全 文 ：植物学报 Chinese Bulletin of Botany 2011, 46 (2): 206–215, www.chinbullbotany.com
doi: 10.3724/SP.J.1259.2011.00206
——————————————————
收稿日期: 2010-07-23; 接受日期: 2010-10-05
基金项目: 国家自然科学基金(No.30770347)和“十一五”国家科技支撑计划(No.2008BADB3B01)
* 通讯作者。E-mail: smwang@lzu.edu.cn
质膜Na+/H+逆向转运蛋白与植物耐盐性
马清, 包爱科, 伍国强, 王锁民*
兰州大学草地农业科技学院, 兰州 730020
摘要 土壤盐碱化是造成农作物减产的主要原因之一。质膜Na+/H+逆向转运蛋白能够介导植物根部Na+的外排和体内Na+
的长距离运输, 并能够调控细胞K+的稳态平衡及细胞内pH值和Ca2+的转运, 因此其在植物耐盐性方面具有重要作用。该文
概述了植物质膜Na+/H+逆向转运蛋白的分子结构、功能、表达调控及其与植物耐盐性关系等方面的研究进展, 并对今后有
关该蛋白的主要研究方向作了分析和展望。
关键词 质膜Na+/H+逆向转运蛋白, 盐胁迫, 耐盐性
马清, 包爱科, 伍国强, 王锁民 (2011). 质膜Na+/H+逆向转运蛋白与植物耐盐性. 植物学报 46, 206–215.
盐胁迫是严重影响植物生长发育的主要非生物
因子之一。土壤中高浓度的Na+会扰乱植物正常的代
谢活动、影响根系对K+及其它必需元素的吸收、造成
生理干旱并引起氧化胁迫等次生胁迫, 进而导致植物
生长受到抑制 , 甚至死亡(Apse et al.,1999; Zhu,
2001a)。研究表明, 植物抵御盐胁迫的有效策略之一
是通过质膜Na+/H+逆向转运蛋白(plasma membrane
Na+/H+ antiporter)将细胞质中过多的Na+排出胞外,
从而减轻Na+对细胞代谢活动及细胞器的破坏, 使植
物更好地适应盐渍生境(Zhu, 2002; 吕慧颖等, 2003;
Munns and Tester, 2008)。因此, 质膜Na+/H+逆向转
运蛋白在植物耐盐性方面具有重要作用。
近年来, 有关质膜Na+/H+逆向转运蛋白的研究
受到学术界的广泛关注, 特别是随着研究的不断深
入, 发现该蛋白在植物耐盐性方面的作用不仅只限于
Na+的外排功能。本文就质膜Na+/H+逆向转运蛋白的
结构特点、基因表达、生理功能及其与植物耐盐性关
系方面的研究进展进行简要介绍。
1 质膜Na+/H+逆向转运蛋白的分子结构
与功能
1.1 质膜Na+/H+逆向转运蛋白的分子结构
1.1.1 质膜Na+/H+逆向转运蛋白的分子克隆
Jia等(1992)首次在粟酒裂殖酵母(Schizosaccharo-
myces pombe)中克隆到质膜Na+/H+逆向转运蛋白基
因SOD2, 发现其耐盐性依赖于SOD2的表达丰度 ,
该基因突变会使粟酒裂殖酵母的耐盐性显著降低。随
后, Prior等(1996)在啤酒酵母(Saccharomyces cere-
visiae)中克隆了质膜Na+/H+逆向转运蛋白基因
NHA1, 发现啤酒酵母在酸性条件下能够通过质膜
Na+/H+逆向转运蛋白把Na+排出细胞外以适应盐渍环
境。可见, 质膜Na+/H+逆向转运蛋白基因是酵母耐盐
的一个关键基因。此外, 研究者相继在鲁氏接合酵母
(Zygosaccharomyces rouxii)中克隆到 2个质膜
Na+/H+逆向转运蛋白基因 , 分别为Z-SOD2和Z-
SOD22(Watanabe et al., 1995; Iwaki et al., 1998)。
在一些藻类 , 如集胞藻 (Synechocystis sp. PCC
6803)和蓝藻(Synechococcus sp. PCC 7942)中也分
别克隆到质膜Na+/H+逆向转运蛋白基因SynNhaP和
ApNhaP(Hamada et al., 2001; Waditee et al.,
2002)。
在植物中 , Wu等 (1996)利用EMS诱变法从近
50 000株拟南芥(Arabidopsis thaliana)中筛选获得21
株盐敏感突变体, 它们对高浓度的Na+和Li+表现出超
敏感性, 且它们的自交后代全部为盐超敏感型(salt
overly sensitive), 故命名为sos突变体。Shi等(2000)
首次从拟南芥中克隆了与该盐超敏感表型相关的基
因, 命名为AtSOS1。系统进化树分析表明, AtSOS1
与细菌和真菌质膜上介导Na+外排的Na+/H+逆向转运
·专题论坛·
马清等: 质膜 Na+/H+逆向转运蛋白与植物耐盐性 207
蛋白, 如SOD2、NHA1、NhaA和NhaP等的关系较近;
而与动物质膜和植物液泡膜上Na+/H+逆向转运蛋白
(如NHE6和AtNHX1等)的关系较远。表明AtSOS1编
码的蛋白是一种定位于质膜上的Na+/H+逆向转运蛋
白(Shi et al., 2000)。随后众多学者相继从其它植物
(甜土和盐生植物)中克隆出质膜Na+/H+逆向转运蛋白
基因(表1)。我们首次从荒漠旱生植物霸王(Zygophy-
llum xanthoxylum)中克隆了质膜Na+/H+逆向转运蛋
白的同源基因ZxSOS1(GU177864), 并对其功能进
行深入分析和研究。
在克隆质膜Na+/H+逆向转运蛋白基因的过程中,
研究者们发现绝大多数高等植物的质膜Na+/H+逆向
转运蛋白均由单基因编码(Shi et al., 2000; Martínez-
Atienza et al., 2007; Xu et al., 2008)。目前仅在海草
(Cymodocea nodosa) (Garciadeblás et al., 2007)和
昆诺阿藜(Chenopodium quinoa) (Maughan et al.,
2009)中分别克隆到2个编码质膜Na+/H+逆向转运蛋
白的基因。可见, 大多数植物的质膜Na+/H+逆向转运
蛋白可能是一个单基因家族。
已有的研究表明, 大多数植物的质膜Na+/H+逆
向转运蛋白基因均含有3 410–3 500个核苷酸的开放
阅读框 (open reading frame, ORF), 编码1 129–
1 169个氨基酸残基(表1), 推测其分子量为127 kDa
(Pardo et al., 2006; Cosentino et al., 2010)。我们对
11种植物的质膜Na+/H+逆向转运蛋白的氨基酸序列
进行了比较(图1), 发现单子叶植物之间的同源性为
77%–86%, 双子叶植物之间的同源性为64%–67%,
而单子叶与双子叶植物之间的同源性仅为54%–
57%。可见, 不同植物的质膜Na+/H+逆向转运蛋白具
有一定的差异, 特别是在单子叶与双子叶植物之间,
可能是因为它们在进化上存在某种分异性。

1.1.2 质膜Na+/H+逆向转运蛋白的拓扑结构及其特性
高等植物的质膜Na+/H+逆向转运蛋白可能由10–12
个跨膜结构域组成, 跨膜区序列与微生物和动物的
Na+/H+逆向转运蛋白序列类似; 其N-末端为1个疏水
结构, C-末端有长约700个氨基酸残基的亲水尾巴,
伸向细胞质中, 使SOS1能够与其它逆境相关调控因


表1 已克隆的一些高等植物的质膜Na+/H+逆向转运蛋白
Table 1 The plasma membrane Na+/H+ antiporters from some higher plants


物种 基因名称 基因库登录号 氨基酸残基数 参考文献
拟南芥(Arabidopsis thaliana) AtSOS1 AY062746 1 146 Shi et al., 2000
胡杨(Populus euphratica) PeSOS1 DQ517530 1 145 Wu et al., 2007
盐芥(Thellungiella halophila) ThSOS1 EF207775 1 146 Oh et al., 2007
水稻(Oryza sativa) OsSOS1 AY785147 1 148 Martínez-Atienza et al., 2007
蓖麻(Ricinus communis) RcSOS1 XM_002521851 1 143 –
小麦(Triticum aestivum) TaSOS1 AY326952 1 142 Xu et al., 2008
小花碱茅(Puccinellia tenuiflora) PtSOS1 EF440291 1 137 程玉祥, 2008a
番茄(Solanum lycopersicum) SlSOS1 AJ717346 1 151 Olías et al., 2009a
大叶补血草(Limonium gmelinii) LgSOS1 EU780458 1 151 周玲玲等, 2009
芦苇(Phragmites australis) PhaNHA1-u
PhaNHA1-n
PhaNHA1-e
AB244216
AB244217
AB244218
1 129 Takahashi et al., 2009
海松菜(Suaeda japonica) SjSOS1 AB198179 1 169 –
海蓬子(Salicornia bigelovii) SbSOS1 EU879059 1 159 –
油菜(Brassica napus) BnSOS1 EU487184 1 142 –
硬粒小麦(Triticum turgidum) TtSOS1 EU552490 1 142 –
冰叶日中花(Mesembryanthemum crystallinum) McSOS1 EF207776 1 151 Cosentino et al., 2010
黑麦草(Lolium perenne) LpSOS1 AY987046 1 137 –
霸王(Zygophyllum xanthoxylum) ZxSOS1 GU177864 1 153 –
208 植物学报 46(2) 2011


图1 植物质膜Na+/H+逆向转运蛋白氨基酸序列的同源性分析
图中SOS1的来源及登录号分别为 : 拟南芥AtSOS1 (AY0-
62746)、盐芥ThSOS1 (EF207775)、大叶补血草 LgSOS1 (EU-
780458)、冰叶日中花McSOS1 (EF207776)、胡杨PeSOS1
(DQ517530)、番茄SlSOS1 (AJ717346)、霸王ZxSOS1 (GU-
177864)、黑麦草LpSOS1 (AY987046)、小花碱茅PtSOS1 (EF-
440291)、小麦TaSOS1 (AY326952)和水稻OsSOS1 (AY785-
147)。

Figure 1 Phylogenetic analysis of plasma membrane
Na+/H+ antiporters proteins among 11 plant species
The sources and GenBank accession numbers of SOS1
genes are as follows: Arabidopsis thaliana, AtSOS1 (AY0-
62746); Thellungiella halophila, ThSOS1 (EF207775); Lim-
onium gmelinii, LgSOS1 (EU780458); Mesembryanthemum
crystallinum, McSOS1 (EF207776); Populus euphratica,
PeSOS1 (DQ517530); Solanum lycopersicum, SlSOS1 (AJ7-
17346); Zygophyllum xanthoxylum, ZxSOS1 (GU177864);
Lolium perenne, LpSOS1 (AY987046); Puccinellia tenuiflora,
PtSOS1 (EF440291); Triticum aestivum, TaSOS1 (AY326-
952); Oryza sativa, OsSOS1 (AY785147).


子发生互作, 以适应盐渍环境(Zhu, 2000; Qiu et al.,
2002)。Katiyar-Agarwal等(2006)发现在盐或氧化胁
迫条件下, SOS1能够通过其亲水性尾巴与响应氧化
胁迫的调节因子RCD1(radical-induced cell death)相
互作用, 进而调节植物的抗氧化胁迫能力。
有研究表明, 在植物的质膜Na+/H+逆向转运蛋
白氨基酸序列中含有一段非常保守的长约350个氨基
酸残基的Na+结合区 , 但并无氨氯吡咪 (amiloride)
(Na+通道阻断物)的结合位点(Shi et al., 2000; Oh et
al., 2007; Maughan et al., 2009)。值得注意的是, 在
SOS1 C-末端亲水尾巴中含有1个长约100个氨基酸
残基的保守环核苷酸 (cNMP)结合区域 (Oh et al.,
2007; Maughan et al., 2009)。环核苷酸在植物响应
胁迫的信号转导过程中起着重要作用(Gobert et al.,
2006; Yoshioka et al., 2006)。此外, 细胞中的环鸟苷
酸 (cGMP)也可以调控盐胁迫下的Ca2+信号途径
(Donaldson et al., 2004)。而cGMP相似物可以诱导
拟南芥根中SOS1的表达, 降低植株的Na+含量, 增
强植株的耐盐性 (Maathuis and Sanders, 2001;
Maathuis, 2006)。因此, 环核苷酸可能通过与SOS1
C-末端保守的cNMP结合区域相互作用来调控盐胁迫
下SOS1的表达及其功能(Oh et al., 2007; Maughan
et al., 2009), 但有关该调控的具体机制目前尚不
清楚。
1.2 质膜Na+/H+逆向转运蛋白的主要功能
1.2.1 介导细胞中Na+的外排
Ratner和Jacoby(1976)首次在大麦 (Hordeum vul-
gare)中发现了植物质膜Na+/H+逆向转运蛋白活性,
并确定其主要与Na+的外排有关。随后的研究表明,
质膜H+-ATPase利用水解ATP产生的能量将H+从细
胞质中泵出, 产生跨膜的H+电化学势梯度, 从而驱动
质膜上的Na+/H+逆向转运蛋白, 将细胞内的Na+排出
细胞, 降低胞质内Na+的水平, 减轻Na+对细胞质的
毒害作用(Shi et al., 2000; 吕慧颖等, 2003)。拟南芥
和水稻(Oryza sativa)等的SOS1在缺失Na+外排功能
的酵母突变体中超表达后, 显著降低了酵母突变体对
Na+的敏感性, 这主要是因为SOS1的超表达显著增
强了酵母细胞质膜上的Na+/H+交换能力, 进而促进
了Na+从细胞中的外排, 降低了有害Na+在胞质中的
积累(Shi et al., 2000; Martínez-Atienza et al., 2007;
Wu et al., 2007; Xu et al., 2008; Takahashi et al.,
2009)。可见, SOS1能够通过介导质膜上的Na+/H+交
换, 将细胞内的Na+外排以减少Na+在细胞内的积累,
从而维持细胞的离子稳态平衡, 提高植物对盐胁迫的
抵御能力。

1.2.2 调控细胞K+的稳态平衡
目前许多研究认为, SOS1是一类Na+特异的转运载
体, 其仅表现Na+/H+交换活性, 不具备转运其它单价
阳离子(如K+和Li+)的能力(Qiu et al., 2002; Quintero
et al., 2002; Shi et al., 2002)。但当SOS1发生突变后,
马清等: 质膜 Na+/H+逆向转运蛋白与植物耐盐性 209
拟南芥atsos1突变体根部的高亲和性K+吸收会受到
抑制(Wu et al., 1996), 且其根尖及根部成熟区K+的
外排显著高于野生型植株(Shabala et al., 2005)。Qi
和Spalding(2004)的研究表明 , 在高浓度NH4+(5
mmol·L–1)的介质中(高浓度NH4+能够抑制非通道类
K+吸收系统 , 此时K+的吸收主要依赖AKT1完成 ),
atsos1突变体根部细胞的K+内流与野生型植株相比
并无显著差异, 但加入50 mmol·L–1NaCl后, atsos1
突变体根部细胞的K+内流则会显著受到抑制, 野生
型植株并未受影响 ; 因此 , 他们认为 , 盐胁迫下
SOS1能够保护AKT1介导的根部K+内流, 其功能缺
失将会导致细胞质中Na+浓度升高 , 从而抑制由
AKT1介导的K+吸收。此外, Oh等(2010)的研究发现,
拟南芥SOS1突变后, 盐胁迫下与K+吸收及转运相关
的HKT1和TPK1基因表达丰度显著下调, 蛋白活性
也受到抑制。综上所述, SOS1突变和表达下调均会影
响植物K+吸收及转运系统的功能, 进而破坏细胞K+
的稳态平衡。可见, SOS1在维持植物根部细胞K+稳态
平衡方面起着重要作用。
另外, Garciadeblás等(2007)的研究表明, 海草
CnSOS1及拟南芥AtSOS1在K+吸收功能缺失的大肠
杆菌中分别超表达后, 均能够恢复大肠杆菌K+的吸
收能力, 并且其K+吸收能力与Na+外排能力紧密相
关。由此推测, 在SOS1介导的Na+外排过程中, K+可
能会代替H+与Na+发生交换, 在外排Na+的同时吸收
K+, 但植物体内是否也存在类似的机制, 目前尚未见
报道。

1.2.3 调节细胞pH值
SOS1外排Na+的同时 , 将胞外的H+转运至胞质中 ,
使细胞质酸化, 从而有利于细胞质中代谢活动的正常
进行(包爱科等, 2006; Munns and Tester, 2008)。当
SOS1的Na+/H+转运活性受到抑制时(如SOS1突变),
拟南芥根部H+内流受到抑制, 细胞质发生碱化, pH值
显著升高(Shabala et al., 2005; Guo et al., 2009)。由
此可见, 质膜Na+/H+逆向转运蛋白具有调控细胞pH
值的功能。
众所周知 , 植物液泡膜Na+/H+逆向转运蛋白
(NHX)介导的Na+在液泡中的大量积累会使液泡中的
pH值显著高于细胞质(Apse et al., 2003)。但是, 用
100 mmol·L–1NaCl处理拟南芥sos1突变体8小时后,
与野生型植株一样, 其根部液泡中Na+含量均显著升
高, 但其液泡中的pH值却显著低于细胞质, 且其根
部细胞质膜和液泡膜上与pH调节相关的基因 , 如
AHA1、AHA2、AVA-P4和AVP1的表达丰度均显著
下降, 而此时sos1突变体与野生型植株根部的Na+含
量并无显著差异(Oh et al., 2010)。可见, 在Na+大量
进入细胞造成离子毒害之前, atsos1突变体植株根部
细胞的pH已经显著受到影响, 表明SOS1可以通过调
控根细胞中与pH调节相关的基因表达来维持细胞正
常的pH值(Oh et al., 2010)。

1.2.4 影响细胞Ca2+的转运
Guo等(2009)研究发现, 用NaCl处理拟南芥sos1突
变体的Ca2+外流增加, 胞质Ca2+浓度降低; 与此相
反, 野生型植株细胞的Ca2+内流增加, 胞质Ca2+浓度
升高。随后, Oh等(2010)发现SOS1活性受抑制后, 液
泡膜上与Ca2+转运有关的基因表达丰度显著上调, 致
使液泡中积累大量的Ca2+。可见, SOS1蛋白也会影响
植物细胞中Ca2+的转运。
2 质膜Na+/H+逆向转运蛋白的表达及其
调控机制
2.1 质膜Na+/H+逆向转运蛋白基因的表达
SOS1介导的Na+/H+交换仅存在于盐处理的拟南芥质
膜微囊(plasma membrane vesicles)中, 在正常条件
下生长的植株中并未检测到(Qiu et al., 2002), 说明
SOS1的活性受盐胁迫诱导。另外, 大量的研究表明,
正常条件下SOS1的mRNA在植物根部和地上部仅有
低丰度表达, 在盐胁迫下其表达丰度则显著升高(Shi
et al., 2000; Wu et al., 2007; Xu et al., 2008; Takah-
ashi et al., 2009; Cosentino et al., 2010)。ABA、冷
处理和PEG处理对其无影响(Shi et al., 2000)。
2.2 质膜Na+/H+逆向转运蛋白的调控机制
盐胁迫下, SOS1的主要调控因子为蛋白激酶SOS2
和与之相关的Ca2+受体蛋白SOS3, 其Na+/H+交换活
性受SOS2-SOS3激酶复合体(SOS2-SOS3 kinase
complex)的调控(Zhu, 2002)。其中 , SOS3是一个
Ca2+结合蛋白 , 能够感受盐诱导的瞬时Ca2+信号
(Ishitani et al., 2000)。SOS2是一个丝氨酸/苏氨酸蛋
210 植物学报 46(2) 2011
白激酶, 具有自我磷酸化功能, 但这种功能通常依赖
于SOS3的活性和Ca2+的存在(Liu et al., 2000)。其C-
端含有一个包括21个氨基酸的特异FISL基元(因为F、
I、S和L是已知植物蛋白激酶高度保守的氨基酸, 故命
名为 FISL), 此基元可能是其自我抑制区 (auto-
inhibitory domain) (Halfter et al., 2000; Guo et al.,
2001)。盐胁迫引发细胞中的钙离子信号, 促使SOS3
与SOS2的C-端调控区域FISL基元发生特异性结合,
形成具有磷酸化功能的SOS3-SOS2蛋白激酶复合
体, 使SOS1的C-末端发生磷酸化, 从而激活SOS1
的Na+/H+逆向转运活性 , 将胞内的Na+排出胞外
(Halfter et al., 2000; Zhu, 2002; 於丙军和刘友良,
2004)。
Zhu(2000)发现, sos2和sos3突变体与sos1突变
体对盐同样敏感, 这3个基因在缺失Na+转运功能的
酵母中共表达时能够恢复酵母的耐盐性, 且这种恢复
作用比单独表达SOS1更强(Quintero et al., 2002)。
另外, SOS2和SOS3共表达可促进酵母SOS1的磷酸
化 , 而单独超表达SOS2也有此效果(Gong et al.,
2002)。由此推测, SOS1很可能是SOS2激酶促进磷
酸化的特异性底物(Gong et al., 2002)。Qiu等(2002)
的研究支持上述观点, 他们发现盐胁迫不能够诱导拟
南芥sos2和sos3突变体的SOS1活性, 然而向sos2和
sos3突变体质膜微囊中转入SOS2激酶后, 则可以恢
复SOS1活性; 但向sos1突变体中转入SOS2激酶并
无此效果。同时SOS3也能够恢复质膜上的SOS2活
性, 从而激活SOS1(Quintero et al., 2002)。此外,
sos2或sos3突变体中SOS1转录水平下降不受盐胁
迫诱导(Shi et al., 2000; Zhu, 2001b)。可见, SOS3
和SOS2是盐胁迫下SOS1 mRNA表达和其蛋白合成
所必需的, 它们不仅共同参与SOS1的磷酸化过程及
其功能调节(Gong et al., 2001; Qiu et al., 2002), 而
且直接调控Na+/H+交换活性(Zhu, 2002)。最近的研究
表明, SOS3单独超表达后, 拟南芥体内的Na+含量显
著下降; SOS3与SOS1和SOS2共表达后, 植株耐盐
性与SOS1单独超表达的植株无显著差异(Yang et
al., 2009)。这可能是因为SOS3主要在根部表达, 其
超表达并不能够显著提高植株地上部的耐盐性(Yang
et al., 2009)。在拟南芥中, SCAPB8/CBL10(一种
SOS3的同功蛋白)能与SOS2共同调控植株地上部的
SOS1活性(Quan et al., 2007; Yang et al., 2009)。可
见, SOS家族基因在特定组织(或细胞)中的表达对植
物的耐盐性具有重要影响(Yang et al., 2009)。
此外 , Shabala等 (2005)的研究发现 , 在 50
mmol·L–1NaCl处理下, 野生型、sos2和sos3突变体植
株根尖H+的内流均增加; 而sos1突变体植株中H+的
内流则减少。他们认为, 盐胁迫下, 植物体内也可能
存在与SOS2/SOS3激酶复合体无关的其它信号途
径, 它们调控着SOS1的Na+/H+交换活性。综上所述,
SOS1活性的调控是一个十分复杂的过程。
近来研究发现, 水稻OsSOS1或毛果杨(Populus
trichocarpa)PtSOS1的超表达均能消除拟南芥sos1
突变体的盐敏感性(Martínez-Atienza et al., 2007;
Tang et al., 2010), 并且在盐胁迫下, 水稻OsSOS1
和拟南芥AtSOS2在缺失Na+外排功能的酵母中共表
达可显著提高其质膜上的Na+/H+交换活性, 恢复其
耐盐性 , 这种效果尽管比OsSOS1、AtSOS2和
AtSOS3三基因共表达时差, 但却优于OsSOS1单独
超表达的效果。说明拟南芥中激活AtSOS1的AtS-
OS2/SOS3激酶复合体也可激活水稻OsSOS1, 且
OsSOS1也可作为 AtSOS2发生磷酸化的底物
(Martínez-Atienza et al., 2007)。进一步研究发现, 水
稻中也存在与AtSOS2和AtSOS3功能相似的蛋白 ,
分别为OsCIPK24和OsCBL4, 它们不仅能激活水稻
OsSOS1, 而且能与拟南芥中相应的蛋白AtSOS2和
AtSOS3互作 , 在酵母中超表达对拟南芥和水稻
SOS1的Na+/H+交换活性均有激活作用 (Martínez-
Atienza et al., 2007)。另外, 拟南芥AtSOS2/SOS3
激酶复合体也能够激活盐芥 (Thellungiella halop-
hila)ThSOS1(Oh et al., 2009a, 2009b)。上述结果表
明, SOS1的调控途径在单子叶和双子叶植物中均很
保守。
此外, Jiang和Shi(2008)的研究表明, 盐胁迫下
SOS1 mRNA的稳定性受细胞内源及外源活性氧
(ROS)产物(尤其是NADPH氧化酶)的调控, ROS清除
剂及NADPH氧化酶抑制剂均能够显著降低盐胁迫诱
导的SOS1 mRNA的稳定性。
3 质膜Na+/H+逆向转运蛋白与植物的耐
盐性
盐胁迫下, 植物细胞可以通过吸收大量的无机离子来
马清等: 质膜 Na+/H+逆向转运蛋白与植物耐盐性 211
维持渗透势, 但高浓度的无机离子特别是Na+会不可
避免地对细胞中的代谢系统造成伤害(Tester and
Davenport, 2003)。高盐环境下, 植物形成了一系列
的适应机制, 其中之一就是质膜Na+/H+逆向转运蛋
白介导的Na+外排(Zhu, 2002)。研究表明, 盐胁迫下,
拟南芥AtSOS1在根部表皮细胞(epidermal cells)优
先表达; AtSOS1在拟南芥中超表达后, 转基因植株
体内的Na+含量显著降低 , 且木质部蒸腾流(xylem
transpiration stream)中的Na+也明显减少, 植株耐盐
性显著增强(Wu et al., 1996; Shi et al., 2000, 2002,
2003; Qiu et al., 2002)。可见, 盐胁迫下, AtSOS1能
够将Na+从根表皮及皮层细胞中排出胞外, 从而降低
细胞中Na+的积累, 减轻Na+对细胞的毒害(吕慧颖等,
2003)。近年的研究表明, 水稻、小麦(Triticum aes-
tivum)、小花碱茅(Puccinellia tenuiflora)、盐芥、胡
杨(Populus euphratica)和小立碗藓(Physcomitrella
patens)等的质膜Na+/H+逆向转运蛋白也具有类似于
AtSOS1的Na+外排功能 (Martínez-Atienza et al.,
2007; Wu et al., 2007; Xu et al., 2008; 程玉祥,
2008b; Oh et al., 2007, 2009a, 2009b; Fraile-Es-
canciano et al., 2010)。特别是在盐生植物(盐芥)中,
无论有无盐胁迫, ThSOS1的表达量约为拟南芥的
8–10倍(Oh et al., 2007)。对盐芥ThSOS1进行RNA
干扰(RNAi)使其表达丰度下降后, 植株的耐盐性显著
降低 (Oh et al., 2009a, 2009b); 在150 mmol·L–1
NaCl处理下 , 由于ThSOS1的Na+外排功能丧失 ,
RNAi转基因植株(thsos1-RNAi)根尖细胞Na+的含量
显著增加, 根部延长区(elongation zone)细胞的液泡
出现破碎化, 细胞膜完整性受到破坏, 进而导致细胞
死亡, Na+通过质外体途径大量进入中柱, 使其积累
在植株的地上部, 从而导致叶片失水萎蔫; 但在300
mmol·L–1K+处理下, thsos1-RNAi植株与野生型均没
有出现此症状(Oh et al., 2009a)。可见, SOS1的Na+
外排功能在高等植物(特别是盐生植物)的耐盐性方面
起着重要作用。
另外, Oh等(2010)的研究发现, 用100 mmol·L–1
NaCl处理拟南芥野生型和sos1突变体植株8小时后,
其根部Na+的含量没有显著差异, 但sos1突变体根部
细胞的液泡出现萎缩, 同时细胞质膜及液泡膜水通道
蛋白(aquaporin)的编码基因PIP1;1、PIP2;1、TIP1
和TIP2的表达丰度均显著下降, 而野生型植株并未
出现上述症状。可见, 在AtSOS1的Na+外排功能丧失
使Na+大量进入根部细胞进而对细胞造成毒害之前,
atsos1突变体根部细胞的水势平衡已经遭到破坏, 渗
透调节功能丧失(Oh et al., 2010)。此外, 其根部细胞
中编码与质膜完整性有关及参与膜转运(membrane
trafficking)蛋白的基因表达丰度也显著低于野生型植
株(Oh et al., 2010), 表明SOS1对盐胁迫下植物液泡
的功能、细胞膜完整性及膜转运具有一定的保护
作用。
除以上功能外, 有关SOS1在植物Na+长距离运
输中的作用也备受关注。Shi等(2000)发现, 盐胁迫下
拟南芥AtSOS1在木质部 /共质体边界 (xylem/sym-
plast boundary)的薄壁组织细胞(parenchyma cells)
中优先表达。轻度盐胁迫(25 mmol·L–1NaCl)下, 拟南
芥atsos1突变体地上部积累的Na+显著低于野生型植
株; 重度盐胁迫(100 mmol·L–1NaCl)下, atsos1突变
体植株地上部积累的Na+则高于野生型, 前者木质部
汁液中Na+的浓度也显著高于后者(Shi et al., 2002)。
因此, 他们认为, 在轻度盐胁迫下, AtSOS1的功能可
能是将Na+装载进入根木质部, 以便Na+向植株地上
部转移并最终贮存在叶肉细胞的液泡中; 而在重度盐
胁迫下, 其功能可能是从根木质部中卸载Na+, 从而
调节盐胁迫下Na+通过木质部向地上部的运输, 减轻
过多的Na+对叶片的伤害(Shi et al., 2002)。Taji等
(2004)和Kant等(2006)在对拟南芥和盐芥的离子积
累情况进行比较时发现, 在盐芥中, ThSOS1也可能
介导轻度盐胁迫下Na+在木质部的装载。Olías等
(2009a, 2009b)利用RNAi技术沉默番茄 (Solanum
lycopersicum)SlSOS1后发现, 在盐胁迫下, 与野生
型植株相比, RNAi植株根和叶中Na+的含量显著升高,
而茎中Na+的含量却显著降低。因此, SlSOS1可能通
过控制Na+的长距离运输来调控Na+在植物体不同器
官中的分布, 使Na+大量积累在茎中, 从而保护根和
光合器官免受Na+毒害(Olías et al., 2009a)。
最新研究表明 , 盐胁迫不能诱导冰叶日中花
(Mesembryanthemum crystallinum)McSOS1在根中
的表达 , 但可显著提高该基因在叶中的转录水平
(Cosentino et al., 2010)。推测McSOS1可能参与叶
片中的Na+向囊泡细胞(bladder cell)的转运以及Na+
通过韧皮部向老叶的转移。此外, NO能够通过诱导红
树植物白骨壤(Avicennia marina)叶中SOS1的表达
212 植物学报 46(2) 2011
从而促进Na+从其叶片盐腺 (salt gland)中的分泌
(Chen et al., 2010), 但相关机理尚需进一步研究。
4 展望
土壤盐碱化是人类面临的一个重要环境问题, 它对农
牧业的可持续发展构成了严重威胁。质膜Na+/H+逆向
转运蛋白在植物抵御盐胁迫中发挥着重要作用, 这类
蛋白不仅可以将Na+排出细胞质, 从而减轻过多的
Na+对细胞造成的毒害, 而且还在维持细胞K+的稳态
平衡、调节细胞内pH值和Ca2+转运以及植物体内Na+
的长距离运输中起着重要作用。
基于目前的研究现状, 我们认为今后的研究工作
可从以下3个方面展开。(1)从不同类型具有代表性的
植物中克隆质膜Na+/H+逆向转运蛋白基因, 并通过
基因突变和RNA干扰等方法对其表达特性、生理作用
及其活性调控机制等进行深入研究, 揭示此类蛋白在
不同类型植物耐盐性中的功能; (2)采用蛋白质组学等
方法并结合已有的通道、载体蛋白的研究结果, 寻找
质膜Na+/H+逆向转运蛋白中可能与其调控细胞K+稳
态平衡、细胞内pH及Ca2+转运等功能相关的位点, 并
对相关的调控机制进行深入研究; (3)在确定其结构与
功能的基础上, 将质膜Na+/H+逆向转运蛋白基因与
其它优良抗逆基因聚合后转入重要作物中, 改良植物
营养性状, 提高作物的耐盐性。
参考文献
包爱科, 张金林, 郭正刚, 王锁民 (2006). 液泡膜H+-PPase
与植物耐盐性. 植物生理学通讯 42, 777–783.
程玉祥 (2008a). 星星草质膜型Na+/H+逆向转运蛋白基因的
克隆和特性分析. 植物生理学通讯 44, 59–64.
程玉祥 (2008b). 过量表达星星草PtSOS1提高拟南芥的耐盐
性. 植物生理学通讯 44, 1125–1130.
吕慧颖, 李银心, 孔凡江, 杨庆凯 (2003). 植物Na+/H+逆向转
运蛋白研究进展. 植物学通报 20, 363–369.
於丙军, 刘友良 (2004). SOS基因家族与植物耐盐性. 植物生
理学通讯 40, 409–413.
周玲玲, 祝建波, 曹连莆 (2009). 大叶补血草Na+/H+逆向转
运蛋白基因 (SOS1)的克隆与序列分析 . 园艺学报 36,
1353–1358.
Apse MP, Aharon GS, Snedden WA, Blumwald E (1999).
Salt tolerance conferred by overexpression of a vacuolar
Na+/H+ antiporter in Arabidopsis. Science 285, 1256–
1258.
Apse MP, Sottosanto JB, Blumwald E (2003). Vacuolar
cation/H+ exchange, ion homeostasis, and leaf develop-
ment are altered in a T-DNA insertional mutant of
AtNHX1, the Arabidopsis vacuolar Na+/H+ antiporter.
Plant J 36, 229–239.
Chen J, Xiao Q, Wu F, Dong X, He J, Pei Z, Zheng H
(2010). Nitric oxide enhances salt secretion and Na+ se-
questration in a mangrove plant, Avicennia marina,
through increasing the expression of H+-ATPase and
Na+/H+ antiporter under high salinity. Tree Physiol 30,
1570–1585.
Cosentino C, Fischer-Schliebs E, Bertl A, Thiel G,
Homann U (2010). Na+/H+ antiporters are differentially
regulated in response to NaCl stress in leaves and roots
of Mesembryanthemum crystallinum. New Phytol 186,
669–680.
Donaldson L, Ludidi N, Knight MR, Gehring C, Denby K
(2004). Salt and osmotic stress cause rapid increases in
Arabidopsis thaliana cGMP levels. FEBS Lett 569,
317–320.
Fraile-Escanciano A, Kamisugi Y, Cuming AC, Rodrí-
guez-Navarro A, Benito B (2010). The SOS1 transporter
of Physcomitrella patens mediates sodium efflux in planta.
New Phytol 188, 750–761.
Garciadeblás B, Haro R, Benito B (2007). Cloning of two
SOS1 transporters from the seagrass Cymodocea
nodosa. SOS1 transporters from Cymodocea and Arabi-
dopsis mediate potassium uptake in bacteria. Plant Mol
Biol 63, 479–490.
Gobert A, Park G, Amtmann A, Sanders D, Maathuis FJ
(2006). Arabidopsis thaliana cyclic nucleotide gated
channel 3 forms a non-selective ion transporter involved
in germination and cation transport. J Exp Bot 57, 791–
800.
Gong DM, Guo Y, Jagendorf AT, Zhu JK (2002). Bioch-
emical characterization of the Arabidopsis protein kinase
SOS2 that functions in salt tolerance. Plant Physiol 130,
256–264.
Gong ZZ, Koiwa H, Cushman MA, Ray A, Bufford D, Ko-
reeda S, Matsumoto TK, Zhu JH, Cushman JC, Bres-
san RA, Hasegawa PM (2001). Genes that are uniquely
stress regulated in salt overly sensitive (sos) mutants.
Plant Physiol 126, 363–375.
Guo KM, Babourina O, Rengel Z (2009). Na+/H+ antiporter
马清等: 质膜 Na+/H+逆向转运蛋白与植物耐盐性 213
activity of the SOS1 gene: lifetime imaging analysis and
electrophysiological studies on Arabidopsis seedlings.
Physiol Plant 137, 155–165.
Guo Y, Halfter U, Ishitani M, Zhu JK (2001). Molecular
characterization of functional domains in the protein
kinase SOS2 that is required for plant salt tolerance. Plant
Cell 13, 1383–1400.
Halfter U, Ishitani M, Zhu JK (2000). The Arabidopsis
SOS2 protein kinase physically interacts with and is acti-
vated by the calciumbinding protein SOS3. Proc Natl
Acad Sci USA 97, 3735–3740.
Hamada A, Hibino T, Nakamura T, Takabe T (2001).
Na+/H+ antiporter from Synechocystis species PCC
6803, homologous to SOS1, contains an aspartic residue
and long C-terminal tail important for the carrier activity.
Plant Physiol 125, 437–446.
Ishitani M, Liu JP, Halfter U, Kim CS, Shi WM, Zhu JK
(2000). SOS3 function in plant salt tolerance requires
N-myristoylation and calcium binding. Plant Cell 12,
1667–1678.
Iwaki T, Higashida Y, Tsuji H, Tamai Y, Watanabe Y
(1998). Characterization of a second gene (ZSOD22) of a
Na+/H+ antiporter from salt-tolerance yeast Zygosac-
charomyces rouxii and functional expression of ZSOD2
and ZSOD22 in Saccharomyces cerevisiae. Yeast 14,
1167–1174.
Jia ZP, McCullough N, Martel R, Hemmingsen S, Young
PG (1992). Gene amplification at a locus encoding a pu-
tative Na+/H+ antiporter confers sodium and lithium toler-
ance in fission yeast. EMBO J 11, 1631–1640.
Jiang JF, Shi HZ (2008). Signaling control of SOS1 mRNA
stability. Plant Signal Behav 3, 687–688.
Kant S, Kant P, Raveh E, Barak S (2006). Evidence that
differential gene expression between the halophyte,
Thellungiella halophila, and Arabidopsis thaliana is re-
sponsible for higher levels of the compatible osmolyte
proline and tight control of Na+ uptake in T. halophila.
Plant Cell Environ 29, 1220–1234.
Katiyar-Agarwal S, Zhu JH, Kim K, Agarwal M, Fu XM,
Huang A, Zhu JK (2006). The plasma membrane Na+/H+
antiporter SOS1 interacts with RCD1 and functions in
oxidative stress tolerance in Arabidopsis. Proc Natl Acad
Sci USA 103, 18816–18821.
Liu JP, Ishitani M, Halfter U, Kim CS, Zhu JK (2000). The
Arabidopsis thaliana SOS2 gene encodes a protein
kinase that is required for salt tolerance. Proc Natl Acad
Sci USA 97, 3730–3734.
Maathuis FJM (2006). cGMP modulates gene transcription
and cation transport in Arabidopsis roots. Plant J 45,
700–711.
Maathuis FJM, Sanders D (2001). Sodium uptake in
Arabidopsis roots is regulated by cyclic nucleotides. Plant
Physiol 127, 1617–1625.
Martínez-Atienza J, Jiang XY, Garciadeblas B, Mendoza
I, Zhu JK, Pardo JM, Quintero FJ (2007). Conservation
of the salt overly sensitive pathway in rice. Plant Physiol
143, 1001–1012.
Maughan PJ, Turner TB, Coleman CE, Elzinga DB, Jellen
EN, Morales JA, Udall JA, Fairbanks DJ, Bonifacio A
(2009). Characterization of salt overly sensitive 1 (SOS1)
gene homoeologs in quinoa (Chenopodium quinoa Willd.).
Genome 52, 647–657.
Munns R, Tester M (2008). Mechanisms of salinity toler-
ance. Annu Rev Plant Biol 59, 651–681.
Oh DH, Gong QQ, Ulanov A, Zhang Q, Li YZ, Ma WY, Yun
DJ, Bressan RA, Bohnert HJ (2007). Sodium stress in
the halophyte Thellungiella halophila and transcriptional
changes in a thsos1-RNA interference line. J Integr Plant
Biol 49, 1484–1496.
Oh DH, Lee SY, Bressan RA, Yun DJ, Bohnert HJ (2010).
Intracellular consequences of SOS1 deficiency during salt
stress. J Exp Bot 61, 1205–1213.
Oh DH, Leidi E, Zhang Q, Hwang SM, Li YZ, Quintero FJ,
Jiang XY, DUrzo MP, Lee SY, Zhao YX, Bahk JD,
Bressan RA, Yun DJ, Pardo JM, Bohnert HJ (2009a) .
Loss of halophytism by interference with SOS1 expres-
sion. Plant Physiol 151, 210–222.
Oh DH, Zahir A, Yun DJ, Bressan RA, Bohnert HJ
(2009b). SOS1 and halophytism. Plant Signal Behav 4,
1081–1083.
Olías R, Eljakaoui Z, Li J, De Morales PA, Marín-Manzano
MC, Pardo JM, Belver A (2009a). The plasma mem-
brane Na+/H+ antiporter SOS1 is essential for salt toler-
ance in tomato and affects the partitioning of Na+ between
plant organs. Plant Cell Environ 32, 904–916.
Olías R, Eljakaoui Z, Pardo JM, Belver A (2009b). The
Na+/H+ exchanger SOS1 controls extrusion and distri- bu-
tion of Na+ in tomato plants under salinity conditions. Plant
Signal Behav 4, 973–976.
Pardo JM, Cubero B, Leidi EO, Quintero FJ (2006). Alkali
cation exchangers: roles in cellular homeostasis and
stress tolerance. J Exp Bot 57, 1181–1199.
Prior C, Potier S, Souociet JL, Sychrova H (1996). Char-
acterization of the NHA1 gene encoding a Na+/H+-anti-
214 植物学报 46(2) 2011
porter of the yeast Saccharomyces cerevisiae. FEBS Lett
387, 89–93.
Qi Z, Spalding EP (2004). Protection of plasma membrane
K+ transport by the salt overly sensitive1 Na+-H+ antiporter
during salinity stress. Plant Physiol 136, 2548–2555.
Qiu QS, Guo Y, Dietrich MA, Schumaker KS, Zhu JK
(2002). Regulation of SOS1, a plasma membrane Na+/H+
exchanger in Arabidopsis thaliana, by SOS2 and SOS3.
Proc Natl Acad Sci USA 99, 8436–8441.
Quan RD, Lin HX, Mendoza I, Zhang YG, Cao WH, Yang
YQ, Shang M, Chen SY, Pardo JM, Guo Y (2007).
SCABP8/CBL10, a putative calcium sensor, interacts with
the protein kinase SOS2 to protect Arabidopsis shoots
from salt stress. Plant Cell 19, 1415–1431.
Quintero FJ, Ohta M, Shi HZ, Zhu JK, Pardo JM (2002).
Reconstitution in yeast of the Arabidopsis SOS signaling
pathway for Na+ homeostasis. Proc Natl Acad Sci USA
99, 9061–9066.
Ratner A, Jacoby B (1976). Effect of K+, its counter anion,
and pH on sodium efflux from barley root tips. J Exp Bot
27, 843–852.
Shabala L, Cuin TA, Newman IA, Shabala S (2005). Salin-
ity-induced ion flux patterns from the excised roots of
Arabidopsis sos mutants. Planta 222, 1041–1050.
Shi HZ, Ishitani M, Kim C, Zhu JK (2000). The Arabidopsis
thaliana salt tolerance gene SOS1 encodes a putative
Na+/H+ antiporter. Proc Natl Acad Sci USA 97, 6896–
6901.
Shi HZ, Lee BH, Wu SJ, Zhu JK (2003). Overexpression of a
plasma membrane Na+/H+ antiporter gene improves salt
tolerance in Arabidopsis thaliana. Nat Biotechnol 21, 81–85.
Shi HZ, Quintero FJ, Pardo JM, Zhu JK (2002). The puta-
tive plasma membrane Na+/H+ antiporter SOS1 controls
long distance Na+ transport in plants. Plant Cell 14,
465–477.
Taji T, Seki M, Satou M, Sakurai T, Kobayashi M, Ish-
iyama K, Narusaka Y, Narusaka M, Zhu JK, Shinozaki
K (2004). Comparative genomics in salt tolerance be-
tween Arabidopsis and Arabidopsis-related halophyte salt
cress using Arabidopsis microarray. Plant Physiol 135,
1697–1709.
Takahashi R, Liu SK, Takano T (2009). Isolation and
characterization of plasma membrane Na+/H+ antiporter
genes from salt-sensitive and salt-tolerant reed plants. J
Plant Physiol 166, 301–309.
Tang RJ, Liu H, Bao Y, Lü QD, Yang L, Zhang HX (2010).
The woody plant poplar has a functionally conserved salt
overly sensitive pathway in response to salinity stress.
Plant Mol Biol 74, 367–380.
Tester M, Davenport R (2003). Na+ tolerance and Na+
transport in higher plants. Ann Bot 91, 503–527.
Waditee R, Hibino T, Nakamura T, Incharoensakdi A,
Takabe T (2002). Overexpression of a Na+/H+ antiporter
confers salt tolerance on a freshwater cyanobacterium,
making it capable of growth in sea water. Proc Natl Acad
Sci USA 99, 4109–4114.
Watanabe Y, Miwa S, Tamai Y (1995). Characterization of
Na+/H+-antiporter gene closely related to the salt-toler-
ance of yeast Zygosaccharomyces rouxii. Yeast 11, 829–
838.
Wu SJ, Ding L, Zhu JK (1996). SOS1, a genetic locus es-
sential for salt tolerance and potassium acquisition. Plant
Cell 8, 617–627.
Wu YX, Ding N, Zhao X, Zhao MG, Chang ZQ, Liu JQ,
Zhang LX (2007). Molecular characterization of PeSOS1:
the putative Na+/H+ antiporter of Populus euphratica.
Plant Mol Biol 65, 1–11.
Xu HX, Jiang XY, Zhan KH, Cheng XY, Chen XJ, Pardo
JM, Cui DQ (2008). Functional characterization of a
wheat plasma membrane Na+/H+ antiporter in yeast. Arch
Biochem Biophys 473, 8–15.
Yang Q, Chen ZZ, Zhou XF, Yin HB, Li X, Xin XF, Hong
XH, Zhu JK, Gong ZZ (2009). Overexpression of SOS
(salt overly sensitive) genes increases salt tolerance in
transgenic Arabidopsis. Mol Plant 2, 22–31.
Yoshioka K, Moeder W, Kang HG, Kachroo P, Masmoudi
K, Berkowitz G, Klessig DF (2006). The chimeric
Arabidopsis CYCLIC NUCLEOTIDE-GATED ION CHAN-
NEL11/12 activates multiple pathogen resistance respon-
ses. Plant Cell 18, 747–763.
Zhu JK (2000). Genetic analysis of plant salt tolerance using
Arabidopsis. Plant Physiol 124, 941–948.
Zhu JK (2001a). Plant salt tolerance. Trends Plant Sci 6,
66–71.
Zhu JK (2001b). Cell signaling under salt, water and cold
stresses. Curr Opin Plant Biol 4, 401–406.
Zhu JK (2002). Salt and drought stress signal transduction
in plants. Annu Rev Plant Biol 53, 247–273.
马清等: 质膜 Na+/H+逆向转运蛋白与植物耐盐性 215
Plasma Membrane Na+/H+ Antiporter Is Involved in
Plant Salt Tolerance
Qing Ma, Aike Bao, Guoqiang Wu, Suomin Wang∗
School of Pastoral Agriculture Science and Technology, Lanzhou University, Lanzhou 730020, China
Abstract Soil salinization is one of the major abiotic factors reducing crop productivity worldwide. The plasma mem-
brane Na+/H+ antiporter plays an important role in plant salt tolerance because it is involved in Na+ exclusion in roots,
long-distance Na+ transport in plants and the regulation of cellular K+, pH homeostasis and Ca2+ transport. In this review,
we analyze recent advances in molecular structure and function, including expression and regulation of the plasma
membrane Na+/H+ antiporter, and its role in plant salt tolerance.
Key words plasma membrane Na+/H+ antiporter, salt stress, salt tolerance
Ma Q, Bao AK, Wu GQ, Wang SM (2011). Plasma membrane Na+/H+ antiporter is involved in plant salt tolerance. Chin
Bull Bot 46, 206–215.
———————————————
* Author for correspondence. E-mail: smwang@lzu.edu.cn
(责任编辑: 孙冬花)