全 文 ：植物生理学报 Plant Physiology Journal 2014, 50 (9): 1353~1366　　doi: 10.13592/j.cnki.ppj.2014.0280 1353
收稿 2014-06-16　　修定 2014-08-14
资助 浙江省自然科学基金(LY14C020003)。
* 通讯作者(E-mail: xiaorong@zju.edu.cn; Tel: 0571-
88206133)。
高等植物铁氧还蛋白-NADP+氧化还原酶研究进展
杨超, 胡红涛, 吴平, 莫肖蓉*
浙江大学生命科学学院, 植物生理学与生物化学国家重点实验室, 杭州310058
摘要: 高等植物叶绿体定位的铁氧还蛋白-NADP+氧化还原酶(LFNR)负责催化光合线性电子传递的最后一步反应, 催化电
子由还原态的铁氧还蛋白(Fd)传递给NADP+。LFNR分布在叶绿体的3个不同的组分中, 即叶绿体基质中、类囊体膜上和
叶绿体内膜上。最近的研究表明, 大多数膜定位的LFNR并非光合作用所必需的, 叶绿体基质中的LFNR足以维持光合作用
的正常进行。叶绿体中的两个蛋白——Tic62和TROL作为LFNR的锚定蛋白, 可以与LFNR在类囊体膜上形成高分子量的
蛋白复合体。Tic62-LFNR复合体主要负责在夜间保护LFNR的活性, 但它不直接在光合作用中起作用。然而, TROL-LFNR
复合体对植物的光合作用有一定的影响。本文将概述植物LFNR的最新研究进展。
关键词: 高等植物; 光合作用; 电子传递; 铁氧还蛋白-NADP+氧化还原酶
Advances in the Research of Ferredoxin-NADP+ Oxidoreductase in Higher Plants
YANG Chao, HU Hong-Tao, WU Ping, MO Xiao-Rong*
State Key Laboratory of Plant Physiology and Biochemistry, College of Life Sciences, Zhejing University, Hangzhou 310058, China
Abstract: The chloroplast-targeted ferredoxin-NADP+ oxidoreductase (LFNR) in higher plants mediates the fi-
nal step of photosynthetic linear electron flow by transferring electrons from reduced ferredoxin (Fd) to NADP+.
LFNR has been detected from three distinct chloroplast compartments, the chloroplast stroma, the thylakoid
membrane and the chloroplast inner envelope. Recent studies have indicated that vast majority of the mem-
brane-bound LFNR is not necessary for photosynthesis, whereas the stroma LFNR is enough to maintain nor-
mal photosynthesis. Two chloroplast proteins, Tic62 and TROL, which act as LFNR membrane anchored pro-
teins, were recently identified and shown to form high molecular weight protein complexes with LFNR at the
thylakoid membrane. Tic62 protects LFNR from inactivation during dark, but Tic62-LFNR complexes are not
directly involved in photosynthetic reactions. TROL-LFNR complexes, however, have certain impact on photo-
synthesis in plants. In the present paper, we reviews the latest progress in LFNR in higher plants.
Key words: higher plants; photosynthesis; electron transfer; ferredoxin-NADP+ oxidoreductase
综　述 Reviews
铁氧还蛋白-NADP+氧化还原酶(ferredoxin-
NADP+ oxidoreductase, FNR)广泛存在于各种生物
中, 如自养的光合细菌、各种藻类和高等植物(Ce-
ccarelli等2004)。FNR以一分子非共价结合的黄素
腺嘌呤二核苷酸(FAD)作为辅基(Shin和Arnon
1965; Arakaki等1997)。植物中FNR蛋白根据其功
能和定位不同可以分为两大类: 一类是存在于光
合组织(主要是植物叶片的叶绿体)的LFNR (leaf-
type FNR); 另一类是存在于非光合组织(主要是根
的质体)的RFNR (root-type FNR)。这两类FNR都
各自有多个同源蛋白(Green等1991; Morigasaki等
1993; Hanke等2004; Okutani等2005)。LFNR主要
负责催化光合线性电子传递(linear electron trans-
port, LET)的最后一步反应(图1-A), 催化电子从还
原态的铁氧还蛋白(ferredoxin, Fd)传递给NADP+,
生成的还原力NADPH主要用于卡尔文循环中CO2
的固定和叶绿体的其他代谢过程(Arakaki等1997;
Carrillo和Ceccarelli 2003)。反应式为: 2Fdred+NADP
++
H+→2Fdox+NADPH。除此之外, 还原态的Fd也可
将电子用于其他反应, 如氮同化、硫同化、脂质
和叶绿素的合成等。与LFNR相比, RFNR负责催
化电子向Fd还原的方向传递(Carrillo和Ceccarelli
2003), 即由NADPH传递给氧化态的Fd。近年来,
植物生理学报1354
图1 LFNR参与不同的电子传递途经
Fig.1 LFNR functions in various electron transfer pathways
参考Mulo (2011)文献并修改。A: LFNR参与光合线性电子传递(实线箭头表示)。水光解产生的电子依次通过光系统II (PSII)、质体
醌库(PQ)、细胞色素b6f复合体(Cyt b6f)、光系统I (PSI)、铁氧还蛋白(Fd)、LFNR, 最后将电子传递给NADP
+, 生成NADPH。NADPH可以
用于碳固定(卡尔文循环)、蛋白质合成、脂质合成、叶绿素合成和抗坏血酸-谷胱甘肽循环等代谢过程。LFNR在叶绿体基质或类囊体
膜上发挥功能。B: LFNR可能参与的环式电子传递(CET)途径(虚线表示)。在Fd依赖的CET中, 电子从Fd传递给PQ、Cyt b6f复合体, 最后
又回到PSI。该途径受到PGR5和PGRL1的调控, 还可能受LFNR或铁氧还蛋白-质体醌氧化还原酶(FQR)的催化。该途径会受到抗霉素A
(antimycin A)的抑制。在NADPH脱氢酶(NDH)复合体依赖的CET途径中, 电子在NDH复合体的作用下将电子从NADPH传递给PQ, 然后传
递给Cyt b6f复合体, 最后回到PSI。
植物中对FNR的研究主要集中在LFNR的蛋白功
能及其表达调控, 如不同类型LFNR的功能及其在
逆境条件下发挥不同的生理功能研究, LFNR的膜
锚定蛋白Tic62和TROL (thylakoid rhodanese-like
protein)的发现等。本文将系统总结植物LFNR在
蛋白结构、功能和调控机制方面的最新研究成果,
同时对该领域存在的问题和前景进行探讨。
1 LFNR的结构
LFNR在植物中广泛存在, 不同物种的LFNR
之间的相似性从40%~97%不等(Arakaki等1997)。
它属于一类亲水性的蛋白, 大小约35 kDa。LFNR
包含2个典型的结构域 : FAD结合结构域(FAD
binding domain)和NADP+结合结构域(NADP+ bind-
ing domain) (图2)。在不同物种之间2个结构域有
着高度的保守性。到目前为止, 已经有很多物种
的LFNR蛋白三维结构得到解析(Correll等1993;
Bruns和Karplus 1995; Deng等1999; Dorowski等
2001; Kurisu等2001; Hermoso等2002; Karplus和
Faber 2004; Peregrina等2009)。它的2个保守的结
构域之间通过一个loop区连接起来, 这段无规则的
loop区在不同物种的LFNR之间有最大的变异性
(Dorowski等2001)。LFNR的N-端主要包含FAD结
合结构域 , 而C-端则主要包含NADP+结合结构
域。FAD结合结构域是由6个反向平行的β-折叠构
成的β-桶, 外加1个α-螺旋的帽子构成; NADP+结合
图2 LFNR的结构
Fig.2 Structure of LFNR
参考Mulo (2011)文献。红色表示FAD结合结构域, 蓝色表示
NADP+结合结构域, 黄色表示Fd, 4个小圆球表示Fd的铁硫聚簇。
杨超等: 高等植物铁氧还蛋白-NADP+氧化还原酶研究进展 1355
结构域是由中心5个平行的β-片层, 外周环绕6个α-
螺旋构成。NADP+结合结构域可以进一步细分为2
个亚结构域(Lee等2007)。C-端亚结构域的构象会
随着叶绿体基质中pH的改变而发生变化。在白天
基质的pH升高导致C-端亚结构域构象改变, 增加
与NADP+的结合能力。因此, 随着周围环境光照的
改变, 植物可以利用这种机制对LFNR的功能适时
调控, 从而调节整个光合作用的进行(Lee等2007)。
已知叶绿体中Fd与LFNR之间是紧密互作的,
在四级结构中 , F d结合在FA D结合结构域和
NADP+结合结构域折成的浅的裂隙之间(De Pasca-
lis等1993) (图2)。Fd与LFNR是通过LFNR的一些
中性氨基酸残基和Fd的酸性氨基酸残基结合在一
起的, 同时还包括范德华力、疏水作用力和氢键
的作用(Medina和Gomez-Moreno 2004)。目前, 根
据连续的静电能计算和对Fd、LFNR的多个定点
氨基酸突变分析结果, Fd-LFNR复合体形成所必需
的氨基酸已经基本鉴定, 尤其在蓝藻中最为清楚
(Aliverti等1994; Gomez-Moreno等1998; Marti-
nez-Julvez等1998a, 1998b, 2001; Medina等1998;
Deng等1999; Medina等2001; Hurley等2002)。核磁
共振(NMR)及定点氨基酸突变的研究证明LFNR
多变的N-端也在Fd-LFNR复合体的形成中起作用
(Maeda等2005)。
2 LFNR基因家族和LFNR基因表达调控
2.1 LFNR基因家族
高等植物中叶绿体定位的LFNR是由一小组
核基因家族编码, 通常编码2~3个同源的LFNR, 同
源性达到80%左右(Green等1991; Morigasaki等
1993; Hanke等2005; Okutani等2005; Gummadova
等2007; Grzyb等2008; Higuchi-Takeuchi等2011)。
到目前为止, 所有研究过的植物中都包含2种性质
不同的LFNR (表1), 一种相对偏酸性, 另一种相对
偏中性(Hanke等2005)。如拟南芥(Arabidopsis
thaliana)和水稻(Oryza sativa)的叶绿体中各自含有
一个偏中性或偏酸性的LFNR, 玉米(Zea mays)的
叶绿体中含有1个偏酸性的和2个偏中性的LFNR。
这些不同的LFNR在一定程度上存在功能冗余, 但
它们又各自具有自己独特的功能特性, 而这种特
性对于植物在复杂多变的环境中对叶绿体的代谢
做出适时的调整是必不可少的。以下将分别对已
经研究较多的双子叶C3植物拟南芥、单子叶C3植
物小麦、水稻和单子叶C4植物玉米的LFNR家族的
特征逐一介绍。拟南芥、小麦、水稻和玉米不同
的LFNR命名和分类参照表1。
2.1.1 拟南芥LFNR基因 拟南芥的叶绿体中有2个
不同的LFNR蛋白, 大小约32 kDa, 分别命名为At-
LFNR1和AtLFNR2, 分别由基因At5g66190和
At1g20020编码(Lintala等2007; Hanke等2008)。在
所有LFNR转录本中LFNR1的mRNA占了68%,
LFNR2的mRNA仅占了32% (Lintala等2009)。2个
LFNR基因都主要在拟南芥的叶片中表达, 而在
茎、花和果荚中仅能检测到少量的mRNA (Hanke
等2005)。叶绿体中的LFNR转录的mRNA和LFNR
都不能在根中检测到(Hanke等2005)。在拟南芥
lfnr突变体中, 不论LFNR1突变, 还是LFNR2突变,
表1 不同物种LFNR的分类和特点
Table 1 Classification and characteristics of LFNR in different species
物种 基因号 基因名称 等电点 分类 参考文献
拟南芥 TAIR: At5g66190 AtLFNR1 5.54 偏酸性 Hanke等2005
TAIR: At1g20020 AtLFNR2 6.19 偏中性
小麦 GenBank: CAD30025 TaLFNRI 5.90~6.20 偏中性 Gummadova等2007
TaLFNR-B Grzyb等2008
GenBank: CAD30024 TaLFNRII 5.30~5.50 偏酸性 Gummadova等2007
TaLFNR-A Grzyb等2008
水稻 TIGR: LOC_Os06g01850 OsLFNR1 5.65 偏酸性 Higuchi-Takeuchi等2011
TIGR: LOC_Os02g01340 OsLFNR2 7.69 偏中性
玉米 GenBank: AB035644 ZmLFNR1 6.76 偏中性 Okutani等2005
GenBank: AB035645 ZmLFNR2 5.50 偏酸性
GenBank: ACF85815 ZmLFNE3 6.10 偏中性

植物生理学报1356
另一个同源的LFNR在转录水平和蛋白水平上都不
会被诱导表达(Lintala等2007, 2009)。因为成熟的
LFNR1的等电点(pI 5.54)要比LFNR2的(pI 6.19)偏
酸性一些, 因此, 可以使用非变性聚丙烯酰胺凝胶
电泳(native-PAGE)将2个蛋白分开(Hanke等2008;
Lintala等2012)。在双向聚丙烯酰胺凝胶电泳
(2D-PAGE)中发现每个LFNR都有2个不同的蛋白
斑点, 表明LFNR可能存在转录后的蛋白修饰(Lin-
tala等2007), 这可能是蛋白N-端加工或者是蛋白磷
酸化修饰(Moolna和Bowsher 2010)。2个LFNR都
定位于叶绿体类囊体膜、叶绿体基质和叶绿体内
膜上(Lintala等2007)。
lfnr1突变体植株矮小, 并且叶片颜色变浅, 叶
绿素含量降低, 叶片呈淡绿色, 捕光色素蛋白复合
体减少(Lintala等2007)。叶绿素荧光动力学参数
的测定结果显示, lfnr1中光系统(photosystem, PS)
I/PSII的活性显著降低, Fv/Fm没有发生明显的变化,
但PSII的激发能与野生型相比显著降低(Lintala等
2007)。在lfnr1突变体中, P700的再还原速率大大
降低, 说明LFNR1在PSI依赖的环式电子传递(cy-
clic electron transport, CET)中起着重要的作用。另
外, lfnr1植株碳固定的能力降低, 但是氮代谢的能
力有所提高(Lintala等2009; Hanke等2008)。由于
LFNR1缺失, 电子在类囊体膜上的传递受阻, Fd处
于更加还原的状态(Hanke等2008)。
lfnr2突变体与lfnr1有相似的一些光合特征,
如较低的叶绿素含量, 类囊体膜上光合蛋白复合
体减少以及碳同化速率降低等(Lintala等2009)。
虽然LFNR1与LFNR2存在一些功能上的冗余, 但
两者的功能也不完全相同。研究发现在正常的生
长条件下, lfnr1和lfnr2有类似的表型, 但当把2种突
变体种植在低温环境中时, lfnr2表现出比lfnr1和野
生型更好的耐低温能力与抗氧化胁迫的能力, 这
与lfnr2突变体中抗坏血酸含量提高、清除活性氧
的酶上调等有着紧密的关联。由此推断 , 与
LFNR1相比, LFNR2对于光合电子再分配到其他
氧化还原反应代谢过程中具有重要的作用(Lintala
等2009)。
在lfnr2突变体中, LFNR1依然在叶绿体基质
和膜上存在, 但在lfnr1突变体中, LFNR2只存在于
叶绿体基质中, 膜组分上的LFNR全部消失, 说明
LFNR2结合到类囊体膜或叶绿体内膜上要通过与
LFNR1形成异源二聚体, LFNR2自己本身不能结
合到膜上(Lintala等2009)。
2.1.2 小麦LFNR基因 根据等电聚焦和SDS-PAGE
的结果, 小麦中有4个不同的LFNR同源蛋白。这
些LFNR可以划分成2个组: LFNRI和LFNRII, 每组
都包括2个不同的LFNR, 2个蛋白之间只是在N-端
存在几个氨基酸的差异 (Gummadova等2007;
Grzyb等2008)。还有研究发现, 在2D-PAGE中发现
了另外的4个LFNR蛋白斑点, 推测这4个蛋白斑点
很可能是磷酸化的LFNR, 因为它们与预测的磷酸
化LFNR等电聚焦的位置是一致的(Moolna和Bow-
sher 2010)。LFNR可变的加工方式或磷酸化修饰
会对其等电点有显著的影响 , 但不会明显改变
LFNR的电泳迁移率。小麦LFNR蛋白N-端的差异
可能会导致LFNR活性、叶绿体内分布以及对不
同Fd亲和力的改变(Gummadova等2007; Moolna和
Bowsher 2010)。
2.1.3 水稻LFNR基因 水稻中也有2个同源的
LFNR, 分别命名为OsLFNR1 (LOC_Os06g01850)
和OsLFNR2 (LOC_Os02g01340), 两者的相似性达
到80%。与拟南芥一致, OsLFNR1 (pI 5.65)的等电
点比OsLFNR2 (pI 7.69)更偏酸性(Higuchi-Takeuchi
等2011)。Higuchi-Takeuchi等人(2011)利用水稻
LFNR1/2超表达的转基因水稻材料初步研究了
LFNR1/2在水稻中的功能。在正常条件下, LFNR1
超表达没有影响水稻光合作用的效率, 但LFNR2超
表达影响了水稻的LET速率和围绕PSI的Fd依赖的
CET速率。LFNR1/2的超表达转基因水稻植株在
土壤中都表现为植株矮小 , 生长严重受抑。但
LFNR1超表达植株在氮源丰富的营养液中, 表型几
乎可以完全恢复, 生长也不会受抑, 表明在LFNR1
超表达植株中, 由Fd至硝酸盐还原酶的电子传递
通路遭到了破坏; 而LFNR2超表达植株在氮源丰
富的培养基中, 表型并没有恢复(Higuchi-Takeuchi
等2011)。总之, 在LFNR1/2超表达植株中, 电子由
Fd至氮同化或NADP+的分配平衡受到影响, 从而
在土壤中产生生长受抑的表型。另外, 2个LFNR基
因的表达具有相互拮抗的现象 , 即当其中一个
LFNR超表达时, 另一个LFNR的表达不管是在转录
水平还是蛋白水平都会受到明显的抑制(Higuchi-
杨超等: 高等植物铁氧还蛋白-NADP+氧化还原酶研究进展 1357
Takeuchi等2011)。
2.1.4 玉米LFNR基因 玉米作为单子叶C4植物, 在
高等植物中具有独特的特征, 表现在其基因组中
含有3个同源的LFNR基因 , 分别命名为ZmLF-
NR1、ZmLFNR2和ZmLFNR3。这3个LFNR之间有
83%~92%的相似性, 并且在叶片中3种LFNR的含
量大致相同(Okutani等2005)。有趣的是, 3个LFNR
具有不同的膜结合特征(Okutani等2005), 表现在
LFNR1特异地定位在类囊体膜上, LFNR3蛋白作
为非膜结合蛋白 , 只存在于叶绿体基质中 , 而
LFNR2蛋白具有双定位, 既与膜结合, 又存在于叶
绿体基质中。与LFNR1和LFNR2相比 , 虽然
LFNR3在介导电子从NADPH到Fd的非光合电子
传递中效率更高, 但关于LFNR3特异存在于溶解
性的基质中发挥怎样的生理功能还不清楚。另外,
额外添加NH4
+或NO3
-离子, 会诱导LFNR3的表达
(Okutani等2005)。玉米作为C4植物包含不同的参
与光合作用的细胞类型(Schuster等1985)。叶肉细
胞主要负责执行LET, 而维管束鞘细胞PSII的活性
很低, 主要负责执行CET。叶肉细胞和维管束鞘细
胞中都存在膜结合的LFNR, 并且LFNR1/LFNR2的
比值在维管束鞘细胞中更高。而非膜结合LFNR
只存在于叶肉细胞中, 并且LFNR2的含量是最丰
富的(Twachtmann等2012)。这种不同细胞中LFNR
的组成、比例和定位的不同, 主要决定了细胞执
行LET还是CET。LFNR蛋白N-端的结构决定了不
同LFNR与膜结合的活性差异及Tic62或TROL (详
见4.4和4.5小节)把LFNR锚定到类囊体膜上的不同
(Twachtmann等2012)。
2.2 LFNR基因表达调控
虽然许多编码叶绿体定位蛋白的基因都会受
到昼夜节律的调控, 但LFNR的表达并不受其调
控。光照可以通过Ca2+和cGMP依赖的光敏色素转
导途径控制LFNR的表达(Neuhaus等1993, 1997;
Oelmuller等1993; Lubberstedt等1994; Pfannschmidt
等2001)。然而, 光质和光合电子传递链的抑制剂
DCMU (二氯苯基二甲脲)和DBMIB (2,5-二溴-3-
甲基-6-异丙基-对苯醌)对菠菜LFNR的转录水平没
有任何影响(Pfannschmidt等2001)。另外, 高浓度
的硝酸盐处理会诱导编码偏中性LFNR的基因表
达, 但编码偏酸性LFNR的基因表达不会受到外源
氮源的影响(Hanke等2005; Gummadova等2007)。
LFNR的前体蛋白是在细胞质基质中合成的,
在前体蛋白的N-端包含一段叶绿体的转导肽, 这
段转导肽可以介导LFNR转运进入叶绿体(New-
man和Gray 1988)。负责转运叶绿体定位蛋白的装
置主要是由2个膜定位的易位子(translocon)组成
的: 位于叶绿体外膜的Toc和位于叶绿体内膜的
Tic。Tic易位子包含7个功能特异的亚基: Tic10、
Tic40、Tic62、Tic55、Tic32、Tic20和Tic22 (Benz
等2009)。人们普遍认为, 叶绿体定位的蛋白转运
进入叶绿体的过程受到氧化还原水平的调节。在
体外利用影响NAD结合或干扰NAD(P)/NAD(P)H
的化合物来检测不同L F N R的转运情况发现 ,
LFNR1主要在NAD(P)/NAD(P)H的比值较高时转
入叶绿体, 而LFNR2的转运不会受到氧化还原水
平的影响(Kuchler等2002)。另外, 玉米中不同的Fd
和LFNR前体蛋白具有不同的转运特点。例如, FdI
前体需要依赖光照转入叶绿体, 而FdIII和LFNR前
体只有在黑暗中才会转入叶绿体(Hirohashi等
2001)。以上这些结果说明, 随日照的改变, 叶绿体
的氧化水平会发生变化, 这种变化很可能控制着
叶绿体定位的许多蛋白转入叶绿体。因为Tic62本
身具有根据叶绿体氧化还原状态变化而在叶绿体
内膜、类囊体膜和基质中穿梭的特性及其本身所
固有的脱氢酶活性, Tic62一直被认为是Tic易位子
复合体的氧化还原感应器。更有趣的是, Tic62可
以与LFNR紧密互作(Kuchler等2002; Balsera等
2007; Stengel等2008; Benz等2009)。Tic62的N-端
包含结合NAD/NADP的结构域, 而暴露在叶绿体
基质中的C-端包含重复的高度保守的LFNR结合
结构域(Kuchler等2002)。目前, 人们普遍认为,
LFNR对叶绿体内膜上Tic62复合体的作用与叶绿
体定位的蛋白转入叶绿体的氧化还原调节有关。
有趣的是, LFNR与Tic62一样, 都表现为在叶绿体
内膜、类囊体膜和基质之间穿梭, 而这种穿梭正
是由叶绿体内的氧化还原水平控制的 , 所以
Tic62-LFNR的互作也很可能是受到叶绿体的氧化
还原状态影响(Stengel等2008)。综上, 通过叶绿体
氧化还原水平的改变来控制叶绿体前体蛋白的转
运是控制叶绿体定位的蛋白表达的重要途径, 也
可以推断出LFNR作为可以感应叶绿体氧化还原
植物生理学报1358
状态改变的感受器, 在叶绿体定位蛋白转运进入
叶绿体的过程中发挥一定的功能 ( K u c h l e r等
2002)。
LFNR转入叶绿体后的第一步就是在叶绿体
基质中的蛋白酶作用下剪去转导肽(Robinson和El-
lis 1984); 随后, 辅酶FAD结合到LFNR上来保持其
活性结构, 与FAD的结合也是LFNR结合到膜上的
前提条件(Onda和Hase 2004); 最后, 对LFNR酶活
性的调节是通过将LFNR锚定到类囊体膜上来实
现的。虽然不管是在基质中还是在类囊体膜上,
LFNR都可以与Fd结合, 并且具有相同的解离常数,
但体外NADP +的光还原实验证明与膜结合的
LFNR具有更高的酶活性(Forti和Bracale 1984)。然
而, 在拟南芥lfnr1突变体中, LFNR完全丧去了与膜
的结合能力, 所有的LFNR (LFNR2)只存在叶绿体
基质中, 但是lfnr1突变体的很多光合作用表现却跟
野生型差不多(Lintala等2007), 因此可以推断, 叶
绿体基质中的LFNR对光合作用的正常进行是至
关重要的, 而LFNR与膜结合与否对其酶活性来说
并不是关键的决定因素。
3 LFNR在叶绿体中的定位
很早以前, 人们就知道LFNR存在于叶绿体基
质中 , 也有的松散或紧密地与类囊体膜结合
(Bohme 1977; Matthijs等1986)。近来, 人们发现
LFNR也可以通过Tic62结合到叶绿体的内膜上
(Kuchler等2002; Balsera等2007; Stengel等2008)。
因此, LFNR定位于叶绿体的内膜、基质和类囊体
膜上。在拟南芥与膜结合的LFNR中, LFNR1更加
丰富(Hanke和Hase 2008), 尤其是在基质类囊体膜
上(Benz等2009)。然而, LFNR2更多积累在叶绿体
基质中(Hanke和Hase 2008)。对LFNR2来说 ,
LFNR1对其结合到膜上是必需的, 因为在lfnr1突
变体中, 所有的LFNR (LFNR2)仅仅在叶绿体基质
中存在(Lintala等2007)。因此, 可以推测在植物体
内LFNR1与LFNR2很可能是以二聚体的形式存在
的。这种可能性也得到了很多实验的证明, 例如
对LFNR的结构分析(Serre等1996; Morales等1999;
Kurisu等2001; Lintala等2007), 还有许多生物化学
研究表明植物体内存在高分子质量的LFNR复合
体形式(Schneeman和Krogmann 1975; Shin和Oshi-
no 1978; Andersen等1992; Shin 2004)。近来人们还
发现了不包含其他蛋白的LFNR的寡聚物(约330
kDa)形式(Grzyb等2008)。
4 LFNR的互作蛋白
LFNR在类囊体膜上与叶绿体基质间的动态
分布受到光照的调控, 光照下类囊体膜上会释放
一部分LFNR到基质中 , 黑暗下基质中的部分
LFNR则又重新结合到膜上。到目前为止, 虽然对
LFNR的定位及其锚定到类囊体膜上的机制已经
有非常多的研究, 但是关于此问题还是存在很大
的争议。早期的研究表明, LFNR结合到类囊体膜
上是通过特殊的LFNR结合蛋白(base protein和
connectein)。还有很多研究表明, LFNR与许多光
合作用的复合体——细胞色素(cytochrome, Cyt)
b6f复合体、PSI和NAD(P)H脱氢酶[NAD(P)H de-
hydrogenase, NDH]复合体互作, 也有研究表明
L F N R与甘油醛 - 3 -磷酸脱氢酶 ( g l y c e r a l d e -
hyde-3-phosphate dehydrogenase, GAPD)互作或
LFNR直接结合到类囊体膜上。最近几年, 人们发
现了2个新的LFNR互作蛋白Tic62和TROL (图3)。
在拟南芥tic62和trol突变体中, FNR在类囊体膜上
的含量都显著降低; BN (blue native)-gel结果显示,
类囊体膜上的LFNR大分子复合体在2个突变体中
都减少。在tic62trol双突变体中, LFNR总量大大降
低, 并且LFNR在类囊体膜上完全消失, 只在叶绿
体基质中可以被检测到(Lintala等2014)。下面对
LFNR可能的互作蛋白逐一介绍。
4.1 Base蛋白和connectein蛋白
最早期的研究表明LFNR通过一种叫做“bind-
ing”或“base”的蛋白结合到类囊体膜上。Base蛋白
大小为16.5~17.5 kDa, 它可以通过三聚体的形式帮
助LFNR结合到类囊体膜上(Vallejos等1984)。Base
蛋白与16.5 kDa的放氧复合体(oxygen-evolving
complex, OEC) PsbQ (like)蛋白有很高的相似性,
Base蛋白定位于类囊体膜的基质侧, 但PsbQ却是
定位在类囊体腔面, 这似乎是相互矛盾的(Soncini
和Vallejos 1989; Pessino等1994)。然而, 有趣的是,
L F N R有时会与O E C共同纯化出来 ( G r z y b等
2008)。另外, 还有研究认为一种叫做“connectein”
的10 kDa热稳定蛋白可以结合2个分子的LFNR
(Shin 2004)。虽然在没有connectein蛋白的情况下,
LFNR依然可以结合到类囊体膜上, 但是研究认为
杨超等: 高等植物铁氧还蛋白-NADP+氧化还原酶研究进展 1359
connectein蛋白对于指引LFNR结合到类囊体膜的
正确位置是必需的, 因为结合到正确的位置有利
于LFNR获得最大的NADP+光还原酶活性。然而
遗憾的是, 关于该蛋白的分子特征至今仍不清楚
(Shin 2004)。
4.2 光合作用复合体
已有研究表明, LFNR可以与Cyt b6f复合体共
同纯化出来(Clark等1984; Zhang等2001)。虽然额
外添加LFNR并不会影响菠菜Cyt b6f复合体的活
性, 但只有在Fd和LFNR共同存在的情况下, Cyt b6
才能够被NADPH还原(Zhang等2001; Yamashita等
2007)。在体外测定质体醌(plastoquinone, PQ)的还
原实验结果表明, LFNR确实可以为PQ的还原提供
电子, 该过程可能通过NDH复合体(即叶绿体呼吸
作用)或Cyt b6f复合体(即Fd/FQR依赖的CET)进行
(Bojko等2003)。关于LFNR-Cyt b6f复合体形式的
作用和重要性依然存在许多矛盾之处(Breyton等
2006)。除Cyt b6f复合体以外, 也有研究证明LFNR
与PSI的一个亚基PsaE存在互作(Andersen等1992),
但是也有一些研究结果并不支持LFNR与PsaE的
互作(Cassan等2005)。
叶绿体中N D H复合体是由多个亚基构成
(Suorsa等2009), 它在叶绿体呼吸作用和围绕PSI的
CET过程中起作用 (Asada等1992; Ravenel等
1994)。与大肠杆菌的NDH复合体不同, 在蓝藻和
高等植物中的NDH复合体都缺少催化亚基, 也没
有编码催化亚基基因, 因此, 有人推测LFNR可能
会与NDH复合体结合后, 起到催化作用来氧化NA-
DPH。确实有研究发现在土豆和大麦中LFNR与
NDH复合体可以结合在一起(Guedeney等1996;
Quiles和Cuello 1998), 同时又有一些研究不支持两
者可以一直紧密地结合在一起 (Benz等2009 ;
Corneille等1998; Sazanov等1998a), 但是依然不能
排除两者存在瞬时和动态的互作(Benz等2009)。
4.3 GAPD
有研究认为LFNR可能与卡尔文循环中的
GAPD互作, LFNR与GAPD是共定位的, 两者既在
叶绿体基质中又在类囊体膜上共定位 (Negi等
2008)。这样的好处可能是在就近的位置为卡尔文
循环的进行保持充足的NADPH供应。
4.4 Tic62
在南芥中Tic62是由单个核基因(At3g18890)
编码的蛋白, 大小62 kDa, 该蛋白有2个结构和功能
不同的功能域(Kuchler等2002; Stengel等2008; Bal-
sera等2009)。Tic62属于叶绿体内膜Tic复合体的
亚基, 因为其本身所固有的脱氢酶活性以及可以
在叶绿体内膜、类囊体膜和叶绿体基质中穿梭,
该蛋白被认为是Tic复合体的氧化还原感应蛋白。
Tic复合体与叶绿体外膜上的Toc复合体共同作用,
负责将核基因编码的前体蛋白穿过双层叶绿体膜,
进入叶绿体(Kuchler等2002; Stengel等2008; Benz
等2009)。Tic62的N-端含有一个NADPH结合位点,
图3 LFNR与Tic62和TROL互作
Fig.3 LFNR interact with Tic62 and TROL
参考Mulo (2011)文献并修改。LFNR定位在叶绿体内膜、基质和类囊体膜上。在黑暗中, LFNR会在Tic62和TROL的作用下锚定到类
囊体膜和内膜上; 在光照下, Tic62-LFNR、TROL-LFNR复合体解聚, 释放部分LFNR到叶绿体基质中。Pre-TROL表示TROL前体蛋白, Pre-
TROL会部分定位在叶绿体内膜上。
植物生理学报1360
属于保守的NADPH依赖的脱氢酶结构, 而C-端含
有4个由30个氨基酸组成的非完全重复序列, 该序
列包含高度保守的KPPSSP基序(Kuchler等2002;
Balsera等2009)。有趣的是, 研究发现Tic62在类囊
体膜上可以形成大小不等的高分子复合体
(250~500 kDa), 并且Tic62与2个LFNR之间是紧密
互作的(Benz等2009) (图3), 两者的互作就是靠
Tic62 C-端保守的重复序列(Kuchler等2002; Bals-
era等2009)。Tic62结合在LFNR催化亚基的背面,
这样就避免了与Fd或NADP+竞争结合位点(Benz
等2009)。采用Blue Native方法研究发现, LFNR-
Tic62复合体不会与PSI、Cyt b6f复合体或NDH复
合体共同迁移(Benz等2009)。拟南芥tic62突变体
中, LFNR蛋白总量大量减少, 类囊体膜上LFNR-
Tic62高分子复合体完全消失, LFNR形成的高分子
复合体仅剩下了190 kDa的LFNR-TROL复合体(详
见4.5小节)。然而tic62突变体中叶绿体基质中的
LFNR含量反而有所增加(Lintala等2014)。研究还
发现 , 不管哪个LFNR突变 , 类囊体膜上LFNR-
Tic62复合体都会消失, 说明LFNR-Tic62复合体必
须包含LFNR1、LFNR2和Tic62 (Benz等2009)。
tic62突变体中LFNR基因的表达和LFNR前体蛋白
转运进入叶绿体都没有受到影响, 因此推测突变
体中LFNR总量的大量降低是由于LFNR在叶绿体
中的穿梭受到影响及稳定降低的缘故(Benz等
2009)。
关于类囊体膜上Tic62-LFNR复合体的功能,
人们一开始认为该复合体在光合电子传递中起重
要作用, 因为有证据表明与膜结合的LFNR酶活性
更高(Forti和Bracale 1984)。然而, 在tic62突变体中
Tic62-LFNR复合体完全消失, 但与野生型相比, 不
管突变体的表型和还是LET或CET速率等光合作
用参数都没有任何改变(Benz等2009)。这说明
LFNR-Tic62复合体并不是在光合作用过程中起作
用, 而是具有其他功能。有趣的是, 虽然LFNR-
Tic62复合体对光合作用不起作用, 但是该复合体
会受到光照的调控。随着光照的增加会导致
LFNR- Tic62复合体的解聚, 在黑暗中该复合体又
会在类囊体膜上积累(图2)。体外实验也证明, 碱
性条件下会导致LFNR与Tic62的解聚(Benz等
2009)。值得注意的是, Tic62与LFNR的结合可以
显著地稳定LFNR的酶活性(Benz等2009), 并且
LFNR的酶活性在酸性环境要比中性环境下低许
多(Lee等2007)。以上这些结果说明Tic62作为
LFNR的互作蛋白, 主要是在不进行光合作用时(如
夜间)保护LFNR的稳定性(Benz等2009)。
4.5 TROL
在拟南芥中, TROL是类囊体膜上特有的蛋白,
由一个单拷贝核基因(At4g01050)编码, 大小66
kDa, 也有少量未加工的蛋白存在于叶绿体的内膜
上(Juric等2009)。TROL与类囊体膜的结合非常紧
密, 在高盐、尿素或高pH条件下都不能将其从类
囊体膜上洗下来(Juric等2009)。TROL主要含有2
个不同的结构单元: 在蛋白中央位置有一个硫氰
酸酶类似的结构域(rhodanese-like domain); C-端含
有一个富含丝氨酸/脯氨酸的FNR结合序列 , 与
Tic62 C-端的LFNR结合序列高度保守。TROL同
样可以与LFNR在类囊体膜上形成大分子复合体
(图3), 但与LFNR-Tic62复合体(250~500 kDa)相比,
LFNR-TROL复合体(190 kDa)要小得多。这或许
是因为Tic62有4个LFNR结合位点, 而TROL只有一
个。体外实验表明TROL与LFNR的结合强度要比
Tic62与LFNR的结合强度大(Juric等2009), 但当把
拟南芥暴露在强光下, LFNR-TROL复合体要比
Tic62-LFNR复合体解聚得更快(Benz等2009)。
在拟南芥trol突变体中, LFNR的总量减少, 类
囊体膜上LFNR-TROL复合体消失(Juric等2009)。
与tic62突变体不同, trol突变体与野生型相比有明
显的表型(Juric等2009)。trol突变体植株比野生型
稍微小一点, 光合色素的组成没有明显变化。然
而, trol突变体的叶绿体偏小, 形态异常, 类囊体结
构有所破损膨胀。叶绿体结构的异常导致了电子
传递的改变, 表现在: 当trol突变体种植在光强较
低的环境中时, PSII驱动的电子传递速率与野生
型相比并无明显差异 ; 但在高光强 ( 5 0 0 ~ 8 0 0
µmol·m-2·s-1)下, 突变体电子传递速率显著低于野
生型, 同时非光化学猝灭(NPQ)显著提高(Juric等
2009)。这说明与野生型相比, 在trol突变体中, 叶
绿素吸收的光能有较少部分参与到电子传递链中,
更多的能量会通过热能的形式(NPQ)散失掉。
近来的研究结果表明, 在拟南芥tic62trol双突
变体中, LFNR蛋白总量大量减少, 类囊体膜上
杨超等: 高等植物铁氧还蛋白-NADP+氧化还原酶研究进展 1361
LFNR全部消失, LFNR仅存在叶绿体基质中(Linta-
la等2014)。有趣的是, tic62trol双突变体与野生型
相比无任何表型, CO2固定能力也无差别, 这进一
步说明类囊体膜上的LFNR对光合作用来说不是
必需的, 叶绿体基质中的LFNR足够满足光合作用
的需要。然而双突变体中NADPH/NADP+的比率
降低, 苹果酸脱氢酶活性下降, 很多叶绿体代谢过
程都受到了影响, 说明叶绿体处于一种更加氧化
的状态(Lintala等2014)。
5 LFNR的功能
5.1 LFNR在CET中的功能
LFNR最重要的功能就是在光合作用LET过
程中起作用, 为卡尔文循环等过程提供还原力NA-
DPH。但除此以外, 研究表明LFNR也在围绕PSI
的CET过程中起作用(图1-B)。CET对植物正常的
生长发育和抵御逆境是非常重要的。在CET过程
中, 电子从PSI经Fd后又传回给Cyt b6f复合体, 同时
伴随产生跨膜质子梯度。CET只能产生ATP, 不能
合成NADPH (Shikanai 2014)。有研究表明, CET产
生的ATP可以为C4植物细胞提高CO2的浓度提供能
量(Rumeau等2007)。拟南芥pgr5crr2-2双突变体中
CET严重缺陷, 其生长发育受到很大影响, 光合作
用被严重破坏(Munekage等2004), 这说明CET对C3
植物的正常生长发育同样具有非常重要的作用。
目前至少有2条CET途径被报道(Shikanai 2014),
LFNR可能都参与其中。
(1) Fd或Fd-质体醌氧化还原酶(ferredoxin-
plastoquinone oxidoreductase, FQR)依赖的CET途
径。在此途径中, 可能在FQR的作用下电子从Fd
传递到PQ, 然后传递给Cyt b6f复合体, 最后重新传
递给PSI, 但是关于FQR的分子特征至今没有明确
报道(Johnson 2005; Shikanai 2007)。另外, 该途径
会受到抗霉素A (antimycin A)抑制(Shikanai
2014)。迄今为止, 在Fd依赖的CET途径中仅发现
了2个调节蛋白PGR5 (Munekage等2002; Takaba-
yashi等2009)和PGRL1 (DalCorso等2008)。在拟南
芥中已经发现PGRL1可以与LFNR、Fd、PsaD和
Cyt b6互作(DalCorso等2008), 这说明在PGR5、
PGRL1和LFNR协调作用下, Cyt b6f确实可以接受
来自PSI的电子。这些蛋白之间的互作可能是瞬时
的, 因为到目前为止还没有发现它们在类囊体膜
上形成的大分子复合体(Breyton等2006; DalCorso
等2008)。然而, 近年来有人从衣藻(Chlamydomo-
nas reinhardtii)中分离到了类囊体膜上的一个超级
大分子复合体 , 它包括PSI、捕光色素复合体
(LHC) I, LHC II、Cyt b6f、LFNR和PGRL1, 其完
全可以形成能够进行CET的复合体, 但是该复合体
中依然没有发现FQR (Iwai等2010)。早期的研究
还发现, LFNR可以贴在Cyt b6f复合体上(Clark等
1984; Dorowski等2001), 这为LFNR氧化Fd从而为
Cyt b6f复合体提供电子提供了可能(Shahak等1981;
Joliot和Joliot 2002; Laisk等2007)。
(2) NDH复合体依赖的CET途径。在此途径
中, LFNR氧化还原状态的Fd, 将电子交给NADP+,
生成NADPH, 然后NADPH可能被类囊体膜上的
NDH复合体氧化, 将电子交给PQ, 最后重新传递给
PSI (Shikanai 2014)。已经报道NDH复合体本身缺
少催化亚基, LFNR可能会结合到NDH复合体上起
到催化亚基的功能(Guedeney等1996; Endo等1998;
Quiles和Cuello 1998; Quiles等2000)。然而也有研
究认为NDH复合体可以直接氧化Fd (Peng等2008,
2009)。与Fd依赖的CET途径不同, 该途径不会受
到抗霉素A的抑制(Shikanai 2014)。因为NDH复合
体在C3植物的类囊体膜上含量很低, 所以关于正常
条件下NDH复合体依赖的CET途径在C3植物中的
生理功能还存在许多争议(Sazanov等1998b; Joet等
2002)。然而在C4植物维管束鞘细胞中, NDH复合
体含量特别丰富, 而与叶肉细胞相比, 维管束鞘细
胞需要更多的ATP供应, 因此丰富的NDH复合体有
利于保证维管束鞘细胞充足的ATP供应(Shikanai
2007; Majeran和van Wijk 2009)。
5.2 LFNR在抵抗氧化胁迫中的功能
在正常条件下, 植物代谢过程中会不断产生
活性氧(reactive oxygen species, ROS)。在环境胁
迫条件下, ROS产生会倍增。叶绿体是植物体内
ROS产生的重要结构, ROS会导致膜脂过氧化, 严
重时会导致植物死亡。在大肠杆菌中, FNR是ROS
清除所必需的(Bianchi等1995; Krapp等2002)。在
甲基紫腈(一种衰老诱导剂)抗性的衣藻中, 与野生
型相比, LFNR的转录水平明显增强。还有研究发
现, 植物LFNR蛋白可以互补大肠杆菌的氧化压力
敏感突变体(Krapp和Carrillo 1995; Krapp等1997)。
植物生理学报1362
小麦受甲基紫腈诱导后, 超氧自由基大量增
加, H2O2含量升高, 但LFNR的转录并不像衣藻那
样升高, 其LFNR转录水平反而是降低的(Palatnik
等1997)。然而, ROS水平的升高, 导致类囊体膜上
LFNR的大量释放, 随之带来的就是NADP+光还原
能力的下降, 这可能有利于维持植物在氧化胁迫
条降下NADP+/NADPH的平衡(Palatnik等1997)。
近来也有研究发现 , 在干旱胁迫条件下 , 会有
LFNR从类囊体膜上释放(Lehtimaki等2010); 在强
光条件下, 类囊体膜上LFNR的复合体解聚合, 释
放到基质中(Benz等2009)。
在lfnr突变体中, 植物叶片变黄, 光合作用受
到破坏, 最终影响了植物正常的生长发育(Lintala
等2007)。虽然lfnr突变体中NADP(H)的总量没有
显著变化, 但是NADPH/NADP+的比值显著下降
(Hajirezaei等2002; Lintala等2012)。这些突变体由
于自身较高的氧化压力和较差的ROS清除能力, 更
容易受到强光氧化损伤(Palatnik等2003; Hanke和
Hase 2008)。叶绿体内ROS的清除和氧化还原平
衡的维持需要NADPH (Asada 1999), 在这些突变
体中NADPH的浓度明显受到了抑制。总之, 很多
研究已经表明, LFNR在植物抵抗氧化胁迫过程中
起到重要作用, 但是关于LFNR在这些过程中所扮
演的角色需要进一步的研究。
6 结论与展望
近年来, 对植物LFNR蛋白的研究结果为深入
研究光合电子传递过程及植物抵抗氧化胁迫提供
了重要信息。目前已知LFNR锚定到类囊体膜上
主要靠2个蛋白: Tic62和TROL。Tic62和TROL都
含有高度保守的LFNR结合序列, 在黑暗中, Tic62
和TROL将LFNR锚定到类囊体膜上。Tic62-LFNR
复合体不在光合作用过程中起作用, 它的主要作
用是在夜间把LFNR锚定到类囊体膜上保护起来;
而TROL-LFNR复合体会影响光合作用。在光照
下, 类囊体膜上的LFNR复合体会解聚, 释放部分
LFNR到叶绿体基质中。叶绿体基质中的LFNR用
于光合作用产生还原力NADPH, NADPH用于碳固
定、氧化还原水平的调节和其他一些合成代谢过
程中。LFNR可能在围绕PSI的CET中扮演重要角
色。在叶绿体的内膜上, LFNR可能会作为叶绿体
氧化还原状态的感应器, 在调控叶绿体定位的前
体蛋白转运进入叶绿体的过程中起作用。
目前, 关于LFNR参与叶绿体代谢过程的很多
细节还不清楚: 叶绿体内膜或基质中是否存在新
的LFNR互作蛋白; FQR是否真实存在, 其分子特
征是什么; 早期报道的类囊体膜上LFNR结合蛋白
base和connectein是否会结合 (或瞬时结合 )到
LFNR-Tic62或LFNR-TROL复合体中; 类囊体膜定
位的LFNR与叶绿体基质定位的LFNR的不同功
能。植物所处的自然环境每时每刻都在发生着变
化, 在特定环境下, LFNR可能会瞬时地结合到其
他类囊体膜上的大分子复合体(例如Cyt b6f)上, 来
满足叶绿体代谢和光合作用的需要, 该问题也值
得深入研究。关于LFNR蛋白结构的动态变化及
各种LFNR复合体的具体功能是现在也是未来进
一步研究的热点问题。
参考文献
Aliverti A, Corrado ME, Zanetti G (1994). Involvement of lysine-88
of spinach ferredoxin-NADP+ reductase in the interaction with
ferredoxin. FEBS Lett, 343: 247~250
Andersen B, Scheller HV, Moller BL (1992). The PSI-E subunit of
photosystem I binds ferredoxin:NADP+ oxidoreductase. FEBS
Lett, 311: 169~173
Arakaki AK, Ceccarelli EA, Carrillo N (1997). Plant-type ferredox-
in-NADP+ reductases: a basal structural framework and a multi-
plicity of functions. FASEB J, 11: 133~140
Asada K (1999). THE WATER-WATER CYCLE IN CHLORO-
PLASTS: scavenging of active oxygens and dissipation of excess
photons. Annu Rev Plant Physiol Plant Mol Biol, 50: 601~639
Asada K, Heber U, Schreiber U (1992). Pool size of electrons that can
be donated to P700+, as determined in intact leaves: donation to
P700+ from stromal components via the intersystem chain. Plant
Cell Physiol, 33: 927~932
Balsera M, Goetze TA, Kovacs-Bogdan E, Schurmann P, Wagner
R, Buchanan BB, Soll J, Bolter B (2009). Characterization of
Tic110, a channel-forming protein at the inner envelope mem-
brane of chloroplasts, unveils a response to Ca2+ and a stromal
regulatory disulfide bridge. J Biol Chem, 284: 2603~2616
Balsera M, Stengel A, Soll J, Bolter B (2007). Tic62: a protein family
from metabolism to protein translocation. BMC Evol Biol, 7: 43
Benz JP, Stengel A, Lintala M, Lee YH, Weber A, Philippar K, Gügel
IL, Kaieda S, Ikegami T, Mulo P et al (2009). Arabidopsis Tic62
and ferredoxin-NADP(H) oxidoreductase form light-regulated
complexes that are integrated into the chloroplast redox poise.
Plant Cell, 21: 3965~3983
Bianchi V, Haggard-Ljungquist E, Pontis E, Reichard P (1995). Inter-
ruption of the ferredoxin (flavodoxin) NADP+ oxidoreductase
gene of Escherichia coli does not affect anaerobic growth but
increases sensitivity to paraquat. J Bacteriol, 177: 4528~4531
杨超等: 高等植物铁氧还蛋白-NADP+氧化还原酶研究进展 1363
Bohme H (1977). On the role of ferredoxin and ferredoxin-NADP+ re-
ductase in cyclic electron transport of spinach chloroplasts. Eur J
Biochem, 72: 283~289
Bojko M, Kruk J, Wieckowski S (2003). Plastoquinones are effective-
ly reduced by ferredoxin:NADP+ oxidoreductase in the presence
of sodium cholate micelles significance for cyclic electron trans-
port and chlororespiration. Phytochemistry, 64: 1055~1060
Breyton C, Nandha B, Johnson GN, Joliot P, Finazzi G (2006). Redox
modulation of cyclic electron flow around photosystem I in C3
plants. Biochemistry, 45: 13465~13475
Bruns CM, Karplus PA (1995). Refined crystal structure of spinach
ferredoxin reductase at 1.7 Å resolution: oxidized, reduced and
2-phospho-5-AMP bound states. J Mol Biol, 247: 125~145
Carrillo N, Ceccarelli EA (2003). Open questions in ferredoxin-NA-
DP+ reductase catalytic mechanism. Eur J Biochem, 270:
1900~1915
Cassan N, Lagoutte B, Setif P (2005). Ferredoxin-NADP+ reduc-
tase. Kinetics of electron transfer, transient intermediates, and
catalytic activities studied by flash-absorption spectroscopy
with isolated photosystem I and ferredoxin. J Biol Chem, 280:
25960~25972
Ceccarelli EA, Arakaki AK, Cortez N, Carrillo N (2004). Functional
plasticity and catalytic efficiency in plant and bacterial ferredox-
in-NADP(H) reductases. Biochim Biophys Acta, 1698: 155~165
Clark RD, Hawkesford MJ, Coughlan SJ, Bennett J, Hind G (1984).
Association of ferredoxin-NADP+ oxidoreductase with the chlo-
roplast cytochrome b-f complex. FEBS Lett, 174: 137~142
Corneille S, Cournac L, Guedeney G, Havaux M, Peltier G (1998).
Reduction of the plastoquinone pool by exogenous NADH and
NADPH in higher plant chloroplasts. Characterization of a NA-
D(P)H-plastoquinone oxidoreductase activity. Biochim Biophys
Acta, 1363: 59~69
Correll CC, Ludwig ML, Bruns CM, Karplus PA (1993). Structural
prototypes for an extended family of flavoprotein reductases:
comparison of phthalate dioxygenase reductase with ferredoxin
reductase and ferredoxin. Protein Sci, 2: 2112~2133
DalCorso G, Pesaresi P, Masiero S, Aseeva E, Schunemann D, Finazzi
G, Joliot P, Barbato R, Leister D (2008). A complex containing
PGRL1 and PGR5 is involved in the switch between linear and
cyclic electron flow in Arabidopsis. Cell, 132: 273~285
De Pascalis AR, Jelesarov I, Ackermann F, Koppenol WH, Hirasawa
M, Knaff DB, Bosshard HR (1993). Binding of ferredoxin to
ferredoxin:NADP+ oxidoreductase: the role of carboxyl groups,
electrostatic surface potential, and molecular dipole moment.
Protein Sci, 2: 1126~1135
Deng Z, Aliverti A, Zanetti G, Arakaki AK, Ottado J, Orellano EG,
Calcaterra NB, Ceccarelli EA, Carrillo N, Karplus PA (1999). A
productive NADP+ binding mode of ferredoxin-NADP+ reduc-
tase revealed by protein engineering and crystallographic stud-
ies. Nat Struct Biol, 6: 847~853
Dorowski A, Hofmann A, Steegborn C, Boicu M, Huber R (2001).
Crystal structure of paprika ferredoxin-NADP+ reductase. Im-
plications for the electron transfer pathway. J Biol Chem, 276:
9253~9263
Endo T, Shikanai T, Sato F, Asada K (1998). NAD(P)H dehydro-
genase-dependent, antimycin A-sensitive electron donation to
plastoquinone in tobacco chloroplasts. Plant Cell Physiol, 39:
1226~1231
Forti G, Bracale M (1984). Ferredoxin-ferredoxin NADP reductase
interaction: catalytic differences between the soluble and thyla-
koid-bound complex. FEBS Lett, 166: 81~84
Gomez-Moreno C, Martinez-Julvez M, Medina M, Hurley JK, Tollin
G (1998). Protein-protein interaction in electron transfer reac-
tions: the ferredoxin/flavodoxin/ferredoxin:NADP+ reductase
system from Anabaena. Biochimie, 80: 837~846
Green LS, Yee BC, Buchanan BB, Kamide K, Sanada Y, Wada K
(1991). Ferredoxin and ferredoxin-NADP reductase from photo-
synthetic and nonphotosynthetic tissues of tomato. Plant Physiol,
96: 1207~1213
Grzyb J, Malec P, Rumak I, Garstka M, Strzalka K (2008). Two iso-
forms of ferredoxin:NADP+ oxidoreductase from wheat leaves:
purification and initial biochemical characterization. Photosynth
Res, 96: 99~112
Guedeney G, Corneille S, Cuine S, Peltier G (1996). Evidence for an
association of ndh B, ndh J gene products and ferredoxin-NADP
reductase as components of a chloroplastic NAD(P)H dehydro-
genase complex. FEBS Lett, 378: 277~280
Gummadova JO, Fletcher GJ, Moolna A, Hanke GT, Hase T, Bowsher
CG (2007). Expression of multiple forms of ferredoxin NADP+
oxidoreductase in wheat leaves. J Exp Bot, 58: 3971~3985
Hajirezaei MR, Peisker M, Tschiersch H, Palatnik JF, Valle EM, Car-
rillo N, Sonnewald U (2002). Small changes in the activity of
chloroplastic NADP+-dependent ferredoxin oxidoreductase lead
to impaired plant growth and restrict photosynthetic activity of
transgenic tobacco plants. Plant J, 29: 281~293
Hanke GT, Endo T, Satoh F, Hase T (2008). Altered photosynthetic
electron channelling into cyclic electron flow and nitrite assimi-
lation in a mutant of ferredoxin:NADP(H) reductase. Plant Cell
Environ, 31: 1017~1028
Hanke GT, Hase T (2008). Variable photosynthetic roles of two leaf-
type ferredoxins in Arabidopsis, as revealed by RNA interfer-
ence. Photochem Photobiol, 84: 1302~1309
Hanke GT, Kurisu G, Kusunoki M, Hase T (2004). Fd:FNR electron
transfer complexes: evolutionary refinement of structural inter-
actions. Photosynth Res, 81: 317~327
Hanke GT, Okutani S, Satomi Y, Takao T, Suzuki A, Hase T (2005).
Multiple iso-proteins of FNR in Arabidopsis: evidence for dif-
ferent contributions to chloroplast function and nitrogen assimi-
lation. Plant Cell Environ, 28: 1146~1157
Hermoso JA, Mayoral T, Faro M, Gomez-Moreno C, Sanz-Apari-
cio J, Medina M (2002). Mechanism of coenzyme recognition
and binding revealed by crystal structure analysis of ferredox-
in-NADP+ reductase complexed with NADP+. J Mol Biol, 319:
1133~1142
Higuchi-Takeuchi M, Ichikawa T, Kondou Y, Matsui K, Hasegawa
Y, Kawashima M, Sonoike K, Mori M, Hirochika H, Matsui M
(2011). Functional analysis of two isoforms of leaf-type ferre-
doxin-NADP+-oxidoreductase in rice using the heterologous
植物生理学报1364
expression system of Arabidopsis. Plant Physiol, 157: 96~108
Hirohashi T, Hase T, Nakai M (2001). Maize non-photosynthetic
ferredoxin precursor is mis-sorted to the intermembrane space
of chloroplasts in the presence of light. Plant Physiol, 125:
2154~2163
Hurley JK, Morales R, Martinez-Julvez M, Brodie TB, Medina M,
Gomez-Moreno C, Tollin G (2002). Structure-function relation-
ships in Anabaena ferredoxin/ferredoxin:NADP+ reductase elec-
tron transfer: insights from site-directed mutagenesis, transient
absorption spectroscopy and X-ray crystallography. Biochim
Biophys Acta, 1554: 5~21
Iwai M, Takizawa K, Tokutsu R, Okamuro A, Takahashi Y, Minagawa
J (2010). Isolation of the elusive supercomplex that drives cyclic
electron flow in photosynthesis. Nature, 464: 1210~1213
Joet T, Cournac L, Peltier G, Havaux M (2002). Cyclic electron flow
around photosystem I in C3 plants. In vivo control by the redox
state of chloroplasts and involvement of the NADH-dehydroge-
nase complex. Plant Physiol, 128: 760~769
Johnson GN (2005). Cyclic electron transport in C3 plants: fact or ar-
tefact? J Exp Bot, 56: 407~416
Joliot P, Joliot A (2002). Cyclic electron transfer in plant leaf. Proc
Natl Acad Sci USA, 99: 10209~10214
Juric S, Hazler-Pilepic K, Tomasic A, Lepdus H, Jelicic B, Puthi-
yaveetil S, Bionda T, Vojta L, Allen J, Schleiff E et al (2009).
Tethering of ferredoxin:NADP plus oxidoreductase to thylakoid
membranes is mediated by novel chloroplast protein TROL.
Plant J, 60: 783~794
Karplus PA, Faber HR (2004). Structural aspects of plant ferredox-
in:NADP+ oxidoreductases. Photosynth Res, 81: 303~315
Krapp AR, Carrillo N (1995). Functional complementation of the
mvrA mutation of Escherichia coli by plant ferredoxin-NADP+
oxidoreductase. Arch Biochem Biophys, 317: 215~221
Krapp AR, Rodriguez RE, Poli HO, Paladini DH, Palatnik JF, Carrillo
N (2002). The flavoenzyme ferredoxin (flavodoxin)-NADP(H)
reductase modulates NADP(H) homeostasis during the soxRS
response of Escherichia coli. J Bacteriol, 184: 1474~1480
Krapp AR, Tognetti VB, Carrillo N, Acevedo A (1997). The role
of ferredoxin-NADP+ reductase in the concerted cell defense
against oxidative damage—studies using Escherichia coli mu-
tants and cloned plant genes. Eur J Biochem, 249: 556~563
Kuchler M, Decker S, Hormann F, Soll J, Heins L (2002). Protein im-
port into chloroplasts involves redox-regulated proteins. EMBO
J, 21: 6136~6145
Kurisu G, Kusunoki M, Katoh E, Yamazaki T, Teshima K, Onda Y,
Kimata-Ariga Y, Hase T (2001). Structure of the electron transfer
complex between ferredoxin and ferredoxin-NADP+ reductase.
Nat Struct Biol, 8: 117~121
Laisk A, Eichelmann H, Oja V, Talts E, Scheibe R (2007). Rates and
roles of cyclic and alternative electron flow in potato leaves.
Plant Cell Physiol, 48: 1575~1588
Lee YH, Tamura K, Maeda M, Hoshino M, Sakurai K, Takahashi S,
Ikegami T, Hase T, Goto Y (2007). Cores and pH-dependent
dynamics of ferredoxin-NADP+ reductase revealed by hydrogen/
deuterium exchange. J Biol Chem, 282: 5959~5967
Lehtimaki N, Lintala M, Allahverdiyeva Y, Aro EM, Mulo P (2010).
Drought stress-induced upregulation of components involved in
ferredoxin-dependent cyclic electron transfer. J Plant Physiol,
167: 1018~1022
Lintala M, Allahverdiyeva Y, Kangasjarvi S, Lehtimaki N, Keranen
M, Rintamaki E, Aro EM, Mulo P (2009). Comparative analysis
of leaf-type ferredoxin-NADP oxidoreductase isoforms in Arabi-
dopsis thaliana. Plant J, 57: 1103~1115
Lintala M, Allahverdiyeva Y, Kidron H, Piippo M, Battchikova N,
Suorsa M, Rintamaki E, Salminen TA, Aro EM, Mulo P (2007).
Structural and functional characterization of ferredoxin-NAD-
P+-oxidoreductase using knock-out mutants of Arabidopsis. Plant
J, 49: 1041~1052
Lintala M, Lehtimaki N, Benz JP, Jungfer A, Soll J, Aro EM, Bolter
B, Mulo P (2012). Depletion of leaf-type ferredoxin-NADP+
oxidoreductase results in the permanent induction of photopro-
tective mechanisms in Arabidopsis chloroplasts. Plant J, 70:
809~817
Lintala M, Schuck N, Thormahlen I, Jungfer A, Weber KL, Weber AP,
Geigenberger P, Soll J, Bolter B, Mulo P (2014). Arabidopsis
tic62 trol mutant lacking thylakoid-bound ferredoxin-NADP+
oxidoreductase shows distinct metabolic phenotype. Mol Plant, 7:
45~57
Lubberstedt T, Bolle CE, Sopory S, Flieger K, Herrmann RG,
Oelmuller R (1994). Promoters from genes for plastid proteins
possess regions with different sensitivities toward red and blue
light. Plant Physiol, 104: 997~1006
Maeda M, Lee YH, Ikegami T, Tamura K, Hoshino M, Yamazaki T,
Nakayama M, Hase T, Goto Y (2005). Identification of the N-
and C-terminal substrate binding segments of ferredoxin-NADP+
reductase by NMR. Biochemistry, 44: 10644~10653
Majeran W, van Wijk KJ (2009). Cell-type-specific differentiation of
chloroplasts in C4 plants. Trends Plant Sci, 14: 100~109
Martinez-Julvez M, Hermoso J, Hurley JK, Mayoral T, Sanz-Apari-
cio J, Tollin G, Gomez-Moreno C, Medina M (1998a). Role of
Arg100 and Arg264 from Anabaena PCC 7119 ferredoxin-NA-
DP+ reductase for optimal NADP+ binding and electron transfer.
Biochemistry, 37: 17680~17691
Martinez-Julvez M, Medina M, Hurley JK, Hafezi R, Brodie TB,
Tollin G, Gomez-Moreno C (1998b). Lys75 of Anabaena ferre-
doxin-NADP+ reductase is a critical residue for binding ferre-
doxin and flavodoxin during electron transfer. Biochemistry, 37:
13604~13613
Martinez-Julvez M, Nogues I, Faro M (2001). Role of a cluster of
hydrophobic residues near the FAD cofactor in Anabaena PCC
7119 ferredoxin-NADP+ reductase for optimal complex for-
mation and electron transfer to ferredoxin. J Biol Chem, 276:
27498~27510
Matthijs HC, Coughlan SJ, Hind G (1986). Removal of ferredox-
in:NADP+ oxidoreductase from thylakoid membranes, rebinding
to depleted membranes, and identification of the binding site. J
Biol Chem, 261: 12154~12158
Medina M, Gomez-Moreno C (2004). Interaction of Ferredoxin-NA-
DP+ reductase with its substrates: optimal interaction for efficient
杨超等: 高等植物铁氧还蛋白-NADP+氧化还原酶研究进展 1365
electron transfer. Photosynth Res, 79: 113~131
Medina M, Luquita A, Tejero J, Hermoso J, Mayoral T, Sanz-Aparicio
J, Grever K, Gomez-Moreno C (2001). Probing the determinants
of coenzyme specificity in ferredoxin-NADP+ reductase by
site-directed mutagenesis. J Biol Chem, 276: 11902~11912
Medina M, Martinez-Julvez M, Hurley JK, Tollin G, Gomez-More-
no C (1998). Involvement of glutamic acid 301 in the catalytic
mechanism of ferredoxin-NADP+ reductase from Anabaena PCC
7119. Biochemistry, 37: 2715~2728
Moolna A, Bowsher CG (2010). The physiological importance of pho-
tosynthetic ferredoxin NADP+ oxidoreductase (FNR) isoforms in
wheat. J Exp Bot, 61: 2669~2681
Morales R, Charon MH, Hudry-Clergeon G, Petillot Y, Norager S,
Medina M, Frey M (1999). Refined X-ray structures of the ox-
idized, at 1.3 Å, and reduced, at 1.17 Å, [2Fe–2S] ferredoxin
from the cyanobacterium Anabaena PCC7119 show redox-linked
conformational changes. Biochemistry, 38: 15764~15773
Morigasaki S, Jin T, Wada K (1993). Comparative studies on ferre-
doxin-NADP+ oxidoreductase isoenzymes derived from different
organs by antibodies specific for the radish root- and leaf-en-
zymes. Plant Physiol, 103: 435~440
Mulo P (2011). Chloroplast-targeted ferredoxin-NADP+ oxidoreduc-
tase (FNR): structure, function and location. Biochim Biophys
Acta, 1807: 927~934
Munekage Y, Hashimoto M, Miyake C, Tomizawa K, Endo T, Tasaka
M, Shikanai T (2004). Cyclic electron flow around photosystem
I is essential for photosynthesis. Nature, 429: 579~582
Munekage Y, Hojo M, Meurer J, Endo T, Tasaka M, Shikanai T (2002).
PGR5 is involved in cyclic electron flow around photosystem
I and is essential for photoprotection in Arabidopsis. Cell, 110:
361~371
Negi SS, Carol AA, Pandya S, Braun W, Anderson LE (2008). Co-lo-
calization of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase with
ferredoxin-NADP reductase in pea leaf chloroplasts. J Struct
Biol, 161: 18~30
Neuhaus G, Bowler C, Hiratsuka K, Yamagata H, Chua NH (1997).
Phytochrome-regulated repression of gene expression requires
calcium and cGMP. EMBO J, 16: 2554~2564
Neuhaus G, Bowler C, Kern R, Chua NH (1993). Calcium/calmod-
ulin-dependent and -independent phytochrome signal transduc-
tion pathways. Cell, 73: 937~952
Newman BJ, Gray JC (1988). Characterisation of a full-length cDNA
clone for pea ferredoxin-NADP+ reductase. Plant Mol Biol, 10:
511~520
Oelmuller R, Bolle C, Tyagi AK, Niekrawietz N, Breit S, Herrmann
RG (1993). Characterization of the promoter from the single-co-
py gene encoding ferredoxin-NADP+-oxidoreductase from spin-
ach. Mol Gen Genet, 237: 261~272
Okutani S, Hanke GT, Satomi Y, Takao T, Kurisu G, Suzuki A, Hase
T (2005). Three maize leaf ferredoxin:NADPH oxidoreductases
vary in subchloroplast location, expression, and interaction with
ferredoxin. Plant Physiol, 139: 1451~1459
Onda Y, Hase T (2004). FAD assembly and thylakoid membrane bind-
ing of ferredoxin:NADP+ oxidoreductase in chloroplasts. FEBS
Lett, 564: 116~120
Palatnik JF, Tognetti VB, Poli HO, Rodriguez RE, Blanco N, Gattuso
M, Hajirezaei MR, Sonnewald U, Valle EM, Carrillo N (2003).
Transgenic tobacco plants expressing antisense ferredoxin-NA-
DP(H) reductase transcripts display increased susceptibility to
photo-oxidative damage. Plant J, 35: 332~341
Palatnik JF, Valle EM, Carrillo N (1997). Oxidative stress causes
ferredoxin NADP+ reductase solubilization from the thylakoid
membranes in methyl viologen treated plants. Plant Physiol, 115:
1721~1727
Peng LW, Fukao Y, Fujiwara M, Takami T, Shikanai T (2009). Effi-
cient operation of NAD(P)H dehydrogenase requires supercom-
plex formation with photosystem I via minor LHCI in Arabidop-
sis. Plant Cell, 21: 3623~3640
Peng LW, Shimizu H, Shikanai T (2008). The chloroplast NAD(P)H
dehydrogenase complex interacts with photosystem I in Arabi-
dopsis. J Biol Chem, 283: 34873~34879
Peregrina JR, Herguedas B, Hermoso JA, Martinez-Julvez M, Medina
M (2009). Protein motifs involved in coenzyme interaction and
enzymatic efficiency in Anabaena ferredoxin-NADP+ reductase.
Biochemistry, 48: 3109~3119
Pessino S, Caelles C, Puigdomenech P, Vallejos RH (1994). Struc-
ture and characterization of the gene encoding the ferredox-
in-NADP reductase-binding protein from Zea mays L. Gene,
147: 205~208
Pfannschmidt T, Schutze K, Brost M, Oelmuller R (2001). A novel
mechanism of nuclear photosynthesis gene regulation by redox
signals from the chloroplast during photosystem stoichiometry
adjustment. J Biol Chem, 276: 36125~36130
Quiles MJ, Cuello J (1998). Association of ferredoxin-NADP oxidore-
ductase with the chloroplastic pyridine nucleotide dehydrogenase
complex in barley leaves. Plant Physiol, 117: 235~244
Quiles MJ, Garcia A, Cuello J (2000). Separation by blue-native
PAGE and identification of the whole NAD(P)H dehydrogenase
complex from barley stroma thylakoids. Plant Physiol Biochem,
38: 225~232
Ravenel J, Peltier G, Havaux M (1994). The cyclic electron pathways
around photosystem I in Chlamydomonas reinhardtii as deter-
mined in vivo by photoacoustic measurements of energy storage.
Planta, 193: 251~259
Robinson C, Ellis RJ (1984). Transport of proteins into chloroplasts.
Partial purification of a chloroplast protease involved in the
processing of important precursor polypeptides. Eur J Biochem,
142: 337~342
Rumeau D, Peltier G, Cournac L (2007). Chlororespiration and cyclic
electron flow around PSI during photosynthesis and plant stress
response. Plant Cell Environ, 30: 1041~1051
Sazanov LA, Burrows PA, Nixon PJ (1998a). The chloroplast NDH
complex mediates the dark reduction of the plastoquinone pool
in response to heat stress in tobacco leaves. FEBS Lett, 429:
115~118
Sazanov LA, Burrows PA, Nixon PJ (1998b). The plastid ndh genes
code for an NADH-specific dehydrogenase: isolation of a com-
plex I analogue from pea thylakoid membranes. Proc Natl Acad
植物生理学报1366
Sci USA, 95: 1319~1324
Schneeman R, Krogmann DW (1975). Polycation interactions with
spinach ferredoxin-nicotinamide adenine dinucleotide phosphate
reductase. J Biol Chem, 250: 4965~4971
Schuster G, Ohad I, Martineau B, Taylor WC (1985). Differentiation
and development of bundle sheath and mesophyll thylakoids
in maize. Thylakoid polypeptide composition, phosphoryla-
tion, and organization of photosystem II. J Biol Chem, 260:
11866~11873
Serre L, Vellieux FM, Medina M, Gomez-Moreno C, Fontecilla-
Camps JC, Frey M (1996). X-ray structure of the ferredox-
in:NADP+ reductase from the cyanobacterium Anabaena PCC
7119 at 1.8 Å resolution, and crystallographic studies of NADP+
binding at 2.25 Å resolution. J Mol Biol, 263: 20~39
Shahak Y, Crowther D, Hind G (1981). The involvement of ferredox-
in-NADP+ reductase in cyclic electron-transport in chloroplasts.
Biochim Biophys Acta, 636: 234~243
Shikanai T (2007). Cyclic electron transport around photosystem I:
genetic approaches. Annu Rev Plant Biol, 58: 199~217
Shikanai T (2014). Central role of cyclic electron transport around
photosystem I in the regulation of photosynthesis. Curr Opin
Biotechnol, 26: 25~30
Shin M (2004). How is ferredoxin-NADP reductase involved in the NADP
photoreduction of chloroplasts? Photosynth Res, 80: 307~313
Shin M, Arnon DI (1965). Enzymic mechanisms of pyridine nucleo-
tide reduction in chloroplasts. J Biol Chem, 240: 1405~1411
Shin M, Oshino R (1978). Ferredoxin-sepharose 4B as a tool for the
purification of ferredoxin-NADP+ reductase. J Biochem, 83:
357~361
Soncini FC, Vallejos RH (1989). The chloroplast reductase-binding
protein is identical to the 16.5-kDa polypeptide described as a
component of the oxygen-evolving complex. J Biol Chem, 264:
21112~21115
Stengel A, Benz P, Balsera M, Soll J, Bolter B (2008). TIC62 re-
dox-regulated translocon composition and dynamics. J Biol
Chem, 283: 6656~6667
Suorsa M, Sirpio S, Aro EM (2009). Towards characterization of the
chloroplast NAD(P)H dehydrogenase complex. Mol Plant, 2:
1127~1140
Takabayashi A, Ishikawa N, Obayashi T, Ishida S, Obokata J, Endo T,
Sato F (2009). Three novel subunits of Arabidopsis chloroplastic
NAD(P)H dehydrogenase identified by bioinformatic and re-
verse genetic approaches. Plant J, 57: 207~219
Twachtmann M, Altmann B, Muraki N, Voss I, Okutani S, Kurisu G,
Hase T, Hanke GT (2012). N-terminal structure of maize ferre-
doxin:NADP+ reductase determines recruitment into different
thylakoid membrane complexes. Plant Cell, 24: 2979~2991
Vallejos RH, Ceccarelli E, Chan R (1984). Evidence for the existence
of a thylakoid intrinsic protein that binds ferredoxin-NADP+ ox-
idoreductase. J Biol Chem, 259: 8048~8051
Yamashita E, Zhang H, Cramer WA (2007). Structure of the cyto-
chrome b6f complex: quinone analogue inhibitors as ligands of
heme cn. J Mol Biol, 370: 39~52
Zhang HM, Whitelegge JP, Cramer WA (2001). Ferredoxin:NADP+
oxidoreductase is a subunit of the chloroplast cytochrome b6f
complex. J Biol Chem, 276: 38159~38165