全 文 ：植物学报 Chinese Bulletin of Botany 2014, 49 (5): 618–625, www.chinbullbotany.com
doi: 10.3724/SP.J.1259.2014.00618
——————————————————
收稿日期: 2013-06-14; 接受日期: 2013-08-30
基金项目: 国家自然科学基金(No.30871459, No.31371554)、江苏省自主创新基金(CX[(14)5004])和江苏省微生物与功能组学重点实验室开
放研究课题
† 共同第一作者
* 通讯作者。E-mail: jspplx@jaas.ac.cn
植物细胞外信号分子eATP研究进展
霍垲1, 2†, 陆巍1†, 李霞2*, 陈平波1, 2
1南京农业大学生命科学学院, 南京 210095
2江苏省农业科学院粮食作物研究所, 江苏省优质水稻工程技术研究中心, 国家水稻改良中心南京分中心, 南京 210014
摘要 细胞外ATP(extracellular ATP, eATP)是目前公认的细胞外信号分子, 参与调控多种环境刺激下植物的生长、发育和
防御反应。在植物细胞信号转导过程中, eATP具有双重功能, 其作用主要取决于细胞外基质中eATP的浓度。eATP含量过
高或者过低都会导致细胞死亡, 适度水平的eATP则有助于植物的生长和发育。细胞外三磷酸腺苷双磷酸酶(Apyrase)严格
控制细胞外基质中eATP的水平, 因此有助于调控植物在逆境条件下的生长和防御反应。该文总结了植物中eATP的发现、
产生和清除以及受体和信号转导等研究进展, 重点论述eATP在逆境条件下的生理功能, 并对植物eATP的研究方向作了
展望。
关键词 钙信号, 细胞外ATP, 一氧化氮, 活性氧
霍垲, 陆巍, 李霞, 陈平波 (2014). 植物细胞外信号分子eATP研究进展. 植物学报 49, 618–625.
三磷酸腺苷(adenosine-5′-triphosphate, ATP)是
生物体中的一种高能量化合物, 作为细胞中最直接的
能源物质参与细胞中的物质代谢和能量代谢过程。研
究显示, ATP不仅可以存在于动物和植物的细胞内,
也存在于动物和植物细胞外基质中。作为一种信使分
子, 细胞外ATP通过特定的细胞信号转导机制, 参与
调控细胞代谢、生长发育和对生物胁迫及非生物胁迫
的响应。本文对细胞外ATP(extracellular ATP, eATP)
的发现历程、动态调控过程、信号转导途径以及在植
物中的生理功能等方面的研究进展进行了详细的论
述, 并对植物eATP的研究方向作了展望。
1 植物细胞外ATP的发现及分布
1.1 植物细胞外ATP的发现
Fiske和Subbarow(1929)最早报道动物细胞外基质中
存在游离的ATP分子。Holton在1959年证实eATP来
自正常的动物细胞分泌, 而不是源于细胞死亡后质膜
破裂导致的渗漏(Holton, 1959)。在20世纪70年代,
人们发现外加eATP有刺激捕蝇草 (Dionaea mus-
cipula)叶片闭合(Jaffe, 1973)、促进离体燕麦(Avena
sativa)叶片吸收钾离子(Lüttge et al., 1974)和提高核
酸内切酶活性等作用(Udvardy and Farkas, 1973)。
由于当时尚未明确eATP可以作为一种信号分子的属
性, 所以研究者们认为eATP改变了植物细胞的能量
状况, 进而产生一些生理过程。
后续的研究发现, 在eATP调控的植物生长、发育
和响应外界刺激的一系列生理反应中, 毫摩尔或者微
摩尔级别浓度的ATP或二磷酸腺苷(adenosine di-
phosphate, ADP)对植物的生长发育和响应外界刺激
都具有明显的促进作用。ATP酶难水解的ATP类似物
(如2meATP、ATPγS等)也能促进植物体中的一些生
理反应, 但彻底水解的产物一磷酸腺苷(adenosine
monophosphate, AMP)和无机磷酸不能引发类似的
生理反应(Tang et al., 2003)。这些结果证明了上述生
理反应由eATP直接刺激产生, 而不是eATP水解后的
产物引起的生理效应。尿苷三磷酸(uridine triphos-
phate, UTP)和三磷酸鸟苷(guanosine triphosphate,
GTP)等其它三磷酸核苷也具有类似的生理活性, 但
是作用效果比ATP弱(Chivasa et al., 2009)。这些结
·专题论坛·
霍垲等: 植物细胞外信号分子 eATP 研究进展 619
果表明相对完整的核苷三磷酸结构的分子对调节植
物细胞的生理功能是必要的, 说明eATP具有信使分
子的特征。
最近的研究证实 eATP 参与调控棉花 (Gos-
sypium hirsutum)纤维的生长(Clark et al., 2010a)、
根毛和花粉管的生长(Kim et al., 2006; Reichler,
2009; Clark et al., 2010b)、气孔的运动(Clark et al.,
2011; Hao et al., 2012)、生长素的极性运输和根向地
性生长(Tang et al., 2003; Liu et al., 2012)、膜电位
反应(Demidchik et al., 2009)、基因表达(Jeter et al.,
2004; Chivasa et al., 2005; Song et al., 2006)、基因
的构象变化(Schwarz et al., 2013)以及对生物胁迫的
抗性(Chivasa et al., 2005, 2009)等生理过程。eATP
作为一种信使分子可通过特定的细胞信号转导机制
参与调控细胞代谢、生长发育和对生物胁迫及非生物
胁迫的响应过程, 在植物的生长发育过程中起重要作
用。
1.2 植物细胞释放ATP的机制
根据动物细胞中嘌呤信号转导的机制, 植物细胞中嘌
呤信号转导机制也应该包括两部分, 即细胞内ATP释
放系统和清除细胞外基质中ATP的过程。有关动物细
胞的研究表明eATP来源于细胞内部, 通过细胞质膜
上的阴离子通道(anion channels)、缝隙连接半通道
(gap-junction hemichannels)、胞吐作用和ABC转运
器(ATP binding cassette)4种途径分泌到细胞外基质
中(Bodin and Burnstock, 2001; Moriyama et al.,
2006; Gookin et al., 2008)。在植物体中, ABC转运器
和囊泡分泌以及阴离子通道已被证实是释放ATP的
一种机制(Kim et al., 2006; Gookin, 2008; Demid-
chik et al., 2009; Wu et al., 2011)。而缝隙连接半通
道是否是植物细胞释放ATP的一种机制目前尚未被
证实。
ATP在植物细胞的线粒体、叶绿体和细胞质基质
中合成, 之后以多种途径转移到细胞外基质中。植物
细胞受到伤害后发生细胞溶解, 这为细胞释放ATP提
供了一个被动的途径。Song等(2006)在测定拟南芥
(Arabidopsis thaliana)伤害位点处细胞外液体中ATP
的浓度时, 发现ATP的浓度高达40 μmol·L–1(Song et
al., 2006) 。他们还发现 eATP 可以刺激活性氧
(reactive oxygen species, ROS)的产生和一些逆境
相关基因的表达。因此, 可以认为eATP是食草动物啃
食和病原菌引起的细胞溶解过程中重要的信号分子。
eATP的产生可能来源于细胞的直接分泌。植物
组织受到伤害、触摸和渗透胁迫等刺激可使植物细胞
的细胞外基质中产生eATP。与机械损伤不同, 从酵母
提取物(yeast extract, YE)中分离得到的多聚糖激发
子可以诱导丹参(Salvia miltiorrhiza)毛状根快速释放
ATP。因为YE是在结构完整的细胞膜外面诱导的ATP
释放, 所以ATP通过特定的通道或者转运器穿过细胞
膜释放出来(Gookin et al., 2008; Rieder and Neu-
haus, 2011; Wu et al., 2011)。两种公认的阴离子通
道阻滞剂尼氟酸(niflumic acid)和锌离子(Zn2+)可以阻
止激发子诱导的ATP释放。ABC转运器抑制剂格列本
脲(glibenclamide)和利尿酸(ethacrynic acid)可以强
烈抑制激发子诱导的丹参毛状根释放ATP的过程。这
些结果说明ABC转运器和阴离子通道参与调节激发
子诱导的丹参毛状根释放ATP的过程 (Wu et al.,
2011)。在响应病原激发子(几丁质或YE)、非生物胁
迫(高渗胁迫)和触摸刺激的过程中, 植物细胞通过直
接释放ATP发挥功能(Tanaka et al., 2010a)。
Kim等(2006)将一种纤维素结合蛋白的基因与荧
光素酶基因融合, 令其在植物细胞中表达并分泌到细
胞壁, 与纤维素分子结合并定位于细胞壁中, 加入底
物荧光素之后, 荧光素酶可以催化荧光素分解产生荧
光。此反应需要ATP分子提供能量, 所以荧光强度与
溶液中ATP的浓度成正比, 通过检测细胞壁中荧光的
定位和强度就可以对细胞外ATP分子的定位和浓度
进行影像检测。通过这一技术观察到了根细胞释放
ATP(Kim et al., 2006)。他们还发现eATP浓度最高的
区域分布在根细胞扩张最活跃的区域。用Ca2+螯合剂
和布雷菲德菌素A(可以抑制高尔基体分泌囊泡运输
以及与质膜融合)处理根 , 可以阻止植物细胞释放
ATP。这些结果表明, 在植物的生长区通过囊泡分泌
释放ATP的过程可能依赖于Ca2+(Kim et al., 2006)。
使用生物感受器检测到根细胞在响应触摸刺激的过
程中释放ATP(Steinebrunner, 2003)。
1.3 植物eATP的清除机制
动物细胞外基质ATP的浓度受细胞外基质中的三磷
酸核苷双磷酸酶、核苷酸焦磷酸酶、碱性磷酸酶和5-
核苷酸酶的严格调控。三磷酸腺苷双磷酸酶水解ATP
620 植物学报 49(5) 2014
和ADP生成AMP和无机磷酸。eATP浓度升高, 引起
一系列的下游信号转导, 在细胞内信号转导结束以
后, 三磷酸腺苷双磷酸酶将eATP水解, 降低eATP的
浓度, 终止eATP刺激引起的信号转导, 最终严格控
制eATP的浓度(Kim et al., 2006)。
通过对细胞外三磷酸腺苷双磷酸酶的研究推测
出eATP在植物生长发育和响应逆境的反应中起调节
作用(Clark and Roux, 2011)。双敲除三磷酸腺苷双
磷酸酶基因的拟南芥突变体或者用化学抑制剂抑制
三磷酸腺苷双磷酸酶的活性可以促进拟南芥根中向
顶的生长素极性运输, 抑制拟南芥根的生长, 并且促
进根毛的生成。添加难水解的ATP类似物可以得到相
似的结果(Liu et al., 2012)。这些结果说明抑制三磷酸
腺苷双磷酸酶的活性可以模拟高浓度ATP处理破坏
生长素分布的现象, 从而抑制根的生长。拟南芥细胞
外三磷酸腺苷双磷酸基因双敲除突变体中, 由于内生
的eATP过度积累, 因此抑制花粉的萌发而导致雄性
不育 (Weerasinghe et al., 2009) 。致死水平的
eATP(过高或者过低)将会导致细胞死亡, 而适度水
平的eATP有助于植物的生长和发育 (Sun et al.,
2012a, 2012b)。在eATP浓度较高时, 植物细胞外基
质中的三磷酸腺苷双磷酸酶将其分解, 产生对植物生
长发育没有影响的AMP和无机磷酸。如果三磷酸腺苷
双磷酸酶不能正常表达或者用化学抑制剂抑制其活
性, 则细胞外基质中的eATP浓度将会升高, 进而影
响植物的相关生理活动。因而, 植物细胞外基质中的
三磷酸腺苷双磷酸酶严格调控eATP的浓度, 从而保
证植物正常的生长发育(Chivasa and Slabas, 2012)。
2 植物中eATP的信号转导
细胞质膜上的受体和细胞内第二信使的产生机制是
胞外信号分子转导机制研究的核心问题。植物细胞内
的第二信使, 如细胞质中的Ca2+ ([Ca2+]cyt)、ROS和一
氧化氮(nitrogen monoxide, NO)等调节eATP刺激产
生的信号转导过程(Demidchik et al., 2003; Song et
al., 2006; Foresi et al., 2007; Gookin et al., 2008;
Demidchik et al., 2011)。外加ATP可导致拟南芥幼苗
和根细胞中 [Ca2+]cyt迅速增加 (Jeter et al., 2004;
Rincón-Zachary et al., 2010; Tanaka et al., 2010b)。
eATP通过刺激拟南芥中的 NADPH氧化酶产生
ROS(Song et al., 2006)。Demidchik等(2009)证实植
物细胞质膜感知eATP后产生ROS, ROS激活钙离子
内流(Ca2+ influx, Ca2+IN)通道并导致[Ca2+]cyt迅速增
加。eATP刺激番茄(Lycopersicon esculintum)悬浮细
胞和丹参毛状根中NO迸发, 这一过程依赖于磷脂酸
(phosphatidic acid, PA)的形成和Ca2+IN(Jeter et al.,
2004; Foresi et al., 2007; Wu and Wu, 2008)。尽管
在植物体中尚未鉴定出嘌呤受体, 但是动物体中的嘌
呤受体拮抗剂可以阻断eATP在植物体上的刺激效果
(Jeter et al., 2004; Foresi et al., 2007; Gookin et al.,
2008; Demidchik et al., 2011)。因此, 有观点认为
eATP激活质膜上的嘌呤受体并引发一系列的下游信
号元件(Jeter et al., 2004), 如细胞质中Ca2+梯度的
建立、ROS和NO的产生(Demidchik, 2003; Jeter et
al., 2004; Shang et al., 2009; Rincón-Zachary et al.,
2010; Sueldo et al., 2010)。
2.1 植物中可能的eATP受体
已经在动物细胞质膜表面发现多种可以和ATP结合
的受体蛋白, 统称为嘌呤受体(purinergic receptors),
根据其本质和功能分为两大类: 配体门控离子通道
(ligand-gated ion channels, P2X)和G蛋白偶联受体
(G protein-coupled receptors, P2Y)。这种受体可以
被低至毫摩尔甚至是纳摩尔级别的ATP或者ADP活
化(Sun et al., 2012a)。磷酸吡哆醛-6-偶氮苯基-2,4-
二 硫 酸 (pyridoxalphosphate-6-azophenyl-2′,4′-disul-
fonic acid, PPADS)和苏拉明(suramin)等药物都可以
强烈抑制动物体中这些受体的活性 (Clark et al.,
2010b)。在动物细胞中, eATP与其受体结合后启动下
游复杂的信号转导过程, 如通过影响跨膜离子转运过
程引起细胞电信号产生、细胞内Ca2+浓度升高产生钙
信号、诱导特定基因的表达以调节细胞生长发育过程
等(Burnstock, 2006)。
虽然已经证实植物可以识别eATP并产生一些类
似于动物中的生理过程, 但是通过大量的结构和序列
的比对并没有在植物体中找到与动物细胞中典型的P2
受体相类似的受体(Moriyama et al., 2006; Gookin et
al., 2008)。而动物细胞中的嘌呤受体拮抗剂可以阻断
eATP在植物体上的刺激效果(Demidchik et al., 2003;
Song et al., 2006; Foresi et al., 2007; Wu and Wu,
2008; Demidchik et al., 2009)。通过对蓝藻进行
霍垲等: 植物细胞外信号分子 eATP 研究进展 621
BLAST分析, 发现蓝藻中存在着类似于P2X的受体
(Gookin et al., 2008)。但是, 通过对海藻的序列进行比
对, 并没有找到高等植物的同系物。因此人们推测如果
嘌呤受体在植物中也存在, 它们可能是另一个特殊的
分子或者与动物和藻类中P2受体的结构存在分歧。
2.2 胞内的钙信号在eATP信号转导中的作用
Ca2+是植物细胞在各种环境刺激下引发的一个重要
第二信使。用化学的方法抑制三磷酸腺苷双磷酸酶的
活性、双敲除拟南芥中三磷酸腺苷双磷酸酶基因和添
加ATP或ATP类似物, 都可以引起细胞内Ca2+含量迅
速增加, 说明eATP作为第一信号分子可以引起细胞
质中产生Ca2+信号, 并被转换为下游的细胞生理反应
(Kim et al., 2006; Tanaka et al., 2010b; Demidchik
et al., 2011; Liu et al., 2012)。
钙信号转导在eATP信号转导的下游, 是eATP信
号转导过程中不可缺少的元件。Demidchik等(2003)
报道eATP促使拟南芥根细胞的细胞质中Ca2+浓度迅
速升高, 产生具有明显时间特异性的双峰曲线, Ca2+
浓度升高的幅度与eATP的浓度成正相关。不易水解
的ATP类似物(如2meATP, βγmeATP)和UTP等都能
在不同程度上促进细胞内Ca2+含量的升高, 而它们的
作用效果则以ATP最强。Ca2+螯合剂EGTA、质膜钙
通道抑制剂La3+、Gd3+和异搏定(verapamil)等都能够
强烈抑制eATP引起的钙信号产生, 外加微摩尔水平
的ATP和ADP可以明显激活细胞质膜上电压依赖性
的钙通道, 促进Ca2+IN而诱导产生钙信号, 显示细胞
外Ca2+IN可能是eATP刺激细胞内Ca2+升高的原因
(Rincón-Zachary et al., 2010)。而胞内钙库释放的抑
制剂基本上不能抑制eATP刺激引起的钙信号产生。
嘌呤受体的专一性抑制剂PPADS和苏拉明能强烈抑
制ATP引起的钙信号。说明ATP可能与受体结合后引
发细胞内下游Ca2+信号产生(Foresi et al., 2007)。
eATP激活拟南芥中某些基因表达可能是由细胞内钙
信号介导的。Ca2+螯合剂EGTA、细胞质膜上的钙通
道抑制剂La3+和Gd3+能够强烈抑制eATP刺激引起的
钙信号的产生过程, 而胞内钙库释放的抑制剂基本上
不能抑制eATP刺激引起的钙信号产生。外加微摩尔
水平的ATP和ADP分子可以明显激活细胞质膜上电
压依赖性钙通道 , 促进Ca2+IN而刺激钙信号的产生
(Demidchik et al., 2009; Rincón-Zachary et al.,
2010)。
2.3 NO在eATP信号转导中的作用
在植物细胞中, Ca2+信号转导和NO信号转导之间存
在交叉过程。Reichler等(2009)指出eATP增加细胞内
Ca2+含量来刺激NO的产生, 进而调控一系列的细胞
内生理反应。他还指出eATP和NO信号转导通过
cGMP调控花粉的萌发和花粉管的伸长。NO被认为是
控制细胞Ca2+稳态的重要信号分子 (Wang et al.,
2009), 而Ca2+对植物细胞内NO的积累也具有调控
作用。拟南芥在病原菌侵染中钙调素类似蛋白
(camodulin-like proteins)参与了钙信号对NO累积的
调控(Ma et al., 2008)。以上结果表明, eATP刺激可
以增加细胞内的Ca2+含量, 产生钙信号, Ca2+信号诱
导NO的产生, NO激活鸟苷酸环化酶利用GTP产生
cGMP, cGMP作为第二信使活化其它的细胞反应。
2.4 ROS在eATP信号转导中的作用
eATP诱导产生的ROS在根毛生长过程中发挥促进作
用。Kim等(2006)用ROS染料CM-H2DCFDA染色分析
的结果表明 , 添加外源ATP可以诱导植物细胞内
ROS产生 , 加入Ca2+同样可诱导细胞内ROS产生 ,
添加三磷酸腺苷双磷酸酶可以明显减少ROS的产生,
根毛的生长也会受到强烈的抑制。
植物细胞受到伤害后 , 在受伤部位大量积累
eATP, 同时刺激ROS的合成(Song et al., 2006)。植
物细胞质膜上的NADPH氧化酶是ROS产生的关键
酶, eATP可以通过活化NADPH氧化酶刺激ROS的产
生, 产生的ROS可以诱导Ca2+通道张开, 从而促进
Ca2+内流(Kim et al., 2006)。添加动物细胞中的P2受
体抑制剂PPADS和RB2(reactive blue 2)可以抑制
eATP引起的ROS积累。这些结果显示eATP可能是通
过类似P2受体的蛋白介导信号传递 (Song et al.,
2006)。在伤害刺激的条件下, 细胞释放ATP到细胞
外, 使eATP含量增加; eATP与质膜受体结合后激活
质膜上的钙通道, 使细胞内Ca2+含量增加; 钙调素激
活细胞膜上的NADPH氧化酶, 促进ROS信号的产生,
进而调控下游的基因表达。在eATP信号转导完成后,
三磷酸腺苷双磷酸酶将eATP分解, 使细胞外ATP浓
度恢复到正常水平, ATP水解产生的腺苷分子可以抑
制ROS的合成, 进而切断信号传递, 结束对生理反应
622 植物学报 49(5) 2014
的作用(Song et al., 2006)。
3 eATP对植物生理活动的作用
3.1 eATP参与植物响应盐胁迫反应
盐渍环境下植物能否维持细胞内K+/Na+平衡对其适
应高盐胁迫环境至关重要。Na+在胞内的区隔化不仅
能降低胞质内Na+浓度、维持较低的Na+/K+比, 而且
还能使细胞利用累积在液泡中的大量无机离子进行
渗透调节。因此, 离子区隔化机制对植物细胞适应盐
生境十分必要(邓林和陈少良, 2005)。K+/Na+平衡有
一系列复杂的信号调控网络, Ca2+、H2O2和NO等细胞
内的第二信使都参与调控高盐胁迫下植物细胞内的
K+/Na+平衡(Song et al., 2006; Wu and Wu, 2008;
Clark et al., 2010b; Sun et al., 2010; Tang et al.,
2010; Hao et al., 2012)。越来越多的研究表明, eATP
与Ca2+协同调节植物细胞的生长代谢。盐胁迫可以诱
导eATP含量的增加, 细胞质膜上的嘌呤受体感知盐
胁迫诱导的eATP信号, 通过细胞内钙库释放Ca2+来
响应高盐胁迫下的eATP信号转导, 并诱导下游信号
分子的产生, 如K+/Na+稳态上调相关基因表达和质膜
修复所需的H2O2的产生以及细胞质中的Ca2+含量升
高(Sueldo et al., 2010)。添加eATP可以调控盐胁迫
条件下植物细胞中的K+/Na+稳态, 有助于调控培养条
件下胡杨(Populus euphratica)细胞中的K+和Na+含
量(Sun et al., 2010)。用嘌呤受体抑制剂PPADS和苏
拉明处理盐化细胞的细胞质中Na+外排且液泡中的离
子区隔化消失, 添加ATP可以解除葡萄糖-己糖激酶
引起的Na+外流和液泡区隔化的抑制现象(Sueldo et
al., 2010)。在逆境条件下, 通过线粒体耗能系统中的
解耦联蛋白(uncoupling protein, PUCP)和钾离子通
道(PmitoKATP)的调整来评估细胞质中ATP含量的变
化, PUCP和PmitoKATP被细胞质中的ATP所抑制。在
高渗胁迫下, 细胞质基质中ATP的含量降低有助于减
弱PmitoKATP的抑制, 可以提高90%的活性。但在逆境
条件下, PUCP对ATP的变化不敏感(Soccio et al.,
2013)。
3.2 eATP对气孔运动的影响
细胞外ATP能够作为信使分子促进气孔开放。研究表
明, 用eATP处理野生型拟南芥可以促进其气孔开度
增加。随着eATP浓度的升高, 气孔开放所受促进程度
加大, 不可水解的ATP类似物同样能够促进气孔开
放。ADP和GTP也能不同程度地促进气孔开放, 而
AMP和腺苷则无明显作用(Hao et al., 2012)。用三磷
酸腺苷双磷酸酶和葡萄糖-己糖激酶处理后, 气孔开
度明显减小。在自然光照下, 三磷酸腺苷双磷酸酶催
化亚基基因缺失突变体比野生型的气孔开度大, 说明
内源eATP在气孔运动中同样起着正调控作用(Ma et
al., 2008)。
eATP能够刺激细胞质膜上的NADPH氧化酶, 引
起ROS的合成, 并诱导下游基因表达的变化(Jeter et
al., 2004; Chivasa et al., 2009)。用ROS处理拟南芥
的叶片, 发现低浓度的ROS能促进气孔开放; 高浓度
的ROS导致气孔关闭。同时加入eATP和氯化二亚苯
基碘鎓(diphenyleneiodonium, DPI)以及二硫苏糖醇
(DL-dithiothreitol, DTT)处理以抑制或清除细胞产生
的ROS, 结果显示eATP不能促进气孔开放。用eATP
处理NADPH氧化酶基因缺失突变体, 气孔开度变化
不明显。eATP的刺激可诱导保卫细胞内ROS的产生,
且ROS的产生先于气孔开放。因此推测eATP首先诱
导胞内ROS产生, 而产生的ROS引起气孔开放(Hao
et al., 2012)。
3.3 eATP对基因表达的影响
Jeter等(2004)推测伤害、生物胁迫或者非生物胁迫都
会导致细胞释放ATP, 从而引起细胞外基质中eATP
浓度增加, 激活质膜上的钙通道产生钙信号, 导致细
胞内的促分裂原活化蛋白激酶 (mitogen-activated
protein kinase, MAPK)家族成员表达量的增加, 通过
调节细胞内结构和功能蛋白的磷酸化而直接调控细
胞内的生理反应。Reichler等(2009)指出eATP通过增
加细胞内Ca2+含量来刺激NO的产生, 进而调控一系
列的细胞内生理反应。eATP可刺激与逆境相关基因
的表达, 如乙烯合成相关基因的表达。据此推测乙烯
的产生及其诱导细胞内与抗性相关基因的表达也可
能是eATP信号转导过程中的环节之一(Rincón-Za-
chary et al., 2010)。
4 结论与展望
eATP在调控植物细胞活力(Chivasa et al., 2005)、生
霍垲等: 植物细胞外信号分子 eATP 研究进展 623
长发育(Kim et al., 2006; Reichler et al., 2009)和防
御反应(Song et al., 2006; Bellin et al., 2013)以及逆
境响应(Chivasa et al., 2005, 2009)等生理过程中都
发挥重要作用。尽管目前对其作用机制的研究取得了
很大的进展, 发现了不少信号分子的功能和特性, 但
是具体的信号途径并不明确。今后需要在4个方面进
行深入研究。(1) 更多植物细胞质膜上的eATP受体的
确定; (2) 植物eATP信号识别的组织特异性, 如较高
浓度的eATP可促进拟南芥根毛的形成(Liu et al.,
2012), 但也能抑制花粉萌发和花粉管的伸长
(Reichler et al., 2009), 其内在的识别机制是植物
eATP功能多样性的关键; (3) 植物体内是如何调节
eATP的产生以及作用的精确浓度(Reichler et al.,
2009; Clark et al., 2010a; Bellin et al., 2013); (4)
eATP跨膜信号转导的机制和激活下游相关基因表达
的分子机制。今后, 随着对eATP研究的不断深入, 将
逐渐丰富eATP在植物体中信号转导的网络, 从而加
深对植物生命活动的了解, 并对逆境下植物抗性的改
良提供新思路。
参考文献
邓林 , 陈少良 (2005). ATPase与植物抗盐性. 植物学通报
22, 11–21.
Bellin D, Asai S, Delledonne M, Yoshioka H (2013). Nitric
oxide as a mediator for defense responses. Mol Plant Mi-
crobe Interact 26, 271–277.
Bodin P, Burnstock G (2001). Purinergic signaling: ATP
release. Neurochem Res 26, 959–969.
Burnstock G (2006). Purinergic signaling. Br J Pharmacol
147, S172–S181.
Chivasa S, Murphy AM, Hamilton JM, Lindsey K, Carr JP,
Slabas AR (2009). Extracellular ATP is a regulator of
pathogen defence in plants. Plant J 60, 436–448.
Chivasa S, Ndimba BK, Simon WJ, Lindsey K, Slabas AR
(2005). Extracellular ATP functions as an endogenous
external metabolite regulating plant cell viability. Plant
Cell 17, 3019–3034.
Chivasa S, Slabas AR (2012). Plant extracellular ATP sig-
naling: new insight from proteomics. Mol Biosyst 8, 445–
452.
Clark G, Fraley D, Steinebrunner I, Cervantes A, Ony-
irimba J, Liu A, Torres J, Tang WQ, Kim J, Roux SJ
(2011). Extracellular nucleotides and apyrases regulate
stomatal aperture in Arabidopsis. Plant Physiol 156,
1740–1753.
Clark G, Roux SJ (2011). Apyrases, extracellular ATP and
the regulation of growth. Curr Opin Plant Biol 14, 700–
706.
Clark G, Torres J, Finlayson S, Guan XY, Handley C, Lee
J, Kays JE, Chen ZJ, Roux SJ (2010a). Apyrase (Nu-
cleoside Triphosphate-Diphosphohydrolase) and extra-
cellular nucleotides regulate cotton fiber elongation in
cultured ovules. Plant Physiol 152, 1073–1083.
Clark G, Wu M, Wat N, Onyirimba J, Pham T, Herz N,
Ogoti J, Gomez D, Canales AA, Aranda G, Blizard M,
Nyberg T, Terry A, Torres J, Wu J, Roux SJ (2010b).
Both the stimulation and inhibition of root hair growth in-
duced by extracellular nucleotides in Arabidopsis are
mediated by nitric oxide and reactive oxygen species.
Plant Mol Biol 74, 423–435.
Demidchik V, Nichols C, Oliynyk M, Dark A, Glover BJ,
Davies JM (2003). Is ATP a signaling agent in plants?
Plant Physiol 133, 456–461.
Demidchik V, Shang ZL, Shin R, Colaço R, Laohavisit A,
Shabala S, Davies JM (2011). Receptor-like activity
evoked by extracellular ADP in Arabidopsis root epider-
mal plasma membrane. Plant Physiol 156, 1375–1385.
Demidchik V, Shang ZL, Shin R, Thompson E, Rubio L,
Laohavisit A, Mortimer JC, Chivasa S, Slabas AR,
Glover BJ, Schachtman DP, Shabala SN, Davies JM
(2009). Plant extracellular ATP signaling by plasma
membrane NADPH oxidase and Ca2+ channels. Plant J
58, 903–913.
Fiske CH, Subbarow Y (1929). Phosphorus compounds of
muscle and liver. Science 70, 381–382.
Foresi NP, Laxalt AM, Tonón CV, Casalongué CA,
Lamattina L (2007). Extracellular ATP induces nitric oxi-
de production in tomato cell suspensions. Plant Physiol
145, 589–592.
Gookin TE, Kim J, Assmann SM (2008). Whole proteome
identification of plant candidate G-protein coupled recep-
tors in Arabidopsis, rice, and poplar: computational pre-
diction and in vivo protein coupling. Genome Biol 9, R120.
Hao LH, Wang WX, Chen C, Wang YF, Liu T, Li X, Shang
ZL (2012). Extracellular ATP promotes stomatal opening of
Arabidopsis thaliana through heterotrimeric G protein α
subunit and reactive oxygen species. Mol Plant 5, 852–864.
Holton P (1959). The liberation of adenosine triphosphate
on antidromic stimulation of sensory nerves. J Physiol
145, 494–504.
624 植物学报 49(5) 2014
Jaffe MJ (1973). The role of ATP in mechanically stimulated
rapid closure of the Venus flytrap. Plant Physiol 51, 17–
18.
Jeter CR, Tang WQ, Henaff E, Butterfield T, Roux SJ
(2004). Evidence of a novel cell signaling role for ex-
tracellular adenosine triphosphates and diphosphates in
Arabidopsis. Plant Cell 16, 2652–2664.
Kim SY, Sivaguru M, Stacey G (2006). Extracellular ATP in
plants. Visualization, localization, and analysis of physio-
logical significance in growth and signaling. Plant Physiol
142, 984–992.
Liu X, Wu J, Clark G, Lundy S, Lim MH, Arnold D, Chan J,
Tang WQ, Muday GK, Gardner G, Roux SJ (2012). Role
for apyrases in polar auxin transport in Arabidopsis. Plant
Physiol 160, 1985–1995.
Lüttge U, Schöch EV, Ball E (1974). Can externally applied
ATP supply energy to active ion uptake mechanisms of
intact plant cells? Aust J Plant Physiol 1, 211–220.
Ma W, Smigel A, Tsai YC, Braam J, Berkowitz GA (2008).
Innate immunity signaling: cytosolic Ca2+ elevation is
linked to downstream nitric oxide generation through the
action of calmodulin or a calmodulin-like protein. Plant
Physiol 148, 818–828.
Moriyama EN, Strope PK, Opiyo SO, Chen ZY, Jones AM
(2006). Mining the Arabidopsis thaliana genome for
highly-divergent seven transmembrane receptors. Ge-
nome Biol 7, R96.
Reichler SA, Torres J, Rivera AL, Cintolesi VA, Clark G,
Roux SJ (2009). Intersection of two signaling pathways:
extracellular nucleotides regulate pollen germination and
pollen tube growth via nitric oxide. J Exp Bot 60, 2129–
2138.
Rieder B, Neuhaus HE (2011). Identification of an Arabi-
dopsis plasma membrane-located ATP transporter im-
portant for anther development. Plant Cell 23, 1932–1944.
Rincón-Zachary M, Teaster ND, Sparks JA, Valster AH,
Motes CM, Blancaflor EB (2010). Fluorescence reso-
nance energy transfer-sensitized emission of yellow
cameleon 3.60 reveals root zone-specific calcium signa-
tures in Arabidopsis in response to aluminum and other
trivalent cations. Plant Physiol 152, 1442–1458.
Schwarz FW, Tóth J, van Aelst K, Cui GS, Clausing S,
Szczelkun MD, Seidel R (2013). The helicase-like do-
mains of type III restriction enzymes trigger long-range
diffusion along DNA. Science 340, 353–356.
Shang ZL, Laohavisit A, Davies JM (2009). Extracellular
ATP activates an Arabidopsis plasma membrane
Ca2+-permeable conductance. Plant Signal Behav 4,
989–991.
Soccio M, Laus MN, Trono D, Pastore D (2013). A new
simple fluorimetric method to assay cytosolic ATP con-
tent: application to durum wheat seedlings to assess
modulation of mitochondrial potassium channel and un-
coupling protein activity under hyperosmotic stress.
Biologia 68, 421–432.
Song CJ, Steinebrunner I, Wang XZ, Stout SC, Roux SJ
(2006). Extracellular ATP induces the accumulation of
superoxide via NADPH oxidases in Arabidopsis. Plant
Physiol 140, 1222–1232.
Steinebrunner I, Wu J, Sun Y, Corbett A, Roux SJ (2003).
Disruption of apyrases inhibits pollen germination in
Arabidopsis. Plant Physiol 131, 1638–1647.
Sueldo DJ, Foresi NP, Casalongué CA, Lamattina L,
Laxalt AM (2010). Phosphatidic acid formation is required
for extracellular ATP-mediated nitric oxide production in
suspension-cultured tomato cells. New Phytol 185, 909–
916.
Sun J, Wang MJ, Ding MQ, Deng SR, Liu MQ, Lu CF,
Zhou XY, Shen X, Zheng XJ, Zhang ZK, Song J, Hu
ZM, Xu Y, Chen SL (2010). H2O2 and cytosolic Ca2+ sig-
nals triggered by the PM H+-coupled transport system
mediate K+/Na+ homeostasis in NaCl-stressed Populus
euphratica cells. Plant Cell Environ 33, 943–958.
Sun J, Zhang CL, Deng SR, Lu CF, Shen X, Zhou XY,
Zheng XJ, Hu ZM, Chen SL (2012a). An ATP signaling
pathway in plant cells: extracellular ATP triggers pro-
grammed cell death in Populus euphratica. Plant Cell En-
viron 35, 893–916.
Sun J, Zhang CL, Zhang X, Deng S, Zhao R, Shen X,
Chen SL (2012b). Extracellular ATP signaling and ho-
meostasis in plant cells. Plant Signal Behav 7, 566–569.
Tanaka K, Gilroy S, Jones AM, Stacey G (2010a). Ex-
tracellular ATP signaling in plants. Trends Cell Biol 20,
601–608.
Tanaka K, Swanson SJ, Gilroy S, Stacey G (2010b). Ex-
tracellular nucleotides elicit cytosolic free calcium oscilla-
tions in Arabidopsis. Plant Physiol 154, 705–719.
Tang RJ, Liu H, Bao Y, Lü QD, Yang L, Zhang HX (2010).
The woody plant poplar has a functionally conserved salt
overly sensitive pathway in response to salinity stress.
Plant Mol Biol 74, 367–380.
Tang WQ, Brady SR, Sun Y, Muday GK, Roux SJ (2003).
Extracellular ATP inhibits root gravitropism at concentra-
tions that inhibit polar auxin transport. Plant Physiol 131,
霍垲等: 植物细胞外信号分子 eATP 研究进展 625
147–154.
Udvardy J, Farkas GL (1973). ATP stimulates the formation
of nucleases in excised Avena leaves. Z Pflanzenphysiol
69, 394–401.
Wang YH, Chen T, Zhang CY, Hao HQ, Liu P, Zheng MZ,
Balušks F, Šamaj J, Lin JX (2009). Nitric oxide modu-
lates the influx of extracellular Ca2+ and actin filament or-
ganization during cell wall construction in Pinus bungeana
pollen tubes. New Phytol 182, 851–862.
Weerasinghe RR, Swanson SJ, Okada SF, Garrett MB,
Kim SY, Stacey G, Boucher RC, Gilroy S, Jones AM
(2009). Touch induces ATP release in Arabidopsis roots
that is modulated by the heterotrimeric G-protein complex.
FEBS Lett 583, 2521–2526.
Wu SJ, Siu KC, Wu JY (2011). Involvement of anion chan-
nels in mediating elicitor-induced ATP efflux in Salvia
miltiorrhiza hairy roots. J Plant Physiol 168, 128–132.
Wu SJ, Wu JY (2008). Extracellular ATP-induced NO pro-
duction and its dependence on membrane Ca2+ flux in
Salvia miltiorrhiza hairy roots. J Exp Bot 59, 4007–4016.

Recent Progress in Understanding Extracellular ATP Signal
Molecule in Plants
Kai Huo1, 2†, Wei Lu1†, Xia Li2*, Pingbo Chen1, 2
1College of Life Sciences, Nanjing Agricultural University, Nanjing 210095, China
2Nanjing Branch of China National Center Rice Improvement, Jiangsu High Quality Rice R&D Center,
Institute of Food Crops, Jiangsu Academy of Agricultural Sciences, Nanjing 210014, China
Abstract Extracellular ATP (eATP) is an important signaling agent in plant growth and the defense response to envi-
ronmental stimuli. eATP has dual functions in plant cell signaling, which largely depend on its concentration in the ex-
tracellular matrix (ECM). A lethal level of eATP (extremely low or high) causes cell death, whereas a moderate level
benefits plant growth and development. Ecto-apyrases help controlling eATP content in the ECM and thus contribute to
mediating the plant growth and defense response to environmental stress. We summarize the discovery, generation and
removal of eATP; the receptors of eATP and eATP signaling in plants; and highlight the physiological function of eATP
under stress. We also give a brief outlook of future research of eATP in plants.
Key words calcium signal, extracellular ATP, nitrogen monoxide, reactive oxygen species
Huo K, Lu W, Li X, Chen PB (2014). Recent progress in understanding extracellular ATP signal molecule in plants. Chin
Bull Bot 49, 618–625.
———————————————
† These authors contributed equally to this paper.
* Author for correspondence. E-mail: jspplx@jaas.ac.cn
(责任编辑: 白羽红)