全 文 ：植物生理学报 Plant Physiology Journal 2014, 50 (9): 1293~1304　　doi: 10.13592/j.cnki.ppj.2014.1014 1293
收稿 2014-07-04　　修定 2014-08-21
资助 德国国家自然科学基金DFG (MI1392/1-1)、NSFC
(31470383)和福建省“百人计划”科研经费。
* 共同第一作者。
** 通讯作者(E-mail: ymiao2013@hotmail.com; Tel: 0591-
86392987 )。
植物衰老过程中的表观遗传学调控
黄冬梅*, 任育军*, 缪颖**
福建农林大学生命科学学院分子细胞和系统生物学中心, 福州350002
摘要: 植物衰老是由内外环境因子共同调节的, 发生在细胞、组织、器官和个体等多个层面上的衰退和死亡过程, 涉及基
因表达、蛋白翻译和修饰水平变化以及多种细胞结构和代谢途径的变化, 并与激素和生物/非生物胁迫的应答等过程形成
复杂的调控网络。近年的研究表明, 表观遗传修饰参与了对植物衰老过程的调节, 是除经典遗传学以研究基因序列影响生
物学功能之外在非核酸序列改变的情况下导致可遗传的基因表达变化的机制。本文综述了植物衰老过程中表观遗传调控
的机理, 包括染色质构象变化、DNA甲基化、组蛋白修饰、ATP依赖的重构因子和非编码RNA介导的调控等, 并对这一领
域今后的发展方向进行了展望。
关键词: 植物衰老; 表观遗传修饰; 染色质重构; 组蛋白修饰; 基因表达
Epigenetic Regulation in Plant Senescence
HUANG Dong-Mei*, REN Yu-Jun*, MIAO Ying**
The Center for Molecular Cell and Systems Biology, College of Life Sciences, Fujian Agriculture & Forestry University, Fuzhou
350002, China
Abstract: Plant senescence is a recession and death procedure that happens in cells, tissues, organs or individuals.
This process is affected by various internal and external environmental factors, resulting in the changes of gene
expression, protein translation and modification, and cell structure as well many metabolic pathways. Senes-
cence is related to the expression of many regulatory genes, which form a complex network with other signal
pathways induced by plant hormone, biotic or abiotic stresses. Current increasing evidences indicate the plant
senescence is controlled by epigenetic regulation, which shows a new important regulatory way besides the
classic genetic regulation mechanism. In this review, we summarized the research progress of epigenetic control
of senescence in plant, including the change of chromatin remodeling, DNA methylation, histone modification,
the ATP dependent factors-mediated chromatin reconstruction and non-coding RNA mediated regulation. The
future research trends in this area were also prospected.
Key words: plant senescence; epigenetic regulation; chromatin remodeling; histone modification; gene expression
衰老是植物生长发育的最后一个阶段, 被定
义为在细胞、组织、器官和生物体水平上随着年
龄不断退化衰败并最终走向死亡的过程(Lim等
2007a)。衰老能够提高植物对生态环境的适应, 有
利于植物的生存和延续, 但作物早衰也限制了农
作物的产量及花卉瓜果等的观赏和保存。衰老研
究不仅有利于探索植物发育过程的机制, 也有利
于提高农作物的经济效益。
叶片衰老是植物衰老研究中的主要内容, 在
叶片衰老过程中基因表达、细胞的结构和物质代
谢等都发生一系列有序的变化, 呈现一种细胞程
序性死亡的现象(Guo等2005)。叶片衰老主要受植
物的发育机制调控, 但同时也受内外环境因素的
影响。诱导叶片衰老的内外因素主要包括植物的
年龄(单年生植物是整株年龄, 多年生植物是叶片
年龄)、生殖发育的启动、激素水平以及各种外界
的胁迫因子如极端温度、干旱、水涝、营养缺乏
以及致病菌侵染等(Lim等2007a)。模式植物拟南
芥在植株衰老、环境胁迫、激素应答和生长阶段
转化(如营养生长转化为生殖生长、器官分化等)
等过程中许多基因的表达发生改变(Guo等2004;
Breeze等2011), 其中有些基因的表达同时在衰老
植物生理学报1294
调控、胁迫应答和激素响应等过程中被检测到,
表明这些基因在转录水平上可能同时参与了多种
过程的调节。已有证据表明植物转录因子NAC
家族、WRKY家族、C2H2型锌指蛋白家族、
APETALA2 (AP2)/ethylene-responsive-element-
binding protein (EREBP)家族和MYB家族等参与了
植物衰老过程中对下游目标基因的调控(Yamasaki
等2013)。而AP2/EREBP的ethylene-responsive-ele-
ment-binding factors (ERF)亚家族、NAC和WRKY
转录因子家族等也被证实参与了植物的防御和胁
迫应答反应(Singh 2002)。这就表明叶片衰老的调
控与其他信号调控途径如开花调控、胁迫应答和
激素响应调控途径等之间在转录水平的调节上存
在直接或间接的相互联系, 形成了复杂的调控网
络。植物衰老除了受转录水平的调控, 近年越来
越多的证据表明它和别的发育过程以及环境信号
调控途径一样也受到表观遗传修饰的调控。
表观遗传修饰是一种在核酸序列不发生改变
的前提下通过对DNA、RNA和组蛋白进行修饰从
而调控基因表达的机制, 是区别于经典遗传学以
研究基因序列影响生物学功能之外在非核酸序列
改变的情况下引起可遗传的基因表达变化的机
制。已有很多的研究表明表观遗传修饰在哺乳动
物及植物生长发育的整个过程中发挥作用(Feng等
2010)。在生物体发育的过程中, 表观遗传修饰能
够建立稳定的基因表达模式, 确保生物体的正确
分化。在生物体受到刺激后很长一段时间内, 表
观遗传修饰能够影响其对刺激的响应 , 甚至能
够将这种响应传递给后代, 从而有利于生物体适
应周围环境的变化(Aoyama等2014; DUrso和
Brickner 2014)。Ay等(2009)发现过量表达一种编
码SU(VAR)3-9 (KMTase1)组蛋白甲基转移酶的基
因SUVH2的转基因植株衰老延迟, 与早期衰老相
关的转录调控因子WRKY53基因的组蛋白甲基化
水平发生变化, WRKY53和其他衰老相关基因的表
达下降。实验证实, SUVH2甲基转移酶与组蛋白
H3K9、H3K27和H4K20位点异染色质甲基化信号
的形成有关, SUVH2过表达会增加异染色质的形
成(Naumann等2005)。这些结果表明, 改变表观遗
传调控因子的表达能够调控与衰老相关基因的活
性从而调控植物衰老的进程。染色质三维构象上
的改变是表观遗传机制调控基因表达的基础, 因
此研究染色质构象的重塑机制是揭示表观遗传学
调控的重要途径。影响染色质重塑的机制主要包
括DNA甲基化、组蛋白翻译后修饰、依赖ATP的
染色质重塑因子和非编码的RNA (non-coding
RNAs, nsRNAs)等(Fisher和Franklin 2011; He 2012),
这些与染色质构象相关的各类因子的细小改变都
对植物的生长发育、环境适应以及衰老等过程有
着非常重要的影响, 并且与其他多种调控因子相
互联系形成复杂的调控网络。以下本文就表观遗
传调控在植物衰老及相关过程中的作用机制进行
综述 , 主要涉及染色质构象的变化、DNA甲基
化、组蛋白翻译后修饰、依赖ATP的染色质重塑
因子以及非编码RNA介导的基因表达调控等。
1 染色质构象变化
随着显微技术的发展和实验方法的不断改进,
我们可以形象地观察到在植物发育和衰老过程中
染色质构象的变化。Ay等(2009)通过免疫组化分
析发现, 在叶片衰老过程中不同时期的染色质全
局结构发生改变。随着叶片衰老的发生, 染色质
中心发生解旋, 常染色质发生降解并呈现斑点化
的分布, 核仁最终消失。180 bp核重复序列的荧光
原位杂交分析(fluorescence in situ hybridization,
FISH)也显示了相似的结果, 证实在叶片衰老过程
中染色质结构发生改变, 因此通过调控染色质结
构可能引起叶片衰老进程的改变。Solis等(2014)
利用甲苯胺蓝染色、反义RNA免疫荧光和DAPI染
色法观察欧洲油菜及烟草绒毡层细胞中的细胞
核、核仁及染色质结构的变化, 发现在绒毡层程
序性细胞死亡(programmed cell death, PCD)过程中
染色质浓缩, 形成不规则的大染色质团, 细胞核紧
实并出现小裂片, 核仁出现片段化。同时绒毡层
超微结构分析发现染色质程序性浓缩, 异染色质
占主要成分, 细胞核内陷形成狭长的形状, 染色质
间区的RNP结构浓缩并从染色质区隔离, 核仁片段
化形成几个部分。这些研究都说明, 在植物衰老
过程中染色质构象的变化是一个动态的过程。但
是出现于衰老早期的核仁及近着丝粒区染色质的
解凝是伴随着衰老发生的一种现象, 还是开启衰
老发生的开关？这个问题目前还没有准确的答案,
染色质重构因子突变体的分析是对这一问题进行
黄冬梅等: 植物衰老过程中的表观遗传学调控 1295
探究的重要途径。Lim等(2007b)通过激活标签插
入突变体库筛选到编码AT-环DNA结合序列(AT-
hook DNA-binding motif)蛋白基因ORE7/ESC的激
活突变体ore7-1D。在动物和酵母中, AT-环序列蛋
白对生长和发育具有重要作用并能够通过调控染
色质的构象来调节基因的转录(Reeves和Becker-
bauer 2001)。通过表型观察、光系统II的效率测定
和叶绿素含量的分析证实ore7-1D的叶片衰老延
迟, 延迟时间约是野生型的2倍。通过组蛋白H2B-
GFP标记的染色质空间分布模式的观察, 发现ore7-
1D/ORE7杂合植株的染色质分布呈网状且核体荧
光标记很强, 但野生型的细胞内荧光分布均匀且
几乎观察不到强荧光标记的核体, 说明ORE7/ESC
基因过表达影响了组蛋白H2B在细胞核染色质中
的空间分布, 证实ORE7/ESC可调控染色质的结
构。Ay等(2009)发现伴随着衰老的发生, 野生型拟
南芥的异染色质发生解凝, 核仁消失, 而在甲基化
转移酶编码基因SUVH2过表达的转基因植株中异
染色质的解凝被抑制, 且核仁不会消失。SUVH2
的过表达导致异染色质的异位, 并抑制染色质全
局构象发生与衰老相关的变化。通过表型分析和
光系统II的效率测定发现SUVH2过表达植株的叶
片衰老延迟, ChIP-PCR实验发现与野生型相比, 突
变体中衰老正向调控子WRKY53基因启动子区域
的H3K27me2和H3K27me3水平升高, WRKY53的转
录被抑制。qRT-PCR分析发现超表达植株中
WRKY53和衰老相关基因(SAGs)的表达下调。以
上结果说明染色质构象变化的调控在植物衰老的
过程中确实发挥作用, 是衰老的表观遗传调控机
制中重要的组成部分。
2 DNA甲基化
植物中的DNA甲基化主要发生在基因组的
CG、CHG和CHH (H=C/T/A)三个位置。基因的启
动子区和编码区的DNA甲基化和去甲基化过程能
够调控植物体内基因的表达, 而重复序列和转座
元件的DNA甲基化则有利于维持基因的稳定
(Zhang等2010)。因此, DNA的甲基化在生物体内
具有重要的作用。Fraga等(2002)在年轻及成熟辐
射松的分生组织部位发现DNA甲基化的程度有很
大不同, 但在其它组织中DNA甲基化的程度则没
有太大差异, 说明DNA甲基化在植物个体内某些
细胞的成熟和老化过程中具有调控作用。但目前
在植物衰老过程中的作用报道的还不多。虽然目
前没有太多的证据说明DNA甲基化直接参与调控
植物的衰老过程 , 而且我们早期检测拟南芥中
WRKY53基因启动子区在叶片衰老过程中的DNA
甲基化水平的变化也未发现明显的差别(Zentgraf
等2010), 但由于DNA甲基化涉及转座元件的调控,
而在拟南芥的衰老过程中一些转座元件被释放,
可能是因为这些转座元件的DNA甲基化状态发生
了改变(Tsuchiya和Eulgem 2013; Cui和Chao 2014)。
转座元件是植物(尤其是农作物)基因组的重要组
成部分。由于它们具有突变潜在性, 植物在进化
过程中发展出多种表观遗传调控机制来阻止转座
的发生(Bennetzen和Wang 2014)。其中一个就是由
非编码RNA指导的DNA甲基化修饰的过程, 它通
过非编码的RNA指导DNA的甲基化来抑制转座的
活性(Ito 2012)。Ay等(2014)测定了70多个在衰老
过程中与DNA甲基化相关的基因的转录模式, 发
现其中有16个基因的转录在衰老过程中发生很大
的改变, 推测当细胞达到衰老状态时, 由ncRNAs和
异染色质化调控的逆转录转座子的转录抑制机制
被破坏, 逆转录转座子发生转座和转录。但是转
座元件在植物衰老及相关发育过程中的具体作用
目前还不是很清楚, 基因和转座元件表达的改变
是否与甲基化的状态相关也还没有明确的答案,
这些问题都需要进一步的研究。
3 组蛋白修饰
组蛋白的翻译后修饰与植物体内许多的过程,
如DNA复制和损伤修复、细胞分化、染色质凝聚
和转录活性等具有相关性, 因此组蛋白N末端的修
饰也被称为组蛋白密码(Liu等2010)。组蛋白修饰
包括乙酰化、甲基化、磷酸化、泛素化、类泛素化、
ADP核糖基化、丙酰化、生物素酰化和羰基化等
(Hildmann等2007)。根据不同类型的组蛋白修饰
及不同组蛋白被修饰的氨基酸残基可以建立不同
的转录活化或者抑制的染色质状态。通过不同组
蛋白酶修饰的作用改变组蛋白的状态从而调整染
色质构象进而调控基因的表达。但是目前参与组
蛋白修饰的酶还未完全被发掘, 它们的功能也有
待进一步的研究, 组蛋白修饰在植物发育和衰老过
程中的作用目前也尚未清楚(Hildmann等2007)。
植物生理学报1296
3.1 组蛋白乙酰化
植物体内组蛋白乙酰化主要依靠组蛋白乙酰
化酶(histone acetylases, HATs)进行, 它们与组蛋白
脱乙酰化酶(histone deacetylases, HDACs)共同维
持植物体内组蛋白乙酰化的稳态。一般认为组蛋
白乙酰化与基因的转录活化相关, 已有大量的研
究表明组蛋白乙酰化能够改变染色质的结构以及
调控基因的转录、DNA复制和损伤修复, 涉及多
种细胞内的进程, 在植物的生长发育、衰老和胁
迫应答中发挥作用(Yuan等2013)。
HATs蛋白编码基因的突变会导致植物的异常
发育。拟南芥组蛋白乙酰化酶AtGCN5/HAG1是
一个涉及发育和胁迫响应过程中基因表达调控的
多效调控子(Servet等2010)。AtGCN5的T-DNA插
入突变会对植物的发育产生多效性影响, 包括植
株矮小、叶片呈锯齿状、顶端优势丧失、花畸形
并影响育性等(Vlachonasios等2003; Cohen等2009)。
酵母双杂交实验发现AtGCN5能够与AtEML相互作
用, AtEML启动子区域含有与生物及非生物胁迫响
应相关的顺式作用元件, 且寒冷和盐处理能够调
控EML基因的转录积累(Gao等2007)。Li等(2014)
发现HATs中另一个CBP家族的成员AtHAC的
T-DNA插入突变体hac也会导致多种异常表型, 如
开花延迟、黑暗持绿、莲座叶褶皱和雌蕊突出
等。AtHAC突变体还对乙烯具有高敏感性, 与野生
型相比, 突变体中乙烯响应因子ETHYLENE RE-
SPONSE FACTOR (ERF)的表达上调。之前有许多
证据表明ERF涉及植物衰老和多种胁迫响应的调
控(Koyama等2013; Mase等2013), 说明AtHAC可能
也与植物衰老及胁迫响应的调控有关。
HDACs基因活性的改变也会导致体内组蛋白
乙酰化水平的紊乱从而引起不正常的植株表型。
拟南芥中含有3种HDACs的基因家族, 其中最大的
一个是RPD3家族。拟南芥RPD3家族的成员
AtHD1是人类HD1和酵母RPD3全局转录调控子的
同系物。Tian和Chen (2001)发现AtHD1的组成型
反义抑制转基因植株CASH (constitutive antisense
HD1)中的H4组蛋白高度乙酰化并出现早衰和多
种异常表型如叶片锯齿状、顶端优势丧失、花器
官发育不正常和败育等。AtHD1的T-DNA插入突
变体也出现以上类似的异常表型, 同时突变体中
有超过7%的基因的转录发生上调或下调, 特异组
蛋白位点H3K9、H4K12、H4K5、H4K8和H4K16
的乙酰化水平发生变化(Tian等2003)。AtHD1还涉
及植物激素脱落酸(ABA)、茉莉酸(JA)、乙烯
(ETH)和水杨酸(SA)的响应调控(Zhou等2005;
Chen和Wu 2010; Choi等2012), 同时也涉及胁迫响
应(Chen和Wu 2010)和生长发育的调控等(Wang等
2013; Zhou等2013)。AtHD1通过调控SA介导的防
御响应机制, 与WRKY38及WRKY62相互拮抗从
而调控植物对丁香假单胞菌的防御, 同时抑制SA
的合成(Kim等2008; Choi等2012)。在AtHD1过表
达转基因植株中JA和ETHYLENE RESPONSE FAC-
TOR1 (ERF1)的表达上调(Zhou等2005)。通过SA
及JA的平衡可以调控WRKY53和JA诱导的蛋白
EPITHIOSPECIFYING SENESCENCE REGULA-
TOR (ESR/ESP)之间的拮抗作用进而调控叶片的
衰老过程(Miao和Zentgraf 2007)。这些结果说明衰
老与植物发育过程中的激素及胁迫响应调控可以
通过组蛋白去乙酰化酶基因HD1紧密联系在一起
并相互作用, HD1也可能通过胁迫和激素响应和应
答途径调控植物的衰老。
拟南芥中另一个RPD-3类型的组蛋白脱乙酰
化酶AtHDA6与AtHD1一样涉及多种植物胁迫、
激素响应和发育过程的调控。Wu等(2008)通过蛋
白凝胶印迹实验分析发现AtHDA6的RNAi转基因
植株CS24038和CS24039和T-DNA插入突变体
axe1-5与野生型相比, 组蛋白H3乙酰化的水平明显
增加, 表明AtHDA6对组蛋白乙酰化的水平可能具
有全局性的影响。叶片的光合作用效率、叶绿素
浓度和表型分析发现AtHDA6 RNAi及T-DNA插入
突变体的叶片黄化速度与野生型相比更慢。半定
量RT-PCR分析发现, 在3个AtHDA6抑制或突变体
中涉及JA响应途径的PDF1.2、VSP2、JIN1和ERF
基因的表达水平与野生型相比都下调, 说明AtH-
DA6涉及JA响应的途径, 同时在突变体中衰老上
调基因SAG12和SEN4的表达下调而编码核糖体蛋
白S17的基因RPS17的表达上调。通过以上的结果
可以推测AtHDA6可能是通过调控JA响应的途径
来调节叶片的衰老。
在拟南芥中除RPD3组蛋白脱乙酰化酶家族
外还存在另外两种组蛋白脱乙酰化酶家族即HD2
黄冬梅等: 植物衰老过程中的表观遗传学调控 1297
和SIR2。已有证据表明HD2家族涉及植物发育过
程的调控。拟南芥HD2家族中AtHDT1 (HD2A/
HDA3)的反义抑制转基因植株的角果生长受到抑
制, 种子数量减少(Wu等2000)。而AtHDT1过表达
则具有多效性的影响, 包括叶片卷曲、变窄、分
叉, 花丝变短和种子干瘪, 并且过表达AtHDT1能抑
制胚胎发育相关基因的表达, 导致胚胎发育的不
正常(Zhou等2004)。龙眼中HDT2能够与乙烯响应
因子(ERF)元件相互作用调控果实的成熟(Kuang
等2012)。AtHDT3过表达转基因植株中与ABA相
关的基因ABI2、KAT1、KAT2和SKOR的表达下调,
转基因植株对ABA的反应迟钝, 蒸发作用减少, 对
盐和干旱的耐受性提高(Sridha和Wu 2006)。目前
关于SIR2家族功能的报道相对较少, SRT1及SRT2
可能涉及生长素的信号途径。水稻OsSTR1基因的
RNAi会导致DNA片段化及细胞死亡, 并诱导过氧
化氢的生成(Huang等2007)。不同的HDACs在植
物发育及胁迫过程中执行不同的生理功能, 但同
时他们之间也存在着相互的作用和联系。HD2类
脱乙酰化酶能够与类RPD3脱乙酰化酶相互作用,
在植物发育过程中基因表达的调控上存在功能相
关性(Luo等2012b)。如HDT3能够与HDA6形成复
合物结合到组蛋白H3上 , 通过组蛋白修饰调控
ABA及盐胁迫响应过程中基因的表达 (Luo等
2012a)。HDA6与HDT1、HDT2都能够与AS1共同
调控叶片的发育过程(Luo等2012c)。
3.2 组蛋白甲基化
组蛋白甲基化与组蛋白乙酰化不同, 它不仅
发生在赖氨酸(K)残基上, 还发生在精氨酸(R)残基
上, 并且同一个氨基酸残基可发生不同层次的甲
基化。根据甲基化环境的不同, 组蛋白甲基化信
号能够代表活化或抑制的染色质状态。在拟南芥
中, 组蛋白甲基化可发生在组蛋白H3的赖氨酸残
基4 (K4)、9 (K9)、27 (K27)和36 (K36)位点。通
常情况下, 组蛋白H3K9及H3K27甲基化与转录基
因的沉默相关, 而组蛋白H3K4和H3K36则与基因
的活化相关。通过组蛋白甲基化修饰的变化能够
调控染色质结构的动态改变, 决定DNA位点的转
录活化和非活化状态进而调控植物的发育过程。
WRKY53是一个在叶片衰老早期特异表达的转录
因子(Hinderhofer和Zentgraf 2001; Miao等2004)。
Ay等(2009)通过染色质免疫共沉淀(ChIP)实验发
现在叶片衰老过程中WRKY53基因的5末端和编码
区的H3K4me2和H3K4me3信号大量增加。但是组
蛋白甲基转移酶编码基因SUVH2过表达植株中
WRKY53基因的5末端富集异染色质信号H3K-
27me2及H3K27me3, 导致WRKY53及其下游的衰
老相关基因的转录活性下降, 延迟叶片衰老的进
程。SUVH2与DNA甲基化的可遗传性改变具有相
关性且在异染色质的基因沉默中发挥作用(Nau-
mann等2005)。Ay等(2013)通过qRT-PCR分析发现
在SUVH2过表达转基因植株中大约50%的衰老相
关调控因子的表达发生改变, 其中衰老相关转录
因子基因家族AP2-EREBP、C2H2、NAC和
WRKY的成员的表达受到显著影响, 说明SUVH2
的作用具有位点特异性。而且SUVH2过表达影响
ELONGATEDHYPOCOTYL5 (HY5) bZIP转录因
子的预测靶标衰老相关基因以及45个含有与乙烯
响应因子相关的两性抑制序列(ERF-associated am-
phiphilic repression motif, EAR)的衰老相关调控因
子基因的表达。含有EAR序列的抑制子能够招募
促进组蛋白脱乙酰化酶(HDAC)调控的染色质修
饰的蛋白作为共抑制子, 协调植物在发育过程中对
自身因素及环境因素的响应(Kagale和Rozwadowski
2011)。可以推测涉及植物衰老调控的各种表观遗
传机制之间具有复杂的联系。
关于植物衰老过程中甲基化在基因组范围内
引起的变化的研究还较少。Brusslan等(2012)利用
ChIP-seq技术从基因组范围对成熟和衰老的拟南
芥叶片中活化的H3K4me3和沉默的H3K27me3的
信号进行分类, 从基因组范围内分析表观遗传调
控因子与植物叶片衰老的相关性。衰老叶片中衰
老上调基因的H3K4me3信号增加, 下调基因的
H3K4me3信号减少, H3K27me3信号则表现出相反
的结果。但是在成熟及衰老叶片组织中大约50%
的衰老上调基因缺少H3K4me3信号, 其中SAG12
和At1g73220两个基因没有H3K4me3组蛋白甲基
化的信号, 但显现出很强的衰老上调表达。可能
这些基因的表达上调与其他组蛋白甲基化信号或
者其他表观遗传机制相关。但是H3K4me3及
H3K27me3的变化说明了组蛋白甲基化信号参与
了调控植物衰老过程中基因的表达。在胁迫条件
植物生理学报1298
下的全基因组范围组蛋白甲基化的变化分析也证
实了组蛋白甲基化在植物适应环境中的重要作
用。Zong等(2013)利用ChIP-Seq及RNA-Seq分析
了干旱胁迫下水稻基因组范围内H3K4m3的分布,
以及H3K4me3与全基因组表达的关系。他们发现
表达下调基因的H3K4me3被移除, 而表达上调基
因的H3K4me3增加。拟南芥和小立碗藓基因组范
围H3K4的甲基化分析也得到了类似的结果(Van
Dijk等2010; Widiez等2014)。这些结果证实了植物
衰老和胁迫响应过程中组蛋白甲基化的修饰是一
个动态变化的过程。
除了上述提到的组蛋白甲基化酶SUVH2外,
其他一些组蛋白甲基化酶在植物衰老和发育过程
中也具有重要作用。它们的缺陷突变体导致植株
发育的表型缺陷(Johnson等2008)。拟南芥中调控
开花的组蛋白甲基化酶基因CLF的突变体叶片卷
曲; 编码组蛋白甲基化酶基因suvh9suvh2kyp的三
敲除突变体不仅叶片卷曲而且植株矮小。组蛋白
甲基化酶编码基因SUVH4的过表达植株种子休眠
减少(Zheng等2012)。组蛋白甲基化酶基因ATX1的
突变体种子萌发率下降, 提前开花且花的发育不
正常(Alvarez-Venegas等2003; Saleh等2008)。此外,
组蛋白甲基化酶也是植物衰老和激素、胁迫相应
的共同调控因子。SUVH4的表达受到植物激素
ABA和GA的调控(Zheng等2012)。组蛋白甲基化
酶ATX1能够调控衰老相关转录因子WRKY70基因
的甲基化, 并且涉及ABA调控的脱水胁迫响应, atx1
突变体脱水耐受性提高(Ding等2011; Alvarez-Ven-
egas等2003; Saleh等2008)。而且植物衰老过程中
WRKY70、WRKY53、WRKY54和WRKY30的表达
能够被SA诱导 , WRKY70和WRKY54能够与
WRKY53拮抗调控植物的衰老, 而且WRKY30与
WRKY53还涉及氧胁迫响应。WRKY70、53、54
和30相互作用构成由环境及内在因子共同参与的
叶片衰老的调控网络的重要组成部分(Besseau等
2012)。说明ATX1直接或间接调控植物的衰老及相
关的激素和胁迫响应过程。这些数据都说明植物
衰老和胁迫响应过程具有共同的表观遗传调控网
络, 其中一个重要的调控机制是组蛋白的甲基化。
3.3 组蛋白的其他修饰
除了上述的组蛋白修饰与植物的衰老调控存
在相关性外, 其它的组蛋白修饰如组蛋白磷酸化
和泛素化等可能也在衰老中发挥作用, 但是目前
还没有直接的证据。组蛋白的磷酸化修饰涉及多
种核内事件包括DNA的损伤修复、转录调控和染
色质重构等的调节(Rossetto等2012)。四个核小体
组蛋白末端尾巴都含有磷酸化位点: 丝氨酸(S)、
苏氨酸(T)和酪氨酸(Y), 它们都能够被蛋白激酶
磷酸化并被磷酸酶去磷酸化(Sawicka和Seiser
2012)。虽然还没有证据证明组蛋白磷酸化在植物
衰老过程中起作用, 但是在拟南芥衰老过程中许
多蛋白激酶及磷酸酶的表达发生改变, 其中一些
已经被证实在叶片衰老的调控过程中具有重要作
用(Miao等2008; Xu等2011)。而且在哺乳动物中细
胞凋亡与组蛋白的磷酸化具有相关性(Rossetto等
2012), 因此组蛋白磷酸化在植物衰老过程中可能
也存在类似的作用。
组蛋白泛素化在植物内涉及多种生理过程,
能够调控蛋白酶体及溶酶体的降解同时也能调控
蛋白之间的相互作用、蛋白活性和蛋白质的定位
(Komander和Rape 2012)。虽然H2A是第一个发现
能被泛素化的组蛋白, 但是组蛋白泛素化的机制
及其调控作用目前都不清楚(Feng和Shen 2014)。
泛素化是涉及E1泛素激活酶、E2泛素结合酶和E3
泛素连接酶的一系列反应, 大部分生物体中只有
一种E1酶, 但是一般含有许多E2酶和少则几百多
则几千的E3酶。随着基因组学、遗传学、细胞和
分子生物学的发展, 目前已发现拟南芥中组蛋白
H2B的泛素化(H2Bub1)涉及基因组的转录调控, 并
且能够调节拟南芥的开花时间及光形态发生过程
中基因的表达(Cao等2008; Bourbousse等2012)。
拟南芥中催化组蛋白H2B泛素化(H2Bub1)的E3连
接酶HUB1和HUB2 (HISTONE MONOUBIQUITI-
NATION 1 and 2)的编码基因的功能缺失突变体
hub1和hub2的叶片出现白斑、叶片形状发生变化、
莲座叶生物量减少而且根的生长受到抑制(Fleury
等2007), 并且这两个突变体对灰葡萄孢菌(Botrytis
cinerea)和甘蓝链格孢菌(Alternaria brassicicola)和
野生型相比都更加敏感(Dhawan等2009)。这些研
究说明组蛋白H2B的泛素化(H2Bub1)在植物生长
发育及胁迫响应中具有重要作用。拟南芥H2Aub1
在植物发育中的作用也是最近才被发现, 它在干
黄冬梅等: 植物衰老过程中的表观遗传学调控 1299
细胞维持、细胞分化和种子萌发过程中发挥作用
(Feng和Shen 2014)。另外, 拟南芥的组蛋白H1、
H3和H4的泛素化也已被发现(Maor等2007; Man-
zano等2008; Saracco等2009), 但是它们在植物中的
具体功能还需要进一步的研究。虽然植物中组蛋
白泛素化的机制还未弄清楚, 也不知道组蛋白泛
素化是否参与植物衰老的调节。但叶片的衰老过
程涉及多种依赖于泛素的降解途径, E3泛素/蛋白
酶体途径在植物衰老及胁迫响应中发挥重要作用
(Miao和Zentgraf 2010), 组蛋白泛素化可能也参与
叶片衰老的调控过程。并且组蛋白泛素化与其他
组蛋白修饰之间相互作用(Fleury等2007), 组蛋白
泛素化可能通过其他组蛋白修饰间接调控植物的
衰老。此外, 组蛋白泛素化具有调控基因转录的
作用, 目前尚不清楚植物衰老相关基因的转录是
否受到组蛋白泛素化的影响。
4 ATP依赖的染色质重构因子
ATP依赖的染色质重构复合体是真核生物体
内一类通过改变染色质结构调控基因表达的重要
因子。ATP依赖的SWI2/SNF2都含有一个保守的
类Snf2的ATP酶域 , 可被分为SNF2、 ISWI、
SWR1、INO80和CHD家族(Gentry和Hennig
2014)。在拟南芥中估计有42个SWI2/SNF2, 但是
它们大部分的具体功能尚不清楚, 小部分SWI2/
SNF2被证实在植物发育及病原菌侵染的响应中具
有重要作用(Hsieh和 Fischer 2005)。SNF2家族的
成员MINU1编码基因的突变会导致胚胎致死以
及干细胞发育的缺陷(Sang等2012), SYD编码基
因的突变会导致多效性的发育缺陷(Wagner和
Meyerowitz 2002; Kwon等2005)。由于在损伤响应
的过程中SYD的转录增加, Walley等(2008)利用损
伤胁迫植物, 发现SYD能够直接结合到植物激素
JA和ET信号途径下游的特定基因的启动子上并对
这些基因的表达来说必不可少。他们还发现SYD
涉及植物对葡萄胞菌的抗性响应。SYD与同族物
BRM在调控拟南芥的发育上具有功能相似性, 并
且基因组表达分析发现在syd和brm突变体中一些
涉及生长素和赤霉素等激素信号途径的基因的表
达发生改变(Bezhani等2007)。BRM和GA信号通
路的突变体杂交分析发现BRM是GA信号响应的
正调控子(Archacki等2013), BRM也能够结合到细
胞分裂素(CK)响应途径的抑制子ARR16编码基因
的启动子上并诱导其表达, 从而参与叶片成熟的
调控(Efroni等2013)。也有证据表明SWI2/SNF2在
植物胁迫响应中具有重要作用(Mlynarova等2007;
Han等2012; Yao等2012)。DDM1基因的缺失突变
体ddm1对盐胁迫的敏感性增强(Yao等2012), brm
突变体对干旱胁迫的耐受性增强(Han等2012)。这
些说明SWI2/SNF2的某些成员能够连接激素响应
途径及其他生理过程。转录组分析发现SNF2家族
的成员如CHR10及CHR19等编码的基因在衰老过
程中表达上调(Breeze等2011), 说明它们可能在植
物衰老过程中发挥作用。
除了SWI2/SNF2染色质重构因子, 另外一个
与染色质重构相关的蛋白AT-环蛋白ORE7/ESC在
植物的发育过程中具有重要作用, 能够负调控叶
片的衰老过程(Lim等2007b)。ore7突变体的叶片
衰老延迟, 叶片的寿命增加。基因微阵列表达分
析发现突变株中1 096个基因的表达发生成倍的变
化, 并且许多基因涉及植物激素ET、JA和ABA的
信号途径, 说明ORE7/ESC可能参与这些激素信号
途径的调控。ATP依赖的染色质重构因子可能直
接调控叶片衰老过程也可能通过其他途径间接调
控植物衰老的过程, 目前这些因子在植物衰老过
程中的作用机制还有待研究。
5 非编码RNA介导的调控作用
非编码RNA (ncRNAs)是一类不编码蛋白质
的RNA, 被人们熟知的非编码RNA包括长度为
50~500 nt的rRNA、tRNA和snRNA等, 此外, 研究
者们还发现了另外13种在不同基因组和细胞内具有
功能的非编码RNA: miRNA、siRNA、piRNA、ra-
siRNA、rasi/piRNAs、lsiRNAs (long siRNAs)、ta-
siRNAs、nat-siRNAs、Heterochromatic siRNAs、
scnRNAs (small-scan RNAs)、gRNAs (guide
RNAs)、ASRNAs、lncRNAs (long non-coding
RNAs) (Zhou等2010)。参与基因的表观遗传调控
是非编码RNA的重要功能之一, 非编码RNA直接
或间接的参与各种复杂的表观遗传现象如转座子
激活和沉默、亲本印迹、染色体修饰、X染色体
失活等(Costa 2008)。GAL10-ncRNA是酵母
GAL10基因的一个长链ASRNA, GAL10-ncRNA能
招募组蛋白甲基转移酶Set2使染色质结构的稳定
植物生理学报1300
性改变(Houseley等2008)。长链非编码RNA (long
non-coding RNA, lncRNA)长度大于200 nt, 研究表
明lncRNAs参与招募多梳抑制复合物(polycomb re-
pression complex, PRC) (Rinn等2007), 并且可能参
与改变染色质的三维构象(Pennisi 2013)。通过调
控染色质构象可能是lncRNAs参与生物体基因表
达调控的重要方式之一, 其他非编码的RNA可能
也具有类似的作用方式。
MicroRNAs (miRNAs)是21~23 nt的非编码
RNA分子 , 能够在转录后水平调控基因的表达
(Nilsen 2007)。Lee等(1993)在秀丽隐杆线虫
(Caenorhabditis elegans)中首先发现了miRNAs, 并
与其他研究者共同证实miRNAs在线虫的发育调
控中发挥作用(Lee等1993; Reinhart等2000)。随后
大量的研究表明miRNAs和miRNAs生物合成必需
的细胞因子在许多生物中具有保守性 , 且一些
miRNAs缺陷突变体的研究表明miRNAs在生物体
发育中具有重要作用(Meng等2013)。在动物的一
些研究中表明miRNAs在多种生物事件中发挥作
用, 包括老化和癌症等(Kato和Slack 2008)。遗传
筛选证实miRNA-372和miRNA-373是睾丸肿瘤的
致癌基因(Voorhoeve等2006), 而miRNA-128a能够
靶定到致癌基因Bmi-1上抑制其表达从而增加细胞
内ROS (reactive oxygen species)的水平, 并通过起
始衰老从而抑制成神经管细胞瘤癌细胞的生长
(Venkataraman等2010)。在植物体内超过1 000个
miRNAs也已经被发现并证实涉及多种生物过程
的调控, 但是涉及植物衰老调控的miRNA目前鉴
定的还很少(Sarwat等2013)。Kim等(2009)发现
miR164结合到ORE1/AtNAC2的mRNA序列上, 抑
制衰老正向调控子NAC2的表达。他们还发现在野
生型植株中随着年龄的增长miR164的表达下调,
对NAC2的抑制作用也下降, 且miR164突变株的衰
老加速(Kim等2009)。 此外 , 乙烯信号途径中
ETHYLENE-INSENSITIVE2 (EIN2)下游的一个重
要转录因子ETHYLENE-INSENSITIVE3 (EIN3)能
够结合到miR164的启动子上抑制miR164的转录,
同时上调NAC2基因的表达, EIN2-EIN3-miR164-
NAC2共同构成了植物叶片衰老调控途径的一部
分(Li等2013)。另一个miRNA miR319能够调控
TEOSINTE BRANCHED1-CYCLOIDEA-PCF
(TCP)转录因子家族的活性从而增加JA的水平, 参
与对植物衰老的调控(Schommer等2008)。深度测
序发现在植物叶片衰老过程中一些miRNAs和它
们的靶标基因的表达发生变化, 说明miRNA在衰
老调控中可能发挥重要作用(Thatcher等2014)。在
动物体内miRNAs通过p53/pRb和其他途径参与对
细胞衰老的调节(Xu和Tahara 2013), 但在植物中
miRNAs对衰老的调控还没有清晰的网络, 需要发
掘更多的miRNAs以及它们的功能来完善miRNAs
对植物衰老调节的信号网络。
6 小结与展望
植物衰老是植物进化选择的一个发育过程,
同时也是植物生命周期的一个重要组成部分。叶
片衰老具有利他性, 利于植物在不利环境条件下
的生长, 对植物后代的繁衍具有重要性。对于模
式植物拟南芥而言, 莲座叶衰老的发生同时也意
味着营养生长向生殖生长的过渡。另一方面, 植
物衰老限制了谷类农作物的产量, 不利于收获后
果蔬的储藏, 缩短了观赏装饰性植株的鉴赏期, 因
此, 对植物衰老调控的研究不仅有助于了解植物
衰老的基本机制而且具有重要的经济意义。已有
很多证据表明胁迫会导致植物发育过程中的表型
异常及早衰, 许多因子同时调控植物的胁迫响应
及衰老, 进一步阐述这些因子的作用机理及调控
途径具有重要意义。本文综述了表观遗传学在植
物衰老及其相关过程中的调控, 这是一个有多种
不同的调控因子相互作用的复杂的调控网络, 本
文主要概括了包括染色质重构、DNA甲基化、组
蛋白修饰以及ATP依赖的染色质重构因子和非编
码RNA在植物衰老及相关过程中的研究进展及可
能的作用途径。
衰老不仅是与其他发育密切相关的一个重要
的转化阶段, 同时也高度响应环境胁迫的影响。
衰老的调控是一个与其他发育过程及胁迫响应等
相互关联的复杂的调控网络, 但是这个关联的分
子机制其具体调控流程尚不清楚。表观遗传的调
控机制不是一个单一的调控机制, 而是一个各种
作用因子相互协调的复杂的调控网络。现在尚不
清楚这些表观遗传调控的途径是如何相互作用形
成一个庞大的调控网络, 涉及这个网络的因子还
未全部被挖掘。转录因子调控与表观遗传作用因
黄冬梅等: 植物衰老过程中的表观遗传学调控 1301
子之间是如何相互联系共同调控植物衰老的过程
也还是未解之谜。WRKY转录因子是一类调控植
物衰老的重要转录因子, 已有报道WRKY53正向
调控植物叶片早期衰老过程, WRKY53基因的三个
上游结合因子其中已有两个MEKK1及AD蛋白涉
及通过组蛋白修饰调控WRKY53的表达, 另外一个
上游因子WHIRLY1可能也是通过组蛋白修饰调控
WRKY53基因的表达活性(Miao等2013)。已经有大
量证据表明植物衰老与胁迫响应具有密切联系,
表观遗传机制很可能是这两个调控网络的重叠部
分, 衰老的表观基因组学及胁迫的表观基因组学
的研究能够进一步解释衰老与胁迫关系。
参考文献
Alvarez-Venegas R, Pien S, Sadder M, Witmer X, Grossniklaus U,
Avramova Z (2003). ATX-1, an Arabidopsis homolog of trithorax,
activates flower homeotic genes. Curr Biol, 13 (8): 627~637
Aoyama S, Huarancca Reyes T, Guglielminetti L, Lu Y, Morita Y,
Sato T, Yamaguchi J (2014). Ubiquitin ligase ATL31 functions in
leaf senescence in response to the balance between atmospheric
CO2 and nitrogen availability in Arabidopsis. Plant Cell Physiol,
55 (2): 293~305
Archacki R, Buszewicz D, Sarnowski TJ, Sarnowska E, Rolicka AT,
Tohge T, Fernie AR, Jikumaru Y, Kotlinski M, Iwanicka-Nowicka
R et al (2013). BRAHMA ATPase of the SWI/SNF chromatin re-
modeling complex acts as a positive regulator of gibberellin-me-
diated responses in Arabidopsis. PLoS One, 8 (3): e58588
Ay N, Irmler K, Fischer A, Uhlemann R, Reuter G, Humbeck K (2009).
Epigenetic programming via histone methylation at WRKY53
controls leaf senescence in Arabidopsis thaliana. Plant J, 58:
333~346
Ay N, Janack B, Humbeck K (2014). Epigenetic control of plant
senescence and linked processes. J Exp Bot, 65: 3875~3887
Ay N, Raum U, Balazadeh S, Seidensticker T, Fischer A, Reuter G,
Humbeck K (2013). Regulatory factors of leaf senescence are
affected in Arabidopsis plants overexpressing the histone meth-
yltransferase SUVH2. J Plant Growth Regul, 33 (1): 119~136
Bennetzen JL, Wang H (2014). The contributions of transposable
elements to the structure, function, and evolution of plant
genomes. Annu Rev Plant Biol, 65: 505~530
Besseau S, Li J, Palva ET (2012). WRKY54 and WRKY70 co-operate
as negative regulators of leaf senescence in Arabidopsis thali-
ana. J Exp Bot, 63 (7): 2667~2679
Bezhani S, Winter C, Hershman S, Wagner JD, Kennedy JF, Kwon
CS, Pfluger J, Su Y, Wagner D (2007). Unique, shared, and
redundant roles for the Arabidopsis SWI/SNF chromatin remod-
eling ATPases BRAHMA and SPLAYED. Plant Cell, 19 (2):
403~416
Bourbousse C, Ahmed I, Roudier F, Zabulon G, Blondet E, Balzer-
gue S, Colot V, Bowler C, Barneche F (2012). Histone H2B
monoubiquitination facilitates the rapid modulation of gene ex-
pression during Arabidopsis photomorphogenesis. PLoS Genet,
8 (7): e1002825
Breeze E, Harrison E, McHattie S, Hughes L, Hickman R, Hill C,
Kiddle S, Kim YS, Penfold CA, Jenkins D et al (2011). High-res-
olution temporal profiling of transcripts during Arabidopsis leaf
senescence reveals a distinct chronology of processes and regu-
lation. Plant Cell, 23 (3): 873~894
Brusslan JA, Rus Alvarez-Canterbury AM, Nair NU, Rice JC, Hitch-
ler MJ, Pellegrini M (2012). Genome-wide evaluation of histone
methylation changes associated with leaf senescence in Arabi-
dopsis. PLoS One, 7 (3): e33151
Cao Y, Dai Y, Cui SJ, Ma LG (2008). Histone H2B monoubiquitina-
tion in the chromatin of FLOWERING LOCUS C regulates flow-
ering time in Arabidopsis. Plant Cell, 20 (10): 2586~2602
Chen LT, Wu KQ (2010). Role of histone deacetylases HDA6 and
HDA19 in ABA and abiotic stress response. Plant Signal Behav,
5 (10): 1318~1320
Choi SM, Song HR, Han SK, Han M, Kim CY, Park J, Lee YH, Jeon
JS, Noh YS, Noh B (2012). HDA19 is required for the repression
of salicylic acid biosynthesis and salicylic acid-mediated defense
responses in Arabidopsis. Plant J, 71 (1): 135~146
Cohen R, Schocken J, Kaldis A, Vlachonasios KE, Hark AT, McCain
ER (2009). The histone acetyltransferase GCN5 affects the
inflorescence meristem and stamen development in Arabidopsis.
Planta, 230 (6): 1207~1221
Costa FF (2008). Non-coding RNAs, epigenetics and complexity.
Gene, 410 (1): 9~17
Cui XK, Cao XF (2014). Epigenetic regulation and functional exap-
tation of transposable elements in higher plants. Curr Opin Plant
Biol, 21c: 83~88
Dhawan R, Luo H, Foerster AM, Abuqamar S, Du HN, Briggs
SD, Mittelsten Scheid O, Mengiste T (2009). HISTONE
MONOUBIQUITINATION1 interacts with a subunit of the
mediator complex and regulates defense against necrotrophic
fungal pathogens in Arabidopsis. Plant Cell, 21 (3): 1000~1019
Ding Y, Avramova Z, Fromm M (2011). The Arabidopsis tritho-
rax-like factor ATX1 functions in dehydration stress responses
via ABA-dependent and ABA-independent pathways. Plant J, 66
(5): 735~744
DUrso A, Brickner JH (2014). Mechanisms of epigenetic memory.
Trends Genet, 30 (6): 230~236
Efroni I, Han SK, Kim HJ, Wu MF, Steiner E, Birnbaum KD, Hong
JC, Eshed Y, Wagner D (2013). Regulation of leaf maturation
by chromatin-mediated modulation of cytokinin responses. Dev
Cell, 24 (4): 438~445
Feng J, Shen WH (2014). Dynamic regulation and function of histone
monoubiquitination in plants. Front Plant Sci, 5: 83
Feng SH, Jacobsen SE, Reik W (2010). Epigenetic reprogramming in
plant and animal development. Science, 330 (6004): 622~627
Fisher AJ, Franklin KA (2011). Chromatin remodelling in plant light
signalling. Physiol Plant, 142 (4): 305~313
Fleury D, Himanen K, Cnops G, Nelissen H, Boccardi TM, Maere S,
Beemster GT, Neyt P, Anami S, Robles P et al (2007). The
植物生理学报1302
Arabidopsis thaliana homolog of yeast BRE1 has a function in
cell cycle regulation during early leaf and root growth. Plant
Cell, 19 (2): 417~432
Fraga MF, Rodriguez R, Canal MJ (2002). Genomic DNA methyl-
ation-demethylation during aging and reinvigoration of Pinus
radiata. Tree Physiol, 22 (11): 813~816
Gao MJ, Hegedus DD, Sharpe AG, Robinson SJ, Lydiate DJ, Hannoufa
A (2007). Isolation and characterization of a GCN5-interacting
protein from Arabidopsis thaliana. Planta, 225 (6): 1367~1379
Gentry M, Hennig L (2014). Remodelling chromatin to shape devel-
opment of plants. Exp Cell Res, 321 (1): 40~46
Guo Y, Cai Z, Gan S (2004). Transcriptome of Arabidopsis leaf senes-
cence. Plant Cell Environ, 27 (5): 521~549
Guo YF, Gan SS (2005). Leaf senescence: signals, execution, and reg-
ulation. Curr Top Develop Biol, 71: 83~112
Han SK, Sang Y, Rodrigues A, Wu MF, Rodriguez PL, Wagner D
(2012). The SWI2/SNF2 chromatin remodeling ATPase BRAH-
MA represses abscisic acid responses in the absence of the stress
stimulus in Arabidopsis. Plant Cell, 24 (12): 4892~4906
He YH (2012). Chromatin regulation of flowering. Trends Plant Sci,
17 (9): 556~562
Hildmann C, Riester D, Schwienhorst A (2007). Histone deacetyl-
ases--an important class of cellular regulators with a variety of
functions. Appl Microbiol Biotechnol, 75 (3): 487~497
Hinderhofer K, Zentgraf U (2001). Identification of a transcription
factor specifically expressed at the onset of leaf senescence.
Planta, 213 (3): 469~473
Houseley J, Rubbi L, Grunstein M, Tollervey D, Vogelauer M (2008).
A ncRNA modulates histone modification and mRNA induction
in the yeast GAL gene cluster. Mol Cell, 32 (5): 685~695
Hsieh TF, Fischer RL (2005). Biology of chromatin dynamics. Annu
Rev Plant Biol, 56: 327~351
Huang LM, Sun QW, Qin FJ, Li C, Zhao Y, Zhou DX (2007).
Down-regulation of a SILENT INFORMATION REGULA-
TOR2-related histone deacetylase gene, OsSRT1, induces DNA
fragmentation and cell death in rice. Plant Physiol, 144 (3):
1508~1519
Ito H (2012). Small RNAs and transposon silencing in plants. Dev
Growth Differ, 54 (1): 100~107
Johnson LM, Law JA, Khattar A, Henderson IR, Jacobsen SE (2008).
SRA-domain proteins required for DRM2-mediated de novo
DNA methylation. PLoS Genet, 4 (11): e1000280
Kagale S, Rozwadowski K (2011). EAR motif-mediated transcriptional
repression in plants: an underlying mechanism for epigenetic
regulation of gene expression. Epigenetics, 6 (2): 141~146
Kato M, Slack FJ (2008). microRNAs: small molecules with big roles
- C. elegans to human cancer. Biol Cell, 100 (2): 71~81
Kim JH, Woo HR, Kim J, Lim PO, Lee IC, Choi SH, Hwang D, Nam
HG (2009). Trifurcate feed-forward regulation of age-dependent
cell death involving miR164 in Arabidopsis. Science, 323 (5917):
1053~1057
Kim K-C, Lai ZB, Fan BB, Chen ZX (2008). Arabidopsis WRKY38
and WRKY62 transcription factors interact with histone deacety-
lase 19 in basal defense. Plant Cell, 20 (9): 2357~2371
Komander D, Rape M (2012). The ubiquitin code. Annu Rev Bio-
chem, 81: 203~229
Koyama T, Nii H, Mitsuda N, Ohta M, Kitajima S, Ohme-Takagi M,
Sato F (2013). A regulatory cascade involving class II ETH-
YLENE RESPONSE FACTOR transcriptional repressors oper-
ates in the progression of leaf senescence. Plant Physiol, 162 (2):
991~1005
Kuang JF, Chen JY, Luo M, Wu KQ, Sun W, Jiang YM, Lu WJ (2012).
Histone deacetylase HD2 interacts with ERF1 and is involved in
longan fruit senescence. J Exp Bot, 63 (1): 441~454
Kwon CS, Chen CB, Wagner D (2005). WUSCHEL is a primary target
for transcriptional regulation by SPLAYED in dynamic control
of stem cell fate in Arabidopsis. Genes Dev, 19 (8): 992~1003
Lee RC, Feinbaum RL, Ambros V (1993). The C. elegans heteroch-
ronic gene lin-4 encodes small RNAs with antisense comple-
mentarity to lin-14. Cell, 75 (5): 843~854
Li C, Xu J, Li J, Li QY, Yang HC (2014). Involvement of Arabidopsis
histone acetyltransferase HAC family genes in the ethylene sig-
naling pathway. Plant Cell Physiol, 55 (2): 426~435
Li ZH, Peng JY, Wen X, Guo HW (2013). Ethylene-insensitive3 is a
senescence-associated gene that accelerates age-dependent leaf
senescence by directly repressing miR164 transcription in Arabi-
dopsis. Plant Cell, 25 (9): 3311~3328
Lim PO, Kim HJ, Nam HG (2007a). Leaf senescence. Annu Rev Plant
Biol, 58: 115~136
Lim PO, Kim Y, Breeze E, Koo JC, Woo HR, Ryu JS, Park DH,
Beynon J, Tabrett A, Buchanan-Wollaston V et al (2007b). Over-
expression of a chromatin architecture-controlling AT-hook pro-
tein extends leaf longevity and increases the post-harvest storage
life of plants. Plant J, 52 (6): 1140~1153
Liu CY, Lu FL, Cui X, Cao XF (2010). Histone methylation in higher
plants. Annu Rev Plant Biol, 61: 395~420
Luo M, Wang YY, Liu XC, Yang SG, Lu Q, Cui YH, Wu KQ (2012a).
HD2C interacts with HDA6 and is involved in ABA and salt
stress response in Arabidopsis. J Exp Bot, 63 (8): 3297~3306
Luo M, Wang YY, Liu XC, Yang SG, Wu KQ (2012b). HD2 proteins
interact with RPD3-type histone deacetylases. Plant Signal
Behav, 7 (6): 608~610
Luo M, Yu CW, Chen FF, Zhao LM, Tian G, Liu XC, Cui YH, Yang
JY, Wu KQ (2012c). Histone deacetylase HDA6 is functionally
associated with AS1 in repression of KNOX genes in Arabidopsis.
PLoS Genet, 8 (12): e1003114
Manzano C, Abraham Z, Lopez-Torrejon G, Del Pozo JC (2008).
Identification of ubiquitinated proteins in Arabidopsis. Plant Mol
Biol, 68 (1-2): 145~158
Maor R, Jones A, Nuhse TS, Studholme DJ, Peck SC, Shirasu K
(2007). Multidimensional protein identification technology
(MudPIT) analysis of ubiquitinated proteins in plants. Mol Cell
Proteomics, 6 (4): 601~610
Mase K, Ishihama N, Mori H, Takahashi H, Kaminaka H, Kodama M,
Yoshioka H (2013). Ethylene-responsive AP2/ERF transcription
factor MACD1 participates in phytotoxin-triggered programmed
cell death. Mol Plant Microbe Interact, 26 (8): 868~879
Meng LF, Chen L, Li ZY, Wu ZX, Shan G (2013). Roles of micro
黄冬梅等: 植物衰老过程中的表观遗传学调控 1303
RNAs in the Caenorhabditis elegans nervous system. J Genet
Genomics, 40 (9): 445~452
Miao Y, Jiang JJ, Ren YJ, Zhao ZW (2013). The single-stranded DNA
binding protein WHIRLY1 represses WRKY53 expression and
delays leaf senescence in a developmental stage-dependent manner
in Arabidopsis thaliana. Plant Physiol, 163: 746~756
Miao Y, Laun T, Zimmermann P, Zentgraf U (2004). Targets of the
WRKY53 transcription factor and its role during leaf senescence
in Arabidopsis. Plant Mol Biol, 55 (6): 853~867
Miao Y, Smykowski A, Zentgraf U (2008). A novel upstream regulator
of WRKY53 transcription during leaf senescence in Arabidopsis
thaliana. Plant Biol, 10 (Suppl 1): 110~120
Miao Y, Zentgraf U (2007). The antagonist function of Arabidopsis
WRKY53 and ESR/ESP in leaf senescence is modulated by
the jasmonic and salicylic acid equilibrium. Plant Cell, 19 (3):
819~830
Miao Y, Zentgraf U (2010). A HECT E3 ubiquitin ligase negatively
regulates Arabidopsis leaf senecence through degradation of the
transcription factor WRKY53. Plant J, 63: 179~188
Mlynarova L, Nap JP, Bisseling T (2007). The SWI/SNF chroma-
tin-remodeling gene AtCHR12 mediates temporary growth arrest
in Arabidopsis thaliana upon perceiving environmental stress.
Plant J, 51 (5): 874~885
Naumann K, Fischer A, Hofmann I, Krauss V, Phalke S, Irmler K,
Hause G, Aurich A-C, Dorn R, Jenuwein T et al (2005). Pivotal
role of AtSUVH2 in heterochromatic histone methylation and
gene silencing in Arabidopsis. EMBO J, 24 (7): 1418~1429
Nilsen TW (2007). Mechanisms of microRNA-mediated gene regula-
tion in animal cells. Trends Genet, 23 (5): 243~249
Pennisi E (2013). Long noncoding RNAs may alter chromosomes 3D
structure. Science, 340 (6135): 910
Reeves R, Beckerbauer L (2001). HMGI/Y proteins: flexible regula-
tors of transcription and chromatin structure. Biochim Biophys
Acta, 1519 (1-2): 13~29
Reinhart BJ, Slack FJ, Basson M, Pasquinelli AE, Bettinger JC,
Rougvie AE, Horvitz HR, Ruvkun G (2000). The 21-nucleotide
let-7 RNA regulates developmental timing in Caenorhabditis
elegans. Nature, 403 (6772): 901~906
Rinn JL, Kertesz M, Wang JK, Squazzo SL, Xu X, Brugmann SA,
Goodnough LH, Helms JA, Farnham PJ, Segal E et al (2007).
Functional demarcation of active and silent chromatin do-
mains in human HOX loci by noncoding RNAs. Cell, 129 (7):
1311~1323
Rossetto D, Avvakumov N, Cote J (2012). Histone phosphorylation: a
chromatin modification involved in diverse nuclear events. Epi-
genetics, 7 (10): 1098~1108
Saleh A, Alvarez-Venegas R, Yilmaz M, Le O, Hou GH, Sadder M,
Al-Abdallat A, Xia YN, Lu GQ, Ladunga I et al (2008). The
highly similar Arabidopsis homologs of trithorax ATX1 and
ATX2 encode proteins with divergent biochemical functions.
Plant Cell, 20 (3): 568~579
Sang Y, Silva-Ortega CO, Wu S, Yamaguchi N, Wu MF, Pfluger J,
Gillmor CS, Gallagher KL, Wagner D (2012). Mutations in two
non-canonical Arabidopsis SWI2/SNF2 chromatin remodeling
ATPases cause embryogenesis and stem cell maintenance
defects. Plant J, doi: 10.1111/tpj.12009
Saracco SA, Hansson M, Scalf M, Walker JM, Smith LM, Vierstra
RD (2009). Tandem affinity purification and mass spectrometric
analysis of ubiquitylated proteins in Arabidopsis. Plant J, 59 (2):
344~358
Sarwat M, Naqvi AR, Ahmad P, Ashraf M, Akram NA (2013). Phy-
tohormones and microRNAs as sensors and regulators of leaf
senescence: assigning macro roles to small molecules. Biotechnol
Adv, 31 (8): 1153~1171
Sawicka A, Seiser C (2012). Histone H3 phosphorylation - a versatile
chromatin modification for different occasions. Biochimie, 94
(11): 2193~2201
Schommer C, Palatnik JF, Aggarwal P, Chetelat A, Cubas P, Farmer
EE, Nath U, Weigel D (2008). Control of jasmonate biosynthesis
and senescence by miR319 targets. PLoS Biol, 6 (9): e230
Servet C, Conde e Silva N, Zhou DX (2010). Histone acetyltransfer-
ase AtGCN5/HAG1 is a versatile regulator of developmental
and inducible gene expression in Arabidopsis. Mol Plant, 3 (4):
670~677
Singh K (2002). Transcription factors in plant defense and stress
responses. Curr Opin Plant Biol, 5 (5): 430~436
Solis MT, Chakrabarti N, Corredor E, Cortes-Eslava J, Rodriguez-Ser-
rano M, Biggiogera M, Risueno MC, Testillano PS (2014).
Epigenetic changes accompany developmental programmed cell
death in tapetum cells. Plant Cell Physiol, 55 (1): 16~29
Sridha S, Wu KQ (2006). Identification of AtHD2C as a novel regu-
lator of abscisic acid responses in Arabidopsis. Plant J, 46 (1):
124~133
Thatcher SR, Burd S, Wright C, Lers A, Green PJ (2014). Differential
expression of miRNAs and their target genes in senescing leaves
and siliques: insights from deep sequencing of small RNAs and
cleaved target RNAs. Plant Cell Environ, 6: 10.1111/pce.12393
Tian L, Chen ZJ (2001). Blocking histone deacetylation in Arabi-
dopsis induces pleiotropic effects on plant gene regulation and
development. Proc Natl Acad Sci USA, 98 (1): 200~205
Tian L, Wang JL, Fong MP, Chen M, Cao HB, Gelvin SB, Chen ZJ
(2003). Genetic control of developmental changes induced by
disruption of Arabidopsis histone deacetylase 1 (AtHD1) expres-
sion. Genetics, 165 (1): 399~409
Tsuchiya T, Eulgem T (2013). An alternative polyadenylation mecha-
nism coopted to the Arabidopsis RPP7 gene through intronic ret-
rotransposon domestication. Proc Natl Acad Sci USA, 110 (37):
E3535~3543
Van Dijk K, Ding Y, Malkaram S, Riethoven JJ, Liu R, Yang JY,
Laczko P, Chen H, Xia YN, Ladunga I et al (2010). Dynamic
changes in genome-wide histone H3 lysine 4 methylation
patterns in response to dehydration stress in Arabidopsis thaliana.
BMC Plant Biol, 10: 238
Venkataraman S, Alimova I, Fan R, Harris P, Foreman N, Vibhakar
R (2010). MicroRNA 128a increases intracellular ROS level by
targeting Bmi-1 and inhibits medulloblastoma cancer cell growth
by promoting senescence. PLoS One, 5 (6): e10748
Vlachonasios KE, Thomashow MF, Triezenberg SJ (2003). Disruption
植物生理学报1304
mutations of ADA2b and GCN5 transcriptional adaptor genes
dramatically affect Arabidopsis growth, development, and gene
expression. Plant Cell, 15 (3): 626~638
Voorhoeve PM, le Sage C, Schrier M, Gillis AJ, Stoop H, Nagel R,
Liu YP, van Duijse J, Drost J, Griekspoor A, Zlotorynski E et al
(2006). A genetic screen implicates miRNA-372 and miRNA-373
as oncogenes in testicular germ cell tumors. Cell, 124 (6):
1169~1181
Wagner D, Meyerowitz EM (2002). SPLAYED, a novel SWI/SNF
ATPase homolog, controls reproductive development in Arabi-
dopsis. Curr Biol, 12 (2): 85~94
Walley JW, Rowe HC, Xiao YM, Chehab EW, Kliebenstein DJ, Wag-
ner D, Dehesh K (2008). The chromatin remodeler SPLAYED
regulates specific stress signaling pathways. PLoS Pathog, 4 (12):
e1000237
Wang Z, Cao H, Sun YZ, Li XY, Chen FY, Carles A, Li Y, Ding M,
Zhang C, Deng X et al (2013). Arabidopsis paired amphipathic
helix proteins SNL1 and SNL2 redundantly regulate primary
seed dormancy via abscisic acid-ethylene antagonism mediated
by histone deacetylation. Plant Cell, 25 (1): 149~166
Widiez T, Symeonidi A, Luo CY, Lam E, Lawton M, Rensing SA
(2014). The chromatin landscape of the moss Physcomitrella
patens and its dynamics during development and drought stress.
Plant J, 79 (1): 67~81
Wu KQ, Tian LN, Malik K, Brown D, Miki B (2000). Functional
analysis of HD2 histone deacetylase homologues in Arabidopsis
thaliana. Plant J, 22 (1): 19~27
Wu KQ, Zhang L, Zhou CH, Yu CW, Chaikam V (2008). HDA6 is
required for jasmonate response, senescence and flowering in
Arabidopsis. J Exp Bot, 59 (2): 225~234
Xu D, Tahara H (2013). The role of exosomes and microRNAs in
senescence and aging. Adv Drug Deliv Rev, 65 (3): 368~375
Xu F, Meng T, Li PL, Yu YQ, Cui YJ, Wang YX, Gong QQ, Wang
NN (2011). A soybean dual-specificity kinase, GmSARK, and
its Arabidopsis homolog, AtSARK, regulate leaf senescence
through synergistic actions of auxin and ethylene. Plant Physiol,
157 (4): 2131~2153
Yamasaki K, Kigawa T, Seki M, Shinozaki K, Yokoyama S (2013).
DNA-binding domains of plant-specific transcription factors:
structure, function, and evolution. Trends Plant Sci, 18 (5):
267~276
Yao YL, Bilichak A, Golubov A, Kovalchuk I (2012). ddm1 plants are
sensitive to methyl methane sulfonate and NaCl stresses and are
deficient in DNA repair. Plant Cell Rep, 31 (9): 1549~1561
Yuan LY, Liu XC, Luo M, Yang SG, Wu KQ (2013). Involvement of
histone modifications in plant abiotic stress responses. J Integr
Plant Bio, 55 (10): 892~901
Zhang MS, Kimatu JN, Xu KZ, Liu B (2010). DNA cytosine methyla-
tion in plant development. J Genet Genom, 37 (1): 1~12
Zentgraf U, Luan T, Miao Y (2010). The complex regulation of
WRKY53 during leaf senescence of Arabidopsis thaliana. Eur J
Cell Biol, 89: 133~157
Zheng J, Chen FY, Wang Z, Cao H, Li XY, Deng X, Soppe WJ, Li Y,
Liu YX (2012). A novel role for histone methyltransferase KYP/
SUVH4 in the control of Arabidopsis primary seed dormancy.
New Phytol, 193 (3): 605~616
Zhou CH, Labbe H, Sridha S, Wang L, Tian LN, Latoszek-Green M,
Yang Z, Brown D, Miki B, Wu KQ (2004). Expression and func-
tion of HD2-type histone deacetylases in Arabidopsis develop-
ment. Plant J, 38 (5): 715~724
Zhou CH, Zhang L, Duan J, Miki B, Wu KQ (2005). HISTONE
DEACETYLASE19 is involved in jasmonic acid and ethylene
signaling of pathogen response in Arabidopsis. Plant Cell, 17 (4):
1196~1204
Zhou HH, Hu H, Lai MD (2010). Non-coding RNAs and their epigen-
etic regulatory mechanisms. Biol Cell, 102 (12): 645~655
Zhou Y, Tan B, Luo M, Li Y, Liu C, Chen C, Yu CW, Yang SG, Dong S,
Ruan JX et al (2013). HISTONE DEACETYLASE19 interacts
with HSL1 and participates in the repression of seed maturation
genes in Arabidopsis seedlings. Plant Cell, 25 (1): 134~148
Zong W, Zhong XC, You J, Xiong LZ (2013). Genome-wide profiling
of histone H3K4-tri-methylation and gene expression in rice
under drought stress. Plant Mol Biol, 81 (1-2): 175~188