任意氨基酸）［5］。在动物中，A20/AN1 型锌指蛋
白由于与免疫应答和细胞凋亡等生理过程相关而被
广泛研究 ；在植物中，此类锌指蛋白的研究开始得
较 晚，OsSAP1（Oryza sativa subspecies indica stress-
associated protein1）是植物中首次发现具有 A20 和
AN1 锌指结构域的蛋白，研究表明 OsSAP1 与逆境
应答相关，在烟草中过量表达 OsSAP1 可增强转基
因株系在种子萌发时期和幼苗期对干旱、冷和盐胁
迫的耐受性［6］。后期在多种植物中发现 A20/AN1
锌指蛋白与非生物胁迫应答相关，因此研究者将具
有 A20/AN1 结构的蛋白命名为逆境相关蛋白 SAPs
（stress associated proteins）。非生物胁迫（abiotic str-
ess）如干旱和高盐是作物减产的主要原因，全球气
候变暖使得水资源短缺和土壤盐渍化更为突出［7，8］。
改善植物对非生物胁迫的适应性，增加作物产量，
已成为一个迫切需要解决的问题。锌指蛋白处于基
因表达调控网络的上游，研究抗逆相关的锌指蛋白
基因的功能，可望发现具有良好抗逆潜能的基因，
服务于植物抗逆基因工程。
1 锌指蛋白的作用方式
真核生物基因的表达受很多层面控制，转录水
平的调节尤为重要。锌指蛋白中的几个保守氨基酸
Cys 与 His 能够结合 Zn2+ 形成可自我折叠的指状多
肽空间构型，这种构型既能同 DNA 或 RNA 分子结
合，也能和 DNA-RNA 杂交分子或其他蛋白质甚至
脂类结合，形成了其丰富的生物功能［9］。锌指蛋白
作为转录因子时，是通过识别并结合其目标基因上
游特定的 DNA 序列，在细胞核中启动或激活目标
基因的转录进行功能调节的。识别 DNA 通常要求
2-4 个串联的锌指，每个锌指识别单元跨越 3 个碱
基对，当只有一个或两个锌指存在时，其他一些关
键结构被用来增强 DNA 的识别能力［10］。由于锌指
排列顺序的不同，锌指与 DNA 复合物存在不同的结
合位点，锌指蛋白特异识别目标 DNA 具有复杂的规
律性。锌指蛋白之间，锌指之间可以互相作用，锌
指蛋白也可以通过与其他蛋白作用来调控基因的转
录水平［10，11］。如受冷诱导的大豆 C2H2 型锌指蛋白
基因 SCOF-1，在拟南芥和烟草中过量表达该基因可
提高转基因植株的耐冷性。研究发现，SCOF-1 不能
直接与冷调节基因 COR（cold regulated gene）启动
子区域的 CTR/DRE 顺式作用元件或 ABA 应答元件
ABRE 结合，而是通过与一个大豆的 bZIP 转录因子
SGBF-1 互作来增强 SGBF-1 与 COR 基因 ARRE 元件
的结合能力，从而促进和激活 COR 基因的表达，提
高植株的耐冷性［11］。
2 A20/AN1 锌指蛋白研究进展
2.1 A20/AN1锌指蛋白的分类
目前发现的 A20/AN1 锌指蛋白存在于各种生物
中，包括真菌、植物和动物。植物中已经分离到很
多 A20/AN1 锌指蛋白家族基因，水稻和高粱中均含
有 18 个 A20/AN1 型锌指蛋白基因，拟南芥中有 14
个，毛果杨和葡萄中分别有 19 和 10 个，玉米中至
少有 11 个，烟草、番茄和马铃薯中各有 16、13 和
17 个，小立碗藓中有 10 个，莱茵衣藻中有 3 个［12-15］。
根据蛋白中 A20 锌指与 AN1 锌指之间或其他结构域
之间的排布，Vij 等［13］对目前发现的所有 A20/AN1
锌指蛋白进行归类分析后将此类蛋白分为 17 种类型
（图 1），动物和植物中的结构域组合有较大的不同，
植物与动物共有的类型仅有 i、iii、ix 和 x（A20+AN1、
A20、AN1 和 2AN1）4 种， 在 植 物 中 发 现 的 A20/
AN1 锌指蛋白以 A20+AN1 组合的类型 i 最多，且
参与组合其他结构域只有 C2H2 锌指，构成了 xii 型
（2AN1+2C2H2）和 xiii 型（2AN1+C2H2）；相比之下，
动物中 A20/AN1 锌指蛋白的结构域较为丰富，包括
了 VPS9、OUT、AAA、R3H、UBQ 和 UIM 等结构域，
组成了 iv、vii、viii、xi、xiv、xv 和 xvii 类群。从锌
指组合类型来看，水稻 0sSAP1 至 OsSAP11、番茄
i.
ii.
iii.
iv.
v.
vi.
vii.
viii.
ix.
x.
xi.
xii.
xiii.
xiv.
xv.
xvi.
xvii.
A20
AAA
AN1
C2H2
HdAC
OTU
R3H
UBQ
UIM
WD40
VPS9
图 1 A20、AN1 锌指与其他结构域的结合方式［12］
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2013年第12期8
SlSAP1 至 SlSAP9 与 拟 南 芥 AtSAP1 至 AtSAP10 的
锌指组合均为 A20+AN1，初步证实了 i 型锌指是植
物中存在最为广泛的类型［13，14］。Jin 等［15］通过收
集水稻、拟南芥、玉米和白杨的 A20/AN1 锌指蛋白
序列和核酸序列信息，根据蛋白结构上的锌指序列
结构和基因结构特点，将植物中具有 AN1 锌指的蛋
白家族分为两大类 ：类型Ⅰ的 AN1 锌指基序为 CX
（2）CX（9-12）CX（1-2）CX（4）CX（2）HX（5）
HXC，通常还含有 A20 锌指结构域，基因内无内含子；
类型 II 的锌指基序为 CX（4）CX（9-12）CX（1-2）
CX（4）CX（2）H X（5）HXC，不含 A20 结构域，
基因内有内含子。水稻 A20/AN1 锌指蛋白家族中有
11 个成员都不具内含子，番茄中有 7 个成员无内含
子，而拟南芥中则仅 3 个不具有内含子，其余均含
有 1 个至 3 个内含子［13，14］。无内含子的基因在各种
生物中均存在，研究者推测可能与基因的快速转录
和表达有关［16］。
2.2 植物中A20/AN1锌指蛋白的研究
Vij 等［13］由水稻和拟南芥中分别分离出了 18
和 14 个 A20/AN1 型 锌 指 蛋 白 家 族 基 因， 并 通 过
real-time PCR 对水稻中分离出的此类基因进行了表
达分析发现，几乎所有基因的表达都能被干旱、冷
冻和高盐胁迫中的至少一种胁迫诱导增强。Sloanke
等［14］分析了番茄中 13 个 A20/AN1 型锌指蛋白家
族基因表达模式发现，所有的家族成员的表达都能
被一种或多种胁迫诱导增强。Jin 等［15］在杨树和玉
米中分别发现了 19 和 11 个编码具有 AN1 结构域蛋
白的基因，通过 Northern blotting 和 Digital Northern
analysis 发现几乎所有类型 i 的锌指蛋白基因都参
与了逆境应答。我国研究者从粳稻中克隆到 12 个
A20/AN1 型锌指蛋白基因，这些基因大多数在根、茎、
叶和穗中都有表达。通过基因芯片分析发现，其中
4 个 基 因（ZFP177、ZFP181、ZFP176 和 ZFP173）
的表达受到冷胁迫的诱导，ZFP181 和 ZFP176 的表
达受到干旱诱导，ZFP157 则受到氧化胁迫的诱导［17］。
表 1 中列出了近年来报道的与非生物逆境应答相关
的 A20/AN1 型锌指蛋白家族基因，由表中可以看出，
A20/AN1 型锌指蛋白基因的表达能被多种逆境诱导，
表 1 植物中 SAP 家族基因研究进展
基因 来源 锌指结构 表达模式 亚细胞定位 转基因植物抗性效果
OsiSAP1［6］ 水稻 A20-AN1 低温、膜伤害，高盐，干燥，损伤，涝害，ABA 诱导 细胞核 抗低温、抗旱、抗盐
OsSAP8［18］ 水稻 A20-AN1 高盐、损伤、干旱、低温、ABA 诱导 细胞质 抗旱、抗盐、抗低温
ZFP177［17］ 水稻 A20-AN1 受冷害，高温诱导，干旱和盐胁迫抑制 细胞质 抗低温、抗氧化胁迫
细胞核
OsiSAP11［19］ 水稻 A20-AN1 受干旱，高盐，冷害诱导 细胞质 抗旱、抗盐
细胞膜
AtSAP5［20］ 拟南芥 A20-AN1 受冷害，ABA，干旱，高盐等诱导 细胞核 抗旱、抗盐
AtSAP10［21］ 拟南芥 A20-AN1 受重镍，镉，锰，锌金属胁迫、高温低温和 ABA 诱导
细胞核
抗重金属、抗高温
细胞质
AlSAP［22-24］ 獐茅 A20-AN1 受盐胁迫，干旱胁迫，高温，冷害，ABA，SA 诱导 —— 抗旱、抗盐
细胞膜
ZmAN13［25］ 玉米 A20-AN1 受冷胁迫、ABA 诱导 细胞质 抗低温
细胞核
TaSAP1［26］ 小麦 A20-AN1 受 PEG、NaCl、ABA 和冷胁迫的诱导 细胞质 抗干旱、抗盐、抗渗透胁迫
TaSAP2［26］ 小麦 A20-AN1 受 PEG、NaCl、ABA 和冷胁迫的诱导 细胞质 抗干旱、抗低温
FaZnF［27］ 高羊茅 A20-AN1 受高盐、干旱、高温诱导 —— 抗盐
细胞膜
MusaSAP1［28］ 香蕉 A20-AN1 受低温、高温、茉莉酸和伤害处理诱导 细胞质 抗旱、抗盐、抗氧化胁迫
细胞核
SbSAP14［29］ 高粱 A20-AN1 受高盐、干旱和 ABA 诱导 细胞质 抗盐
2013年第12期 9李晓君等 ：植物 A20/AN1 型锌指蛋白基因功能研究进展
参与了植物的逆境应答过程，并能提高转基因植物
的抗逆性。目前报道最多的獐茅 AlSAP 基因，在转
基因烟草、小麦和水稻研究中都取得了良好的效果，
可以明显提高转基因植株的抗旱性和抗盐性，并且
能使转基因植株在逆境下保持产量，是理想的抗逆
基因工程候选基因［22-24］。
2.3 植物中A20/AN1锌指蛋白作用机制的探索
2.3.1 作用于基因调控网络 A20/AN1 型锌指蛋白
在转基因植物中可以调控多个抗逆效应基因的表
达。Giri 等［19］通过微阵列芯片技术分析了正常生
长条件下转 OsSAP11 拟南芥与野生型植株中的基
因表达谱发现，633 个基因的表达发生变化，这些
基因包括了转录因子、蛋白激酶、离子转运器及分
子伴侣等。其中，部分基因已被证明参与了植物
胁 迫 应 答 反 应， 如 LEA、RD29B、RD29A、CBF3、
CBF/DREB 和 MAP 等。AtSAP5 能 够 提 高 转 基 因 拟
南芥对干旱和高盐胁迫耐受能力，通过微阵列基因
芯片分析发现转基因拟南芥中的 40 个抗逆相关基
因的表达发生了变化，包括 AtGolS2、AtCP1、SDR、
DREB2A 和 DREB2C 等［20］。Ben-Saad 等［22］ 从盐土
植物獐茅中分离的 AlSAP，其表达水平能被高盐、
干旱、低温、高温、ABA 和 SA 诱导增强，过表达
AlSAP 可提高转基因烟草的抗旱和抗盐能力，在逆
境下，参与活性氧清除和渗透保护的基因如 CAT1、
MnSOD、APX、osmotin 和 LEA 家族的表达均比对照
植株高 ； Ben-Saad 等［23，24］接着将 AlSAP 转入了小
麦和水稻两种重要的粮食作物并进行了抗逆分析发
现，AlSAP 可以提高小麦不同生长时期的抗旱和抗
盐胁迫能力，在持续的干旱和盐胁迫中仍能维持结
实率和产量 ；转基因水稻具有较强的抗干旱、高盐
和冷冻胁迫的能力，在胁迫处理后具有较高的蒸腾
速率和同化效率，在极度干旱后进行复水，转基因
水稻植株能够正常开花结实而对照植株颗粒无收 ；
在干旱、高盐和冷冻胁迫处理后，水稻 8 个抗逆相
关基因 OsDREB1A、OsDREB1B、OsHKT1、OsSOS1、
OsP5CS、OsProT、OsSOD 和 OsAPX1 在转基因植株
中的表达量都明显高于对照，这些基因编码蛋白包
括了转录因子、离子通道蛋白、脯氨酸合成相关蛋
白和 ROS 清除酶类。AlSAP 启动子区具有多个逆境
相关转录因子，如 MYB，MYC、Dof 和 WRKY 的顺
式作用结合元件，在转基因烟草中验证其功能表明，
该启动子的活性能被高盐、干旱、ABA 和 SA 诱导
增强，并且具有组织特异性，在根部和幼叶中无活
性［30］。以上结果说明 AlSAP 处于抗逆相关基因表达
调控网络的上游，通过激活下游抗逆效应基因的表
达来增强植物的抗逆性，从而维持了转基因植株对
逆境较强的“免疫性”，目前 AlSAP 的作用机制还不
清楚。在转 TaSAP1 与 TaSAP2 的拟南芥植株中，抗
逆相关基因如 DREB1B、DREB2A、RD29A、RD29B
和 ABF3 等的表达量都高于对照植株［26］。在高羊茅
愈伤组织中过表达 FaZnF 可以提高多个耐盐基因
如 Lipoxygenase、MAPK、GST24、elF1 的 表 达［27］。
MusaSAP1 可以提高转基因香蕉的抗旱和抗盐能力，
植株中多酚氧化酶（PPO）基因的表达量高于对照
植株，说明 PPO 基因可能在生物胁迫反应中也具有
作用［28］。将高粱 SbSAP14 转入水稻发现，转基因植
株中的氧自由基清除酶基因 APX2、CatB、CatC 和
SodA1 在高盐处理后均高于对照［29］。以上结果说明，
在植物对非生物逆境的应答过程中，A20/AN1 锌指
蛋白处于基因表达调控网络的上游，通过一定的作
用方式来激活下游基因的表达。
2.3.2 参与泛素蛋白酶途径 植物与动物间往往
存 在 类 似 的 基 因 表 达 和 生 理 调 控 机 制［31，32］。 事
实上，尽管 A20/AN1 锌指蛋白在动物与植物中具
有不同的结构域模式，但其锌指的基本基序非常
保守。在植物中，A20/AN1 锌指蛋白的种类比动
物中要简单得多，植物与动物的共有类型也只有
i、iii、ix 和 x（A20+AN1、A20、AN1 和 2AN1）4
种，植物中最为丰富的是 A20+AN1 类型［12］。在动
物中，NF-κB（Nuclear Factor-Kappaβ）通过调控多
种基因的表达，参与免疫反应、炎症反应、细胞
凋亡及肿瘤发生等多种生命进程［33，34］。A20/AN1
型锌指蛋白参与了 NF-κB 的钝化过程，在正常细
胞 中， 细 胞 质 中 的 抑 制 因 子（IκBs） 与 NF-κB 二
聚体结合掩盖了 NF-κB 核定位信号区域 NLSs，使
得 NF-κB 以无活性状态存在于细胞质中。 细胞受
到 刺 激 后，IκBs 在 IκBs 激 酶（IKK） 催 化 下 被 磷
酸化，磷酸化后的 IκB 能被 26S 泛素蛋白酶复合
体识别并降解，NF-κB 的核定位区域得以释放，引
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2013年第12期10
导其进入细胞核内与 DNA 结合调控下游基因的表
达，引起过敏性反应与细胞凋亡［35］。研究发现，
A20 能够通过抑制 NF-κB 活性而抑制肿瘤坏死因
子（tumour necrosis factor，TNF）诱导的细胞凋亡，
A20 锌指 N 端具有去泛素化酶活性，C 端具有泛素
连接酶活性，A20 锌指通过泛素连接酶与 IKK 作用
使其降解，阻止 IκBs 磷酸化，还可以通过去泛素
化 IκB-26S 蛋白酶复合体，阻止 IκBs 降解，从而阻
止 NF-κB 的活化过程，降低过敏性反应及细胞凋
亡［36-38］。人类 ZNF216 蛋白 具有 A20 和 AN1 锌指
结构域，也能通过抑制 NF-κB 激活过程来调节免疫
反 应，ZNF216 的 AN1 与 TNF 信 号 感 受（receptor）
作用干扰信号转导，与 A20 锌指协同抑制 NF-κB 的
活性，从而降低过敏性反应及细胞凋亡［39，40］。以上
提到的泛素蛋白酶复合体，是机体内蛋白质降解过
程中的重要组分，主要有靶蛋白、泛素活化酶 E1、
泛素结合酶 E2 和泛素连接酶 E3。E3 也称底物识
别因子，能够识别靶蛋白，作为桥梁将活化的泛素
从 E2 直接转移到靶蛋白，决定了蛋白质降解反应
的特异性［41］。在拟南芥中约有 1 400 以上个基因编
码泛素蛋白酶复合体的组分，其中 90% 编码 E3 连
接酶的亚基［42］。A20/AN1 锌指蛋白在动物中通过参
与泛素蛋白酶途径行使功能，部分研究者猜想植物
A20/AN1 锌指蛋白家族也可能参与了泛素蛋白酶途
径。Miyaung［20］将拟南芥的 AtSAP5 全基因或部分
缺失片段进行原核表达并纯化，在体外验证其 E3 连
接酶活性。体外试验体系中含有泛素、酵母 E1、人
类的 5 个 E2，将 AtSAP5 的全蛋白或部分多肽与体
系进行反应分析 E3 连接酶活性发现，在含有人类的
UbcH2 泛素结合酶系统中，AtSAP5 全酶具有泛素连
接酶的活性，而其 AN1 锌指具有相当于全酶的泛素
连接酶活性，A20 锌指只具有自动泛素化能力［27］。
目前，在植物中参与逆境应答的泛素连接酶已有多
篇 报 道， 如 RPN12a、HOS1、DRIP1、KEG 等， 这
些基因的编码蛋白通过降解靶蛋白正向或负向调控
逆境的应答［43］。AtSAP5 可以提高转基因拟南芥植
株在幼苗时期的抗渗透胁迫以及成熟时期抗水分胁
迫的能力，在抗逆基因调控网络中具有正向调节的
作用，拟南芥中 AtSAP5 的靶蛋白还需进一步研究。
2.3.3 通过蛋白间的相互作用行使功能 大多锌指
蛋白均具有核定位信号，如 C2H2 型锌指蛋白，通
过与 DNA 作用来调控基因的表达。当然，定位于
细胞核的蛋白除了具有核定位信号，还可能是该蛋
白能够与具有核定位信号的蛋白相互作用，也有可
能是由于蛋白分子太小，通过自由扩散进入了细
胞核。目前还未发现 A20/AN1 锌指蛋白具有典型
的核定位信号，也未检测出具有转录活性。虽然在
水稻 OsSAP1 蛋白蛋白结构中预测未发现具有核定
位信号，但是却定位于洋葱表皮细胞核中，拟南芥
的 AtSAP5 定位于拟南芥根尖细胞核中，OsSAP8 和
ZFP177 定 位 于 细 胞 质 中，AtSAP10 和 OsiSAP11、
ZmAN13 则在细胞膜、细胞质和细胞核中均有定位。
水稻 ZFP177 和玉米 ZmAN13 的在酵母中均无转录
激活功能，因此研究者推测 SAP 蛋白通过与 DNA
结合调控转录的方式可能性很小［6，17-19，21，25］。研
究发现水稻 OsSAP8 的 A20 锌指可以与自身和 AN1
锌指之间相互作用［18］。A20 锌指结构域介导了水
稻 OsSAP1 与自身、同源蛋白 OsSAP11 及一个水稻
类受体胞质激酶 OsRLCK253 之间的互作，OsSAP11
与 OsRLCK253 之间的互作发生在核膜和质膜中，在
拟南芥中表达 OsSAP11 和 OsRLCK253 均可以提高
转基因植株的抗旱和抗盐性，分析转基因拟南芥转
录组分析发现两个基因的表达均能使 362 个相同的
内源基因表达发生相似的变化，说明 OsSAP11 和
OsRLCK253 可能通过相互作用参与了一条共同的
信号途径来增强植株对水分缺乏和盐胁迫的耐受
性［19］。A20/AN1 可能通过蛋白间的相互作用传递信
号，从而激活下游相关基因的表达来响应逆境应答。
2.4 植物中A20/AN1锌指蛋白的可能作用模式
Giri 等［44］通过总结前人研究的结果，拟出了植
物中 A20/AN1 锌指蛋白可能的作用模式。如图 2 所
示，当植物感受外界非生物胁迫刺激后，细胞膜蛋
白接受信号并将信号传递至一些蛋白激酶如受体类
细胞质蛋白激酶 RLCK，接着这些激酶与 A20/AN1
锌指蛋白相互作用，从而使得 A20/AN1 锌指蛋白转
变为活化状态，其蛋白构象也发生相应的变化。活
化后的 A20/AN1 蛋白可通过识别靶蛋白使得目标蛋
白降解 ；也可能通过蛋白间的相互作用直接调控目
标基因的表达 ；根据目前研究发现的 A20/AN1 锌指
2013年第12期 11李晓君等 ：植物 A20/AN1 型锌指蛋白基因功能研究进展
蛋白的亚细胞定位结果，此类蛋白也可能通过与转 录因子结合进入细胞核调控基因的表达［44］。
U
U
U 3
A20
RLCK
Cytosol
Redox
imbalance
Stress signal
AN1
1
2
U
UU
U
U
U
U
Repressor Regulatory
protein
K48 linked
ubiquitination
K63 linked
ubiquitination
NLS
cuntaining
protain
Nucleus
stress resporsive
genes
Cls-acting eierents
TFs
stress signaling molecules
stress
tolerance
26S
U
U
U
U
P
P
A20
A20
AN1
A20
A20Actfuator
AN1
AN1
AN1
R
LC
K
图 2 植物 A20/AN1 锌指蛋白的可能作用模式［44］
3 展望
植物在长期的进化过程中，在分子水平、细胞
水平和生理生化水平对非生物胁迫产生了一系列的
响应机制，以抵御和适应各种不利生境，至今尚未
完全阐明非生物胁迫对植物造成危害和植物逆境应
答的机制，但从遗传学、细胞学和生理生化方面的
研究已经取得了显著的进展。植物对非生物胁迫的
适应是由分子网络级联控制的，这些网络激活了植
物逆境应答机制来重建细胞内的稳态、修护受损的
蛋白质和生物膜［45］。与单基因控制的生物胁迫应答
相反，植物对非生物胁迫的响应是多基因控制的，
因此后者常常比较难以控制与操纵。植物对抗非生
物胁迫的适应依赖于以下 3 个方面 ：一是胁迫信号
传递及转录调控相关基因的表达［46］；二是胁迫蛋白
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2013年第12期12
编码基因的表达［47］；三是功能性和结构组成代谢物
合成路径中相关酶基因的表达［48-49］。
从植物 A20/AN1 型的锌指蛋白研究结果来看，
A20/AN1 锌指蛋白处于抗逆基因表达调控网络的上
游，但其作用方式很可能不是直接与 DNA 或 RNA
结合进行转录调控的，而是通过与其他蛋白作用来
调控抗逆效应基因的表达。基于 SAP 家族基因在
转基因植物中的抗逆性，SAP 家族的一些抗逆优良
基因如 AlSAP、AtSAP10 和 OsSAP8 等在植物抗逆分
子育种中具有较好的潜力。目前在已经完成全基因
组测序的水稻、拟南芥、番茄和玉米等植物中发现
了 A20/AN1 型锌指蛋白基因全家族成员，并且数
目 均 不 小 于 10 个， 具 有 A20+AN1、A20、2AN1、
2AN1+C2H2 和 2AN1+2C2H2 等多种锌指组合模式，
各类植物中都应有一个 A20/AN1 锌指蛋白家族，目
前研究较为深入的为 A20+AN1 锌指组合类型。不
断发掘和研究新的 A20/AN1 型锌指蛋白家族成员功
能，可望发现更多的具有抗逆潜能的基因。植物中
A20/AN1 锌指蛋白家族抗逆机制研究只有经过不断
的深入，如通过酵母双杂交找出相关的作用因子、
分析其基因调控网络、纯化蛋白研究其物理化学和
生物特性、转入亲本植物确证转基因效果等，才能
为 A20/AN1 锌指蛋白基因在抗逆育种中的应用奠定
理论基础。张树珍研究小组发现甘蔗中的 A20/AN1
锌指蛋白也具有逆境应答特性，目前已经开展了转
基因等功能验证。
参 考 文 献
［1］ Takatsuji H. Zinc-finger proteins ：the classical zinc finger emerges
in contemporary plant science［J］. Plant Molecular Biology, 1999,
39 ：1073-1078.
［2］ Miller J, McLachlan AD, Klug A. Repetitive zinc binding domains
in the protein transcription factor III A from Xenopus oocytes［J］.
EMBO J, 1985, 4 ：1609-1614.
［3］ Berg JM, Shi Y. The galvanization of biology ：a growing appreciation
for the roles of zinc［J］. Science, 1996, 271 ：1081-1085.
［4］ Opipari AW Jr, Boguski MS, Dixit VM. The A20 cDNA induced
by tumor necrosis factor alpha encodes a novel type of zinc finger
protein［J］. J Biol Chem, 1990, 265 ：14705-14708.
［5］ Linnen JM, Bailey CP, Weeks DL. Two related localized mRNAs
from Xenopus laevis encode ubiquitin-like fusion proteins［J］.
Gene, 1993, 128 ：81-188.
［6］ Mukhopadhyay A, Vij S, Tyagi AK. Overexpression of a zinc-finger
protein gene from rice confers tolerance to cold, dehydration, and salt
stress in transgenic tobacco［J］. Proc Natl Acad Sci USA, 2004,
101 ：6309-6314.
［7］ Wang W, Vinocur B, Altman A. Plant responses to drought, salinity
and extreme temperatures ：towards genetic engineering for stress
tolerance［J］. Planta, 2003, 218 ：1-14.
［8］ Ahuja I, De Vos RC, Bones AM, Hall RD. Plant molecular stress
responses face climate change［J］. Trends in Plant Science, 2010
（15）：664- 674.
［9］ Laity JH, Lee BM, Wright PE. Zinc finger proteins ：new insights
into structural and functional diversity［J］. Current Opinion in
Structural Biology, 2001, 11（1）：39- 46.
［10］ Mackay JE, Crossley M. Zinc fingers are sticking together［J］.
Trends Biochem Sci, 1998, 23 ：1- 4.
［11］ Kim JC, Lee SH, Cheong YH, et al. A novel cold-inducible zinc
finger protein from soybean［J］. The Plant Journal, 2001：25（3）：
247-259.
［12］ Vij S, Tyagi AK. A20/AN1 zinc-finger domain-containing proteins
in plants and animals represent common elements in stress
response［J］. Funct Integr Genomics, 2008, 8 ：301-307.
［13］ Vij S, Tyagi AK. Genome-wide analysis of the stress associated
protein（SAP）gene family containing A20/AN1 zinc-finger（s）
in rice and their phylogenetic relationship with Arabidopsis［J］.
Mol Gen Genomics, 2006, 276 ：565-575.
［14］ Solanke AU, Sharma MK, Tyagi AK, et al. Characterization and
phylogenetic analysis of environmental stress-responsive SAP gene
family encoding A20/AN1 zinc finger proteins in tomato［J］. Mol
Gen Genomics, 2009, 282（2）：153-164.
［15］ Jin Y, Wang M, Fu J, et al. Phylogenetic and expression analysis of
ZnF-AN1 genes in plants［J］. Genomics, 2007, 90 ：265-275.
［16］ Jain M, Khurana P, Tyagi AK, Khurana JP. Genome-wide analysis
of intron-less genes in rice and Arabidopsis［J］. Funct Integr
Genomics, 2008, 8 ：69-78.
［17］ Huang J, Wang MM, Jiang Y, et al. Expression analysis of rice
A20/AN1-type zinc finger genes and characterization of ZFP177
that contributes to temperature stress tolerance［J］. Gene, 2008,
420（2）：135-44.
2013年第12期 13李晓君等 ：植物 A20/AN1 型锌指蛋白基因功能研究进展
［18］ Kanneganti V, Gupta AK. Overexpression of OsSAP8, a member
of stress associated protein（SAP）gene family of rice confers
tolerance to salt, drought and cold stress in transgenic tobacco and
rice［J］. Plant Mol Biol, 2008, 66:445-462.
［19］ Giri J, Vij S, Dansana PK, Tyagi AK. Rice A20/AN1 zinc-finger
containing stress-associated proteins（SAP1/11）and a receptor-
like cytoplasmic kinase（OsRLCK253）interact via A20 zinc-
finger and confer abiotic stress tolerance in transgenic Arabidopsis
plants［J］. New Phytol, 2011, 191:721-732.
［20］ Miyoung K, Mohamed F, Haggag A, et al. Arabidopsis SAP5
functions as a positive regulator of stress responses and exhibits E3
ubiquitin ligase activity［J］. Plant Mol Bio, 2011, 75 ：451-466.
［21］ Dixit AR, Dhankher OP. A novel stress-associated protein
‘AtSAP10’ from Arabidopsis thaliana confers tolerance to nickel,
manganese, zinc, and high temperature stress［J］. PLoS ONE,
2011, 6:e20921.
［22］ Ben Saad R, Zouari N, Ben Ramdhan W, et al. Improved drought
and salt stress tolerance in transgenic tobacco overexpressing
a novel A20/AN1 zinc-finger ‘AlSAP’ gene isolated from the
halophyte grass Aeluropus littoralis［J］. Plant Molecular Biology,
2010, 72 ：171-190.
［23］ Ben Saad R, Fabre D, Mieulet D, et al. Expression of the Aeluropus
littoralis AlSAP gene in rice confers broad tolerance to abiotic
stresses through maintenance of photosynthesis［J］. Plant Cell
Environ, 2012, 35（3）:626-43.
［24］ Ben-Saad R, Romdhan WB, Zouari N, et al. Marker-free transgenic
durum wheat cv. Karim expressing the AlSAP gene exhibits a
high level of tolerance to salinity and dehydration stresses［J］.
Molecular Breeding, 2012, 30（1）：521-533.
［25］ Xuan N, Jin Y, Zhang H, et al. A putative maize zinc-finger protein
gene, ZmAN13, participates in abiotic stress response［J］. Plant
Cell Tiss Org Cult, 2011 ：107 ：1-12.
［26］ 王彩香 . 小麦抗逆相关基因 TaABC1 和 TaSAP1/2 的分离与功
能分析［D］. 北京 ：中国农业科学院 , 2011.
［27］ Ruth CM, Kira GC, James CB, et al . Identif ication and
characterization of a salt stressinducible zinc finger protein from
Festuca arundinacea［R］. BMC Research Notes, 2012, 5 ：66.
［28］ Sreedharan S, Shekhawat UKS, Ganapathi TR. MusaSAP1, a A20/
AN1 zinc finger gene from banana functions as a positive regulator
in different stress responses［J］.Plant Molecular Biology, 2012,
80（4-5）：503-517.
［29］ Wang YH, Zhang LG, Zhang LL, et al. A novel stress-associated
protein SbSAP14 from Sorghum bicolor confers tolerance to salt
stress in transgenic rice［J］. Mol Breeding, 2013, 32 ：37-449.
［30］ Ben Saad R, Romdhan WB, Zouari N, et al. Promoter of the
AlSAP gene from the halophyte grass Aeluropus littoralis directs
developmental-regulated, stress-inducible, and organ-specific gene
expression in transgenic tobacco［J］. Transgenic Res, 2011, 20（5）：
1003-1018.
［31］ Nurnberger T, Brunner F, Kemmerling B, Piater L. Innate
immunity in plants and animals ：striking similarities and obvious
differences［J］. Immunol Rev, 2004, 198 ：249-266.
［32］ Apel K, Hirt H. Reactive oxygen species ：metabolism, oxidative
stress, and signal transduction［J］. Annu Rev Plant Biol, 2004,
55 ：373-399.
［33］ Brasier AR. The NF-κB regulatory network［J］. Cardiovasc
Toxicol, 2006, 6（2）：111-130.
［34］ Nishikori M. Classical and alternative NF-kB activation pathways
and their roles in lymphoid malignancies［J］.J Clin Exp, 2005,
45 ：15-28.
［35］ Dixit VM, Green S, Sarma V, et al. Tumor necrosis factor-α
induction of novel gene products in human endothelial cells
including a macrophage-specific chemotaxin［J］. The Journal of
Biological Chemistry, 1990, 265 ：2973-2978.
［36］ Opipari AW Jr, Boguski MS, Dixit VM. The A20 cDNA induced
by tumor necrosis factor alpha encodes a novel type of zinc finger
protein［J］. J Biol Chem, 1990, 265 ：14705-14708.
［37］ Heyninck K, Beyaert R. A20 inhibits NF-kB activation by dual
ubiquitin-editing functions［J］. Trends Biochem Sci, 2005, 30：1- 4.
［38］ Evans PC, Ovaa H, Hamon M, et al. Zinc-finger protein A20, A
regulator of inflammation and cell survival, has de-ubiquitinating
activity［J］. Biochem J, 2004, 378 ：727-734.
［39］ Hishiya A, Iemura S, Natsume T, et al. A novel ubiquitin-binding
protein ZNF216 functioning in muscle atrophy［J］. EMBO J,
2006, 25 ：554-564.
［40］ Huang J, Teng L, Li L, et al. ZNF216 is an A20-like and IkappaB
kinase gamma interacting inhibitor of NFkappaB activation［J］. J
Biol Chem, 2004, 279 ：16847-16853.
［41］ 杨娜 , 侯巧明 , 南洁 . 泛素连接酶的结构与功能研究进展［J］.
生物化学与生物物理进展 , 2008, 35（1）：14-20.
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2013年第12期14
［42］ Moon J, Parry G, Estelle M. The ubiquitin-proteasome pathway and
plant development［J］. Plant Cell, 2004, 16 ：3181-3195.
［43］ Lyzenga WJ, Stone SL. Abiotic stress tolerance mediated by protein
ubiquitination［J］. J Exp Bot, 2012, 63（2）:599-616.
［44］ Giri J, Dansana PK, Kothari KS, et al. SAPs as novel regulators of
abiotic stress response in plants［J］. Bioessays, 2013, 35（7）：
639-648.
［45］ Seki M, Kamei A, Yamaguchi-Shinozaki K, et al. Molecular
responses to drought, salinity and frost ：common and different
paths for plant protection［J］. Curr Opin Biotechnol, 2003, 14 ：
194-199.
［46］ Shinozaki K, Yamaguchi-Shinozaki K, Seki M. Regulatory network
of gene expression in the drought and cold stress responses［J］.
Curr Opin Plant Biol, 2003, 6 ：410-417.
［47］ Wang W, Vinocur B, Shoseyov O, et al. Role of plant heatshock
proteins and molecular chaperones in the abiotic stress response
［J］. Trends Plant Sci, 2004, 9 ：244-252.
［48］ Park EJ, Jeknic Z, Sakamoto A, et al. Genetic engineering of
glycinebetaine synthesis in tomato protects seeds, plants, and
flowers from chilling damage［J］. Plant J, 2004, 40 ：474-487.
［49］ Rontein D, Basset G, Hanson AD. Metabolic engineering of
osmoprotectant accumulation in plants［J］. Metab Eng, 2002, 4 ：
49-56.
（责任编辑 狄艳红）