全 文 ：植物学报 Chinese Bulletin of Botany 2014, 49 (6): 729–737, www.chinbullbotany.com
doi: 10.3724/SP.J.1259.2014.00729
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收稿日期: 2013-10-28; 接受日期: 2014-06-09
基金项目: 国家自然科学基金(No.31071807)
* 通讯作者。E-mail: chengweili2006@163.com
植物叶片衰老的表观遗传调控
杨同文, 李成伟*
河南周口师范学院, 植物遗传与分子育种重点实验室, 周口 466001
摘要 叶片是植物重要的光合器官, 它的衰老由外界环境刺激和内源发育信号所启动, 复杂的基因调控网络参与衰老过程
的精确调控。最新研究表明, 植物通过对基因表达的重编程, 在表观遗传水平上调节着叶片衰老过程。该文简要介绍了表
观遗传的分子机制, 在此基础上重点综述了组蛋白修饰、染色质重塑、DNA甲基化及小RNAs途径对叶片衰老调控的最新
研究进展, 同时讨论了该领域存在的问题和未来研究方向。
关键词 叶片衰老, 表观遗传调控, 染色质重塑, 小RNA途径
杨同文, 李成伟 (2014). 植物叶片衰老的表观遗传调控. 植物学报 49, 729–737.
叶片衰老是植物发育过程的最后阶段, 它以物质
的降解和循环利用为特征, 是一个极其复杂而又高度
有序调控的发育过程。该过程中叶绿体解体, 光合作
用下降, 叶绿素、蛋白质和核酸等生物大分子降解为
小分子并转移到其它器官被重新利用。除了叶龄依赖
的内源发育信号, 外界环境条件, 如光照、温度及胁
迫因子等也能触发植物叶片的衰老过程(Guo and
Gan, 2005; Wingler and Roitsch, 2008; Gregersen
et al., 2008; Guiboileau et al., 2010)。外界环境信号
与内源信号相互作用形成一个复杂且环境敏感的调
控网络 , 在时空上精确调节叶片衰老的启动 (Guo
and Gan, 2012)。转录组分析表明叶片衰老过程中大
量基因的表达模式发生改变(Buchanan-Wollaston et
al., 2005; van der Graaff et al., 2006; Breeze et al.,
2011), 表达被上调的称为SAGs(senescence asso-
ciated genes), 下调的则称为SDGs(senescence
down-regulated genes)。例如, 物质降解与循环相关
基因, WRKY和NAC转录因子家族基因被衰老信号诱
导表达上调, 光合和叶绿体发育相关基因的表达则被
下调(Lim et al., 2007a, 2007b; Balazadeh et al.,
2008)。转录因子在衰老调控网络中处于核心地位,
它们接受上游衰老信号的诱导, 同时调控着大量下游
衰老效应基因的表达(Balazadeh et al., 2008)。
真核生物功能基因的表达受表观遗传机制的调
控, 而细胞核染色质三维结构的改变是表观遗传调控
的结构基础。组蛋白对DNA的包装方式决定了染色质
的立体结构并调节基因的表达。染色质结构的动态变
化是由DNA甲基化、翻译后组蛋白修饰、染色质重塑
以及小RNAs途径调控的 (Wu and Morris, 2001;
Chinnusamy et al., 2008, 2009)。最近, 越来越多的
研究显示, 这些表观遗传机制在染色质结构变化水平
上参与对植物叶片衰老的调控(图1)。叶片衰老是植物
发育生物学的研究热点。农业生产上延迟叶片衰老也
是挖掘作物产量潜力的调控方向之一。因此对叶衰老
机制和调控的研究具有重要的理论意义和应用价值。
本文根据最新文献, 在概述表观遗传机制的基础上,
重点总结和讨论了植物叶片衰老表观遗传调控方面
的最新研究进展, 以期为该领域学者提供有价值的信
息。
1 组蛋白修饰与叶片衰老调控
DNA双链缠绕在组蛋白八聚体上, 形成一个染色质
单位——核小体(Luger et al.,1997)。长约146 bp
DNA直接与核心组蛋白八聚体结合, 长约50 bp DNA
连接两个核小体并与组蛋白H1结合。多种形式的组蛋
白翻译后修饰在植物发育及逆境应答过程中调控着
基因的表达。位于组蛋白N末端尾巴的氨基酸通常被
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图1 植物叶片衰老的调控网络模式图
TF、SAG和SAP分别代表转录因子、衰老相关基因和衰老相关蛋白

Figure 1 Model of regulatory network of leaf senescence in plants
TF, SAG and SAP represent transcription factors, aging-related genes and aging-related proteins, respectively


共价修饰, 其中主要的修饰方式为在不同氨基酸残基
上进行甲基化、乙酰化、H2B单泛素化和磷酸化等。
组蛋白上可以发生单甲基化(mono-methylation)、双
甲基化 (di-methylation)和三甲基化 (tri-methylation)
等不同的类型。如H3K4Me3代表组蛋白H3上4号位赖
氨酸的三甲基化。人们将多种形式的组蛋白修饰总称
为组蛋白密码(Jenuwein and Allis, 2001; Berger,
2007)。
基因启动子或编码区组蛋白修饰的建立需要多
种组蛋白修饰酶及其互作蛋白。这些组蛋白修饰酶类
包括组蛋白乙酰化酶(HACs)、组蛋白去乙酰化酶
(HDAs)、组蛋白甲基化酶 (HMs)与去甲基化酶
(HDMs)等(Pandey et al., 2002; Thorstensen et al.,
2011; Lauria and Rossi, 2011)。一些典型的常染色
质修饰(如H3K9Ac)通常与开放的染色质有关, 异染
色质修饰(如H3K9me2)则代表染色质的紧密包装。
1.1 组蛋白乙酰化与叶片衰老调控
对功能获得或缺失突变体的研究是阐明基因功能的
经典方法之一。人们利用已知的组蛋白修饰酶已经构
建了多种拟南芥(Arabidopsis thaliana)组蛋白修饰相
关基因突变体。研究表明, 这些突变体中植物发育和
逆境应答过程都受到严重影响, 同时发现这些突变体
中叶片的衰老也受到影响。Tian和Chen(2001)对突变
体中组蛋白去乙酰化进行了详细分析, 他们构建了拟
南芥AtHD1的反义突变体, AtHD1/HDA19属于RPD3
杨同文等: 植物叶片衰老的表观遗传调控 731

类组蛋白去乙酰化酶(Pandey et al., 2002)。该突变体
中组蛋白H4发生了四乙酰化, AtHD1的表达量减少了
90%。这些植株表现出多种发育异常的表型, 包括早
衰、锯齿状小丛叶的形成以及延迟开花等。Tian等
(2005)用微阵列分析了该突变体全基因组转录谱的
变化, 结果显示, AtHD1的沉默影响几类植物发育及
胁迫应答基因的表达, 这些基因的下调与突变体衰老
的表型相关联, 推测这些基因可能与细胞死亡及衰老
有关。
组蛋白去乙酰化酶HDA6是另一个在发育及胁迫
应答表观调控中的重要成员。Wu等(2008)研究了该
酶基因缺失突变体对拟南芥发育及环境应答等过程
的影响。通过对HDA6突变体和HDA6 siRNA干扰系
进行分析, 发现拟南芥HDA6表达量的降低促进了组
蛋白H3的乙酰化, 且植株对茉莉酮酸酯(jasmonate)
应答、衰老与开花等过程都受到影响。这些突变体中,
PDF1.2、JIN1、ERF1和VSP2等茉莉酮酸酯应答基
因均被显著下调(Wu et al., 2008)。此前, 茉莉酮酸酯
处理诱导HDA6表达的实验已经证明HDA6参与茉莉
酸信号的转导。值得注意的是 , 在HDA6突变体和
HDA6 siRNA干扰系中叶片衰老和开花同时被延迟。
这种延迟是否是衰老特定基因直接影响的结果, 还是
延迟发育程序的间接效应? 澄清这些问题需要进一
步的深入研究。此外, 研究还发现HDA6缺失突变体
中典型的衰老相关基因SAG12和SEN4的表达量降
低了, 而RPS17的表达量在突变体及siRNA干扰植株
中保持较高水平, 在叶片正常衰老过程中该基因的表
达下调。由此可以推断, 由乙酰化修饰的表观遗传机
制影响着衰老相关基因的表达并调控着叶片的衰老
进程。
1.2 组蛋白甲基化与叶片衰老调控
除了乙酰化, 组蛋白N-末端氨基酸的甲基化也是一
种重要的表观遗传调控机制。用ChIP分析结合Real
time-PCR定量, Ay等(2009)指出拟南芥中与转录因
子WRKY53 5′端相联系的组蛋白以衰老特异的方式
被甲基化修饰。此前的研究表明该转录因子在衰老调
控中发挥重要作用(Hinderhofer and Zentgraf, 2001;
Miao et al., 2004)。叶片衰老时, 在WRKY53相关组
蛋白上建立了H3K4me3样的激活标记并与该基因的
表达水平相关联。不同的组蛋白甲基化需要HMTs和
组蛋白去甲基化酶参与。其中有几类HMT已被研究。
SUVH2属于SU(VAR)3–9(KMTase1)类型的HMTs,
它的超表达导致H3K9、H3K27及H4K20位点异染色
质甲基化标记增加 , 进而引起异位异染色质化
(Naumann et al., 2005)。SUVH2超表达植物出现叶
片发育异常和衰老延迟的表型(Ay et al., 2009)。ChIP
分析结果显示, 超表达SUVH2植物的成熟与衰老叶
片中, 与WRKY53相关的位点上建立了H3K27双甲
基化及三甲基化的表观遗传标记, 并且这些抑制性的
染色质标记与WRKY53不能被诱导表达相关。Ay等
(2009)同时指出, 在超表达SUVH2株系中也不能实
现其它SAGs(如SIRK、SAG101和SAG24)的衰老特
异诱导。最近通过转录谱分析 , Ay等 (2014)发现
SUVH2的超表达改变了一系列衰老相关调控基因的
诱导表达, 特别是衰老和胁迫相关的转录因子家族
C2H2s、AP2–EREBPs、WRKYs和NACs等。
为在更大范围内分析不同的组蛋白甲基化修饰
与叶片衰老的关系, Brusslan等(2012)采用ChIP-on-
chip和ChIP-seq技术在拟南芥全基因组范围内揭示
了成熟与衰老叶片中常染色质标记H3K4me3和沉默
标记H3K27me3的改变情况。结果表明, 对部分已知
的SAGs, 常染色质标记H3K4me3在衰老叶片中的
含量较高。对于衰老过程中的SDGs基因, 成熟叶片
中的H3K4me3标记含量高。在沉默标记H3K27me3
中也发现相似的结果。衰老过程中, SAGs上该标记消
失, 但在较老叶片SDGs上该标记是建立的。以上研
究结果证明了叶片衰老过程中的基因重编程是由表
观遗传机制调控的。同时这些研究也表明, 至少在选
定的时间点上, H3K4me3和H3K27me3特定组蛋白
修饰的改变发生在某些SAGs和SDGs基因位点。但鉴
定其它表观遗传标记和确定各种衰老时间节点仍需
更多深入的研究。
2 染色质重塑与叶片衰老调控
染色质重塑(chromatin remodeling)是表观遗传调控
的重要形式, 指由染色质重塑复合物介导的染色质结
构和定位的变化, 主要涉及染色质上核小体的移动、
分离、置换和重建 (Kusch and Workman, 2007;
Clapier and Cairns, 2009; Chodavarapu et al.,
2010)。参与重塑的调控因子包括组蛋白修饰因子
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(histone modifiers)和ATP依赖的染色质重塑因子
(chromatin remodelers)。前者不改变核小体的位置,
而是在染色质上作标记以招募其它调控成员; 后者则
利用ATP水解释放的能量将核小体重新排布。染色质
重塑能够促进或抑制转录因子和RNA聚合酶复合物
与DNA的结合, 最终启动或抑制基因的转录。
前人采用激光共聚焦扫描电子显微镜结合特异
抗体的方法, 对衰老叶片细胞核染色质结构变化进行
了细致的研究, 发现衰老过程中细胞核染色质组织结
构发生了显著改变(Drumm and Nagl, 1982; Kołod-
ziejek et al., 2007; Damri et al., 2009)。电子显微镜
观察结果显示, 衰老细胞核中常染色质和异染色质区
的结构发生了重构, 引起染色质浓缩区出现分散现
象。Ay等(2009)也报道了相似的观察结果。对拟南芥
成熟叶片细胞核的DAPI染色实验显示, 在浓缩的染
色中心出现清晰的亮斑。这些异染色质区原本不具有
转录活性, 而周围很少被密集染色的常染色质区则具
有转录活性, 但在叶片衰老过程中, 细胞核清晰的分
区组织形式被打破了(Ay et al., 2009)。
异染色质和常染色区分别具有特定的组蛋白修
饰标记, 臂间区组成型异染色质具有如H3K9me2的
异染色质标记, 而单一常染色质区含有如H3K4me2
和H3K4me3的表观修饰标记。利用标记的多种组蛋
白修饰抗体, Ay等(2009)发现衰老的细胞核中常染色
质和异染色质修饰标记的分布都发生了变化。在正常
成熟叶片中, 只在染色中心的清晰亮斑处可探测到典
型异染色质标记H3K9me2, 叶片的衰老改变了这种
修饰模式, 可在核内较大区域内探测到H3K9me2标
记的存在。研究结果显示, 衰老过程中常染色质标记
也发生了类似的改变。对典型异染色质180 bp的核心
重复序列的FISH分析也证实了以上结论。这说明衰老
过程中染色质结构发生了大规模的重塑。
综上所述, 染色质结构的显微观察发现叶片的衰
老与染色质整体结构的改变相关, 显微和细胞免疫研
究进一步确定这种染色质重塑发生在衰老的早期阶
段, 此时核内正发生基因表达的重编程, 表明染色质
结构的改变参与植物叶片衰老的调控。
除了以上提到的翻译后组蛋白共价修饰引起的
染色质重塑, ATP依赖的染色质重塑因子引起的核小
体运动赋予染色质结构更大的可塑性。依据蛋白质功
能结构域组分的不同 , 这些重塑因子可分为SWI/
SNF(mating type switching/non fermenting)及ISWI
(imitation switch)两类, 它们通过与其它蛋白构成染
色质重塑复合物被召集到染色质的特定靶位点上并
调控基因的转录活性 (Clapier and Cairns, 2009;
Hargreaves and Crabtree, 2011)。例如, SWI/SNF
不同亚基的突变表现出明显的发育异常(Sarnowski
et al., 2005)。拟南芥转录组分析表明, 叶片衰老期间
SNF2家族基因如CHR10(ALTERED SEED GER-
MINATION 3 (ASG3))及CHR19(ETL1)等被显著上
调, 暗示这些因子可能参与了叶片衰老过程(Breeze
et al., 2011)。由于叶片衰老与逆境应答密切相关并存
在相同的调控途径(Kim et al., 2008; Guo and Gan,
2012; Khraiwesh et al., 2012; Luo et al., 2012), 因
此对逆境胁迫应答中染色质重塑的研究可以为衰老
调控的研究提供线索。最新研究发现很多拟南芥染色
质重塑因子在胁迫应答中具有重要作用。例如, 拟南
芥SNF/Brahma(BRM)型染色质重塑因子CHR12在
高温及干旱胁迫引起的生长停滞中起负调控作用
(Mlynárová et al., 2007); SWI2/SNF2类染色质重塑
因子BRAHMA(BRM)的突变体brm表现出耐旱性增
强的表型, 同时发现BRM的失活造成核小体稳定性
丧失(Han et al., 2012)。
染色质重塑调控植物衰老的另一个例子是染色
质结构调控蛋白ORESARA 7(ORE7)。该蛋白属于
AT-钩基序(AT-hook motif)家族的一个成员 , 通过
RGR区域与富含A/T的DNA小沟结合, 在染色质结
构组装的调控中发挥重要作用。最初, 在ORE7基因
激活标签的突变体中发现晚花和叶片发育异常等表
型(Weigel et al., 2000)。后来在ORE7基因的超表达
株系和激活标签突变体中也发现叶片显著延迟衰老
的表型(Lim et al., 2007a, 2007b)。叶绿素含量和光
系统II效率等生理衰老指标以及衰老相关基因的延迟
表达都说明植株叶片寿命显著延长。对ore7突变体与
野生型拟南芥的微阵列比较分析表明, 突变体植株
衰老相关基因的表达受到了影响。例如, ore7突变体
中481个表达水平上调的基因中有131个与衰老有
关; 而615个下调基因中, 有237个属于衰老相关基
因(Lim et al., 2007a, 2007b)。使用YFP标记的组蛋
白H2B突变体对该蛋白进行研究, 结果显示这种蛋
白通过对核小体结构的影响而改变了染色质的结构
(Lim et al., 2007a, 2007b)。这些研究结果说明
杨同文等: 植物叶片衰老的表观遗传调控 733

AT-hook蛋白通过对染色质结构的重塑参与对叶片
衰老的调控。
3 叶片衰老与DNA甲基化状态的改变
DNA甲基化酶催化DNA上胞嘧啶甲基化形成5-甲基
胞嘧啶(5-mC)。这些酶包括MET1、CMT3、DRM1
和DRM2, 它们参与DNA甲基化的维持或从头 (de
novo)甲基化(Finnegan and Kovac, 2000; Zubko et
al., 2012)。DNA序列上有3类位点的胞嘧啶可被甲基
化, 包括对称性位点CG、CHG(H代表A、T或C)和非
对称性位点CHH(Vanyushin and Ashapkin, 2011)。
DNA甲基化常发生在基因组重复序列和转座子区 ,
使其保持沉默状态以维持异染色质的稳定性, 同时使
基因组受到保护。DNA甲基化也可发生在编码基因
上。Zhang等(2006)发现30%的编码基因在转录区含
有甲基化的胞嘧啶, 而且这种甲基化常发生在对称的
CG位点, 但关于转录区CG位点的甲基化的生物学意
义还存在争议。另一方面, DNA胞嘧啶也发生去甲基
化过程, 能够切除包括DME、DML2、DML3和 ROS1
等甲基的酶(Choi et al., 2002; Morales-Ruiz et al.,
2006; Penterman et al., 2007; Zhu, 2009)。甲基化
和去甲基化酶共同作用维持DNA甲基化的动态变化,
从而调控基因的表达。
DNA甲基化主要发生在稳定的异染色质区、沉默
的重复序列和转座子区。研究表明, DNA甲基化动态
地调控基因表达, 广泛影响植物发育及逆境应答过程
(Penterman et al., 2007)。虽然还未见具体基因的
DNA甲基化特异改变与叶片衰老相关性的报道, 但
已有一些研究显示植物衰老期间DNA甲基化总体水
平发生了变化(Diaz-Sala et al., 1995; Fraga et al.,
2002a, 2002b; Prakash et al., 2003; Baurens et al.,
2004)。例如, Baurens等(2004)采用HPLC分析了马
占相思(Acacia mangium)幼嫩和成熟外植体离体繁
殖微芽的基因组DNA甲基化, 结果显示幼嫩叶形态
的微芽DNA甲基化水平高于成熟叶状柄。与此相反,
矮牵牛(Petunia hybrida)在不定芽诱导生成植株的过
程中, CCGG和CGCG位点胞嘧啶甲基化水平逐渐提
高(Prakash et al., 2003)。Fraga等(2002a)发现辐射
松(Pinus radiata)幼年个体的DNA甲基化水平低于成
年植株。对幼年和成年植株的分生区域DNA甲基化的
研究表明, 二者之间存在显著差异, 而幼年和成熟植
株分化组织的DNA甲基化程度差异却很小。在分生组
织中, DNA甲基化水平随复壮程度的增加而降低, 推
测DNA甲基化水平的改变可能是复壮对抗衰老的表
观遗传修饰结果(Fraga et al., 2002b)。这些前期的研
究为进一步阐明DNA甲基化与植物衰老之间的调控
机制积累了数据。
4 小RNAs途径与叶片衰老调控
除了转录因子、组蛋白修饰蛋白及染色质重塑因子外,
20–30 nt的小RNAs(sRNAs)在调控动植物基因表达
方面发挥重要作用。植物细胞中存在不同种类、不同
大小和功能特异的sRNAs, 包括微小RNA(miRNA)
和小干扰RNA(siRNAs)等。这些sRNAs能够结合到特
定靶基因上, 通过切割降解或抑制翻译发挥对靶基因
沉默的作用。另外, sRNAs通过与DNA甲基化相互作
用可以介导RNA依赖的DNA甲基化(RdDM)。目前已
经明确 sRNAs在植物发育及逆境应答中的功能
(Pulido and Laufs, 2010; Rubio-Somoza and
Weigel, 2011; Khraiwesh et al., 2012)。
许多研究表明microRNAs参与调控植物叶片衰
老过程。Kim等(2009)对1个NAC转录因子的动态表
达进行了研究, 该基因调控SAG12等下游衰老相关
基因的表达。结果显示 , miR164通过切割ORE1
mRNA抑制了该基因的表达。随后的研究表明, 拟南
芥miR164缺陷突变体植株加速了衰老过程。同时发
现miR164在野生型拟南芥中的表达对乙烯具有依赖
性, 并随着叶龄的增加而降低(Kim et al., 2009)。在
拟南芥中超表达另一种microRNA――miR319, 植
株表现出持绿(stay green)表型(Schommer et al.,
2008)。研究显示, miR319通过对TCP(TEOSINTE
BRANCHED1-CYCLOIDEA-PCF)转录因子家族的
调控而提高茉莉酸(jasmonic acid, JA)含量, 从而促
进植物叶片的衰老过程。sRNA的另一作用靶点是生
长素调控途径。miR390能够反式激活一种siRNA
(TAS3)的产生, 该siRNA能够引起生长素应答因子
ARF2、ARF3和ARF4基因mRNA的降解(Adenot et
al., 2006; Fahlgren et al., 2006)。其中ARF2对生长
素应答具负调控作用 , 而生长素应答参与决定植
物衰老与开花的时间(Ellis et al., 2005; Lim et al.,
734 植物学报 49(6) 2014

2010)。
5 研究展望
叶片衰老是植物发育的最后一个阶段, 该过程涉及多
层次的基因调控网络。从表观遗传学层面探索叶衰老
的调控为人们深入理解叶片衰老机制提供了新的视
角。通过分析叶片衰老过程中染色质结构的重建现象,
表观调控突变体的衰老变异, 以及衰老叶片SAGs组
蛋白修饰的衰老特异改变等, 人们已经初步建立了叶
衰老表观遗传调控的基本轮廓(图1)——叶片衰老被
外界和内源信号所诱导, 表观遗传水平的调控位于信
号转导途径和SAGs表达调控转录因子之间。植物通
过SAGs位点的组蛋白修饰、染色质重塑、特定DNA
序列的甲基化和小RNAs与SAGs mRNAs的相互作
用, 实现对叶片衰老过程的表观遗传调控。组蛋白修
饰酶、DNA甲基化酶及染色质重塑因子等参与叶片衰
老的表观遗传调控。
目前, 虽然已经明确植物叶片衰老受表观遗传机
制调控, 但由于叶片衰老机理的复杂性, 表观水平上
的叶片衰老调控分子机制及其相关网络还不十分清
楚, 因此该领域的研究仍处于起步阶段。今后进一步
的研究应该从以下几方面着手: (1) 利用基因芯片技
术在拟南芥表观遗传突变体中筛选衰老过程中表观
遗传调控的SAGs, 系统分析这些表观调控因子在调
控网络中的功能; (2) 利用ChIP-seq(Johnson et al.,
2007)和DNA甲基化全基因组分析(Li et al., 2010)等
技术鉴定以衰老特异模式发生作用的表观遗传调控
因子; (3) 探索表观遗传调控机制与上游衰老诱导信
号之间的联系, 以利于对植物叶片衰老机制的系统理
解。另外, 通过对模式植物以外物种, 特别是农作物
中叶片衰老表观遗传调控的研究可以发现调控机制
的保守性, 从中揭示更本质的规律, 并为农业生产中
叶片衰老的调控提供理论依据。
叶片衰老虽然是植物适应外界环境和自身繁殖
进化而来的自然现象, 但在农作物生产中, 功能叶片
的早衰严重影响着作物增产潜力的发挥, 因此调控植
物叶片的衰老进程, 延长功能叶片持绿期对提高作物
产量具有重大意义。衰老表观遗传调控的研究将深化
人们对叶片衰老机制的认识, 同时将为作物栽培条件
的优化提供新的理论基础, 为抗衰老作物品种的遗传
改良提供新思路。
参考文献
Adenot X, Elmayan T, Lauressergues D, Boutet S, Bou-
ché N, Gasciolli V, Vaucheret H (2006). DRB4-depend-
ent TAS3 trans-acting siRNAs control leaf morphology
through AGO7. Curr Biol 16, 927–932.
Ay N, Irmler K, Fischer A, Uhlemann R, Reuter G, Hum-
beck K (2009). Epigenetic programming via histone me-
thylation at WRKY53 controls leaf senescence in Arabi-
dopsis thaliana. Plant J 58, 333–346.
Ay N, Raum U, Balazadeh S, Seidenticker T, Fischer A,
Reuter G, Humbeck K (2014). Regulatory factors of leaf
senescence are affected in Arabidopsis plants overex-
pressing the histone methyltransferase SUVH2. J Plant
Growth Regul 33, 119–136.
Balazadeh S, Riaño-Pachón DM, Mueller-Roeber B
(2008). Transcription factors regulating leaf senescence
in Arabidopsis thaliana. Plant Biol 10, 63–75.
Baurens FC, Nicolleau J, Legavre T, Verdeil JL, Mon-
teuuis O (2004). Genomic DNA methylation of juvenile
and mature Acacia mangium micropropagated in vitro
with reference to leaf morphology as a phase change
marker. Tree Physiol 24, 401–407.
Berger SL (2007). The complex language of chromatin
regulation during transcription. Nature 447, 407–412.
Breeze E, Harrison E, McHattie S, Hughes L, Hickman R,
Hill C, Kiddle S, Kim YS, Penfold CA, Jenkins D,
Zhang CJ, Morris K, Jenner C, Jackson S, Thomas B,
Tabrett A, Legaie R, Moore JD, Wild DL, Ott S, Rand D,
Beynon J, Denby K, Mead A, Buchanan-Wollaston V
(2011). High-resolution temporal profiling of transcripts
during Arabidopsis leaf senescence reveals a distinct
chronology of processes and regulation. Plant Cell 23,
873–894.
Brusslan JA, Alvarez-Canterbury AMR, Nair NU, Rice JC,
Hitchler MJ, Pellegrini M (2012). Genome-wide evalua-
tion of histone methylation changes associated with leaf
senescence in Arabidopsis. PLoS One 7, e33151.
Buchanan-Wollaston V, Page T, Harrison E, Breeze E,
Lim PO, Nam HG, Lin JF, Wu SH, Swidzinski J, Ishi-
zaki K, Leaver CJ (2005). Comparative transcriptome
analysis reveals significant differences in gene expression
and signaling pathways between developmental and
dark/starvation-induced senescence in Arabidopsis. Plant
J 42, 567–585.
杨同文等: 植物叶片衰老的表观遗传调控 735

Chinnusamy V, Gong ZZ, Zhu JK (2008). Abscisic acid-
mediated epigenetic processes in plant development and
stress response. J Integr Plant Biol 50, 1187–1195.
Chinnusamy V, Zhu JK (2009). Epigenetic regulation of
stress responses in plants. Curr Opin Plant Biol 12, 133–
139.
Chodavarapu RK, Feng SH, Bernatavichute YV, Chen
PY, Stroud H, Yu YC, Hetzel JA, Kuo F, Kim J, Cokus
SJ, Casero D, Bernal M, Huijser P, Krämer U, Mer-
chant SS, Zhang XY, Jacobsen SE, Pellegrini M
(2010). Relationship between nucleosome positioning and
DNA methylation. Nature 466, 388–392.
Choi Y, Gehring M, Johnson L, Hoannon M, Harada JJ,
Goldberg RB, Jacobsen SE, Fischer RL (2002). DE-
METER, a DNA glycosylase domain protein, is required
for endosperm gene imprinting and seed viability in
Arabidopsis. Cell 110, 33–42.
Clapier CR, Cairns BR (2009). The biology of chromatin
remodeling complexes. Annu Rev Biochem 78, 273–304.
Damri M, Granot G, Ben-Meir H, Avivi Y, Plaschkes I,
Chalifa-Caspi V, Wolfson M, Fraifeld V, Grafi G (2009).
Senescing cells share common features with dedifferen-
tiating cells. Rejuvenation Res 12, 435–443.
Diaz-Sala C, Rey M, Boronat A, Besford R, Rodriguez R
(1995). Variations in the DNA methylation and polypeptide
patterns of adult hazel (Corylus avellana L.) associated
with sequential in vitro subcultures. Plant Cell Rep 15,
218–221.
Drumm A, Nagl W (1982). Loss of DNA and euchromatin in
senescing leaf cells of Allium. Mech Ageing Dev 18, 103–
110.
Ellis CM, Nagpal P, Young JC, Hagen G, Guilfoyle TJ,
Reed JW (2005). AUXIN RESPONSE FACTOR1 and
AUXIN RESPONSE FACTOR2 regulate senescence and
floral organ abscission in Arabidopsis thaliana. Develop-
ment 132, 4563–4574.
Fahlgren N, Montgomery TA, Howell MD, Allen E, Dvorak
SK, Alexander AL, Carrington JC (2006). Regulation of
AUXIN RESPONSE FACTOR3 by TAS3 ta-siRNA affects
developmental timing and patterning in Arabidopsis. Curr
Biol 16, 939–944.
Finnegan EJ, Kovac KA (2000). Plant DNA methyltrans-
ferases. Plant Mol Biol 43, 189–210.
Fraga MF, Cañal MJ, Rodríguez R (2002a). Phase-change
related epigenetic and physiological changes in Pinus ra-
diata D. Don. Planta 215, 672–678.
Fraga MF, Rodriguez R, Canal MJ (2002b). Genomic DNA
methylation-demethylation during aging and reinvigora-
tion of Pinus radiata. Tree Physiol 22, 813–816.
Gregersen PL, Holm PB, Krupinska K (2008). Leaf se-
nescence and nutrient remobilisation in barley and wheat.
Plant Biol 10, 37–49.
Guiboileau A, Sormani R, Meyer C, Masclaux-Daubresse
C (2010). Senescence and death of plant organs: nutrient
recycling and developmental regulation. C R Biol 333,
382–391.
Guo YF, Gan SS (2005). Leaf senescence: signals, execu-
tion, and regulation. Curr Top Dev Biol 71, 83–112.
Guo YF, Gan SS (2012). Convergence and divergence in
gene expression profiles induced by leaf senescence and
27 senescence-promoting hormonal, pathological and
environmental stress treatments. Plant Cell Environ 35,
644–655.
Han SK, Sanga Y, Rodrigues A, Wu MF, Rodriguez PL,
Wagner D (2012). The SWI2/SNF2 chromatin remodeling
ATPase BRAHMA represses abscisic acid responses in
the absence of the stress stimulus in Arabidopsis. Plant
Cell 24, 4892–4906.
Hargreaves DC, Crabtree GR (2011). ATP-dependent chro-
matin remodeling: genetics, genomics and mechanisms.
Cell Res 21, 396–420.
Hinderhofer K, Zentgraf U (2001). Identification of a trans-
cription factor specifically expressed at the onset of leaf
senescence. Planta 213, 469–473.
Jenuwein T, Allis CD (2001). Translating the histone code.
Science 293, 1074–1080.
Johnson DS, Mortazavi A, Myers RM, Wold B (2007).
Genome-wide mapping of in vivo protein-DNA interac-
tions. Science 316, 1497–1502.
Khraiwesh B, Zhu JK, Zhu JH (2012). Role of miRNAs and
siRNAs in biotic and abiotic stress responses of plants.
Biochim Biophys Acta 1819, 137–148.
Kim JH, Woo HR, Kim J, Lim PO, Lee IC, Choi SH, Hwang
D, Nam HG (2009). Trifurcate feed-forward regulation of
age-dependent cell death involving miR164 in Arabidop-
sis. Science 323, 1053–1057.
Kim JM, To TK, Ishida J, Morosawa T, Kawashima M,
Matsui A, Toyoda H, Kimura K, Shinozaki K, Seki M
(2008). Alterations of lysine modifications on the histone
H3 N-tail under drought stress conditions in Arabidopsis
thaliana. Plant Cell Physiol 49, 1580–1588.
Kołodziejek I, Kozioł-Lipińska J, Wałęza M, Korczyński J,
Mostowska A (2007). Aspects of programmed cell death
during early senescence of barley leaves: possible role of
736 植物学报 49(6) 2014

nitric oxide. Protoplasma 232, 97–108.
Kusch T, Workman JL (2007). Histone variants and com-
plexes involved in their exchange. Subcell Biochem 41,
91–109.
Lauria M, Rossi V (2011). Epigenetic control of gene regu-
lation in plants. Biochim Biophys Acta 1809, 369–378.
Li N, Ye MZ, Li YR, Yan ZX, Butcher LM, Sun JH, Han X,
Chen Q, Zhang XQ, Wang J (2010). Whole genome DNA
methylation analysis based on high throughput sequen-
cing technology. Methods 52, 203–212.
Lim PO, Kim Y, Breeze E, Koo JC, Woo HR, Ryu JS, Park
DH, Beynon J, Tabrett A, Buchanan-Wollaston V, Nam
HG (2007a). Overexpression of a chromatin architec-
ture-controlling AT-hook protein extends leaf longevity
and increases the post-harvest storage life of plants. Plant
J 52, 1140–1153.
Lim PO, Kim HJ, Nam HG (2007b). Leaf senescence. Annu
Rev Plant Biol 58, 115–136.
Lim PO, Lee IC, Kim J, Kim HJ, Ryu JS, Woo HR, Nam
HG (2010). Auxin response factor 2 (ARF2) plays a major
role in regulating auxin-mediated leaf longevity. J Exp Bot
61, 1419–1430.
Luger K, Mäder AW, Richmond RK, Sargent DF, Rich-
mond TJ (1997). Crystal structure of the nucleosome
core particle at 2.8 A resolution. Nature 389, 251–260.
Luo M, Liu XC, Singh P, Cui YH, Zimmerli L, Wu KQ
(2012). Chromatin modifications and remodeling in plant
abiotic stress responses. Biochim Biophys Acta 1819,
129–136.
Miao Y, Laun T, Zimmermann P, Zentgraf U (2004). Targets
of the WRKY53 transcription factor and its role during leaf
senescence in Arabidopsis. Plant Mol Biol 55, 853–867.
Mlynárová L, Nap JP, Bisseling T (2007). The SWI/SNF
chromatin-remodeling gene AtCHR12 mediates tempo-
rary growth arrest in Arabidopsis thaliana upon perceiving
environmental stress. Plant J 51, 874–885.
Morales-Ruiz T, Ortega-Galisteo AP, Ponferrada-Marín
MI, Martinez-Macías MI, Ariza RR, Roldán-Arjona T
(2006). DEMETER and REPRESSOR OF SILENCING 1
encode 5-methylcytosine DNA glycosylases. Proc Natl
Acad Sci USA 103, 6853–6858.
Naumann K, Fischer A, Hofmann I, Krauss V, Phalke S,
Irmler K, Hause G, Aurich AC, Dorn R, Jenuwein T,
Reuter G (2005). Pivotal role of AtSUVH2 in hetero-
chromatic histone methylation and gene silencing in Ara-
bidopsis. EMBO J 24, 1418–1429.
Pandey R, Müller A, Napoli CA, Selinger DA, Pikaard CS,
Richards EJ, Bender J, Mount DW, Jorgensen RA
(2002). Analysis of histone acetyltransferase and histone
deacetylase families of Arabidopsis thaliana suggests func-
tional diversification of chromatin modification among mul-
ticellular eukaryotes. Nucleic Acids Res 30, 5036–5055.
Penterman J, Zilberman D, Huh JH, Ballinger T, Henikoff
S, Fischer RL (2007). DNA demethylation in the Arabi-
dopsis genome. Proc Natl Acad Sci USA 104, 6752–6757.
Prakash AP, Kush A, Lakshmanan P, Kumar PP (2003).
Cytosine methylation occurs in a CDC48 homologue and
a MADS-box gene during adventitious shoot induction in
Petunia leaf explants. J Exp Bot 54, 1361–1371.
Pulido A, Laufs P (2010). Co-ordination of developmental
processes by small RNAs during leaf development. J Exp
Bot 61, 1277–1291.
Rubio-Somoza I, Weigel D (2011). MicroRNA networks and
developmental plasticity in plants. Trends Plant Sci 16,
258–264.
Sarnowski TJ, Ríos G, Jásik J, Świezewski S, Kac-
zanowski S, Li Y, Kwiatkowska A, Pawlikowska K,
Koźbiał M, Koźbiał P, Koncz C, Jerzmanowski A
(2005). SWI3 subunits of putative SWI/SNF chroma-
tin-remodeling complexes play distinct roles during
Arabidopsis development. Plant Cell 17, 2454–2472.
Schommer C, Palatnik JF, Aggarwal P, Chételat A, Cu-
bas P, Farmer EE, Nath U, Weigel D (2008). Control of
jasmonate biosynthesis and senescence by miR319 tar-
gets. PLoS Biol 6, e230.
Thorstensen T, Grini PE, Aalen RB (2011). SET domain
proteins in plant development. Biochim Biophys Acta
1809, 407–420.
Tian L, Chen ZJ (2001). Blocking histone deacetylation in
Arabidopsis induces pleiotropic effects on plant gene
regulation and development. Proc Natl Acad Sci USA 98,
200–205.
Tian L, Fong MP, Wang JJ, Wie NE, Jiang H, Doerge RW,
Chen ZJ (2005). Reversible histone acetylation and
deacetylation mediate genome-wide, promoter-dependent
and locus-specific changes in gene expression during
plant development. Genetics 169, 337–345.
van der Graaff E, Schwacke R, Schneider A, Desimone
M, Flügge UI, Kunze R (2006). Transcription analysis of
Arabidopsis membrane transporters and hormone path-
ways during developmental and induced leaf senescence.
Plant Physiol 141, 776–792.
Vanyushin BF, Ashapkin VV (2011). DNA methylation in
higher plants: past, present and future. Biochim Biophys
杨同文等: 植物叶片衰老的表观遗传调控 737

Acta 1809, 360–368.
Weigel D, Ahn JH, Blázquez MA, Borevitz JO, Christen-
sen SK, Fankhauser C, Ferrándiz C, Kardailsky I,
Malancharuvil EJ, Neff MM, Nguyen JT, Sato S, Wang
ZY, Xia YJ, Dixon RA, Harrison MJ, Lamb CJ, Yanof-
sky MF, Chory J (2000). Activation tagging in Arabidop-
sis. Plant Physiol 122, 1003–1013.
Wingler A, Roitsch T (2008). Metabolic regulation of leaf
senescence: interactions of sugar signaling with biotic and
abiotic stress responses. Plant Biol 10, 50–62.
Wu CT, Morris JR (2001). Genes, genetics, and epigenet-
ics: a correspondence. Science 293, 1103–1105.
Wu KQ, Zhang L, Zhou CH, Yu CW, Chaikam V (2008).
HDA6 is required for jasmonate response, senescence
and flowering in Arabidopsis. J Exp Bot 59, 225–234.
Zhang XY, Yazaki J, Sundaresan A, Cokus S, Chan SWL,
Chen HM, Henderson IR, Shinn P, Pellegrini M,
Jacobsen SE, Ecker JR (2006). Genome-wide high-
resolution mapping and functional analysis of DNA me-
thylation in Arabidopsis. Cell 126, 1189–1201.
Zhu JK (2009). Active DNA demethylation mediated by DNA
glycosylases. Annu Rev Genet 43, 143–166.
Zubko E, Gentry M, Kunova A, Meyer P (2012). De novo
DNA methylation activity of METHYLTRANSFERASE 1
(MET1) partially restores body methylation in Arabidopsis
thaliana. Plant J 71, 1029–1037.

Epigenetic Regulation of Leaf Senescence in Plants
Tongwen Yang, Chengwei Li*
Key Laboratory of Plant Genetics and Molecular Breeding, Zhoukou Normal University, Zhoukou 466001, China
Abstract Leaves are important organs for plant photosynthesis. Their senescence is triggered by external environ-
mental stimuli and internal developing signals and are precisely controlled by complex gene regulatory networks. Recent
studies have shown that the aging process is adjusted at the epigenetic level by reprogramming gene expression. In this
review, we briefly introduce epigenetic molecular mechanisms and address recent advances in leaf senescence regula-
tion through histone modification, chromatin remodeling and small RNA pathways, while presenting existing problems and
future directions in the field.
Key words leaf senescence, epigenetic regulation, chromatin remodeling, small RNA pathway
Yang TW, Li CW (2014). Epigenetic regulation of leaf senescence in plants. Chin Bull Bot 49, 729–737.
———————————————
* Author for correspondence. E-mail: chengweili2006@163.com
(责任编辑: 白羽红)