全 文 :植物学通报Chinese Bulletin of Botany 2008, 25 (2): 149-160, w w w .chinbullbotany.com
收稿日期: 2007-08-14; 接受日期: 2007-11-07
* 通讯作者。E-mail: hengliu@lzu.edu.cn
.综述.
着丝粒结构与功能研究的新进展
丁戈 1 , 姚南 2 , 吴琼 1 , 刘恒 1*, 郑国锠 1
1兰州大学生命科学学院细胞生物学研究所, 兰州 730000; 2兰州大学第一医院, 兰州 730000
摘要 着丝粒是真核生物染色体的显著特征。在细胞有丝分裂和减数分裂中, 着丝粒作为保证染色体正常分裂并分离到子
细胞的结构和功能元件, 参与了同源染色体配对、姐妹染色单体黏合、分离及分裂后期启动的调控等。本文对近年来着丝粒
结构和功能研究的新进展进行了概述。
关键词 着丝粒, 表观遗传学, RNA干扰
丁戈 , 姚南 , 吴琼 , 刘恒 , 锠郑国 (2008). 着丝粒结构与功能研究的新进展. 植物学通报 25, 149-160.
1 着丝粒的基本结构及保守功能
真核细胞的每条染色体都具备一个着丝粒(centromere)
(图 1), 通过着丝粒附着纺锤丝, 进行细胞分裂及染色体
分离。在所有的真核细胞中, 着丝粒对于有丝分裂和减
数分裂 II的姐妹染色单体, 以及减数分裂 I的同源染色
体, 正确分离至子细胞, 起着关键作用。着丝粒参与的
主要功能包括, S期至分裂后期维持染色单体黏合, 分裂
中期附着纺锤丝, 在分裂中期的初期和分裂后期参与染
色体的迁移作用。在每个细胞周期之中以及细胞分裂
的各个世代之间, 每条染色体的着丝粒位置都保持不变,
着丝粒的位置在生物进化中能够稳定遗传。
着丝粒最早在细胞学上被定义为脊椎动物染色体的
主缢痕(primary constric tion), 即将染色体的较细部位称
为主缢痕, 随后又被定义为一个重组频率降低的染色体
区域。除了具有弥散型着丝粒(holocent romere)的物
种, 例如秀丽广杆线虫(Caenorhabditis elegans), 它能
够在各条染色体的整个区域装配一个动粒(kinetochore)
(Dernburg, 2001), 高等真核生物染色体的着丝粒在分裂
中期染色体上的特点就是主缢痕结构。虽然在细胞学
或遗传学上能够定义着丝粒, 但目前最广泛使用的是生
物化学上的定义, 即如果一段DNA序列能够与动粒相互
作用, 那么这段序列就是功能着丝粒( fu nc t i o na l
centromere)的一部分。因此, 所有的着丝粒都具有一
个相同的功能, 即在细胞分裂期组建动粒。动粒被定义
为能够使着丝粒 D N A 附着纺锤丝的蛋白质结构
(Cleveland et al., 2003)。动粒能够介导染色体和纺锤
丝之间的相互作用, 使分裂期染色体能够迁移, 并产生
一个分裂期关卡(checkpoint)信号, 确保细胞在进入分裂
后期之前 , 所有的染色体都附着有两极的纺锤丝
(Cleveland et al. , 2003; Chan et al., 2005)。动粒在
电镜观察下呈 3层圆盘状结构。在染色体凝聚和动粒附
着纺锤丝进入分裂期时, 外层动粒(outer k inetochore)开
始装配, 在染色体分离之后外层动粒解装配。内层动粒
(inner k inetochore)在细胞周期中一直与着丝粒DNA相
连, 内层动粒由着丝粒染色质和基本蛋白质(foundation
proteins)组成(Choo, 2001)。内层动粒的一个基本特征
是含有一种特化的组蛋白 H3变种, 它被称为着丝粒组
蛋白H3(centromeric histone H3, CenH3)(Choo, 2001;
Henikoff et al. , 2001)。在着丝粒核心区域的核小体中,
C e n H 3 替代了典型组蛋白 H 3。泛素 - 蛋白酶体
(ubiquitin-proteasome)介导的蛋白质水解途径能够调节
酿酒酵母和黑腹果蝇的CenH3, 将它们限制在着丝粒核
心区域(Coll ins et al. , 2004; Moreno-Moreno et al. ,
150 植物学通报 25(2) 2008
2006)。组蛋白 H3变种 CenH3出现在目前已研究的所
有真核细胞着丝粒中, 例如酿酒酵母(Saccharomyces
cerevisiae)的 Cse4, 粟酒裂殖酵母(Schizosaccharo-
myces pombe)的 Cnp1/Sim2, 黑腹果蝇(Drosophila
melanogaster)的 Cid, 秀丽广杆线虫(Caenorhabditis
elegans )的 HCP-3, 拟南芥(Arab idops is thaliana)的
HTR12, 哺乳动物的CenP-A。近来的研究表明, 在所
有真核生物中, CenH3只存在于着丝粒染色质中, 而且
CenH3 的突变会导致染色体分离的完全失效。缺乏
CenH3的细胞也不能募集大多数的动粒蛋白质至着丝粒
(Amor et al., 2004)。因此, 可以通过鉴别 DNA 序列
是否能与 CenH3相互作用, 对着丝粒的范围进行界定。
酿酒酵母的着丝粒是目前为止研究发现的最简单的
着丝粒(Cheeseman et al. , 2002)。其 DNA长度为125
bp, Cse4只存在于着丝粒DNA装配的唯一一个核小体
中, 两侧染色质分布着具有独特构像的核小体, 这些区域
富含黏着蛋白(cohesion), 并为着丝粒的活性提供了一个
功能性的染色质环境(Tanaka et al., 1999; Laloraya et
al. , 2000)。在哺乳动物(Sugimoto et al. , 2000)、粟
酒裂殖酵母(Part ridge et al., 2000)以及黑腹果蝇(Blower
and Karpen, 2001)中, 着丝粒的基本结构包括一个具有
CenH3的与动粒相关联的核心结构域, 以及核心结构域
两侧的不含 C e n H 3 的周缘着丝粒异染色质结构域
(pericentric heterochromat in domain)。着丝粒的这种
结构组织形式可能保守存在于除了酿酒酵母之外的所有
真核生物中。着丝粒核心区域和周缘着丝粒异染色质
结构域具有不同的结构和功能。参与周缘着丝粒异染
色质结构域维持的果蝇和哺乳动物Su(var)3-9转甲基酶
的缺失, 或者哺乳动物 Dicer核糖核酸酶的缺失都会破
坏周缘着丝粒异染色质结构域并损害染色单体黏合作用
的维持, 但是都不会影响CenH3的装配(Blower and
Karpen, 2001; Fukagawa et al., 2004; Guenatri et al.,
2004)。黑腹果蝇 Cid的缺失会导致着丝粒核心区域以
及动粒功能的丧失, 但不会影响参与周缘着丝粒异染色
质结构域维持的 HP 1的装配(B lower and Ka rpen,
2001)。周缘着丝粒异染色质结构域具有许多功能, 例
如在着丝粒和常染色质状态的染色体臂之间起到一个物
理上的屏蔽作用, 以及抑制减数分裂重组。对于着丝粒
而言, 周缘着丝粒异染色质结构域最大的功能就是能够
募集黏着蛋白 , 使染色单体维持黏合直到后期分离
(Bernard et al. , 2001; Nonaka et al. , 2002)。周缘着
丝粒异染色质结构域还可能具有排斥CenH3的功能, 在
缺乏该结构域的情况下, 黑腹果蝇 Cid的过量表达会导
致 Cid优先装配在常染色质区域(Heun et al. , 2006)。
2 着丝粒DNA的特点
着丝粒DNA的长度在物种之间是显著不同的, 酿酒酵母
图 1 中期染色体着丝粒结构模式图
Figur e 1 Linear model of centromere organization of the metaphase chromosome
151丁戈等: 着丝粒结构与功能研究的新进展
为 125 bp, 粟酒裂殖酵母为 40-60 kb, 哺乳动物为 1-
4 Mb。长度为 125 bp的着丝粒被称为点着丝粒(point
centromere), 与点着丝粒相对应的是大多数真核生物的
区域着丝粒(regional centromere)(Pluta et al. , 1995)。
酿酒酵母的着丝粒包含3个显著不同的着丝粒DNA元件,
其中 2个元件具有特异序列结合位点的作用。但是在粟
酒裂殖酵母和后生动物中未发现与其直接类似的元件。
多细胞真核生物的着丝粒位于高度重复的卫星DNA
序列之中, 并且卫星 DNA序列是着丝粒的主要 DNA序
列(Csink and Henikoff, 1998)。着丝粒卫星DNA 重复
序列的共同之处在于迅速的趋异进化特征(Henikoff et
al. , 2001)。后生动物的着丝粒卫星 DNA 序列并不保
守, 但是具有一些共同的特征, 例如形成非常大型的串联
排布序列, 以及重复单元的长度趋向于形成为核小体缠
绕DNA长度(平均长度为200 bp)的倍数(Henikoff et al.,
2001)。例外的是, 黑腹果蝇着丝粒卫星 DNA序列的重
复单位长度为 5 bp(Sun et al., 1997)。不但物种之间
的着丝粒卫星DNA序列差异很大, 而且同一物种不同染
色体之间的着丝粒卫星DNA 序列的数量差异也很大,
但是同一物种的着丝粒卫星 DNA 序列是高度保守的。
着丝粒卫星DNA 序列具有的可变性特征表明, 它们有
可能受到类似于减数分裂机制的驱动(meiot ic drive)进
行进化(Malik and Hen ikoff, 2002)。对于人类新着
丝粒(neocentromere )(Lo et al. , 2001a, 2001b;
Alonso et al. , 2003)和果蝇完整功能着丝粒(Sun et
al. , 2003)的序列分析没有发现着丝粒特异序列, 研究
表明DNA和着丝粒功能之间最重要的联系是表观遗传
(epigenet ics)现象。
周缘着丝粒染色质趋向于具有异染色质状态, 但是
具有转录活性的基因也能存在于着丝粒核心区域和周缘
着丝粒区域(Saffery et al. , 2003; Yan et al. , 2005)。
近来的研究表明, 裂殖酵母着丝粒核心区域和周缘着丝
粒区域之间分布着转移 RNA(tRNA)基因和 B-box基序,
这些 DNA 序列可能具有分隔着丝粒区域的功能。转移
RNA基因的缺失会导致周缘着丝粒异染色质侵入着丝粒
核心区域, 并导致染色体分离中断, 这表明功能着丝粒需
要核心区域和周缘着丝粒区域的共同维持(Noma et al.,
2006; Scott et al., 2006)。
通常情况下, 着丝粒中反转录转座子(retrotranspo-
son)的含量显著低于染色体其它部位(Sun et al., 1997;
Mroczek and Dawe, 2003)。但是人类着丝粒 171 bp
重复基序和拟南芥着丝粒 178 bp重复基序都含有丰富
的反转录转座子 , 尽管它们在序列上不存在相关性
(Kumekawa et al. , 2001)。牧草植物着丝粒中含有起
源于 Ty 3/ gy spy 的反转录转座子(Langdon et al . ,
2000)。这些反转录转座子具有 2个显著特点, 即只特
异存在于着丝粒, 以及其在DNA序列上存在着高达80%
的保守性。谷类植物包括玉米、水稻、大麦、小麦
和黑麦等的着丝粒中也含有相似的反转录转座子(Jiang
et al. , 2003; Nagaki et al., 2003; Zhang et al., 2004)。
研究表明, CenP-B与Mariner转座酶(t ransposase)之间
具有显著的同源性, 而且着丝粒 a-卫星 DNA 的 17 bp
CenP-B box基序(CenP-B结合位点)与 Tigger2末端反
向重复序列之间具有相似性(Kipl ing and Warburton,
1997)。这些关于转座子的研究表明, 转座子侵入着丝
粒可能会影响着丝粒功能, 或者功能着丝粒核心区域的
卫星 DNA序列通过频繁发生的不对称重组而均匀分布,
并同时移除插入的转座子。同样, 转座子也有可能参与
着丝粒的正常功能, 而且可能将某种选择有利性
(selec tive advantage)提供给宿主着丝粒。
3 动粒蛋白质的特点
目前研究最深入的动粒是酿酒酵母的动粒, 它由至少65
个不同的蛋白质亚基组成(McAinsh et al. , 2003)。虽
然在脊椎动物中, 只发现了极少数的动粒蛋白, 但是研究
表明, 动粒的基本结构在物种间是保守的(Westermann
et al. , 2003)。到目前为止, 着丝粒中存在着至少 6种
组成型蛋白质, 包括 CenP-A (CenH3)、CenP -B、
CenP-C、CenP-H、CenP-I(hMis6)和 hMis12, 这些
蛋白质也因此被命名为基本蛋白质(foundat ion proteins)
(Chan et al. , 2005)。
CenP-A、CenP-B 和 CenP-C都能够结合着丝粒
DNA(Masumoto et al. , 1989; Sullivan et al. , 1994;
152 植物学通报 25(2) 2008
Sugimoto et al. , 1994; Polit i et al., 2002), 其中CenP-
B是唯一能够结合特定着丝粒DNA序列(人类a-卫星序
列或小鼠微卫星序列的 17 bp CenP-B box基序)的基本
蛋白质。不包括 CenP-B, 其余 5种基本蛋白质都能够
出现在所有具有功能动粒装配的活性着丝粒(ac t i ve
centromere)中, 但不出现在缺乏动粒装配的失活着丝粒
(inact ive centromere)中。基本蛋白质以相互依赖并且
逐步参与的方式进行装配, 其中 CenP-A 对于功能着丝
粒和动粒的装配起着核心作用(Amor et al. , 2004)。
CenH3与典型组蛋白 H3结构不同, 即使在亲缘关
系密切的物种中, CenH3高度趋异的N末端在长度和氨
基酸组成方面也都存在着显著差异(Malik and Henikoff,
2001; Talbert et al. , 2002)。虽然着丝粒功能的发挥
需要 CenH3 N末端的参与(van Hooser et al., 2001),
但是没有证据表明需要特定的 N末端序列, 例如 CenP-
A的N末端可以被不相关的序列所替代(W ieland et al.,
2004)。最近的研究表明, 只有亲缘关系极高的酵母之
间的CenH3才能进行功能上的互补(Baker and Rogers,
2006)。但是也有研究表明, 细胞周期停滞的人类细胞
能在酿酒酵母Cse4存在的条件下得以恢复(W ieland et
al. , 2004)。
以前的研究表明, 黑腹果蝇和拟南芥的CenH3是适
应进化(adapt ive evolut ion)(Malik and Henikoff, 2001)。
但是最近的研究表明, 哺乳动物和牧草植物的CenH3在
进化上却是经历负选择(negative selection)的(Talbert et
al., 2004)。CenP-C虽然含有一个保守的核心结构域,
但是在哺乳动物和牧草植物中, CenP-C的大部分区域,
包括 D N A 结合结构域, 却在进化上经历了正选择
(positive select ion)。这些研究结果表明, 不同的物种
以这两种截然不同的进化方式产生了具有进化可塑性
(evolutionary flex ibi li ty), 且能与着丝粒高度趋异卫星
DNA 序列直接结合的动粒成分。
4 减数分裂驱动着丝粒进化
近来的研究表明, 尽管数百万年以来, 着丝粒在染色体上
的位置维持不变, 但是着丝粒DNA序列和动粒蛋白质都
在以极快的速率进化。减数分裂驱动机制(m e i o t i c
drive)能够解释这些现象(Henikoff et al., 2001)。减数
分裂驱动机制是一种能够偏离孟德尔分离定律的竞争机
制, 这种机制能够偏好某种染色体成分, 例如, 基因、着
丝粒或染色体本身, 并通过与其它染色体成分竞争, 而将
其遗传至后代。
在配子发生(gametogenesis)过程中, 真菌减数分裂
能够产生4个功能子细胞, 但在动物和植物中, 雌性减数
分裂(female meiosis)只有 1个子细胞存活并发育成卵
细胞, 而其余 3个子细胞则退化消失。减数分裂驱动机
制在产生协同演化(concerted evolution)的同时, 也能够
使卫星DNA序列获得数目不同的重复单位, 或者使卫星
DNA序列重复单位获得与蛋白质结合的大小不同的亲和
力, 因此不同的着丝粒DNA与纺锤丝的结合能力也不相
同。在雌性减数分裂中, 能够最有效地与纺锤丝结合的
着丝粒DNA有可能最先到达纺锤体极, 并且最有可能首
先被分离至有功能的大孢子(植物)或前核(动物)中, 因此
产生了与纺锤丝结合能力越来越强的着丝粒DNA。虽
然雄性减数分裂(male meiosis )产生的 4个子细胞都能
够存活, 使得与纺锤丝结合能力较弱的着丝粒DNA也能
够被遗传至后代, 但这种着丝粒DNA之间显著的能力差
异有可能会导致细胞出现无效分裂。而 CenP -A 和
CenP-C可能通过某种适应进化来消除雄性减数分裂产
生的不平衡现象。通过降低动粒蛋白质与特定DNA 结
合的能力, 能够有效减弱着丝粒DNA 对动粒大小的影
响, 并可能通过表观遗传学机制促进具有一致结构的动
粒出现。而且由于同种细胞中所有动粒的蛋白质特性
相同, 减数分裂驱动的竞争机制也可能会促进着丝粒
DNA组成趋于一致(Dawe and Henikoff, 2006)。
5 表观遗传学机制与着丝粒
尽管具有数兆碱基对的卫星 DNA 序列是高等真核生物
着丝粒的特点, 但是使着丝粒具有功能却不一定需要这
些卫星序列。例如, 人类新着丝粒(neocentromere)能
够偶然出现在缺乏卫星序列的染色体任意位置
(Warburton, 2004)。而果蝇和大麦的着丝粒能够在同
153丁戈等: 着丝粒结构与功能研究的新进展
一染色体上移动, 但是新位点与原来位置之间只有极少
或没有序列相似性(Maggert and Karpen, 2001; Nasuda
et al. , 2005)。除卫星序列外, 着丝粒功能也不一定需
要结构异染色质区域。例如, 一种人类新着丝粒中普遍
存在着活性基因的表达(Saffery et al., 2003)。而基因
与着丝粒能够共存于染色体同一位置的原因, 可能是由
于着丝粒只在分裂期具有功能, 而这些基因却不在分裂
期转录(Nagak i et al. , 2004)。CenP-A 的存在并不足
以引发动粒装配。例如, CenP-A 的过量表达会导致着
丝粒以外的染色体臂具有 CenP-A, 而且这些位置也能
够募集到 CenP-C和其它一些动粒蛋白亚基, 但是这些
位置都没有出现具有功能的动粒(van Hooser et al. ,
2001)。CenP-B 能够与人类着丝粒a-卫星序列或小鼠
着丝粒微卫星序列的 17 bp CenP-B box 基序直接结
合。在小鼠中, CenP-B 的缺乏不会导致细胞失活, 而
且染色体分离也没有出现显著的缺陷(Kapoor et al. ,
1998; Hudson et al., 2003)。一些人类新着丝粒虽然
不含有 a-卫星序列, 也不能结合CenP-B, 但是它们仍
然能够装配具有完整功能的动粒, 而且经过多次细胞分
裂后, 这些动粒也能够稳定遗传(Barry et al., 1999)。
与 CenP-A类似, CenP-C在鸡DT40细胞中过量表达会
导致着丝粒以外的染色体臂具有CenP-C, 但是染色体臂
并没有新的着丝粒出现 , 也没有影响着丝粒的功能
(Fukagawa et al. , 1999)。玉米的一些新着丝粒也并
不含有CenP-C(Dawe et al. , 1999)。这些研究表明,
CenP-C的存在也不足以产生新的着丝粒。着丝粒主要
是由表观遗传学(epigenet ics)组建维持的。表观遗传学
是与遗传学相对应的概念, 是指细胞在没有相应的DNA
序列改变情况下发生的一种可遗传的基因组变化。表
观遗传学主要有 3种机制, 包括 DNA 甲基化、基因印
迹(gene imp rint ing)和组蛋白修饰(Nakao, 2001)。
DNA甲基化主要参与基因表达调控, 基因印迹是指不遵
从孟德尔定律而依靠单亲传递的某些遗传学性状, 而组
蛋白修饰对于着丝粒的结构和功能尤为重要。
组蛋白修饰主要发生在组蛋白 N 末端, 包括甲基
化、乙酰化和磷酰化修饰(Dunleavy et al. , 2005)。这
些修饰能够使具有DNA 结合位点的蛋白质失去或获得
与DNA结合的能力, 由于每个组蛋白N末端通常在多个
位点发生修饰, 因此这种修饰具有组蛋白密码(his tone
code)的功能。不同的组蛋白修饰(组蛋白密码)能够决
定染色质具有不同的状态。例如, 组蛋白H3 和 H4 的
乙酰化, 组蛋白 H3在 Lys4位点的甲基化(H3K4Me)是
常染色质状态的标志, 能够出现基因表达(Bernstein et
al., 2002; Santos-Rosa et al. , 2002; Schneider et al.,
2004)。而组蛋白 H3在 Lys9位点的甲基化(H3K9Me)
是异染色质状态的标志, 不出现基因转录(Peters et al.,
2003; Rice et al., 2003)。
6 周缘着丝粒异染色质
在有丝分裂期或减数分裂 II的前期至末期, 植物周缘着
丝粒异染色质的组蛋白 H3在 serine10(Houben et al.,
1999)和 serine28(Gernand et al., 2003)位点发生强烈
的磷酸化。这种磷酸化修饰可能参与了减数分裂 I中期
姐妹染色单体或有丝分裂和减数分裂 II中期姐妹染色单
体着丝粒之间的黏合功能(Kaszás and Cande, 2000;
Manzanero et al., 2000)。与之对应的是, 近来的研究
表明, 在细胞分裂期, 粟酒裂殖酵母和人类细胞周缘着丝
粒异染色质的 HP1(heterochromat in protein 1)会被移
除(Fischle et al., 2005; Hirota et al. , 2005)。由于
HP1参与了将黏着蛋白装配至周缘着丝粒异染色质的过
程(Nonaka et al., 2002), 移除 HP1可能会损害黏着蛋
白的装配。在裂殖酵母(Verdel and Moazed, 2005)和
脊椎动物(Fukagawa et al., 2004; Kanellopoulou et al.,
2005)中的研究表明, RNAi(RNA interference)参与了周
缘着丝粒异染色质结构的构建和维持。RNAi 功能的丧
失会导致组蛋白 H3在 Lys9位点的甲基化消失, 粟酒裂
殖酵母 Swi6(HP1的同源蛋白)被移除(Volpe et al. ,
2002)以及细胞分裂出现缺陷(Provost et al. , 2002;
Volpe et al., 2002; Hall et al., 2003)。这些研究表明,
通过表观遗传学机制构建异染色质主要包括以下几个步
骤。首先, 对组蛋白柔性N末端进行修饰, 包括组蛋白
H3 在 Ly s9 位点的二甲基化(H3K 9M e2)或三甲基化
(H3K9Me3), 在Lys27位点的单甲基化(H3K27Me)和低
154 植物学通报 25(2) 2008
乙酰化。随后, HP1被募集附着在染色质上。最后, 对
DNA 胞嘧啶进行甲基化修饰(Lehnertz et al. , 2003;
Peters et al., 2003)。
周缘着丝粒异染色质具有能够在细胞分裂中稳定存
在并自体繁殖(self-propagation)的特性, 其特性可以用
以下模型来解释。DNA 复制后, 核小体能够随机分布
在姐妹染色单体上。姐妹染色单体能够维持亲本核小
体遗传下来的异染色质组蛋白H3在Lys9位点上的甲基
化, 为异染色质的再装配提供位置标记, 随后Su(var)3-
9转甲基酶能够被募集到这些标记位点, 从而甲基化新装
配的核小体。因此在染色体上形成了串联排布的 Lys9
位点甲基化的组蛋白 H3, 并通过这些甲基化位点募集
HP1附着至染色体, 随后HP1募集其余蛋白质参与异染
色质的装配。
7 着丝粒与核小体
核小体由DNA 和组蛋白构成。包括 4种组蛋白H2A、
H2B、H3和 H4, 每一种组蛋白各 2个分子, 形成一个
组蛋白八聚体; 约200 bp的DNA分子缠绕在八聚体外,
装配成一个核小体(Luger et al., 1997)。
组蛋白 H2A的变种 H2A.Z是周缘着丝粒异染色质
的重要成分。在酿酒酵母中, H2A.Z能够抑制端粒和交
配型基因区域的异染色质延伸(Meneghini et al., 2003),
可能具有分隔着丝粒区域的功能。在哺乳动物中,
H2A.Z的缺乏会损害姐妹染色单体周缘着丝粒异染色质
之间正常的相互作用, 并导致细胞分裂时出现染色体
桥。虽然 H2A .Z 散布于着丝粒中, 但是 H2A .Z 不与
CenP-A(CenH3), 而只与H3K4Me2(Lys4位点二甲基化
的组蛋白 H3)共同装配核小体(Greaves et al., 2007)。
在人类和果蝇的着丝粒核心区域, 由 CenH3 与
H3K4Me2分别装配的核小体散布排列在 10-50 kb长
度范围内。而且在细胞分裂期, 这些不同的核小体在凝
聚的染色体上具有不同的空间排布, H3K4Me2装配的核
小体位于姐妹染色单体之间含有黏着蛋白的内部,
CenH3装配的核小体则朝向纺锤丝, 位于染色体外部
(Blower et al., 2002; Sullivan and Karpen, 2004)。
对人类新着丝粒10q25 (Chueh et al., 2005)和水稻8号
着丝粒(Yan et al. , 2005)的研究也证实了核小体在着丝
粒中具有同样的空间分布方式。
大多数真核生物含有 3种显著不同的组蛋白 H3变
种, 包括 H3、H3.3和 CenH3, 它们能够决定染色质的
不同状态(Malik and Henikoff, 2003)。典型组蛋白 H3
的合成及装配与 DNA 复制相耦联, 它通过含有CAF-1
(chromatin assembly factor 1)的伴侣蛋白(chaperone)
复合物, 装配至DNA复制叉(Zhang et al., 2000; Tagami
et al., 2004)。组成型的组蛋白 H3变种 H3.3的主要功
能是取代或补充被基因转录移除的组蛋白, 因此H3.3代
表了具有转录活性的基因组区域(Heni k o f f e t a l . ,
2004)。HIRA 伴侣蛋白复合物通过不依赖于DNA 复制
的方式装配 H3.3(Tagami et al., 2004)。H3只在 DNA
复制时期装配, 而H3.3能够在细胞周期的任何时刻装配
至转录活性区域。H3通常在 Lys9和 Lys27位点发生
甲基化, 而H3.3通常在Lys9位点乙酰化并在Lys4位点
甲基化(Waterborg , 1990; Johnson et al. , 2004;
McKitt rick et al. , 2004; Hake et al. , 2006)。
核小体组装过程包含 2个步骤。首先, 核小体核心
结构H3-H4四聚物被装配至DNA。随后, 2个H2A-H2B
异二聚物被装配至H3-H4四聚物的两侧(Kleinschmidt
et al., 1990)。而核小体的解装配过程可能是这 2个步
骤的颠倒(Lorch et al. , 2006)。在 DNA 复制期, 核心
组蛋白H3和 H4通常分散至子 DNA 链。但不同的是,
CenH3在酿酒酵母中被完全替换(Pearson et al., 2004),
而在人类和果蝇中则表现为半保留遗传(Shelby et al. ,
2000; Sullivan and Karpen, 2001)。在核小体装配过
程中, H3和 CenH3之间可能存在着相互竞争的关系。
例如, CenH3的过量表达会导致着丝粒核心区域延伸侵
入周缘着丝粒异染色质区域(Lam et al. , 2006), 反之亦
然, CenH3的缺乏会导致周缘着丝粒异染色质区域延伸
侵入着丝粒核心区域(Blower et al. , 2002)。
最近的研究表明, 新合成的CenP-A 装配成核小体
与细胞周期进展相关, 主要在细胞分裂末期和 G1期初
期进行装配。而且研究还表明, CenP-A 的装配与着丝
粒产生的张力无关(Jansen et al., 2007)。由于细胞分
155丁戈等: 着丝粒结构与功能研究的新进展
裂之后新的 CenP-A 才被装配至核小体, 这表明处于细
胞分裂期的着丝粒只含有一半的CenP-A, 另一半的位
置可能被H 3 占据。
虽然到目前为止, 还没有发现与CenH3装配有关的
特定伴侣蛋白复合物, 但是已经鉴定出一些与CenH3特
异定位于着丝粒有关的蛋白质。近来研究比较多的是
粟酒裂殖酵母的 Mi s16和Mi s18(Hayas hi e t al . ,
20 04 )。M i s 16 在人类中的同源物是 Rb A p 46 和
RbAp48, RbAp48是CAF-1和HIRA之间唯一的共同亚
基成分, 与 CenP-A 特异定位于着丝粒相关(Furuyama
et al. , 2006)。Mis18在人类中的 2个同源物(Mis18a/
b)也与 CenP-A特异定位于着丝粒相关, 并与人类KNL-
2(kinetochore null 2)组成复合物(Fujita et al., 2007)。
另外, Mis18a/b和KNL-2在细胞分裂末期或G1期初期
特异定位于着丝粒。最近在秀丽广杆线虫中的研究
(Maddox et al., 2007)表明, KNL-2的缺乏会显著降低
着丝粒 CenH3的含量, 导致出现一种类似于 CenH3缺
失的表型(Oegema et al. , 2001)。KNL-2在人类中的
同源物是Mis18BP1(Maddox et al., 2007), 也与CenP-
A特异定位于着丝粒相关。以上研究表明, 不同物种之
间着丝粒的装配机制可能是保守的, 而KNL-2有可能在
这个过程中起着关键的作用。
8 展望
目前仍需要更深入地了解着丝粒的分子机制和着丝粒形
成的表观遗传学调节机制。未来的研究方向可能会是
寻找一些相关实验证据, 例如, 不一致的动粒大小是否会
影响染色体至子细胞的传递, 着丝粒重复序列中是否发
生了高频率的基因转变和不均等重组, 以及一些动粒基
本蛋白质(不包括CenP-B)是否具有与着丝粒特定序列结
合的能力。
通过探索显著不同的染色质状态形成、维持及分
离机制, 研究是否有其它功能结构出现在异染色质中, 例
如核仁组织区— — 核糖体DNA, 以及是否存在显著不
同的新类型的组蛋白修饰, 可以了解染色质状态在着丝
粒结构和功能上的作用。通过继续筛选参与 CenH3装
配的相关蛋白质, 探索CenH3的装配机制, 有利于了解
着丝粒组装的分子基础和满足功能着丝粒组装所需的
最低要求, 并有利于构建用于基因转化的人工植物染色
体载体。
参考文献
Alons o A, Mahm ood R, Li S, Cheung F, Yoda K, Warburton
PE (2003). Genomic microarray analysis reveals distinct loca-
tions for the CENP-A binding domains in three human chromo-
some 13q32 neocentromeres. Hum Mol Genet 12, 2711-2721.
Amor DJ, Kalitsis P, Sume r H, Choo KH (2004). Building the
centromere: f rom f oundation proteins to 3D organization.
Trends Cell Biol 14, 359-368.
Baker RE, Roger s K (2006). Phylogenetic analys is of f ungal
centromere H3 proteins. Genetics 174, 1481-1492.
Barr y AE, Howman EV, Cancilla MR, Saf fer y R, Choo KH
(1999). Sequence analysis of an 80 kb human neocentromere.
Hum Mol Genet 8, 217-227.
Bernard P, Maure JF, Partridge JF, Genier S, Javerzat JP,
Allshire RC (2001). Requirement of heterochromatin for co-
hesion at centromeres. Science 294, 2539-2542.
Bernstein BE, Humphrey EL, Erlich RL, Schneider R, Bouman
P, Liu JS, Kouzarides T, Schreibe r SL (2002). Methylation
of histone H3 Lys4 in coding regions of active genes. Proc
Natl Acad Sci USA 99, 8695-8700.
Blower M D, Karpen GH (2001). The role of Drosophila CID in
kinetochore formation, cell-cyc le progression and heterochro-
matin interactions. Nat Cell Bi ol 3, 730-739.
Blowe r MD, Sullivan BA, Karpen GH (2002) . Conserved orga-
nization of centromer ic chromatin in f lies and humans. Dev
Cell 2, 319-330.
Chan GK, Liu ST, Ye n TJ (2005). Kinetochore s tructure and
function. Trends Cell Biol 15, 589-598.
Chee s e m an IM , Dr ubin DG, Bar ne s G (2002) . Simple
centromere, complex kinetochore: linking spindle microtubules
and centromeric DNA in budding yeast. J Cell Biol 157, 199-
203.
Choo KH (2001). Domain organization at the centromere and
neocentromere. Dev Cell 1, 165-177.
Chueh AC, Wong LH, Wong N, Choo KH (2005). Variable and
156 植物学通报 25(2) 2008
hierarchical size distribution of L1- retroelement-enriched CENP-
A clus ters w ithin a functional human neocentromere. Hum
Mol Genet 14, 85-93.
Cle veland DW, M ao Y, Sullivan KF (2003). Centromeres and
kinetochores: from epigenetics to mitotic checkpoint signaling.
Cel l 112, 407-421.
Collins KA, Furuyama S, Biggins S (2004) . Proteolysis con-
tributes to the exclusive centromere localization of the yeast
Cse4/CENP-A histone H3 var iant. Curr Biol 14, 1968-1972.
Csink AK, Henikoff S (1998). Something from nothing: the evo-
lution and utility of satellite repeats . Trends Genet 14, 200-
204.
Dawe RK, Henikoff S (2006). Centromeres put epigenetics in the
driver’s seat. Trends Biochem Sci 31, 662-669.
Dawe RK, Reed LM, Yu HG, Muszynski MG, Hiatt EN (1999).
A maize homolog of mammalian CENP-C is a constitutive com-
ponent of the inner kinetochore. Plant Cell 11, 1227-1238.
Dernburg AF (2001) . Here, there, and everyw here: kinetochore
function on holocentric chromosomes. J Cell Biol 153, 33-38.
Dunleavy E, Pidoux A, Allshire R (2005). Centromeric chroma-
tin makes its mark. Trends Biochem Sci 30, 172-175.
Fischle W, Tseng BS, Dormann HL, Ueber heide BM, Garcia
BA, Shabanowitz J, Hunt DF, Funabik i H, Allis CD (2005).
Regulation of HP1-chromatin binding by histone H3 methy la-
tion and phosphorylation. Nature 438, 1116-1122.
Fujita Y, Hayashi T, Kiyomitsu T, Toyoda Y, Kokubu A, Obuse
C, Yanagida M (2007). Priming of centromere f or CENP-A
recruitment by human hMis18alpha, hMis18beta, and M18BP1.
Dev Cell 12, 17-30.
Fukagawa T, Nogami M, Yoshikawa M, Ikeno M, Okazaki T,
Takami Y, Nakayam a T, Os himura M (2004). Dicer is es-
sential for formation of the heterochromatin structure in verte-
brate cells. Nat Cel l Biol 6, 784-791.
Fukagawa T, Pendon C, Morris J, Brown W (1999). CENP-C
is necessary but not suff icient to induce formation of a func-
tional centromere. EMBO J 18, 4196-4209.
Furuyama T, Dalal Y, Henikoff S (2006). Chaperone-mediated
assembly of centromeric chromatin in vitro. Proc Natl Acad
Sci USA 103, 6172-6177.
Gernand D, Demidov D, Houben A (2003) . The temporal and
spatial pattern of histone H3 phosphorylation at serine 28 and
ser ine 10 is similar in plants but differs betw een mono- and
polycentric chromosomes. Cytogenet Genome Res 101, 172-
176.
Greaves IK, Rangasamy D, Ridgway P, Tremethick DJ (2007).
H2A.Z contributes to the unique 3D structure of the centromere.
Proc Natl Acad Sc i USA 104, 525-530.
Gue natri M, Bailly D, Maison C, Alm ouzni G (2004). Mouse
centr ic and per icentr ic satellite repeats f orm distinct func-
tional heterochromatin. J Cell Biol 166, 493-505.
Hak e SB, Garcia BA, Duncan EM, Kaue r M , Dellaire G,
Shabanowitz J, Bazett-Jones DP, Allis CD, Hunt DF (2006).
Expression patterns and post-translational modif ications as-
sociated w ith mammalian histone H3 variants. J Biol Chem
281, 559-568.
Hall IM, Noma K, Grewal SI (2003). RNA interference machin-
ery regulates chromosome dynamics during mitosis and meio-
sis in f ission yeast. Proc Natl Acad Sc i USA 100, 193-198.
Hayashi T, Fujita Y, Iwasaki O, Adachi Y, Takahashi K,
Yanagida M (2004). Mis16 and Mis18 are required for CENP-
A loading and histone deacetylation at centromeres. Cell 118,
715-729.
Henikoff S, Ahmad K, Malik HS (2001). The centromere paradox:
stable inheritance w ith rapidly evolv ing DNA. Sc ience 293,
1098-1102.
Henikoff S, Furuyam a T, Ahmad K (2004). His tone var iants,
nucleosome assembly and epigenetic inheritance. Trends
Genet 20, 320-326.
Heun P, Erhardt S, Blow er MD, We iss S, Sk ora AD, Karpen
GH (2006). Mislocalization of the Drosophila centromere-spe-
cif ic histone CID promotes f ormation of f unctional ectopic
kinetochores. Dev Cell 10, 303-315.
Hirota T, Lipp JJ, Toh BH, Peters JM (2005). Histone H3 serine
10 phosphorylation by Aurora B causes HP1 dissociation from
heterochromatin. Nature 438, 1176-1180.
Houben A, Wako T, Furushim a-Shimogawara R, Prest ing
G, Kunze l G, Schub e r t II, Fuk ui K (1999) . Shor t
communication: the cell cycle dependent phosphorylation of
histone H3 is correlated w ith the condensation of plant mitotic
chromosomes. Plant J 18, 675-679.
Hudson DF, Vagnarelli P, Gassmann R, Earnshaw WC (2003).
Condens in is required for nonhistone protein assembly and
structural integrity of ver tebrate mitotic chromosomes. Dev
Cel l 5, 323-336.
157丁戈等: 着丝粒结构与功能研究的新进展
Janse n LE, Black BE, Foltz DR, Cleveland DW (2007). Propa-
gation of centromeric chromatin requires exit from mitosis . J
Cell Biol 176, 795-805.
Jiang J, Birchler JA, Parrott WA, Dawe RK (2003). A molecu-
lar view of plant centromeres. Trends Plant Sci 8, 570-575.
Johnson L, Mollah S, Garcia BA, Muratore TL, Shabanowitz
J, Hunt DF, Jacobsen SE (2004) . Mass spectrometry analy-
sis of A rabidopsis histone H3 reveals distinct combinations of
post-translational modif ications. Nucleic Acids Res 32, 6511-
6518.
Kane llopoulou C, Muljo SA, Kung AL, Ganesan S, Drapkin
R, Jenuwein T, Livingston DM, Rajewsky K (2005). Dicer-
deficient mouse embryonic s tem cells are defective in dif fer-
entiation and centromeric silencing. Genes Dev 19, 489-501.
Kapoor M, Montes de Oca Luna R, Liu G, Lozano G,
Cummings C, M ancini M, Ouspenski I, Brinkley BR, May
GS (1998). The cenpB gene is not essential in mice.
Chromosoma 107, 570-576.
Kaszás E, Cande WZ (2000). Phosphorylation of histone H3 is
correlated w ith changes in the maintenance of sister chroma-
tid cohesion during meiosis in maize, rather than the conden-
sation of the chromatin. J Cel l Sci 113, 3217-3226.
Kipling D, Warburton PE (1997). Centromeres, CENP-B and
Tigger too. Trends Genet 13, 141-145.
Kle inschmidt JA, Seite r A, Zentgraf H (1990). Nuc leosome
assembly in vi tro: separate his tone trans fer and synergis tic
interac tion of native histone complexes purif ied from nuclei of
Xenopus laev is oocytes. EMBO J 9, 1309-1318.
Kumekawa N, Hosouchi T, Tsuruoka H, Kotani H (2001). The
size and sequence organization of the centromeric region of
Arabidopsis thal iana chromosome 4. DNA Res 8, 285-290.
Laloraya S, Guacci V, Koshland D (2000). Chromosomal ad-
dresses of the cohesin component Mcd1p. J Cell Biol 151,
1047-1056.
Lam AL, Boivin CD, Bonney CF, Rudd MK, Sullivan BA (2006).
Human centromeric chromatin is a dynamic chromosomal do-
main that can spread over noncentromeric DNA . Proc Natl
Acad Sc i USA 103, 4186-4191.
Langdon T, Seago C, Me nde M , Legget t M, Thomas H,
Forster JW, Jones RN, Jenkins G (2000). Retrotransposon
evolution in diverse plant genomes. Genetics 156, 313-325.
Lehnertz B, Ueda Y, Derijck AA, Br auns chwe ig U, Per ez-
Burgos L, Kubicek S, Chen T, Li E, Jenuw ein T, Peters
AH (2003). Suv39h-mediated histone H3 lys ine 9 methylation
directs DNA methy lation to major satellite repeats at pericentric
heterochromatin. Curr Biol 13, 1192-1200.
Lo AW, Craig JM , Saffer y R, Kalitsis P, Irvine DV, Earle E,
Magliano DJ, Choo KH (2001a). A 330 kb CENP-A binding
domain and altered replication timing at a human neocentromere.
EMBO J 20, 2087-2096.
Lo AW, Magliano DJ, Sibson MC, Kalitsis P, Craig JM, Choo
KH (2001b). A novel chromatin immunoprecipitation and array
(CIA ) a nalys is iden tif ies a 460 -kb CENP-A -b inding
neocentromere DNA. Genome Res 11, 448-457.
Lor ch Y, Maie r-Davis B, Kornberg RD (2006). Chromatin re-
modeling by nucleosome disassembly in vi tro. Proc Natl Acad
Sci USA 103, 3090-3093.
Luger K, Mäder AW, Richmond RK, Sar gent DF, Richmond
TJ (1997). Crystal structure of the nucleosome core particle
at 2.8 A resolution. Nature 389, 251-260.
Maddox PS, Hyndman F, Monen J, Oegema K, Desai A (2007).
Func tional genomics identif ies a Myb domain-containing pro-
tein f amily required for assembly of CENP-A chromatin. J Cell
Biol 176, 757-763.
M agge r t KA, Kar pe n GH (2001) . The ac tivation of a
neocentromere in Drosophila requires proximity to an endog-
enous centromere. Genetics 158, 1615-1628.
Malik HS, Henikoff S (2001). Adaptive evolution of Cid, a cen-
tromere-specif ic histone in Drosophila. Genetics 157, 1293-
1298.
Malik HS, Henik off S (2002). Conflict begets complexity : the
evolution of centromeres. Curr Opin Genet Dev 12, 711-718.
Malik HS, Henikoff S (2003). Phylogenomics of the nucleosome.
Nat Struct Biol 10, 882-891.
Manzaner o S, Arana P, Puertas MJ, Houben A (2000). The
chromosomal dis tribution of phosphorylated histone H3 dif-
fers betw een plants and animals at meiosis. Chromosoma
109, 308-317.
Masum oto H, M asukata H, Mur o Y, Nozaki N, Ok azaki T
(1989). A human centromere antigen (CENP-B) interacts w ith
a short specif ic sequence in alphoid DNA, a human centro-
meric satellite. J Cell Biol 109, 1963-1973.
McAins h AD, Tytell JD, Sorger PK (2003). Structure, function,
and regulation of budding yeast kinetochores. Annu Rev Cell
158 植物学通报 25(2) 2008
Dev Biol 19, 519-539.
McKittrick E, Gafk en PR, Ahm ad K, Henikoff S (2004). His-
tone H3.3 is enr iched in covalent modif ications associated
w ith ac tive chromatin. Proc Natl Acad Sci USA 101, 1525-
1530.
Meneghini MD, Wu M, Madhani HD (2003). Conserved histone
variant H2A .Z protects euchromatin from the ectopic spread
of silent heterochromatin. Cel l 112, 725-736.
Moreno-Mor eno O, Torr as-Llor t M, Azorín F (2006). Pro-
teolysis restric ts localization of CID, the centromere-spec if ic
histone H3 variant of Drosophila, to centromeres. Nucleic Acids
Res 34, 6247-6255.
Mroczek RJ, Dawe RK (2003). Distr ibution of retroelements in
centromeres and neocentromeres of maize. Genetics 165,
809-819.
Nagaki K, Cheng Z, Ouyang S, Talbert PB, Kim M, Jones KM,
Henikoff S, Buell CR, Jiang J (2004). Sequencing of a rice
centromere uncovers active genes. Nat Genet 36, 138-145.
Nagaki K, Song J, Stupar RM, Parokonny AS, Yuan Q, Ouyang
S, L iu J, Hs iao J, Jones KM, Dawe RK, Buell CR, Jiang J
(2003). Molecular and cytological analyses of large tracks of
centromeric DNA reveal the struc ture and evolutionary dy-
namics of maize centromeres. Genetics 163, 759-770.
Nakao M (2001). Epigenetics: interaction of DNA methy lation and
chromatin. Gene 278, 25-31.
Nasuda S, Hudakova S, Schube rt I, Houben A, Endo TR
(2005) . Stable bar ley chromosomes w ithout centromer ic
repeats. Proc Natl Acad Sc i USA 102, 9842-9847.
Noma K, Cam HP, Mar aia RJ, Grewal SI (2006). A role for TFIIIC
transcr iption factor complex in genome organization. Cell 125,
859-872.
Nonaka N, Kitajima T, Yokobayashi S, Xiao G, Yamamoto M,
Gre wal SI, Watanabe Y (2002) . Recruitment of cohesin to
heterochromatic regions by Sw i6/HP1 in f is sion yeast. Nat
Cell Biol 4, 89-93.
Oegema K, Desai A, Rybina S, Kirkham M, Hyman AA (2001).
Functional analysis of kinetochore assembly in Caenorhabditis
elegans. J Cell Biol 153, 1209-1226.
Partridge JF, Borgstrfm B, Alls hire RC (2000). Dis tinct pro-
tein interac tion domains and protein spreading in a complex
centromere. Genes Dev 14, 783-791.
Pearson CG, Yeh E, Gardner M, Odde D, Salmon ED, Bloom
K (2004). Stable kinetochore-microtubule attachment con-
strains centromere positioning in metaphase. Curr Biol 14,
1962-1967.
Pe ters AH, Kubicek S, Mechtler K, O’Sullivan RJ, Derijck
AA, Pe rez-Burgos L, Kohlmaier A, Opravil S, Tachibana
M, Shinkai Y, Marte ns JH, Jenuw ein T (2003). Partitioning
and plastic ity of repressive his tone methylation states in mam-
malian chromatin. Mol Cell 12, 1577-1589.
Pluta AF, Mackay AM, Ainsztein AM, Goldberg IG, Earnshaw
WC (1995). The centromere: hub of chromosomal activities.
Science 270, 1591-1594.
Polit i V, Per ini G, Tr azzi S, Pliss A, Raska I, Earnshaw WC,
Della Valle G (2002). CENP-C binds the alpha-satellite DNA in
vivo at spec if ic centromere domains . J Cell Sci 115, 2317-
2327.
Provost P, Silverstein RA, Dishart D, Walfridsson J, Djupedal
I, Kniola B, Wright A, Samuelsson B, Radmark O, Ekwall
K (2002). Dicer is required for chromosome segregation and
gene silencing in f ission yeast cells. Proc Natl Acad Sci USA
99, 16648-16653.
Rice JC, Briggs SD, Ueberheide B, Barber CM, Shabanowitz
J, Hu nt DF, S hink ai Y , Allis CD (200 3) . His tone
methy ltransferases direct different degrees of methylation to
define distinct chromatin domains. Mol Cell 12, 1591-1598.
Saf fe ry R, Sume r H, Has s an S, Wong LH, Cr aig JM ,
Todokor o K, Ande rson M, Stafford A, Choo KH (2003).
Transcription w ithin a func tional human centromere. Mol Cell
12, 509-516.
Santos -Ros a H, Schneide r R, Bannis te r AJ, She rr if f J,
Be rns te in BE, Em r e NC, Schr e iber SL, M e llor J,
Kouzarides T (2002). Active genes are tri-methy lated at K4
of histone H3. Nature 419, 407-411.
Schne ider R, Bannister AJ, Myer s FA, Thorne AW, Crane-
Robinson C, Kouzaride s T (2004) . Histone H3 lysine 4 me-
thylation patterns in higher eukaryotic genes. Nat Cel l Biol 6,
73-77.
Scott KC, M erre tt SL, Willard HF (2006). A heterochromatin
bar rier par titions the f iss ion yeas t centromere into discrete
chromatin domains. Curr Biol 16, 119-129.
Shelby RD, Monier K, Sullivan KF (2000). Chromatin assembly
at kinetochores is uncoupled from DNA replication. J Cell Biol
151, 1113-1118.
159丁戈等: 着丝粒结构与功能研究的新进展
Sugimoto K, Fukuda R, Hime no M (2000). Centromere/kineto-
chore localization of human centromere protein A (CENP-A)
exogenous ly expressed as a fus ion to green f luorescent
protein. Cell Struct Funct 25, 253-261.
Sugimoto K, Yata H, Muro Y, Himeno M (1994). Human cen-
tromere protein C (CENP-C) is a DNA -binding protein w hich
possesses a novel DNA -binding motif. J Biochem (Tokyo)
116, 877-881.
Sullivan B, Karpen G (2001) . Centromere identity in Drosophila
is not determined in vivo by replication timing. J Cell Biol 154,
683-690.
Sullivan BA, Karpen GH (2004). Centromeric chromatin exhibits
a histone modif ication pattern that is distinct from both euchro-
matin and heterochromatin. Nat Struct Mol Biol 11, 1076-
1083.
Sullivan KF, Hechenberge r M, Masr i K (1994). Human CENP-
A contains a his tone H3 related histone fold domain that is
required for targeting to the centromere. J Cell Biol 127, 581-
592.
Sun X, Le HD, Wahlstrom JM, Karpen GH (2003). Sequence
analysis of a f unctional Drosophila centromere. Genome Res
13, 182-194.
Sun X, Wahlstrom J, Karpe n G (1997) . Molecular structure of
a functional Drosophila centromere. Cell 91, 1007-1019.
Tagam i H, Ray-Gallet D, Almouzni G, Nakatani Y (2004) . His-
tone H3.1 and H3.3 complexes mediate nucleosome assembly
pathw ays dependent or independent of DNA synthes is. Cell
116, 51-61.
Talbert PB, Bryson TD, He nik of f S (2004). A daptive evolu-
tion of centromere proteins in plants and animals . J Biol 3,
18-18.
Talbert PB, Masuelli R, Tyagi AP, Comai L, Henikoff S (2002).
Centromer ic localization and adaptive evolution of an
Arabidopsis histone H3 variant. Plant Cell 14, 1053-1066.
Tanak a T, Cosma MP, Wirth K, Nasmyth K (1999). Identif ica-
tion of cohes in association sites at centromeres and along
chromosome arms. Cell 98, 847-858.
van Hoose r AA, Ouspenski II, Gregson HC, Star r DA, Yen
TJ, Goldberg M L, Yok omori K, Earnshaw WC, Sullivan
KF, Brinkley BR (2001). Specif ication of kinetochore-forming
chromatin by the histone H3 variant CENP-A. J Cell Sci 114,
3529-3542.
Verde l A, Moaze d D (2005). RNAi-directed assembly of hetero-
chromatin in f ission yeast. FEBS Lett 579, 5872-5878.
Volpe TA, Kidner C, Hall IM, Teng G, Grewal SI, Martienssen
RA (2002). Regulation of heterochromatic silencing and his-
tone H3 lysine-9 methylation by RNAi. Science 297, 1833-
1837.
War bur ton PE (2004) . Chromosomal dynamics of human
neocentromere formation. Chromosome Res 12, 617-626.
Waterborg JH (1990). Sequence analysis of acetylation and
methy lation in tw o histone H3 variants of alfalfa. J Biol Chem
265, 17157-17161.
Westermann S, Chees eman IM, Anders on S, Yates JR III,
Drubin DG, Barnes G (2003). Architecture of the budding
yeast kinetochore reveals a conserved molecular core. J Cell
Biol 163, 215-222.
Wieland G, Orthaus S, Ohndorf S, Diekmann S, Hemmerich
P (2004). Func tional complementation of human centromere
protein A (CENP-A) by Cse4p from Saccharomyces cerevisiae.
Mol Cel l Biol 24, 6620-6630.
Yan H, Jin W, Nagaki K, Tian S, Ouyang S, Buell CR, Talbert
PB, Henikof f S, Jiang J (2005). Transcr iption and histone
modif ications in the recombination-free region spanning a rice
centromere. Plant Cell 17, 3227-3238.
Zhang Y, Huang Y, Zhang L, Li Y, Lu T, Lu Y, Feng Q, Zhao Q,
Cheng Z, Xue Y, Wing RA, Han B (2004). Structural features
of the rice chromosome 4 centromere. Nucleic Acids Res 32,
2023-2030.
Zhang Z, Shibahara K, Stillman B (2000). PCNA connects DNA
replication to epigenetic inheritance in yeast. Nature 408, 221-
225.
160 植物学通报 25(2) 2008
Research Progress on the Structure and Function of Centromeres
Ge Ding1, Nan Yao2, Qiong Wu1, Heng Liu1*, Guochang Zheng1
1In sti tute of Ce ll Bio log y, Coll ege of Li fe Scie nce , L anzhou Un iversit y, Lan zho u 7 3000 0, Chi na
2Fi rst Hospital, Lan zho u Unive rsi ty, La nzho u 7 300 00, Chi na
Abstr act As the remarkable character ist ic of every eukaryotic chromosome, the centromere is the s tructural and f unctional
element that ensures the normal split and separation of chromosomes dur ing mitos is and meiosis. It is involved in processes such
as homologous chromosome pairing, sister chromatid adhesion and separation, and some of the regulation init iated during anaphase.
Here w e rev iew some of recent progress in research into the struc ture and function of centromeres.
Ke y w ords ce ntrome re, epi gen eti cs, RNAi
Ding G, Yao N, Wu Q, Liu H, Zhe ng GC (2 008). Re search p rogress on the structure and fun ctio n of cen trom eres. Chi n Bu ll Bot 25 , 1 49-
16 0.
* Author for correspondence. E-mail: hengliu@lzu.edu.cn
(责任编辑: 刘慧君)
第一届植物次生代谢国际学术研讨会
植物次生代谢物在许多生命活动过程中起着重要作用, 如细胞解毒、物质交流、信号转导、防御机制等。对人类而
言, 很多植物次生代谢物具有治疗疾病的重要功能, 也是医药品和化学品的重要来源。植物虽然能合成成千上万种次生代谢
物, 但是它们的含量往往极低, 利用受到限制。另外, 现在人们很难在体外合成这些次生代谢物。因此, 阐明植物次生化合
物的生物合成途径已成为众多科学家的重要研究目标, 而有关其生物合成的相关知识也将有助于人类从植物次生代谢产物中
更多地获益。当今, 生命科学技术的飞速发展为研究植物次生代谢的复杂过程提供了大好机会。通过生物合成过程中的代
谢产物和重要酶的鉴定、结合基因组学和蛋白质组学等分析技术, 不仅让人们可以更好地理解植物次生代谢途径, 也将推动
生物技术在生物合成领域中的应用。为了加强我国该领域科研人员与国外学者的交流与合作, 从而提高我国次生代谢的研究
水平, 中国植物生理学会、中国科学院上海生命科学研究院、中国科学院昆明植物所等单位发起并定于2008年6月8-10
日在中国云南省昆明市召开“第一届植物次生代谢国际会议”。
本次大会的主题是“人类健康和植物次生代谢产物”, 研讨内容涉及到维生素、类胡萝卜素、类黄酮、抗营养因子和
细胞壁等化合物的生物合成、代谢网络、代谢组学和代谢工程等。包含8个会议专题: (1) 萜类化合物生物合成; (2) 生物
碱的生物合成; (3) 类黄酮的生物合成; (4) 细胞壁的生物合成; (5) 其它天然产物; (6) 代谢网络; (7) 代谢工程; (8) 次生代谢产
物的应用。
本次会议将云集数十位世界一流的科学家, 与我国的相关科研工作者一起共享次生代谢研究领域中的最新知识和进展。
除了特邀大会报告以外, 大会将从参会人员递交的摘要中挑选分组报告人选。另外, 专家委员会将从年轻研究者(博士后和研
究生)中评选口头报告的人选, 并免去注册费。完整的会议日程安排及摘要提交请登录会议相关网站查询。
联系人:
陈 辉 中国科学院上海生命科学研究院植物生理生态研究所 E-m ail : chenhui@sibs.ac.cn
郁萌萌 中国植物生理学会 E-m ail : mmyu@sibs.ac.cn
会议网址: http://www.cspp.cn/ICPSM/cindex.asp