全 文 ：植物学报 Chinese Bulletin of Botany 2014, 49 (1): 78–86, www.chinbullbotany.com
doi: 10.3724/SP.J.1259.2014.00078
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收稿日期: 2012-12-24; 接受日期: 2013-04-13
基金项目: 国家自然科学基金(No.3050081)
* 通讯作者。E-mail: wangyq@cau.edu.cn
蚕豆叶片小叶脉不同发育时期ATP酶和酸性磷酸酶的
细胞化学超微结构定位
王丽1, 王芹芹2, 王幼群2*
1中国农业大学生物学院, 2植物生理学与生物化学国家重点实验室, 北京 100193
摘要 运用CF输导方法确定正在进行库源转换的叶片。采用铅沉淀法对蚕豆(Vicia faba)幼嫩叶片、库源转换叶的库区和源
区的小叶脉组织细胞进行了ATP酶和酸性磷酸酶的细胞化学定位。结果显示, 在蚕豆幼嫩叶片的小叶脉中, 传递细胞质膜
和细胞壁上存在大量的ATP酶和酸性磷酸酶的标记产物。在库源转换叶库区传递细胞和筛分子质膜上ATP酶和酸性磷酸酶
的标记较弱。在库源转换叶的源区传递细胞和筛分子质膜存在较强的ATP酶和酸性磷酸酶的活性反应产物。在小叶脉分化
中的木质部分子存在较强的ATP酶和酸性磷酸酶的活性标记, 在分化成熟的木质部分子酶的标记显著减弱。实验结果表明,
依据不同的发育阶段, ATP酶和酸性磷酸酶的含量在蚕豆小叶脉的不同细胞中呈动态变化。据此, 对ATP酶和酸性磷酸酶在
蚕豆小叶脉细胞分化和质外体装载中的作用进行了讨论。
关键词 ATP酶, 酸性磷酸酶, 小叶脉, 库源转换, 蚕豆
王丽, 王芹芹, 王幼群 (2014). 蚕豆叶片小叶脉不同发育时期ATP酶和酸性磷酸酶的细胞化学超微结构定位. 植物学报
49, 78–86.
植物的小叶脉由韧皮部分子、木质部分子、薄壁
细胞和维管束鞘细胞组成, 参与同化物的卸出、收集、
装载以及蒸腾作用。ATP酶在生物体内分布广泛, 可
以催化ATP的水解, 其与物质的跨膜运输、信号转导、
细胞内物质的合成与分解等代谢活动中能量的贮存
和供应密切相关(Serrano, 1989)。以往的研究表明,
ATP酶与韧皮部光合产物的运输相关 (Gilder and
Cronshaw, 1974; Cronshaw, 1980; 彭时尧等, 1989;
Parets-Soler et al., 1990; DeWitt and Sussman,
1995; 周竹青等, 2009)。因此, 关于库区和源区ATP
酶分布的研究对于揭示光合产物的运输、装载或卸出
的机理是十分必要的。酸性磷酸酶 (acid phos-
phatase)具有很多复杂的同工酶, 在植物的生长发育
过程中发挥着调节磷代谢的功能 (Zhang and
McManus, 2000)。对植物维管束不同细胞酸性磷酸
酶的定位结果显示, 酸性磷酸酶可能与导管分子的分
化以及同化物的运输有关(Lester and Evert, 1965;
Charvat and Esau, 1975; Bentwood and Cron-
shaw, 1976; Stewart and Pitt, 1977; Evert et al.,
1988; 王雅清等, 1999)。但在不同植物、不同发育阶
段及不同器官维管束的不同细胞中, ATP酶和酸性磷
酸酶的定位结果有较大的差异。
本研究以双子叶植物蚕豆(Vicia faba)叶片为材
料 , 采用CF(6(5)carboxyfluorescein)输导方法确定
库源转换叶片, 然后再以该叶片的库区、源区和幼嫩
叶片的小叶脉为材料, 采用铅沉淀法对ATP酶和酸性
磷酸酶进行细胞化学定位。实验目的在于阐明ATP酶
和酸性磷酸酶在小叶脉不同发育阶段的作用部位和
动态变化, 并为揭示小叶脉的结构发育特征和植物同
化物的运输和分配方式提供重要依据。
1 材料与方法
1.1 材料
从市场上购得蚕豆(Vicia faba L.)用水浸泡24小时后,
置于黑暗中发芽。发芽后移栽到花盆中, 在HP400人
工气候箱中生长。培养条件: 温度为24/20°C(白天/
夜间), 光暗周期为12小时光照/12小时黑暗, 白天光
·研究报告·
王丽等: 蚕豆叶片小叶脉不同发育时期 ATP酶和酸性磷酸酶的细胞化学超微结构定位 79
照强度为200 μmol·m–2·s–1, 相对湿度为60%–70%。
1.2 方法
1.2.1 库源转换叶片的确定
选取生长15天的蚕豆植株。先用少量0.3 mol·L–1 KOH
溶液将CF溶解 , 然后加水至CF溶液的浓度为1
mmol·L–1, 最后用1 mol·L–1 HCl将pH值调至6.3。输
导时用细砂纸在蚕豆基部叶片表面磨出1个小圆圈
(避开叶片主脉), 用流水冲洗后, 滴加30 μL CF溶液
于小棉球上置于摩擦处, 罩上1层聚乙烯膜保湿, 在
24°C、光照强度为80 μmol·m–2·s–1条件下输导30分钟
至1小时。在Leica MZ10F荧光体视镜(B激发)下观察
不同部位的叶片、同一叶片不同部位的荧光以确定库
源转换叶片及其库区和源区。

1.2.2 ATP酶的细胞化学定位
取生长5天植株的幼嫩叶片直接固定。成熟叶片经CF
输导之后, 将库源转换叶片的库区和源区的叶片材料
分别取材固定。用锋利的刀片切取2–3 mm2的叶片,
先在4°C下用4%多聚甲醛和2.5%戊二醛固定液(用
0.1 mol·L–1、pH7.2二甲砷酸钠缓冲液配制)固定4小
时。固定后用0.1 mol·L–1(pH7.2)二甲砷酸钠缓冲液冲
洗4次, 每次15分钟。之后进行孵育, 孵育液配比为:
0.05 mol·L–1顺丁烯二酸缓冲液(pH7.2), 1.5 mmol·
L–1硝酸铅, 1 mmol·L–1硫酸镁, 1 mmol·L–1 ATP。在
37°C下孵育8小时。经冲洗后于4°C下再用0.05
mol·L–1 (pH7.2)二甲砷酸钠缓冲液配制的1%锇酸固
定液中固定2小时。之后进行系列乙醇脱水, 经环氧
丙烷过渡和Spurr’s树脂浸透后进行包埋。用Leica
UC7超薄切片机和钻石刀进行超薄切片。切片经醋酸
双氧铀和柠檬酸铅染色, 在JEM-1230透射电子显微
镜下观察和照相。设置对照: (1) 孵育液中不加底物
ATP; (2) 孵育液中加入0.01 mol·L–1 NaF作为酶的抑
制剂。

1.2.3 酸性磷酸酶的细胞化学定位
取材方法同1.2.2节所述。材料先用4%多聚甲醛和
2.5%戊二醛(用0.1 mol·L–1、pH7.2二甲砷酸钠缓冲液
配制 )固定液在4°C下固定4小时。用0.1 mol·L–1
(pH7.2)二甲砷酸钠缓冲液冲洗后进行孵育, 孵育液
配比为: 0.05 mol·L–1顺丁烯二酸缓冲液(pH5.2)、3.6
mmol·L–1硝酸铅, 10 mmol·L–1β-甘油磷酸钠。在37°C
保湿条件下孵育8小时。经顺丁烯二酸缓冲液冲洗后,
4°C下再用0.05 mol·L–1(pH7.2)二甲砷酸钠缓冲液配
制的1%锇酸固定液中固定2小时。经环氧丙烷过渡和
Spurr’s树脂浸透后进行包埋。超薄切片经醋酸双氧铀
和柠檬酸铅染色, 在JEM-1230透射电子显微镜下观
察并照相。分别设置在孵育液中不加底物β-甘油磷酸
钠和在孵育液中加入0.01 mol·L–1NaF作为对照。
2 结果与讨论
2.1 库源转换叶片的确定
在生长15天蚕豆植株基部的源叶引入CF, 输导30分
钟至1小时, 然后在荧光体视镜下观察植株所有叶片
中CF的荧光分布状况。图1显示在库源转换叶片中CF
的荧光分布状况。从图1可以看出, 库源转换叶片的
叶上部荧光极弱, 为叶片的源区; 而在叶片基部各级
叶脉的网络中均能观察到很强的荧光, 为叶片的库区
(图1)。
2.2 ATP酶的细胞化学定位
蚕豆叶片小叶脉由薄壁细胞、木质部分子、筛分子和
传递细胞构成(图2A)。筛管伴胞的类型为传递细胞,
属于质外体装载类型(Bouché-Pillon et al., 1994)。在
生长5天的蚕豆幼嫩叶片的小叶脉中, 韧皮部传递细
胞的细胞核、质膜、液泡以及筛分子和传递细胞间的
细胞壁和胞间连丝中有较多的ATP酶定位产物, 但在
筛分子中ATP酶的标记较弱(图2B)。在韧皮薄壁细胞
中, ATP酶定位于质膜和细胞核(图2C)。在分化中的
木质部分子的质膜和细胞核上有较为强烈的ATP酶
活性标记, 但在分化接近成熟的木质部分子上ATP酶
活性显著减弱(图2D)。在成熟的木质部分子中未见
ATP酶活性标记(图3A)。在库源转化叶片的库区, 传
递细胞和筛分子质膜上的ATP酶活性标记较弱(图
3A)。在传递细胞的线粒体上ATP酶的标记较为强烈
(图3B)。韧皮薄壁细胞ATP酶的反应产物主要存在于
细胞核, 在质体上未见ATP酶的标记产物(图3C)。在
库源转换叶片的源区, 筛分子的质膜以及传递细胞的
质膜及周围的细胞质中存在大量ATP酶的反应产物,
在筛分子与传递细胞之间的胞间连丝上也存在较强
的ATP酶活性标记(图3D)。在孵育液中不加反应底
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图1 蚕豆库源转换叶片的确定
图中显示CF在库源转换叶片中的分布。II、III为2级和3级叶脉。
箭头示3级叶脉中CF所发出的荧光。

Figure 1 Determination of a leaf undergoing sink-source
transition of Vicia faba
Distribution of CF in the leaf undergoing sink-source transi-
tion. II and III are 2 and 3 classes veins. The arrows indicate
the florescence of CF within 3 classes veins.


物ATP或加入酶的抑制剂NaF的对照组几乎没有酶
的反应产物——铅沉淀(图5A)。
2.3 酸性磷酸酶的细胞化学定位
生长5天的蚕豆幼嫩叶片的小叶脉在韧皮部的筛分
子、传递细胞以及韧皮薄壁细胞的质膜上存在较强的
酸性磷酸酶的反应产物, 另外在传递细胞和筛分子的
细胞壁上也存在一定的酸性磷酸酶的反应产物(图
4A)。在分化中的木质部分子的质膜上存在大量的酸
性磷酸酶活性产物, 但在分化接近完成的木质部分子
中酸性磷酸酶的标记产物大为降低(图4B)。在库源转
化叶片的库区, 筛分子的质膜上酸性磷酸酶的标记很
弱(图4C), 在传递细胞质膜上存在少量的酸性磷酸酶
的反应产物(图4D)。在库源转换叶片的源区, 筛分子质
膜上有较为明显的酸性磷酸酶的标记产物, 在韧皮薄
壁细胞与筛分子之间的胞间连丝上面有酸性磷酸酶的
显著标记(图4E)。在传递细胞的质膜及细胞核上存在大
量的酸性磷酸酶的反应产物(图4F)。在孵育液中不加反
应底物β-甘油磷酸钠或加入酶的抑制剂NaF的对照几
乎没有酶的反应产物——铅沉淀(图5B)。
2.4 讨论
为了追踪ATP酶和酸性磷酸酶在蚕豆叶片不同发育
阶段小叶脉不同细胞中的动态变化, 在选材方面我们
首先采用CF输导方法确定蚕豆库源转换叶片, 然后
对库源转换叶的库区、源区和生长5天植株幼嫩叶片
的小叶脉进行酶的细胞化学定位。植物在生长发育过
程中, 其叶片经历一个由库叶到源叶的变化。库源的
转换是一个向基的过程, 即从叶尖向叶基逐步进行。
最初叶尖部先变为源区, 然后逐渐向下扩展, 最终整
个叶片都变为源器官(Roberts et al., 1997)。CF是一
种韧皮部输导的示踪剂。CF自大豆成熟叶片或成熟
叶叶柄处引入, 可在所有的库器官检测到CF发出的
荧光 , 说明其输导途径和同化物一样是从源到库
(Grignon et al., 1989)。Roberts等(1997)将Nicotiana
benthaniana的叶脉分为I–V级, 在库叶CF主要从III
级叶脉网络卸载, 在库源转换叶片的转换区域CF不
再自III级叶脉卸载。因此采用CF输导法可以快速简便
地检测到正在进行库源转换的叶片。Oparka等(1999)
发现在烟草(Nicotiana tabacum)库源转换叶的库区,
胞间连丝以不分支的简单形式存在, 允许分子量为
50 kDa的GFP融合蛋白进行非选择性的胞间转移;
而在源区, 大部分胞间连丝经次生修饰转变为具中间
腔的分支结构形态, 胞间连丝的通透极限(size ex-
clusion limit)随之降为1 kDa。这说明在源区CF不能
卸载是由于胞间连丝通透极限的下降。本实验结果表
明, 在生长15天的蚕豆植株基部叶片引入CF, 输导
之后在荧光体视镜下观察不同部位的叶片即可检测
到库源转换叶片。
本实验对蚕豆幼嫩叶片和库源转换叶片ATP酶
的电镜细胞化学定位结果表明, ATP酶的含量在蚕豆
小叶脉不同细胞的不同发育阶段存在动态变化。幼嫩
王丽等: 蚕豆叶片小叶脉不同发育时期 ATP酶和酸性磷酸酶的细胞化学超微结构定位 81


图2 蚕豆幼嫩叶片小叶脉ATP酶的细胞化学定位
(A) 小叶脉的结构和ATP酶的细胞化学定位(Bar=5 μm); (B) 图A的放大, 示传递细胞和筛分子中ATP酶的细胞化学定位(Bar=2
μm); (C) 图A中薄壁细胞的放大, 示韧皮薄壁细胞中ATP酶的细胞化学定位(Bar=2 μm); (D) 图A中木质部分子的放大, 示ATP酶在
不同分化阶段的木质部分子中的细胞化学定位(Bar=2 μm)。各图中箭头示ATP酶反应的铅沉淀产物。BS: 维管束鞘; PP: 韧皮薄壁
细胞; SE: 筛分子; XE: 木质部分子; N: 细胞核; V: 液泡

Figure 2 Cytochemical localization of ATPase in minor vein of 5-day-old young leaf of Vicia faba
(A) The structure of the minor vein and the cytochemical localization of ATPase (Bar=5 μm); (B) Magnification of Figure A,
showing the cytochemical localization of ATPase in the transfer cells and SE (Bar=2 μm); (C) Magnification of the parenchyma
cell in Figure A, showing the cytochemical localization of ATPase in a parenchyma cell (Bar=2 μm); (D) Magnification of xylem
elements in Figure A, showing the cytochemical localization of ATPase in xylem elements at different developmental stages
(Bar=2 μm). The arrows indicate the lead deposits of the ATPase reaction products. BS: Bundle sheath; PP: Phloem paren-
chyma; SE: Sieve element; XE: Xylem element; N: Nucleus; V: Vacuole



图3 蚕豆库源转换叶片小叶脉ATP酶的细胞化学定位
(A) 库区筛分子和分化成熟的木质部分子中ATP酶的分布; (B) 库区传递细胞中ATP酶的细胞化学定位; (C) 库区韧皮薄壁细胞中
ATP酶的细胞化学定位; (D) 源区筛分子和传递细胞中ATP酶的细胞化学定位。各图中箭头示ATP酶反应的沉淀产物。XE: 木质部
分子; SE: 筛分子; TC: 传递细胞; PL: 质体; ER: 内质网; M: 线粒体; N: 细胞核。Bar=1 μm

Figure 3 Cytochemical localization of ATPase in minor vein of the leaf undergoing sink-source transition of Vicia faba
(A) Distribution of ATPase in the sieve elements and mature xylem elements in the sink region; (B) Localization of ATPase in the
transfer cells in the sink region; (C) Localization of ATPase in the phloem parenchyma cells in the sink region; (D) Cytochemical
localization of ATPase in the sieve elements and transfer cells in the source region. The arrows indicate the lead deposits of the
ATPase reaction products. XE: Xylem element; SE: Sieve element; TC: Transfer cell; PL: Plastid; ER: Endoplasmic reticulum; M:
Mitochondria; N: Nucleus. Bar=1 μm
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图4 蚕豆幼嫩叶和库源转换叶小叶脉酸性磷酸酶的细胞化学定位
(A) 幼嫩叶片小叶脉筛分子、传递细胞和韧皮薄壁细胞中酸性磷酸酶的细胞化学定位(Bar=2 μm); (B) 幼嫩叶片不同分化阶段木质
部分子中酸性磷酸酶的细胞化学定位(Bar=5 μm); (C) 库源转换叶库区筛分子上酸性磷酸酶的细胞化学定位(Bar=1 μm); (D) 库源
转换叶库区传递细胞酸性磷酸酶的分布(Bar=2 μm); (E) 库源转换叶源区筛分子、韧皮薄壁细胞中酸性磷酸酶的细胞化学定位
(Bar=2 μm); (F) 库源转换叶源区传递细胞的质膜以及细胞核上有大量的酸性磷酸酶标记产物(Bar=2 μm)。各图中箭头示酸性磷酸
酶反应的沉淀产物。PP: 韧皮薄壁细胞; TC: 传递细胞; SE: 筛分子; XE: 木质部分子; PL: 质体; N: 细胞核

Figure 4 Cytochemical localization of APase in minor vein of a young leaf and the leaf undergoing sink-source transition of Vicia faba
(A) Distribution of APase in the sieve elements, transfer cells and phloem parenchyma cells in the minor vein of a young leaf
(Bar=2 μm); (B) APase in the xylem elements at different developmental stages (Bar=5 μm); (C) Cytochemical localization of
APase in the sieve elements of the sink region (Bar=1 μm); (D) Cytochemical localization of APase in the transfer cells in the sink
region (Bar=2 μm); (E) Localization of APase in the sieve elements and phloem parenchyma cells in the source region (Bar=2
μm); (F) Abundant reaction products of APase in the plasmalemma and nucleus of the transfer cells in the source region (Bar=2
μm). The arrows indicate the lead deposits of the APase reaction products. PP: Phloem parenchyma; TC: Transfer cell; SE:
Sieve element; XE: Xylem element; PL: Plastid; N: Nucleus
王丽等: 蚕豆叶片小叶脉不同发育时期 ATP酶和酸性磷酸酶的细胞化学超微结构定位 83


图5 蚕豆对照组细胞化学定位
(A) ATP酶细胞化学定位的对照; (B) 酸性磷酸酶细胞化学定位
的对照。PP: 韧皮薄壁细胞; TC: 传递细胞; SE: 筛分子; XE: 木
质部分子。Bar=2 μm

Figure 5 Cytochemical localizations of controls of Vicia faba
(A) Control of cytochemical localization of ATPase; (B) Con-
trol of cytochemical localization of APase. PP: Phloem pa-
renchyma; TC: Transfer cell; SE: Sieve element; XE: Xylem
element. Bar=2 μm
叶片小叶脉不同细胞中较强的ATP酶含量可能与细
胞分化发育过程中强烈的能量需求相关。在幼嫩叶片
小叶脉传递细胞的质膜上具有较为强烈的ATP酶活
性标记。王新鼎(1993)观察到在蚕豆种皮完整合点韧
皮部的筛分子和传递细胞的质膜上持续有较强的
ATP酶标记产物, 显示ATP酶参与库器官有机物的质
外体卸出。蚕豆库源转化叶片的库区筛分子和传递细
胞的质膜上ATP酶的标记较弱, 说明库区在向源区转
换的过程中, 有机物的质外体卸出作用逐渐减弱。蚕
豆库源转换叶片的源区筛分子和传递细胞的质膜及
周围的细胞质中存在大量的ATP酶活性产物, 提示
ATP酶参与光合同化物装载的生理过程。
植物细胞质膜上具有H+-ATP酶和Ca2+-ATP酶
(Cheng et al., 2000)。质膜上的H+-ATP酶在质膜细胞
质一侧水解ATP产生能量将细胞质中的H+泵到细胞
膜外, 形成跨膜H+梯度, 产生细胞膜两侧H+的电化学
势 , 为溶质的次级跨膜转运提供驱动力。因此 ,
H+-ATP酶在同化物的质外体装载过程中具有重要的
作用(Michelet and Boutry, 1995)。生理学实验结果表
明 , 蚕豆叶组织中的质子流动与糖的摄取有关
(Delrot, 1981)。Parets-Soler等(1990)采用质膜H+-ATP
酶的抗体对其在燕麦(Avena sativa)和豌豆(Pisum
sativum)中的分布进行了组织学水平的免疫定位, 发
现在叶和茎中H+-ATP酶集中定位于韧皮部。他们认
为H+-ATP酶可以为同化物装载提供驱动力。Bouché-
Pillon等(1994)对蚕豆小叶脉进行了质膜H+-ATP酶的
免疫定位, 发现质膜H+-ATP酶的活性在不同的细胞
类型中差异较大。传递细胞质膜H+-ATP酶的活性高
于其它类型的细胞, 为韧皮部质外体装载以及筛管对
含氮化合物的质外体吸收提供能量来源。蚕豆筛管的
伴胞类型为传递细胞, 内含大量的线粒体, 其细胞壁
内陷使质膜表面积增大, 在源区韧皮部对光合同化产
物的质外体装载起着非常重要的作用(Kempers et
al., 1998)。本实验结果表明, 在库源转换叶的库区
ATP酶的标记较弱; 但在库源转换叶的源区ATP酶在
传递细胞和筛分子质膜上的标记显著增强, 参与源区
同化物的装载。该结果为蚕豆光合产物的质外体装载
理论提供了新的实验依据。
在杜仲(Eucommia ulmoides)木质部细胞分化和
脱分化过程中, ATP酶在细胞内的分布呈动态变化(王
雅清等, 2000)。本实验结果表明, 在蚕豆分化中的木
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质部分子的质膜和细胞核有较为强烈的ATP酶标记
产物; 在分化接近成熟的木质部分子ATP酶的标记产
物显著减少; 在成熟的木质部分子中未见ATP酶标记
产物。说明ATP酶参与木质部分子的分化过程, 可能
为木质部分子原生质的降解提供能量。
有一些实验证据显示, 酸性磷酸酶与植物体内同
化物的运输相关。在烟草叶片的中脉酸性磷酸酶定位
于成熟筛管的内质网和P-蛋白上 (Bentwood and
Cronshaw, 1976)。在椴树(Tilia americana)次生韧皮
部的伴胞、薄壁细胞以及筛管的联络索 (internal
strands)中检测到酸性磷酸酶活性, 伴胞和薄壁细胞
中的酸性磷酸酶可能参与韧皮部物质的运输(Lester
and Evert, 1965)。玉米(Zea mays)叶片维管束中薄
壁筛管(thin-walled sieve tubes)的质膜上有较强的酸
性磷酸酶标记 ; 而在厚壁筛管 (thick-walled sieve
tubes)的质膜上酸性磷酸酶的标记较弱。薄壁筛管具
有从质外体获取蔗糖的能力(Evert et al., 1988)。本实
验中酸性磷酸酶的细胞化学定位结果显示, 在筛分
子、传递细胞质膜和细胞壁上酸性磷酸酶的反应产物
多见于发育早期的小叶脉, 此时期韧皮部的酸性磷酸
酶可能参与细胞壁的代谢, 与筛分子的发育相关。从
源库转换叶的库区到源区, 筛分子、传递细胞质膜上
酸性磷酸酶的标记产物由弱变强。这种动态变化说明
酸性磷酸酶可能在源区光合产物的装载中起一定的
作用, 但具体机理需要进一步研究。
以往的研究表明酸性磷酸酶定位于豌豆分化中
的原生木质部细胞中(Stewart and Pitt, 1977)。在
Phaseolus vulgaris木质部导管分子分化的晚期, 酸
性磷酸酶定位于降解的胞质、初生壁和中层上
(Charvat and Esau, 1975)。在未成熟导管分子中,
核、质膜及纹孔上存在酸性磷酸酶的聚集, 在即将分
化成熟的管状分子中, 酸性磷酸酶主要集中于初生
壁, 在已分化成熟的导管分子中, 酸性磷酸酶集中于
次生壁。酸性磷酸酶可能参与次生木质部程序性死亡
过程(王雅清等, 1999)。细胞壁中存在特定的酸性磷
酸酶。在烟草细胞中发现一种酸性磷酸酶WP-II, 其在
烟草原生质体细胞壁的再生过程中起着重要作用
(Kaneko et al., 1998)。苜蓿(Trifolium repens)在磷缺
乏的环境中其根细胞壁中诱导产生2种特定的酸性磷
酸酶APase I和II (Zhang and McManus, 2000)。细胞
壁上的酸性磷酸酶经过分泌路径抵达细胞壁, 在百合
花粉管的生长过程中使用分泌泡的抑制剂brefeldin A
和cytochalasin D可以抑制酸性磷酸酶的分泌, 从而
抑制花粉管的生长(Ibrahim et al., 2002)。我们对蚕豆
小叶脉木质部的观察结果表明, 在分化中的木质部分
子的质膜上有强烈的酸性磷酸酶标记产物, 而在分化
将近完成的木质部分子中酸性磷酸酶的标记产物显
著降低。推测蚕豆叶片小叶脉中的酸性磷酸酶可能分
别参与了次生木质部程序性死亡过程中的原生质解
体和导管次生壁的形成。
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86 植物学报 49(1) 2014
Cytochemical Localization of ATPase and Acid Phosphatase in
Minor Veins of the Leaf of Vicia faba During Different
Developmental Stages
Li Wang1, Qinqin Wang2, Youqun Wang2*
1College of Biological Science, China Agricultural University, Beijing 100193, China
2State Key Laboratory of Plant Physiology and Biochemistry, Beijing 100193, China
Abstract Using a lead precipitation technique, we investigated the cytochemical localization of adenosine triphos-
phatase (ATPase) and acid phosphatase (APase) in the minor veins of young leaves and in the sink and source regions of
leaves undergoing sink-source transition in Vicia faba. The leaves undergoing sink-source transition were determined by
the 6(5) carboxyfluorescein tracing. The plasmalemma and cell wall of transfer cells and the differentiating xylem ele-
ments in the young leaf showed intensive reaction products of ATPase and APase. The reaction products of ATPase and
APase were weak in the plasmalemma of both transfer cells and sieve elements of the minor veins in the sink region. We
observed a large number of ATPase and APase reaction products in the plasmalemma of both sieve elements and trans-
fer cells. Thus, dynamic changes in the distribution of ATPase and APase occur at different developmental stages of
minor veins. The role of ATPase and APase in apoplastic loading and differentiation of sieve and xylem elements is dis-
cussed.
Key words ATPase, acid phosphatase, minor vein, sink-source transition, Vicia faba
Wang L, Wang QQ, Wang YQ (2014). Cytochemical localization of ATPase and acid phosphatase in minor veins of the
leaf of Vicia faba during different developmental stages. Chin Bull Bot 49, 78–86.
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* Author for correspondence. E-mail: wangyq@cau.edu.cn
(责任编辑: 白羽红)